Manual do Gape

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51. SOLO
1.1. Formação: Fatores e Processos
5
1.1.1. Fatores de Formação
5
1.1.1.1. Relevo
5
1.1.1.2. Clima
6
1.1.2. Material de Origem
6
1.1.3. Organismos
6
1.1.4. Tempo
7
1.1.5. Processos de Formação
7
1.2.Constituintes
7
1.2.1. Fase Líquida
8
1.2.2. Fase Gasosa
9
1.2.3. Fase Sólida
9
1.2.3.1. Matéria Orgânica
9
1.2.3.2. Fragmentos Minerais
9
1.3. Características Físicas
9
1.3.1. Textura
9
1.3.2.
Estrutura
11
1.4. Características Químicas
12
1.4.1. Complexo Coloidal
12
1.4.2. Soma de Bases
12
1.4.3. Capacidade de Troca Catiônica (CTC)
12
1.4.5. Saturação por Alumínio (m%)
13
2. MECANISMOS DE ABSORÇÃO DE NUTRIENTES
13
2.1. Interceptação Radicular
13
2.2. Fluxo de Massa
13
2.3. Difusão
14
3. ACIDEZ DO SOLO
14
3.1. Componentes de acidez do solo
15
4. ALCALINIDADE DOS SOLOS
18
5. Conservação do Solo
18
6. Avaliação da Fertilidade do Solo
19
6.1. Diagnose Visual
20
6.2. Diagnose Foliar
20
6.2.1. Amostragem de Folhas
20
6.2.2. Interpretação dos Resultados de Análises Foliares
23
6.3. Análise do Solo
27
6.3.1. Amostragem de Solo
27
6.3.1.1. Seleção das Áreas
27
6.3.1.2. Quando Coletar
28
6.3.1.3. Tipos de Amostra
28
6.3.1.5. Onde retirar as amostras
28
6.3.1.6. Ferramentas para Amostragem
29
6.3.2. Amostragem de Solo em Plantio direto
29
7. Interpretação dos Resultados das Análises de Solo
37
7.1. Interpretação de resultados de análise de amostras de subsolos
38
7.2. Equivalência de Unidades
38
8. Elementos Essenciais (Solo, Planta, Adição e Perdas)
39
8.1. Nitrogênio (N)
40
8.1.1. No Solo
40
8.1.2 Na Planta
43
8.2. Fósforo (P)
43
8.2.1 No Solo
43
8.2.2. Na Planta
44
8.3. Potássio (K)
45
8.3.1. No solo
45
8.3.2 Na planta
46
8.4. Cálcio (Ca)
46
8.4.1 No solo
46
8.4.2 Na planta
46
8.5. Magnésio (Mg)
47
8.5.1 No solo
47
8.5.2 Na planta
48
8.6. Enxofre (S)
48
8.6.1 No solo
48
8.6.2. Na planta
49
8.7. Boro (B)
49
8.7.1. No solo
49
8.7.2. Na planta
50
8.8. Cobalto (Co)
51
8.8.1. No solo
51
8.8.2 Na planta
51
8.9. Cobre (Cu)
52
8.9.1. No solo
52
8.9.2. Na planta
52
8.10. Ferro (Fe)
53
8.10.1. No solo
53
8.10.2. Na planta
53
8.11. Manganês (Mn)
54
8.11.1. No solo
54
8.11.2. Na planta
55
8.12. Molibdênio (Mo)
55
8.12.1. No solo
55
8.12.2. Na planta
56
8.13. Zinco (Zn)
56
8.13.1. No solo
56
8.13.2. Na planta
57
8.14. Cloro
57
8.14.1. No solo
57
8.14.2. Na planta
57
9. Chave para Identificação de Deficiência e Toxidez de Nutrientes
58
10. EXTRAÇÃO E EXPORTAÇÃO DE NUTRIENTES PELAS PRINCIPAIS CULTURAS.
66
11. Adubação
76
11.1. Adubação corretiva
76
11.1.1.Calagem
76
11.1.1.1. Classificação dos materiais corretivos
76
11.1.1.2. Características físicas e químicas dos corretivos
78
11.1.1.3. Poder de neutralização(PN)
78
11.1.1.4. Reatividade (RE)
79
11.1.1.5. Efeito Residual (ER)
79
11.1.1.6. Poder Relativo de Neutralização Total (PRNT)
80
11.1.1.7. Legislação sobre corretivos de acidez.
80
11.1.1.8. Métodos de recomendação de calagem (Raij et al., 1996)
80
11.1.1.9. Método da neutralização do Al+3 e da elevação dos teores de Ca+2 e Mg+2 
81
11.1.1.10. Método da solução tampão – SMP
82
11.1.1.11. Época e modo de aplicação dos corretivos de acidez do solo
82
11.1.2. Gessagem
83
11.1.2.1. Origem do Gesso
83
11.1.2.2. Composição
84
11.1.2.3. Emprego do Gesso Agrícola
85
11.1.2.4. Recomendações do uso do gesso agrícola (CFSEMG, 1999)
86
11.1.2.5. Critérios de recomendação
86
11.1.3. Fosfatagem
87
11.1.4. Potassagem
89
11.2. Adubação Orgânica
89
11.2.1. Compostagem
90
11.2.2. Classificação do Composto
91
11.2.2.1. Matéria Orgânica crua
91
11.2.2.2. Composto Imaturo
91
11.2.2.3. Composto Semicurado ou Bioestabilizado
91
11.2.2.4. Composto Maturado, Humificado
91
11.3. Adubação Verde
92
11.3.1.Benefícios da Adubação Verde
92
11.4. Adubação Mineral
93
11.4.1. Adubação Nitrogenada
94
11.4.2. Adubação Fosfatada
95
11.4.3. Adubação Potássica
95
11.4.4. Adubação com Macronutrientes Secundários
96
11.4.4.1. Adubação com Cálcio
96
11.4.4.2. Adubação com Magnésio
96
11.4.4.3. Adubação com Enxofre
96
11.4.5. Adubação com Micronutrientes
96
11.4.5.1. Adubação no solo
97
11.4.5.2. Adubação via foliar
97
11.4.5.3. Tratamento de sementes
97
11.5. Adubação Foliar
98
11.5.2. Translocação dos elementos
99
11.5.3. Fatores que influenciam a absorção foliar
99
11.5.3.1. Fatores externos
99
11.6. Adubação Fluida
100
11.6.1. Definições de adubos fluidos.
100
11.6.2. Matérias-primas para a produção de adubos fluidos.
101
11.6.3. Formas de aplicação de fertilizantes fluidos
102
11.6.3.1. Aplicação em profundidade
102
11.6.3.2. Aplicação em superfície
102
11.6.3. Aplicações foliares
102
11.6.4. Vantagens e desvantagens dos adubos fluidos
102
11.6.5. Atributos dos fertilizantes fluidos
104
11.6.5.1. Atributos físicos.
104
11.6.5.2. Atributos de natureza química
104
11.7. Fertirrigação
105
11.7.1.Vantagens e Limitações da fertirrigação
106
11.7.2. Características necessárias para fertirrigação adequada.
107
11.7.2.1. Escolha dos fertilizantes.
107
11.7.2.2. Uniformidade do sistema de irrigação e operação.
109
11.8. Localização e distribuição
109
11.8.1. Aplicação localizada.
110
11.8.1.1. Culturas Anuais
110
11.8.1.2. Culturas Permanentes
110
11.8.2. Adubação em Área Total
110
11.9. Época de aplicação
111
11.9.1. Adubação de pré-plantio.
111
11.9.2. Adubação de plantio.
111
11.9.3. Adubação de pós-plantio
111
12. Regulagem de Semeadora-Adubadora
111
13. Garantias de fertilizantes
113
14. Características dos Principais Fertilizantes.
120
15. Compatibilidade entre fertilizantes.
126
16. Cálculo de fórmula de adubo
127
17. ARMAZENAMENTO DE FERTILIZANTES
130
18. AMOSTRAGEM DE FERTILIZANTES
130
18.1. Amostragem de Produtos Ensacados
130
18.2. Amostragem de Produtos a Granel
131
18.3. Procedimentos para o Preparo da Amostra
131
19. AGRICULTURA DE PRECISÃO (AP)
131
19.1. Fatores que afetam a produção
132
19.1.1. Clima
132
19.1.2. Solo
132
19.2. Informações Básicas para a Agricultura de Precisão
133
19.2.1. Mapa de solos
133
19.2.2. Equipamentos usados na Agricultura de Precisão.
134
19.2.2.1. Sensoriamento remoto
134
19.2.2.2. O sistema de Informação Geográfico (SIG)
135
19.2.2.3. Global Positioning System (GPS)
135
19.2.3. Aplicações do Sensoriamento remoto na Agricultura de Precisão.
135
19.2.4. Limitações do Sensoriamento Remoto.
136
19.2.5 Método de amostragem de solo.
136
19.3. Considerações sobre a AP
137
20. Tecnologia de aplicação de corretivos e fertilizantes
137
20.1. Modos de Aplicação
139
20.1.1. Aplicação a lanço
139
20.1.2. Aplicação em linha
139
20.1.3. Aplicação em faixas
139
20.2. Equipamentos
140
20.3. Desempenho dos aplicadores
143
1. SOLO
1.1. Formação: Fatores e Processos
A camada sólida do globo é chamada de litosfera, e esta tem uma espessura que varia de 60 a 100 km.
Chamamos de solo a camada externa da Litosfera, a qual pode ter uma espessura variando de alguns centímetros até 3 a 4 m de profundidade.
Do ponto de vista agrícola, o solo pode ser definido como a camada arável (0 – 30 cm) que contém matéria viva capaz de suportar as plantas.
1.1.1. Fatores de Formação
O solo é resultante da ação combinada de agentes naturais, tais como: clima, seres (vegetais, animais incluindo o homem), relevo, etc., sobre as rochas, em um determinado período de tempo.
25%
5%
25%
45%
Água
Matéria orgânica
Ar
Fragmentos
Minerais
[
]
[
]
+
+
-
=
=
H
H
pH
log
1
log
CaO
MgO
+2H
2
O
(Solo)
Ca
+2
+ 2OH
-
Mg
2+
+ 2OH
-
+ Calor
Cal
virgem
(Solução do solo)
Figura 1. Fatores de formação do solo. Jenny 1941, citado por Prado (2001)
1.1.1.1. Relevo
Segundo Moniz et al. 1982, citado por Prado 2001, a dinâmica da água é muito influenciada pelas formas de relevo, que condicionam seu movimento vertical ou lateral ao longo da encosta. Estes autores idealizaram a direção dos fluxos de água lateral e basal para explicar a gênese dos solos que possuem horizontes B textural.
A figura 2 apresenta as diferentes condições de movimentos da água no solo.
Figura 2. Condições de movimento da água no solo (Prado, 2001)
1.1.1.2. Clima
Segundo Prado (2001), os elementos do clima, cuja atuação sobre a pedogênese é maisdireta, são: radiação solar (calor), precipitação pluvial (água) e pressão atmosférica (vento).O calor influencia diretamente nas velocidades das reações químicas e dos processos biológicos que ocorrem no perfil do solo. 
A água promove a reação de hidrólise a partir da qual são liberados cátions para a solução do solo, ou reação de hidratação dos constituintes do solo. A água excedente atua no desenvolvimento do perfil do solo conforme a quantidade: regiões onde a quantidade de água excedente é grande, geralmente, apresentam solos mais desenvolvidos (mais profundos e com baixa atividade coloidal, pois a velocidade e a intensidade dos processos pedogenéticos são mais acentuadas). Por outro lado, regiões onde a quantidade de água excedente é baixa, normalmente apresentam solos menos desenvolvidos (mais rasos e/ou alta atividade coloidal e/ou alta saturação por bases e mesmo acúmulo de carbonatos).
As mudanças climáticas modificam a paisagem devido à ação das fases mais úmidas e mais secas.
1.1.2. Material de Origem
É o material não consolidado, de origem mineral ou orgânica, que deu origem aos solos por processos pedogenéticos. Esse material intemperizado pode ter sofrido transporte e decomposição, o que é muito comum em clima tropical. Quando os solos são originados dessa forma são denominados alóctones, e a presença de linha de pedras ou “stone line” pode ser uma evidência do referido transporte.
Os depósitos de materiais que foram movidos para as partes baixas de encostas ou escarpas, principalmente por gravidade, recebem o nome de colúvio (Curi et al., 1993, citado por Prado, 2001).
Segundo Prado (2001), o material de origem é constituído por minerais com diferentes graus de susceptibilidade ao processo de intemperismo, o qual pode ser físico, químico ou biológico. Esse intemperismo pode estar relacionado com vários atributos do solo: químico, granulométrico, morfológico e mineralógico.
Quimicamente, a influência do material de origem no solo pode ser exemplificada pela predominância de solos eutróficos quando derivados do arenito da formação Bauru com cimento calcário. Granulometricamente, os solos derivados de rochas basálticas são de textura argilosa e muito argilosa, enquanto os solos derivados de arenito são arenosos, a menos que tenha ocorrido uma contribuição do meio externo.
1.1.3. Organismos
A matéria orgânica desempenha papel importante na diferenciação dos horizontes do solo, pois a microflora (algas, fungos e bactérias, principalmente) e a microfauna (nematóides e protozoários) decompõe os restos animais e vegetais e, em conseqüência liberam húmus, que é a mistura complexa de substâncias amorfas e coloidais.
A ação da macrofauna e da macroflora na diferenciação dos horizontes está relacionada com a quantidade de matéria orgânica que elas adicionam ao solo, que variam de acordo com a espécie. Essa matéria orgânica interfere no processo de troca catiônica por meio do contato direto com a raiz e a superfície do colóide. Outra ação da matéria orgânica refere-se à função de estoque de nutriente, os quais retornam ao solo com o processo de reciclagem. Ao proteger o solo do processo erosivo, a macroflora contribui para que o perfil do solo não seja truncado. A macrofauna (tatu, minhoca, formiga e cupim) contribui, com suas escavações, para uma maior aeração do solo.
Finalmente, o homem pode agir sobre alguns atributos do solo por certas práticas de manejo, tais como: drenagem, calagem, gessagem, adubação e uso de herbicidas (Prado, 2001).
1.1.4. Tempo
O tempo é o fator de formação que define o quanto o material de origem sofreu ação do clima e dos organismos em um determinado tipo de relevo. Todas as propriedades morfológicas requerem tempo para se manifestarem no perfil do solo.
1.1.5. Processos de Formação
As modificações sofridas pela rochas são devidas a processos físicos, químicos e biológicos, provocados pela ação isolada ou conjunta dos fatores mencionados acima.
Os processos físicos podem ser: mudança de temperatura, congelamento, degelo, umedecimento, secagem transporte, arrastamento, percolação, etc.
Os processos químicos incluem a hidrólise, hidratação, carbonatação, oxidação e redução, etc.
Os processos biológicos refletem a ação dos organismos animais e vegetais.
Com o passar do tempo, a rocha, sob ação destes processos destrutivos, influenciados pelo relevo, vai se degradando e decompondo formando o “regolito”. O regolito é considerado o material de origem dos solos, pois sobre ele vão se acumulando diversas camadas (horizontes) que constituem o perfil. Muitas vezes esse material de origem é transportado para lugares distantes, sendo responsável pelos solos que sobre ele se formaram.
1.2.Constituintes
O solo pode variar em coloração, textura e outras características, nas diversas regiões do globo, mas é constituído basicamente de quatro componentes fundamentais, fase líquida, fase gasosa, matéria orgânica e fragmentos minerais, sendo estes dois últimos constituintes da fase sólida, como mostra a Figura 3.
Tecnologia de aplicação - FZEA/USP & Usina São João
 Produto: Mistura de grânulos N : K - 22:00:22 - Aplicador 
Pendular - Soqueira de Cana-de-açúcar
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Distância (m)
-7,55
-6,55
-5,55
-4,55
-3,55
-2,55
-1,55
-0,55
0,55
1,55
2,55
3,55
4,55
5,55
6,55
Esquerdo Distância (m) Direito 
Distribuição %
N (%)
K2O (%)
Média N K2O
Geral 18,97% 25,03%
Dir. 18,86% 26,11%
Esq. 19,48% 23,45%
I.C. 18,9 +/- 2,18 25,0 +/- 2,2
Figura 3. Composição volumétrica percentual de um solo com boas condições de desenvolvimento das plantas.
Fonte: Serrana, s/d.
1.2.1. Fase Líquida
A necessidade de água para a vida das raízes, como para qualquer tecido, é por demais óbvia para necessitar evidências. Basta atentar-se para o fato de que freqüentemente a porcentagem de água presente nos órgãos vegetais se eleva a mais de 90%. Admite-se que, em média, a planta utiliza em torno de 200 a 1000 litros de água para cada quilograma de material vegetal produzido.
Além de fazer parte do tecido vegetal propriamente dito, a água tem a função de dissolver e transportar os nutrientes que serão utilizados pelas plantas para a elaboração da seiva elaborada. 
Desde que a água capilar praticamente não se movimenta no solo, o crescimento contínuo das raízes é fator essencial à absorção eficiente de água e dos sais minerais nela dissolvidos. Na realidade, são as radicelas que caminham para a água por meio de seu crescimento e não, como antigamente se pensava, que a água capilar do solo caminhava para as radicelas, à medida que estas a absorviam.
A água e os sais minerais dissolvidos que se acham em áreas não penetradas pelas raízes, ainda que a pouco centímetros delas, são inaproveitáveis para as plantas. Se a umidade do solo for mantida na capacidade de campo, ou seja na sua máxima capacidade de retenção de água, o desenvolvimento do sistema radicular será mínimo porque a raiz não precisará crescer para conseguir água. Ao contrário, se o solo não receber água senão quando sua umidade se aproximar do ponto de murchamento, o desenvolvimento das raízes será máximo, por ter a falta de água estimulando o crescimento das radicelas. Porém se a falta de água ocorrer por um período prolongado a planta não terá crescimento adequado dessas raízes e da parte aérea.
A reposição da água do solo é feita normalmente pela precipitação, porém pode ser reposta artificialmente através da irrigação.
1.2.2. Fase Gasosa
O ar que circula entre as partículas do solo favorece a germinação de sementes, o desenvolvimento de raízes e a multiplicação da população de bactérias.
A quantidade de ar em um solo é proporcional a sua porosidade, e consequentemente à sua textura e manejo.
A aeração do solo pode ser prejudicada ou eliminada quando o solo é submetido a situações anormais, por exemplo, os solos hidromórficos em que os poros são ocupados por águae não ar. Outro fator responsável pela diminuição da porosidade é a compactação do solo, resultado, na maioria das vezes, do trânsito intenso de máquinas, que quebra a estrutura do solo e dificulta o desenvolvimento de raízes.
1.2.3. Fase Sólida
1.2.3.1. Matéria Orgânica
A matéria orgânica é um composto muito importante na composição do solo sendo responsável, em parte, pela composição do “Complexo Coloidal”. Ela é formada por resíduos vegetais e animais decompostos ou em decomposição.
Múltiplas são as ações benéficas da matéria orgânica, dentre elas o fornecimento de nutrientes para a cultura, além de agir positivamente nas propriedades físicas do solo, deixando-o mais pesado, fofo e arejado, além de reter a umidade do ambiente.
1.2.3.2. Fragmentos Minerais
Resultam da desagregação e decomposição das rochas que constituem a camada externa do Globo Terrestre.
Os minerais são, por definição, substâncias de composição química conhecida, forma cristalina definida e propriedades físicas bem características. São formados por compostos químicos simples ou complexos.
Os minerais são constituídos por diferentes compostos químicos e estes por sua vez são formados por diferentes elementos químicos, sendo alguns destes essenciais para o desenvolvimento da planta e por isso denominados nutrientes vegetais.
1.3. Características Físicas
1.3.1. Textura
As partículas resultantes da desagregação das rochas apresentam dimensões diversas, decrescendo em tamanho passam de seixos a areia grossa e fina, depois limo e finalmente argila.
A textura do solo depende da proporção que mantém entre si essas diferentes partículas. Da maior ou menor predominância de um desses elementos resultam diferentes tipos de solo: argilosos, arenosos, etc..
Na Tabela 1 são apresentadas interpretações de diversas frações granulométricas que compõe o solo.
Tabela 1. Teor de argila e interpretações.
	Teor de argila
	Interpretações
	( 15% (1)
	Textura arenosa
	16 – 35%
	Textura média
	36 – 60%
	Textura argilosa
	> 60%
	Textura muito argilosa
(1)Argila + silte
Fonte: Prado (2001)
Para se descrever morfologicamente o solo, utiliza-se a Figura 4, enquanto na legenda de solos é utilizada a Figura 5.
Figura 4. Classes texturais do material constitutivo de horizontes e perfis de solos
Fonte: Lemos & Santos 1996, citados por Prado 2001
Figura 5. Classificação textural simplificada.
Fonte: Embrapa 1979, citado por Prado 2001.
1.3.2. Estrutura
Segundo Prado (2001), as partículas de argila, silte e areia, normalmente, estão reunidas, formando agregados, separados por superfície de “fraqueza”. A estrutura refere-se ao arranjo dessas partículas e é definida em termos de tipo, classe e grau de desenvolvimento.
A Figura 6 apresenta vários tipos de estrutura do solo.
Sentido de 
Rotação
x
Sentido de 
Rotação
 y
Caso A : >
f
Caso B : <
f
Maior 
distância = x
Menor 
distância = y
Figura 6. Tipos de estrutura do solo: a) laminar; ba) prismática, bb) colunar, ca)blocos angulares, cb) blocos sub-angulares e d) granular.
 Fonte: Lemos & Santos, 1996, citados Prado 2001.
A coloração do solo varia de acordo com a quantidade de matéria orgânica, óxidos de ferro e classes de drenagem do solo.
As cores vermelhas do solo são normalmente devidas ao maior teor de hematita e dos baixos teores de goethita, sendo que esse último mineral tem o poder de colorir o solo de amarelo e o primeiro de vermelho. Pequenas quantidades de hematita (1%) já são suficientes para colorir o solo de vermelho, (Resende, 1976, citado por Prado, 2001). 
A relação goethita /hematita é maior nos horizontes superficiais , isso ocorre porque a presença de matéria orgânica no solo retarda a taxa de cristalização dos óxidos e hidróxidos de ferro, (Schwertmann, 1968, citado por Prado, 2001).
1.4. Características Químicas
1.4.1. Complexo Coloidal
Do ponto de vista de nutrição de plantas, a fase sólida do solo (fração mineral + fração orgânica) pode ser dividida em:
Parte Inativa: esta fração é constituída por minerais com diâmetro maior que 0,002 mm, ou seja, pedras, cascalho e limo. Por serem partículas relativamente grandes, não participam diretamente da nutrição da planta, tendo como principal função a sustentação da mesma.
Parte Ativa: é também denominado complexo coloidal, e suas partículas não ultrapassam 0,002 mm de diâmetro, sendo formado, portanto, principalmente por argila e húmus. As principais características do complexo coloidal são: fonte de nutrientes para as plantas e centro de reatividade do solo.
1.4.2. Soma de Bases
Dá-se o nome de Soma de Bases (SB), à soma dos íons básicos adsorvidos pelos colóides. 
SB= Ca++ + Mg++ + K+ + Na+
O valor de SB é expresso em mmolc.dm-3 ou em cmolc.dm-3
1.4.3. Capacidade de Troca Catiônica (CTC)
A CTC, refere-se a quantidade total de cátions adsorvidos por unidade de peso ou volume de solo. Ela pode ser classificada em CTC efetiva ou potencial.
· CTC efetiva é aquela disponível para a planta, que o solo apresenta em função do seu pH, ou seja :
CTC efetiva = SB + acidez trocável onde,
Acidez trocável = Al+.3 
Portanto:
CTC efetiva = SB + Al+ = Ca++ + Mg++ + K+ + Al+++ 
· CTC potencial é aquela que o solo pode apresentar em determinado pH, geralmente pH=7,0:
CTC = SB + acidez titulável pH 7,0
Acidez titulável = H0 + Al3+
Portanto:
CTC = SB + H+ Al = Ca++ + Mg++ + K+ + Al+++ + H+
A capacidade de adsorção e troca de íons (cátions) dos solos agrícolas é muito variável, dependendo da maior ou menor riqueza de húmus e teor total de argila, bem como da constituição desses últimos componentes.
1.4.4. Saturação de Bases - (índice de fertilidade aparente)
Outro conceito importante que devemos considerar é o da saturação das bases (V%), ou seja a soma de bases trocáveis SB, expressa em % da CTC determinada a pH 7,0, calculada pela expressão abaixo. 
	V =
	 SB x 100
	
	
	CTC
	
1.4.5. Saturação por Alumínio (m%)
A saturação por alumínio (m%) refere-se a porcentagem de Al3+ presente na CTC do solo, podendo ser o principal agente inibidor do desenvolvimento radicular, além de poder causar toxidez na planta pelo seu excesso. A fórmula de cálculo da saturação por alumínio (m%) é a seguinte:
	m (%) =
	Al3+
	x 100
	
	 SB + Al3+
	
2. MECANISMOS DE ABSORÇÃO DE NUTRIENTES
O primeiro passo para o nutriente ser absorvido, é entrar em contato com a raiz. Este contato pode ser estabelecido por três diferentes formas, dependendo do íon a ser absorvido, cujas características determinam seu comportamento no solo.
2.1. Interceptação Radicular
A raiz ao se desenvolver no solo entra em contato com os nutrientes que estão em solução, podendo então absorvê-los.
2.2. Fluxo de Massa
Neste processo o íon caminha pela solução aquosa do solo até entrar em contato com a raiz e ser absorvido.
2.3. Difusão
É o caminhamento do íon no solo em uma fase aquosa estacionária da solução do solo, de uma região de maior para menor concentração do íon em questão (caminhamento à curtas distâncias).
3. ACIDEZ DO SOLO
Segundo Fullin (2001), os solos brasileiros são geralmente ácidos, devido à pobreza em bases do material de origem ou à processos pedogenéticos que favorecem as perdas por lixiviação do potássio, cálcio, magnésio e sódio e a concentração residual de hidrogênio e alumínio devido a sua menor lixiviação.
Além da ocorrência natural da acidez do solo, os cultivos tendem a agravar o problema, principalmente devido a absorção dos cátions pelas raízes das plantas, os quais são substituídos pelos íons hidrogênio no complexo de troca do solo. Também a atividade biológica, produzindo reação ácida, e práticas agrícolas como adubação mineral, especialmente com adubos nitrogenados, resultam na acidificação do solo.
A compreensão da reação do solo, o seu caráter ácido, básico ou neutro, requer em primeiro lugar o conhecimento dos conceitos de ácido e base. 
Segundo Bronsted e Lowry (1923), citados por Vitti et al. (2001), o ácido é uma substância que tende a ceder prótons (íons H+), enquanto que a base éuma substância receptora dos mesmos prótons. Assim, em solução aquosa, o ácido se dissocia ou se ioniza liberando o H+ e o ânion correspondente: 
HA H2O H+ + A-
É importante lembrar que, de acordo com a sua constante de equilíbrio ou de ionização (Ka), os ácidos podem ser classificados em fortes ou fracos: 
· Ácidos fortes – alta Ka – HCl, HNO3, H2SO4 (1)
· Ácidos fracos – baixa Ka CH3COO- + H+ (2)
(1) Todo H+ se encontra ionizado, sem a presença de moléculas de HCl (H+ combinado), 
(2) Apenas uma pequena quantidade de H+ se encontra ionizada, com a maior parte do H+ combinado com ânions CH3COO, isto é, com a maioria das moléculas de CH3COOH intactas.
Diz-se que os H+ dissociados (segundo membro) correspondem a acidez ativa; HCl ou CH3COOH no primeiro membro indica a acidez potencial, enquanto que no caso do CH3COOH a acidez ativa é muito menor que a potencial.
Devido aos ácidos fracos dissociarem-se pouco, ocorre nas soluções aquosas concentrações baixas de íons hidrogênio, tão baixas que seria difícil de representa-las na notação de frações decimais. A notação de pH desenvolvida pelo químico sueco Sörensen foi introduzida para descrever a atividades de íons H+ em soluções ácidas muito diluídas sendo definida por:
[
]
[
]
+
+
-
=
=
H
H
pH
log
1
log
Onde H+ = atividade de íons hidrogênio em mol.L-1 ou íons- grama. L-1
3.1. Componentes de acidez do solo
Segundo Kinjo (1983) a acidez do solo pode ser dividida em acidez ativa, acidez potencial a qual se divide em acidez trocável e acidez não trocável.
a) Acidez ativa: refere-se a concentração efetiva de íon hidrogênio da solução do solo e é expressa em valores de pH.
b) Acidez trocável: refere-se aos íons H+ e Al3+ trocáveis, os quais estão retidos na superfície dos colóides por forças eletrostáticas.
Como a quantidade de Al3+ é muito superior a de H+, é comumente expressa em: mmolcH0 + Al 3+/dm3 (Vitti et al., 2001).
c) Acidez potencial: de acordo com Kinjo (1983) e Vitti et al., (2001), refere-se a quantidade de íon hidrogênio que um solo (fase sólida) é capaz de liberar na solução ao pH 7,0 e corresponde à soma da acidez de troca e da acidez não trocável do solo, sendo a soma de acidez trocável (Al3+ + H+ eletrovalente) mais hidrogênio H0 covalente. É expressa em :mmolc H0 +Al3+.dm-3
d) Acidez não trocável: é devida a ligação covalente do hidrogênio, associado aos colóides com carga negativa variável e aos polímeros de alumínio (Kinjo, 1983). Pode ser expressa em: mmolc H0.dm-3
A Figura 7 apresenta esquematicamente os componentes de acidez do solo
- H
+
- Al
3+
-C
O
O - Al
3+
/3
-Al - OH
0
Fe - OH
0
O
- C
-
OH
0
ACIDEZ TROCÁVEL
ACIDEZ NÃO TROCÁVEL
H
+
H
+
H
+
H
+
H
+
ACIDEZ POTENCIAL
TOTAL OU TITULÁVEL
(
Fase 
sólida)
ACIDEZ ATIVA, IÔNICA,
ATUAL OU LIVRE
(
Fase 
líquida)
Figura 7. Componentes da acidez do solo (Kinjo, 1983)
Efeitos na disponibilidade de nutrientes : quando o pH em água está entre 6,0 a 6,5 a disponibilidade dos macronutrientes e dos micronutrientes para a planta ou é máxima ou não é limitante, conforme pode ser observado na Figura 8 (Malavolta, 1979 citado por Vitti et al. , 2001).
Efeitos na solubilidade de elementos tóxicos: A solubilidade do Al3+ e do Mn2+,, elementos tóxicos às plantas quando em excesso no solo, diminui com o aumento do valor do pH do solo (Figura 8) (Vitti et al., 2001)
Tecnologia de aplicação - FZEA/USP & Usina São João
 Produto: Mistura de grânulos N : K - 22:00:22 - Aplicador 
Pendular - Soqueira de Cana-de-açúcar
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Distância (m)
-7,55
-6,55
-5,55
-4,55
-3,55
-2,55
-1,55
-0,55
0,55
1,55
2,55
3,55
4,55
5,55
6,55
Esquerdo Distância (m) Direito 
Distribuição %
N (%)
K2O (%)
Média N K2O
Geral 18,97% 25,03%
Dir. 18,86% 26,11%
Esq. 19,48% 23,45%
I.C. 18,9 +/- 2,18 25,0 +/- 2,2
Figura 8. Efeito do pH em H2O na disponibilidade dos nutrientes e na solubilidade do alumínio. (Malavolta, 1979).
Tabela 2. Relação entre parâmetros de acidez do solo.
	
	
	Saturação (%)
	pH CaCl2
	pH água
	Por Bases
	Por Alumínio
	3,80
	4,40
	4
	90
	4,00
	4,60
	12
	68
	4,20
	4,80
	20
	49
	4,40
	5,00
	28
	32
	4,60
	5,20
	36
	18
	4,80
	5,40
	44
	7
	5,00
	5,60
	52
	0
	5,20
	5,80
	60
	
	5,40
	6,00
	68
	
	5,60
	6,20
	76
	
	5,80
	6,40
	84
	
	6,00
	6,60
	92
	
	6,20
	6,80
	100
	
Fonte: (Raij, 1996)
4. ALCALINIDADE DOS SOLOS 
O problema de alcalinidade excessiva em solos brasileiros dificilmente ocorre, por estes se encontrarem, quase na totalidade, em regiões sujeitas a pluviosidade regular, e os elementos básicos responsáveis pela alcalinidade são facilmente percolados no perfil do solo em conseqüência dessa chuva.
Na região Nordeste, principalmente no Polígono da Seca, é que são encontradas algumas regiões de terras com caráter alcalino, exigindo eventualmente alguma correção.
5. Conservação do Solo 
O solo agrícola, além de sofrer um empobrecimento natural pela retirada de nutrientes por parte da cultura instalada, pode sofrer uma destruição parcial ou total pela ação das enxurradas, tanto no aspecto químico quanto físico. Devido a isso é que se torna extremamente necessária a realização de práticas conservacionistas
Essa práticas podem ser realizadas dos mais variados tipos, cujos principais estão ilustrados na figura a seguir.
	
	
	-
Processos Edáficos
	
	- Escolha da Gleba
	
	
	
	
	
	
	- Adubação Mineral e Orgânica
	
	
	
	
	-
Processo de Natureza Vegetativa (movimentação do solo)
	
	- Plantio em Nível
	
	
	
	
	
	
	- Plantio em Faixa de Nível
	
	
	
	
	
	
	-
Renques de Vegetação
	
	
	Conservação
do Solo
	
	
	
	-
Controle da Capina e Ceifas do Mato
	
	
	
	
	
	
	-
Cobertura do Solo
	
	-
Adubação Verde
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	-
Cobertura Morta
	
	
	-
Processos Mecânicos (movimentação do solo)
	
	-
Cordões em contorno (terraço de base estreita)
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	-
Terraço Verdadeiro (terraço em patamar)
	
	
	
	
	
	
	-
Terraço em Camalhão (terraço de base larga)
	
	
	
	
	
	
	-
Enleiramento permanente
	
	
	
	
	
	
	-
Coroação
	
	
	
	
	
	
	-
Banquetas Individuais
	
	
	
	
	
	
	-
Terraço Murundum
	
	
6. Avaliação da Fertilidade do Solo
Um parâmetro de grande importância para a determinação correta da adubação é a fertilidade do solo. É importante conhecer as condições de fertilidade do solo para se estabelecer o manejo mais adequado da adubação. Para avaliação da fertilidade do solo e do estado nutricional das culturas conta-se com três métodos: diagnose visual, diagnose foliar e análise química do solo, sendo que seus resultados devem ser interpretados simultaneamente. Dentre esses métodos, a análise do solo é a mais difundida e utilizada pelos produtores.
6.1. Diagnose Visual
A avaliação do estado nutricional pela diagnose visual parte do preceito que todas as plantas necessitam dos mesmos nutrientes e que a falta de algum deles provocará as alterações fisiológicas e consequentemente alterações morfológicas semelhantes. Logo, percebe-se que, quando a planta apresentar os sintomas, a produção já terá sido afetada. 
Sabe-se que os nutrientes apresentam mobilidades diferentes dentro da planta, então a parte da planta onde os sintomas se manifestarão inicialmente dependerá do nutriente e de sua mobilidade de redistribuição. Assim, nutrientes denominados móveis (N, P, K e Mg) quanto à redistribuição originarão sintomas nas partes mais velhas da planta. Antagonicamente, nutrientes com menor mobilidade (Ca, S e micronutrientes) apresentarão sintomas inicialmente nas partes mais jovens da planta.
Cabe lembrar que, sintomas de deficiência e de toxidez, devem ocorrer de modo generalizado na cultura, devem também apresentar gradiente e simetria na planta, com base nessas considerações é possível distinguir sintomas de deficiência nutricional dos sintomas causados pelo ataque de pragas, ocorrência de doenças,fitoxidez, etc.
6.2. Diagnose Foliar
6.2.1. Amostragem de Folhas
Para se obter uma análise completa da situação em que a planta está submetida é necessária a realização de uma análise foliar em complemento à análise de solo. O tipo de folha, época a ser coletada , bem como o numero de folhas por amostra a ser coletada variam de acordo com a cultura conforme especificado na Tabela abaixo: 
Tabela 3. Amostragem para a diagnose foliar das principais culturas 
	CULTURA
	ÉPOCA
	TIPO DE FOLHA
	Nº FOLHAS/ha
	CEREAIS
	Arroz
	Início do perfilhamento
	Medianas
	30
	Milho
	Aparecimento de inflorescência feminina (“cabelo”)
	Folha abaixo da espiga
	30
	Sorgo
	Início do perfilhamento
	Medianas
	30
	Trigo
	Início do florescimento
	1ª a 4ª folhas a contar da ponta
	30
	ESTIMULANTES
	Cacaueiro
	Verão
	3ª folha a partir da ponta, lançamento recém amadurecido, plantas a meia-sombra
	18
	Cafeeiro
	Primavera – verão
	3º e 4º pares de folhas, a partir da ponta, ramos a meia-altura
	30
	Chá
	6-15 meses antes da poda
	1ª folha com gema e 3ª folha
	60
	Fumo
	
	Folhas recém-amadurecidas
	30
	Continuação Tabela 3.
	Guaranazeiro
	Primavera – verão
	Folhas recém-maduras, ramos a meia altura
	30
	FIBROSAS
	Algodoeiro
	
	Herbáceo
	Início do florescimento
	Limbo de folhas adjacentes a “maçãs
	30
	Arbóreo
	Início do florescimento
	Folhas recém-maduras
	30
	Juta
	3 meses após o plantio
	Da ponta, recém-madura
	18
	FORRAGEIRAS
	Gramíneas
	Primavera – verão
	Recém-maduras ou toda a parte aérea
	30
	Leguminosas
	Primavera – verão
	Florescimento
	30
	Frutíferas
	Abacaxi
	Verão
	Folha “D”:, recém-amadurecida, num ângulo de 45º, com bordos da base paralelos, análise na folha inteira ou porção basal não clorofilada
	25
	Bananeira
	Florescimento
	Folha III (abaixo e oposta às flores), porção mediana (10 cm de largura) clorofilada
	
	Citros
	Verão
	Folhas com 4-6 meses de idade do ciclo da primavera, ramos com ou sem frutos
	20
	Goiabeira
	Um mês depois de terminar o crescimento do ramos
	4º par, ramos terminais sem frutos
	30
	Macieira
	Primavera – verão
	Inteiras, com pecíolos, na parte mediana de ramos do ano
	100 folhas de 25 plantas
	Mamoeiro
	Florescimento
	Folha “F”: na axila com a primeira flor completamente expandida
	18
	Maracujazeiro
	Outono
	Ramos medianos, 4ª a partir da ponta
	60
	Pereira
	2-3 semanas após florescimento pleno
	Inteiras, porção mediana dos ramos do ano
	100 folhas de 25 plantas
	Pessegueiro
	Verão
	Recém-amadurecidas do crescimento do ano
	100 folhas de 25 plantas
	Videira
	Fim do florescimento
	Na base do primeiro cacho
	30-60
	HORTALIÇAS
	Abóboras
	Início do florescimento
	Pecíolo de folha recém-madura
	40
	Alho
	Antes da formação do bulbo, durante ou depois
	Folha mais nova completamente desenvolvida
	40
	Continuação Tabela 3.
	Alface
	Formação de cabeça
	Folhas recém-maduras
	40
	Brócolos
	Meio do ciclo
	Nervura principal da folha recém-madura
	40
	Cebola
	Meio do ciclo
	Folha mais alta
	40
	Cenoura
	Ver brócolos
	
	40
	Couves
	Meio do ciclo
	Folha recém-madura
	40
	Couve-flor
	Embrotoamento
	Nervura principal da folha recém-madura
	40
	Ervilha
	Pleno florescimento
	Folha inteira recém-madura
	40
	Espinafre
	Meio do ciclo
	Folha inteira recém-madura
	40
	Melancia
	Primeiro fruto
	Pecíolo da 6ª folha a partir da ponta
	40
	Melões
	Floração, 1º fruto ou 1º fruto maduro
	Ver melancia
	40
	Pepino
	Primeiros frutos
	Ver melancia
	40
	Pimentão
	Florescimento pleno
	Folhas recém-maduras inteiras
	40
	Repolho
	Ver alface
	Nervura principal da folha envolvente
	40
	Tomateiro
	Florescimento ou primeiro fruto maduro
	4ª folha a partir da ponta
	40
	Vagens
	Florescimento pleno
	Folha trifoliolada mais velha
	40
	LEGUMINOSAS DE GRÃOS
	Feijões
	Início da floração
	Primeira folha amadurecida a partir da ponta do ramo
	30
	Soja
	Fim do florescimento
	Primeira folha amadurecida a partir da ponta do ramo, pecíolo excluído
	30
	OLEAGINOSAS
	Amendoim
	Início do florescimento
	4ª folha da haste principal a partir da base (1ª = acima dos ramos cotiledonares)
	30
	Dendezeiro
	Fim das chuvas
	Folha 9 (plantas novas) ou 17 (adultas), pecíolos centrais
	25 plantas
	Girassol
	Início do florescimento
	Folhas do terço superior
	30
	Mamoneira
	Início do florescimento
	Limbo da 4ª folha a partir da ponta
	30
	SACARINAS E AMILÁCEAS
	Batatinha
	Meio do ciclo, 35-45 dias após emergência
	Pecíolo da 4ª folha a partir da ponta
	30
	Cana-de-açúcar
	Quatro meses após brotação
	Folha +3, folha +1 = com primeira lígula, terço mediano, excluída a nervura principal
	20-30 por talhão uniforme
	Mandioca
	3-4 meses de idade
	Primeira folha recém-madura
	30
	Continuação Tabela 3.
	ESSÊNCIAS FLORESTAIS
	Araucária
	Primavera – verão
	Terceiro verticilo
	18
	Eucalipto
	Verão – outono
	Recém-maduras, ramos primários
	18
	Pinus
	Verão – outono
	Recém-maduras, primárias
	18
	Seringueira
	Verão – outono
	3-4 folhas recém-maduras, à sombra, na base do terço superior da copa
	6
Fonte: Malavolta et al., 1997
6.2.2. Interpretação dos Resultados de Análises Foliares
As tabelas abaixo apresentam os teores de macro e micronutrientes considerados adequados para as principais culturas: 
Tabela 4. Teores foliares de macronutrientes considerados adequados nas folhas para as principais culturas. 
	CULTURA
	N
	P
	K
	Ca
	Mg
	S
	
	g.kg-1
	CEREAIS
	Arroz
	2,5 – 3,0
	0,25 – 0,4
	2,5 – 3,5
	0,75 – 1
	0,5 – 0,7
	0,15 – 0,2
	Milho
	2,75 – 3,25
	0,25 – 0,35
	1,75 – 2,25
	0,25 – 0,4
	0,25 – 0,4
	0,15 – 0,2
	Sorgo
	1,3 – 1,5
	0,4 – 0,8
	2,5 - 3
	0,4 – 0,6
	0,4 – 0,6
	0,08 – 0,1
	Trigo
	3 3– 3,3
	0,2 - 0 ,3
	2,3 – 2,5
	1,4
	0,4
	0,4
	ESSÊNCIAS FLORESTAIS
	Araucária
	1,6 – 1,7
	0,14 – 0,18
	1,3 – 1,5
	0,6 – 0,8
	0,2 – 0,3
	0,15 – 0,2
	Eucalipto
	1,4 – 1,6
	0,1 – 0,12
	1 – 1,2
	0,8 – 1,2
	0,4 – 0,5
	0,15 – 0,2
	Pinus
	1,2 – 1,3
	0,14 – 0,16
	1 – 1,1
	0,3 – 0,5
	0,15 – 0,2
	0,14 – 0,16
	Seringueira
	2,6 – 3,5
	0,16 – 0,23
	1 – 1,4
	0,76 – 0,82
	0,17 – 0,24
	0,18 – 0,26
	ESTIMULANTES
	Cacaueiro
	1,9 – 2,3
	0,15 – 0,18
	1,7 - 2
	0,9 – 1,2
	0,4 – 0,7
	0,17 – 0,2
	Cafeeiro
	2,9 – 3,2
	0,16 – 0,19
	2,2 – 2,5
	1,3 – 1,5
	0,4 – 0,45
	0,15 – 0,2
	Chá
	4,5 - 5
	0,45 – 0,5
	2 – 2,5
	0,3 – 0,4
	0,2 – 0,25
	?
	Fumo
	3,5 - 4
	0,2 – 0,3
	4 - 5
	1,5 - 2
	0,4 – 0,8
	0,4 – 0,6
	Guranazeiro
	4,5 - 5
	0,3 – 0,4
	1 – 1,5
	0,3 – 0,5
	0,2 – 0,3
	0,15 – 0,2
	FIBROSAS
	Algodoeiro
	
	Herbáceo
	3,5 - 4
	0,2 – 0,25
	1,4 – 1,6
	3 - 4
	0,4 – 0,5
	0,2 – 0,3
	Arbóreo
	2,6 – 3,3
	0,2 – 0,3
	2,4 – 2,7
	1,5 – 3,8
	1,8 – 2,3
	0,6 – 1,2
	Juta1
	0,12
	0,64
	1,24
	-
	-
	-
	FORRAGEIRAS
	Gramíneas
	
	Colonião
	1,13 – 1,5
	0,08 – 0,11
	1,43 – 1,84
	0,4 – 1,02
	0,12 – 0,22
	0,11 – 0,15
	Jaraguá
	1,28 – 1,47
	0,06 – 0,11
	1,08 – 1,65
	0,23 – 0,46
	0,15 – 0,23
	0,13 – 0,18
	Continuação Tabela 4.
	Napier
	1,8
	0,12
	1,5
	0,37
	0,2
	0,7
	Leguminosas (P.A.)
	
	Galáctia
	3,5
	0,5
	5
	3,7
	0,5
	0,2
	Soja perene
	3
	1,5
	3,7
	2,7
	0,5
	0,2
	Siratro
	2,7
	0,4
	2,7
	2,1
	0,7
	0,1
	Estilosantes
	2,6
	0,6
	3,5
	2,2
	0,4
	0,4
	FRUTÍFERAS
	Abacateiro
	1,6 - 2
	0,12 – 0,25
	1,5 - 2
	1,5 - 3
	0,4 – 0,8
	0,2 – 0,3
	Abacaxi
	2 – 2,2
	0,21 – 0,23
	2,5 – 2,7
	0,3 – 0,4
	0,4 – 0,5
	0,2 – 0,3
	Bananeira
	2,7 – 3,6
	0,18 – 0,27
	3,5 – 5,4
	0,25 0,12
	0,3 – 0,6
	0,2 – 0,3
	Citros
	2,5 – 2,7
	0,12 – 0,16
	1,2 – 1,7
	3 – 4,9
	0,3 – 0,5
	0,15 – 0,2
	Goiabeira
	3
	0,3
	3
	1,3
	0,3
	0,3
	Macieira
	2,3 – 2,5
	0,2 – 0,25
	1,5 - 2
	1,4 - 2
	0,2 – 0,4
	0,2 – 0,3
	Mamoeiro
	
	Limbo
	4,5 - 5
	0,5 – 0,7
	2,5 - 3
	2 – 2,?
	1
	0,4 – 0,6
	Pecíolo
	1
	0,3
	2,5 - 3
	2 – 2,2
	1
	0,4 – 0,6
	Mangueira
	
	Ramos c/ frutos
	1 – 1,2
	0,08 – 0,12
	0,4 – 0,5
	2,8 – 3,4
	0,5 – 0,8
	0,15 – 0,18
	Ramos s/ frutos
	1,2 – 1,3
	0,12 – 0,14
	0,4 – 0,6
	3 – 3,3
	0,5 – 0,6
	0,16 – 0,18
	Maracujazeiro
	4 - 5
	0,4 – 0,5
	3,5 – 4,5
	1,5 -2
	0,3 – 0,4
	0,3 – 0,4
	Pereira
	2,3 – 2,7
	0,14 – 0,2
	1,2 - 2
	1,4 – 2,1
	0,3 - 0,5
	0,17 –0,26
	Pessegueiro
	2,6 – 3,5
	0,2 – 0,3
	2,5 - 3
	1,5 – 2,5
	0,3 – 0,5
	0,2 – 0,3
	Videira (pecíolo)
	2,5 – 2,7
	0,2 –0,3
	1,5 - 2
	3 - 4
	0,3 – 0,4
	0,2 – 0,3
	HORTALIÇAS
	Abóboras (pecíolo)
	15000
(N-NO3, ppm)
	16000
(P-PO4, ppm)
	10
	
	
	
	Alho
	
	Antes dos bulbos
	5
	0,3
	4
	0,1
	0,15
	1,5
	Durante os bulbos
	4
	0,3
	3
	0,6
	0,3
	0,7
	Depois dos bulbos
	3
	0,3
	2
	0,6
	0,3
	0,3
	Alface
	3
	0,35
	5
	1,25
	0,35
	0,25
	Brócolos
	9000
(N-NO3, ppm)
	4000
(P-PO4, ppm)
	5
	
	
	
	Cebola
	4
	0,3
	4
	0,4
	0,4
	0,7
	Continuação Tabela 4.
	Cenoura2
	7500
(N-NO3, ppm)
	3000
(P-PO4, ppm)
	6
	2,25
	0,35
	0,4
	Couve-flor2
	7000
(N-NO3, ppm)
	3500
(P-PO4, ppm)
	4
	1,5
	0,4
	1,25
	Ervilha
	4,5
	0,3
	2
	1,5
	0,3
	0,5
	Espinafre
	4
	0,4
	6
	1
	1
	0,3
	Melancia
	7500
(N-NO3, ppm)
	2500
(P-PO4, ppm)
	5
	
	
	
	Melões
	3
	0,35
	5
	
	
	
	Pepino
	7500
(N-NO3, ppm)
	2500
(P-PO4, ppm)
	5
	
	
	
	Pimentão
	3,5
	0,25
	2,5
	2,5
	0,75
	0,4
	Repolho
	8000
(N-NO3, ppm)
	3000
(P-PO4, ppm)
	5
	
	
	
	Tomateiro (pecíolo)
	3
	0,35
	4
	1,4 – 1,8
	0,4
	0,3
	Vagens
	3,5
	0,3
	2,25
	
	
	
	LEGUMINOSAS DE GRÃO
	Feijões
	
	Phaseolus
	3 - 5
	0,2 – 0,3
	2 – 2,5
	1,5 - 2
	0,4 – 0,7
	0,5 –1
	Vigna
	1,8 – 2,2
	0,12 – 0,15
	3 – 3,5
	5 – 5,5
	0,5 – 0,8
	0,15 – 0,2
	Soja
	4,5 – 5,5
	0,26 – 0,5
	1,7 – 2,5
	0,4 - 2
	0,3 - 1
	0,25
	OLEAGINOSAS
	Amendoim
	4
	0,2
	1,5
	2
	0,3
	0,25
	Dendezeiro
	
	Folha 9
	2,7
	0,16
	1,25
	0,5
	0,23
	0,21
	Folha 17
	2,5
	0,15
	1
	0,6
	0,24
	0,21
	Girassol
	3,3 – 3,5
	0,4 – 0,7
	2 – 2,4
	1,7 – 2,2
	0,9 – 1,1
	0,5 – 0,7
	Mamoneira
	4 – 5
	0,3 – 0,4
	3 - 4
	1,5 - 2,5
	0,25 – 0,35
	0,3 – 0,4
	SACARINAS E AMILÁCEAS
	Batatinha
	3
	0,35
	5
	2
	0,75
	0,35
	Cana-de-açúcar
	
	Planta
	1,9 – 2,1
	0,2 – 0,24
	1,1 – 1,3
	0,8 - 1
	0,2 – 0,3
	0,25 – 0,3
	Soqueira
	2 – 2,2
	0,18 – 0,2
	1,3 – 1,5
	0,5 – 0,7
	0,2 – 0,25
	0,25 – 0,3
	Mandioca
	5,1 – 5,8
	0,3 – 0,5
	1,3 - 2
	0,75 – 0,85
	0,29 – 0,31
	0,26 – 0,3
1 Extração com HAc 0,5 N
2 Dados para Ca, Mg e S – parte aérea
Fonte: Malavolta et al., 1997
Tabela 5. Teores foliares de micronutrientes considerado adequados para a principais culturas. 
	Cultura
	B
	Cu
	Fe
	Mn
	Mo
	Zn
	mg.kg-1
	CEREAIS
	Arroz
	40 - 70
	10 - 20
	200 - 300
	100 - 150
	
	25 – 35
	Milho
	15 - 20
	6 – 20
	50 - 250
	50 - 150
	0,15 – 0,2
	15 – 50
	Sorgo
	20
	10
	200
	100
	
	20
	Trigo
	20
	9 – 18
	
	16 - 28
	1 - 5
	20 – 40
	ESSÊNCIAS FLORESTAIS
	Araucária
	10
	3
	25
	4
	
	5
	Eucalipto
	40 - 50
	8 – 10
	150 - 200
	100 - 600
	0,5 -1
	40 – 60
	Pinus
	20 - 30
	5 – 8
	50 - 100
	200 - 300
	0,1 – 0,3
	34 – 40
	Seringueira
	20 - 70
	10 - 15
	70 - 90
	15 - 40
	1,5 - 2
	20 – 30
	ESTIMULANTES
	Cacaueiro
	30 - 40
	10 - 15
	150 - 200
	150 - 200
	0,5 - 1
	50 – 70
	Cafeeiro
	50 - 60
	11 - 14
	100 - 130
	80 - 100
	0,1 – 0,15
	15 – 20
	Chá
	
	20
	
	
	
	
	Fumo
	19 - 261
	
	68 - 140
	160
	1
	
	FIBROSAS
	Algodoeiro
	
	Herbáceo
	20 - 30
	30 - 40
	60 - 80
	20 - 40
	1 - 2
	10 – 15
	FORRAGEIRAS
	Gramíneas
	
	Colonião
	15 - 20
	7 - 10
	100 - 150
	80 - 100
	0,5 -1
	20 – 25
	Jaraguá
	20 - 25
	3 - 5
	150 - 200
	200 – 300
	0,11 –0,15
	25 – 30
	Napier
	25 - 30
	10 - 15
	150 - 200
	150 - 200
	0,5 – 0,75
	40 – 50
	Leguminosas (P.A.)
	
	Galáctia
	60 - 70
	5 - 7
	150 - 200
	200 - 250
	
	15 – 20
	Soja perene
	40 - 60
	8 - 10
	150 -200
	100 - 120
	0,5 – 0,8
	30 – 35
	Siratro
	25 - 30
	8 - 10
	100 - 150
	60 - 90
	0,2 – 0,4
	25 - 30
	Estilosantes
	70 - 80
	4 - 7
	600 - 700
	90 - 120
	
	25 – 30
	FRUTÍFERAS
	Abacateiro
	50 – 100
	5 – 15
	50 – 200
	30 – 500
	
	30 – 150
	Abacaxi
	30 – 40
	9 – 12
	100 – 200
	50 – 200
	
	10 – 15
	Bananeira
	10 – 25
	6 – 30
	80 – 360
	200 –2000
	
	20 – 50
	Citros
	36 - 100
	5 - 16
	60 - 120
	25 – 100
	0,1 - 1
	25 – 100
	Goiabeira
	
	10 - 16
	144 - 162
	202 – 398
	
	28 – 32
	Macieira
	30 - 65
	5 - 10
	100 - 200
	50 - 100
	0,15 – 0,3
	25 – 30
	Mamoeiro limbo
	15
	11
	291
	70
	
	43
	Mangueira
	30
	30
	70
	120
	
	90
	Maracujazeiro
	40 - 50
	10 – 20
	120 - 200
	400 - 600
	
	25 – 40
	Pereira
	20 - 40
	9 – 20
	60 -200
	60 - 120
	
	30 – 40
	Continuação Tabela 5.
	Pessegueiro
	40 - 60
	
	
	100 -150
	
	30 – 40
	Videira (pecíolo)
	30 - 40
	
	
	40 - 100
	
	25 - 40
	HORTALIÇAS
	Alho,(P.A.,1/2 ciclo)
	50
	25
	200
	100
	
	75
	Couve-flor
	60 - 80
	8 - 10
	120 - 140
	50 - 70
	0,4 – 0,8
	30 – 50
	Ervilha
	100 - 110
	15 - 20
	100 - 120
	40 – 50
	0,6 –1
	80 – 200
	Espinafre
	30 – 40
	10 – 15
	300 – 400
	200 – 250
	
	100 – 120
	Tomateiro
	50 – 70
	10 – 15
	500 – 700
	250 – 400
	0,3 – 0,5
	60 – 70
	LEGUMINOSAS DE GRÃO
	Feijões
	
	Phaseolus
	30 - 60
	10 - 20
	100 - 450
	30 – 300
	
	20 – 100
	Vigna
	150 - 200
	5 - 7
	700 - 900
	400 – 425
	0,2 – 0,3
	40 – 50
	Soja
	21 - 55
	10 - 30
	51 - 350
	21 – 100
	
	21 – 50
	OLEAGINOSAS
	Amendoim
	140 - 180
	
	
	110 – 440
	0,13 –1,39
	
	Dendezeiro
	12 - 14
	10
	50 - 250
	50
	0,1 – 0,6
	18
	Girassol
	50 - 70
	30 - 50
	150 - 300
	300 – 600
	
	70 – 140
	SACARINAS E AMILÁCEAS
	Batatinha, 1/2 do ciclo
	40 - 50
	5 - 8
	800- 1000
	
	
	
	Cana-de-açúcar
	
	Planta
	15 - 50
	8 - 10
	200 – 500
	100 – 250
	0,15 – 0,3
	25 – 50
	Soqueira
	
	8 - 10
	80 – 150
	50 – 125
	
	25 – 30
	Mandioca
	30 - 60
	6 - 10
	120 – 140
	50 – 120
	
	30 – 60
Fonte: Malavolta et al., 1997
6.3. Análise do Solo 
Para se obter uma análise de solo confiável é necessário, a princípio, realizar amostragem correta do solo, como descrito abaixo.
6.3.1. Amostragem de Solo 
6.3.1.1. Seleção das Áreas
Os solos são normalmente heterogêneos. Por essa razão deve-se dividir a propriedade em glebas uniformes, levando em consideração os seguintes detalhes: cor do solo; posição no relevo; textura; histórico da área (culturas, calagens, adubações, etc); erosão e drenagem; cultura atual ou cobertura vegetal. Manchas no terreno não devem fazer parte da amostra, ou devem ser amostradas separadamente, se o tamanho justificar. Assim, depois de separadas as áreas uniformes, se necessário é feita subdivisão de cada uma, de forma que seu tamanho máximo não ultrapasse 20 hectares
Figura 8. Divisão da propriedade em glebas ou áreas uniformes 
6.3.1.2. Quando Coletar
As amostras deverão ser coletadas alguns meses antes do plantio. O ideal é recolher as amostras no início da estação seca, ou logo após a colheita nas culturas perenes.
6.3.1.3. Tipos de Amostra
Amostra simples - É uma pequena quantidade de terra retirada ao acaso em área ou gleba homogênea.
Amostra composta - É a reunião de várias amostras simples (sub-amostras) colhidas ao acaso dentro de área ou gleba uniforme, que são misturadas para representá-la melhor. Em geral, sempre devem ser coletadas pelo menos 20 amostras simples para se fazer uma amostra composta. 
6.3.1.4. A Coleta da Amostra de Solo
Uma vez dividida a propriedade em áreas ou glebas uniformes e após correta identificação de cada gleba, será feita a coleta da amostra. Caminhando em zigue-zague de forma a percorrer toda a área ao acaso, serão coletadas porções de solo de 12 a 20 locais diferentes. O solo coletado de cada um desses locais (sub-amostras) deverá ser colocado em recipiente limpo, devendo ser bem misturado e dela coletado uma amostra de cerca de meio quilo, que será acondicionado em saco plástico ou caixa identificados. Essa amostra composta vai representar uma área ou gleba homogênea da propriedade. Durante a coleta, deve-se evitar amostrar em locais próximos a casas, brejos, sucos de erosão, formigueiros, caminhos , etc.
6.3.1.5. Onde retirar as amostras
De modo geral:
Culturas Anuais: nas ruas, ou entrelinhas.
 Culturas Perenes: no local de adubação de cobertura. Caso seja a primeira amostragem, convém amostrar separadamente os locais que não receberam adubação de cobertura.
6.3.1.6. Ferramentas para Amostragem
Várias ferramentas são utilizadas para retiradas das amostras:
-Trado de rosca, trado de caneca, trado holandês, sonda, trado tubular 
6.3.2. Amostragem de Solo em Plantio direto
O plantio direto vem crescendo num ritmo acelerado a nível mundial (Tabela 6). Com 19,75 milhões de ha, os Estados Unidos é o país onde o PD alcançou a maior difusão em termos de área cultivada, seguindo-se o Brasil com 13,47milhões de ha, Argentina com 9,25 milhões de ha, Austrália com 8,64 milhões de ha, Canadá com 4,08 milhões de ha, e Paraguai com 0,8 milhões de ha (Derpsch, 2000).
Estima-se que o PD é utilizado em aproximadamente 58 milhões de ha em todo o mundo. Aproximadamente 83% da tecnologia está sendo praticada no Continente Americano, cerca de 15% na Austrália e apenas 2% na Europa, Ásia e África. Apesar da expansão experimentada em termos de área nos Estados Unidos, o PD representa apenas 16% da área agrícola total do país. No Brasil, a taxa de adoção é de 25% em relação a área total, enquanto que na Argentina é de 37% e no Paraguai 52% (Derpsch, 2000).
 Tabela 6. Situação geral do plantio direto no mundo(1)
	País
	Área sob plantio direto em ha 1999/2000
	USA
	19.750.000
	Brasil
	13.470.000
	Argentina
	9.250.000
	Austrália
	8.640.000
	Canadá
	4.080.000
	Paraguai
	800.000
	México
	650.000
	Bolívia
	200.000
	Chile
	96.000
	Colômbia
	70.000
	Uruguai
	50.000
	Venezuela
	50.000
	Outros
	1.000.000
	Total
	58.106.000
(1) Fonte: Derpsch, 2000.
É de fundamental importância conhecer a variabilidade das características químicas do solo na avaliação da fertilidade para fins de recomendação de adubação (Melsted & Peck, 1973), desenvolvimento de esquemas de amostragem mais sensíveis e eficientes, e determinação de ótima alocação de unidades de amostragem, para maior eficiência dos delineamentos experimentais (Wilding & Drees, 1983). 
O conhecimento da variabilidade espacial de propriedades químicas do solo fornece subsídios para a coleta de amostras de solo representativas da lavoura. Uma amostra de solo é considerada representativa quando reflete, com alto grau de confiança, as condições de fertilidade do solo da área amostrada (Anghinoni & Salet, 1995). 
A amostragem do solo é a etapa inicial, tanto no suporte da pesquisa desenvolvida para a construção de programas de recomendação de adubação e calagem, como também da sua utilização pelo produtor (Anghinoni & Salet, 1995). Essa etapa é crítica na utilização das recomendações de adubação e calagem, pois os erros (vícios) contidos na amostra não mais poderão ser corrigidos, resultando em recomendações de quantidades insuficientes ou excessivas de insumos, que se refletirão, em qualquer um dos casos, em prejuízos no rendimento das culturas e/ou no lucro do produtor (Anghinoni & Salet, 1998).
A intensidade de amostragem (número de subamostras para formar a amostra composta) é dependente do grau de variabilidade do solo (Anghinoni & Salet, 1998). Não somente o desmatamento, mas também, o uso do solo com o passar do tempo, conduz ao aumento de sua heterogeneidade (Santos & Vasconcellos, 1987), principalmente, nos locais onde os fertilizantes têm sido aplicados em faixas ou em linhas (Melsted & Peck, 1973). A heterogeneidade é uma condição intrínseca do solo. Ela ocorre naturalmente, tanto no sentido horizontal como vertical, resultando do efeito conjugado dos fatores de exploração do solo. No caso de uma paisagem cultivada, fontes adicionais como o manejo exercido pelo homem contribuem para o aumento da heterenogeneidade natural do solo (Anghinoni & Salet, 1998). Assim, quanto maior a ação antrópica, maior será a heterogeneidade do solo e maior número de subamostras necessárias (Anghinoni & Salet, 1995). 
As recomendações de adubação e de calagem, em uso no Brasil, foram construídas para o sistema convencional de preparo do solo, considerando os índices de fertilidade de amostras de solo retiradas da camada mobilizada (arável), geralmente, de 0-20 cm. Entretanto, mediante a utilização do sistema plantio direto, ocorrem alterações significativas nas propriedades químicas, físicas e biológicas do solo, em comparação ao sistema convencional, que, por sua vez, afetam consideravelmente os índices de fertilidade, alterando as recomendações de adubação e de calagem (Anghinoni & Salet, 1998). 
No sistema convencional de cultivo ocorrem alterações dos atributos químicos originais, pela aplicação de corretivos e fertilizantes (Santos & Vasconcellos, 1987). Entretanto, no sistema plantio direto, a variabilidade do solo é aumentada, ainda mais, pela ação residual das linhas de adubação, que se mantêm na sequência dos cultivos, juntamente com a redistribuição dos nutrientes reciclados dos resíduos (Anghinoni & Salet, 1998; Souza et al., 1998). Esta variabilidade é caracterizada, também, pela correlação ou dependência espacial, resultante da manutenção das linhas de adubação (intactas), o que requer, também, procedimento estatístico não clássicos (por exemplo, geoestatística) para o tratamento dos dados (Souza, 1992, citado por Anghinoni & Salet, 1995). Desse modo, a variabilidade do solo, no sistema plantio direto, é maior do que no preparo convencional, tanto no sentido horizontal como em profundidade no perfil do solo, especialmente nos seus atributos químicos. Até mesmo o instrumento utilizado na amostragem do solo também pode ser fonte de variabilidade, considerando o próprio tamanho (volume de solo) da subamostra, como também possíveis perdas, como, por exemplo, na coleta com trado de rosca, que pode acarretar perdas de solo, principalmente das camadas superficiais, mais ricas em alguns dos atributos químicos do solo (Schlindwein et al., 1998). 
Como os índices de fertilidade são alterados em sua magnitude e distribuição no solo, a utilização dos procedimentos recomendados para o preparo convencional do solo dificilmente resultarão na coleta de amostras representativas do estado de fertilidade do solo no sistema plantio direto (Anghinoni, 2000). Assim, os sistemas conservacionistas de manejo criam um ambiente no solo diferentemente daquele verificado no sistema convencional, principalmente, no tocante ao acúmulo superficial de matéria orgânica e de fertilizantes, representando novos desafios para a amostragem do solo (Schulte & Bundy, 1985; Tyler, 1985).
Devido ao aumento acelerado de áreas cultivadas no sistema plantio direto no Brasil, principalmente nos últimos anos, tem ocorrido, paralelamente, um incremento na demanda de conhecimento sobre a variabilidade dos índices de fertilidade do solo utilizados nas recomendações de adubação e calagem. Esse assunto vem preocupando técnicos e pesquisadores envolvidos nas redes regionais de laboratórios de análises de solos e comissões de fertilidade do solo encarregadas da elaboração das recomendações de adubação (Anghinoni, 2000).
Segundo Anghinoni (1999), os procedimentos de coleta de amostras de solo para fins de recomendações de adubação e calagem, elaboradas regionalmente no Brasil, consideram o tipo e magnitude da variabilidade que caracteriza o preparo convencional do solo. Como os índices de fertilidade são alterados em sua magnitude e distribuição no solo, a utilização dos procedimentos recomendados para o preparo convencional do solo dificilmente resultarão na coleta de amostras representativas do estado de fertilidade do solo no sistema plantio direto. As demandas de conhecimento sobre a variabilidade dos índices de fertilidade do solo utilizados nas recomendações de adubação e calagem no sistema plantio direto têm aumentado muito nos últimos anos, pelo aumento acelerado da área cultivada nesse sistema no Brasil. Esse assunto vem preocupando técnicos e pesquisadores envolvidos nas redes regionais de laboratórios de análises de solos e das comissões de fertilidade do solo encarregadas da elaboração das recomendações de adubação.
Considerando todos aspectos de heterogeneidade relacionados a solos cultivados em plantio direto e a importância da amostragem para diagnóstico da fertilidade do solo, surgiu a necessidade de estudos visando concluir quais são os critérios mais adequados para amostragem em plantio direto. Segundo Schlindwein & Anghinoni (2000), embora as recomendações sobre a coleta de solo no preparo convencional sejam de domínio amplo, não se sabe, ao certo, que probabilidade (s) de erro(s) foram adotadas para determinar o número de subamostras e, assim, conferir o grau de confiabilidadena representatividade da amostra composta. Uma vez definida esta questão, deve-se determinar o número de subamostras de solo a coletar, tendo em vista a natureza e a magnitude da variabilidade horizontal de lavouras no sistema plantio direto.
A tomada do número certo de subamostras para formar amostra composta é de grande importância. Santos e Vasconcellos (1987) estudaram 6 ha de um Latossolo Vermelho-Escuro distrófico fase cerrado com objetivo de determinar o número adequado de subamostras de solo para análise química em diferentes condições de manejo. As condições de manejo estudadas foram área recém desmatada, área arada e gradeada e área cultivada com milho após correção do solo, e os critérios de amostragem envolveram amostras simples, amostras compostas formadas por 5 subamostras, amostras compostas formadas por 10 amostras e amostras compostas formadas por 20 subamostras. Os autores verificaram redução na variância com aumento no número de subamostras (Tabela 7) maior variância em solo arado e gradeado, menores variações para valores de pH, Al e matéria orgânica e maiores valores para P, Ca, Mg e K. 
Tabela 7. Média dos resultados analíticos para os diversos elementos, em função dos critérios de amostragem(1) e das etapas de manejo do solo(2).
	Etapas do manejo
	pHH2O
	Al
	Ca
	Mg
	P
	K
	M.O.
	
	
	 Meq/100cm3
	 ppm
	
	Critério A
	1
	4,71
	1,98
	0,43
	0,20
	1
	75
	4,28
	2
	4,62
	1,91
	0,40
	0,12
	1
	60
	4,59
	3
	4,70
	1,78
	1,08
	0,33
	4
	66
	4,28
	Critério B
	1
	4,70
	1,91
	0,34
	0,12
	1
	59
	4,28
	2
	4,64
	1,76
	0,40
	0,09
	2
	52
	4,59
	3
	4,68
	1,70
	1,12
	0,35
	5
	77
	4,28
	Critério C
	1
	4,72
	1,83
	0,36
	0,11
	1
	57
	4,33
	2
	4,50
	1,71
	0,36
	0,08
	2
	52
	4,16
	3
	4,68
	1,72
	1,22
	0,39
	4
	78
	4,28
	Critério D
	1
	4,71
	0,37
	0,37
	0,11
	1
	59
	4,17
	2
	4,60
	0,30
	0,30
	0,09
	1
	50
	4,18
	3
	4,66
	1,17
	1,17
	0,37
	5
	72
	4,03
(1)Critérios de amostragem: A: 30 amostras simples; B: 10 amostras compostas formadas de 5 simples; C: 5 amostras compostas formadas de 10 simples, e d: 5 amostras compostas formadas de 20 simples.
(2) Etapas de manejo: 1: área recém-desmatada; 2: área após a aração e gradagem; 3: após a calagem e adubação, seguida de aração e gradagem depois da colheita.
Vasconcellos et al. (1982) estudaram o procedimento de amostragem de solo em área com adubação fosfatada aplicada à lanço e no sulco de plantio. Os autores verificaram que o teor de P disponível obtido pelo extrator Mehlich foi influenciado pela adubação no sulco de plantio, sendo que o P foi extraído linearmente com a quantidade de terra proveniente do sulco de plantio.
Schlindwein & Anghinoni (2000) realizaram estudo com o objetivo de quantificar a variabilidade horizontal de atributos de fertilidade do solo no sistema plantio direto com diferentes modos de adubação e tempos de cultivo, visando definir o número de subamostras necessárias para formar amostra representativa da fertilidade do solo de uma área. Para determinação do número mínimo de subamostras, para formar uma amostra composta e representativa, os autores utilizaram resultados analíticos das amostras simples (Tabela 8) para o cálculo da variabilidade dos índices de fertilidade do solo e das variáveis estatísticas indicadas na equação n = [(t(. CV)/e]2, onde:
n = número médio de subamostras
CV = coeficiente de variação
t( = valor tabelado correspondente ao erro ( e o número de graus de liberdade
Tabela 8. Teores de argila, matéria orgânica e valores de pH, índice SMP e potássio e fósforo disponíveis em oito lavouras com diferentes formas de adubação e tempo de cultivo no sistema plantio direto, na região noroeste do RS.
	Característica da lavoura
	Teor de argila
	Atributo de fertilidade do solo
	Forma de adubacão
	Tempo de cultivo
	
	M.O.
	PH
	Ïndice SMP
	Potássio Mehlich 1
	Fósforo Mehlich 1
	25%
5%
25%
45%
Água
Matéria orgânica
Ar
Fragmentos
Minerais
Anos
	g kg-1
	
	
	mg kg-1
	Lanço
	6
	500
	40(12,6)(1)
	5,6(5,9)
	5,9(3,7)
	241(18,0)
	12,5(47,8)
	Lanço
	9
	510
	43(11,2)
	5,0(5,5)
	5,5(2,7)
	231(18,0)
	36,1(33,0)
	Linha
	3
	360
	45(8,5)
	5,3(7,4)
	5,7(4,6)
	80(48,0)
	19,9(15,6)
	Linha
	3
	470
	41(7,7)
	5,3(8,3)
	6,1(3,5)
	159(32,5)
	5,0(20,6)
	Linha
	5
	310
	25(11,6)
	5,1(5,0)
	6,1(2,6)
	188(42,6)
	6,4(41,1)
	Linha
	7
	530
	36(8,5)
	4,2(7,9)
	6,1(5,1)
	94(36,1)
	14,2(42,7)
	Linha
	10
	670
	48(7,4)
	4,4(6,6)
	5,1(4,5)
	134(26,9)
	20,9(33,0)
	Linha
	12
	650
	56(10,7)
	4,7(9,6)
	5,3(6,4)
	212(17,4)
	38,0(32,6)
	Média
	
	
	(9,8)
	(7,0)
	(4,1)
	(29,9)
	(33,3)
(1)Média de 36 amostras simples; ( ) C.V. em %
Tabela 9. Amplitude e média do número (1) de subamostras, considerando a variabilidade dos índices de matéria orgânica, pH e SMP de oito lavouras da região noroeste do RS, no sistema plantio direto para (= 0,05 e e= 10%.
	Atributo
	Número de subamostras
	
	Amplitude
	Média
	Matéria orgânica
	2,7
	4,1
	PH em água
	1,4
	2,1
	Índice SMP
	1,2
	1,1
(1)n = [(t( . CV)/e]2, sendo n o número de subamostras , CV o coeficiente de variação, t o valor da tabela do teste t para o nível de probabilidade ( e e e o erro em torno da média.
Os autores verificaram que teores de matéria orgânica permaneceram na faixa média de acordo com o sistema de classificação do Rio Grande do Sul, com tendência de aumento nas lavouras sob plantio direto a mais tempo. Valores de pH foram baixos principalmente nas áreas cultivadas por longo período sem receber calagem. Teores de P e K (Mehlich 1) permaneceram acima do nível crítico considerado no cultivo convencional, indicando que a não mobilização do solo no plantio direto reduz fixação de P e que o aumento da matéria orgânica evita perdas de K por lixiviação.
Os atributos matéria orgânica, pHH2O e SMP apresentam baixa variabilidade horizontal em solos sob plantio direto pois a distribuição da palhada e do calcário é uniforme. Já a distribuição do adubo em linhas causa variabilidade de modo que não verifica-se uniformização com o decorrer do tempo principalmente para o P (Schlindwein & Anghinoni, 2000).
Considerando matéria orgânica e pH, o número de subamostras no plantio direto poderia ser o mesmo utilizado no convencional (Tabela 9). Porém para P e K há necessidade de maior número de subamostras (Tabela 10) e a definição do número de subamostras, visando atender às recomendações de adubação e calagem, deve-se considerar a variabilidade de todos atributos de fertilidade do solo (Schlindwein & Anghinoni, 2000).
Tabela 10. Amplitude e média do número de subamostras calculadas (1) com base na variabilidade dos índices de potássio e fósforo disponíveis em oito lavouras da região noroeste do RS, no sistema plantio direto e probabilidades de erro.
	Sentido de 
Rotação
x
Sentido de 
Rotação
 y
Caso A : >
f
Caso B : <
f
Maior 
distância = x
Menor 
distância = y
Probabilidade
	Potássio (Mehlich 1)
	Fósforo (Mehlich 1)
	E
	(
	Amplitude
	Média
	Amplitude
	Média
	%
	
	Número de subamostras
	10
	0,05
	13-95
	42
	10-94
	51
	
	0,10
	9-66
	29
	7-65
	35
	
	0,20
	5-39
	18
	4-31
	21
	
	
	
	
	
	
	20
	0,05
	3-24
	11
	3-24
	13
	
	0,10
	2-16
	8
	2-16
	9
	
	0,20
	2-10
	5
	1-6
	5
(1)n = [(t( . CV)/e]2
Admitindo-se maior variabilidade do P em relação ao K e estabelecimento de fatores que possibilitem maior confiabilidade nos resultados (( = 5% e = 10%), o critério estatístico indica necessidade de 51 a 94 subamostras (Schlindwein &Anghinoni, 2000). 
A utilização do trado de rosca em relação à pá de corte em lavoura adubada em linha, causa redução de 30% nos resultados de P disponível devido a perdas de solo da camada superficial mais rica em P. Além disso, o uso do trado de rosca apresenta resultados com C.V. de 67%, maior que o obtido através do uso da pá de corte (33%), o que levaria à necessidade de maior número de subamostras (Schlindwein & Anghinoni, 2000). 
A definição do número de subamostras a coletar, com vistas às recomendações de adubação e calagem, deve considerar os índices de fertilidade com a maior variabilidade horizontal,no caso o fósforo disponível. Nessa situação, a coleta de pequeno volume de amostras é problemática, principalmente em áreas com adubação em sulco. Assim, verificou-se coeficiente de variação do fósforo disponível de 67% na amostragem com trado de rosca contra 33% obtidos com uso de pá de corte. Isso resultou da necessidade de coletar 183 subamostras, na amostragem com trado de rosca, e 44 subamostras na amostragem com pá de corte. Em lavoura com adubação à lanço, o coeficiente de variação foi menor na amostragem com trado de rosca (47%), resultando na necessidade de coletar 92 subamostras, enquanto que, para a coleta com pá de corte, o número de subamostras permaneceu em 44 (Anghinoni, 1999).
Schlindwein & Anghinoni (2000) correlacionaram valores de P disponível em amostras compostas pelo número de subamostras calculado através da equação n = [(t( . C.V)/e]2, considerando ( = 0,05 e e = 20% com a faixa de interpretação adotada pela Comissão....(1995). Utilizando 13 subamostras para elaboração da média, os autores não verificaram alteração na faixa de interpretação (Tabela 11).
Tabela 11. Teores médios de fósforo (Mehlich 1) em lavouras no sistema plantio direto com diferentes características, calculados com base no número de amostras simples e faixas de interpretação adotadas pela Comissão.... (1995).
	Característica da lavoura
	n = 36
	n = 13(1)
	Modo de adubação
	Tempo de cultivo
	Classe de solo(2)
	Valor médio
	Faixa de interpretação
	Valor médio
	Faixa de interpretação(3)
	
	Anos
	
	mg kg(1)
	
	mgkg(1)
	
	Lanço
	6
	2
	12,5
	Suficiente
	10,7
	Suficiente
	Lanço
	9
	2
	36,1
	Suficiente
	43,6
	Suficiente
	Linha
	3
	3
	19,9
	Suficiente
	18,7
	Suficiente
	Linha
	3
	2
	5,0
	Baixo
	4,6
	Baixo
	Linha
	5
	3
	6,4
	Baixo
	5,6
	Baixo
	Linha
	7
	2
	14,2
	Suficiente
	17,9
	Suficiente
	Linha
	10
	1
	20,9
	Suficiente
	20,9
	Suficiente
	Linha
	12
	1
	38,0
	Suficiente
	36,5
	Suficiente
(1) Calculado pela equação n = [(t( . CV)/e]2, sendo n o número de subamostras aleatoriamente das 36 amostras simples, CV o coeficiente de variação das 36 amostras simples, t o valor da tabela do teste t para ( = 0,05 e e = 20% em relação à média. (2)Classe 1, solo com mais de 55% de argila; Classe 2, solos entre 41 a 55% de argila; Classe 3, solos entre 26 a 40% de argila. (3)Interpretação dos resultados para as classes de solo, considerando o teor de argila. Classe 1, faixa suficiente: >6,0 mg kg(-1) de P no solo; Classe 2, faixa baixo: 3,1 – 6,0 mg kg-1 de P no solo, faixa suficiente: >9,0 mg kg-1 de P no solo; Classe 3, faixa baixo: 4,1 – 9,0 mg kg-1 de P no solo, faixa suficiente: > 14,0 mg kg-1de P no solo.
Em linhas gerais, Schlindwein & Anghinoni (2000) estudando a variabilidade horizontal constataram que o número de 20 subamostras é aceitável para o plantio direto desde que as subamostras representem a variabilidade do sítio de coleta (5-10 cm de espessura e largura respectivamente em lavouras com adubação à lanço e 5 cm de espessura e largura da entrelinha do cultivo em lavoura com adubação em linha).
Estudando a variabilidade vertical (Schlindwein & Anghinoni, 2000), realizaram estudo com objetivo de definir profundidade ideal de amostragem no sistema plantio direto para fins de recomendações de adubação para P e K. Alterações referentes à profundidade de amostragem em sistema plantio direto podem ser necessárias em função da ocorrência de variabilidade vertical. 
Comparando sistema convencional e plantio direto, Schlindwein & Anghinoni (2000) não encontraram diferenciação em produtividade no decorrer de várias safras. Considerando a não diferença em produtividade, os autores verificaram condição ideal para utilizar parâmetros de fertilidade no ajuste da profundidade de amostragem. 
Resultados analíticos de P e K apresentaram gradiente em função do manejo adotado. Realizando-se regressão quadrática relacionando profundidade do solo com os valores de nutrientes no plantio direto, tornou-se impossível estimar a profundidade de amostragem. Substituiu-se em cada equação, o valor de análise do nutriente da camada de 0-20 cm do sistema convencional e obteve-se o valor correspondente da profundidade de amostragem no sistema plantio direto. 
Recomendações de P e K baseadas em amostragem de 0-10 cm em Latossolo Vermelho distrófico, sob plantio direto até 10 anos, com níveis adequados desses nutrientes, não diferenciaram das recomendações baseadas na coleta de amostras mais superficiais, resultando em rendimentos iguais de milho. Assim, o ajuste na profundidade somente se justifica nos casos em que teores de nutrientes estiverem abaixo do nível crítico, sendo a profundidade de amostragem ajustada igual a 7 cm (Schlindwein & Anghinoni, 2000).
James & Hurst (1995) realizaram estudo com objetivos de caracterizar amostras mediante adubação em linha e, através do Modelo Monte Carlo de Simulação, avaliar diferentes procedimentos de amostragem. 
Mahler (1990) citado por James & Hurst (1995), menciona que recomendações de amostragem variam consideravelmente considerando adubação em linha, comparando sistemas de amostragem (séries de amostras coletadas perpendicularmente às linhas de plantio) sem aleatorização (evitando contato com as linhas) e completamente casualizadas, constatou que amostragem aleatorizada é mais viável pois apresenta menor custo. Tylor & Howard (1991), citados por James & Hurst (1995) verificaram que aleatorização na amostragem é mais viável pois evita superestimação resultante do fertilizante aplicado nas linhas. 
Kitchen et al. (1990) citados por James & Hurst (1995) mencionam que relação entre amostras da linha e entrelinha devem representar o solo todo. Concluíram que número inadequado de subamostras da linha adubada pode superestimar P e subestimar necessidade de P. Westfall et al. (1991) citados por James & Hurst (1995), citam que não é possível tomar subamostras suficientes para obter análise acurada se altas taxas de P são aplicadas nas linhas.
Ashworth (1991) citado por James & Hurst (1995) descreve amostrador portátil que corta fatia de solo através da linha adubada, mistura amostra da linha ao restante de solo, e aleatoriza os pontos amostrados. Porém não existem dados que mostrem a eficiência ou eficácia do amostrador. Amostras foram tomadas nas linhas com furos de 2 cm a 25 cm de profundidade para refletir a última adubação aplicada. Amostrou-se 20 padrões aleatoriamente em área adubada em linha. Obteve-se amostra composta a partir da média de todas subamostras, resultados das amostras compostas simulam linhas adubadas com P através da mistura das subamostras de linha e entrelinha.
Adubação fosfatada em linha cria dois padrões de concentração de P, um na linha e outro na entrelinha, então amostragem deve ser realizada de modo a ser representativa. Pontos de amostragem devem contemplar uma linha perpendicular à linha adubada, porém este procedimento é trabalhoso. O uso de equipamento que possa cortar facilmente uma fatia de solo através da linha adubada a uma profundidade e comprimento necessários para amostragem deve ser melhor estudado (James & Hurst, 1995).
James & Hurst (1995) citam que 10 a 12 pontos amostrados aleatoriamente devem dar estimativa econômica e viável para avaliar a fertilidade em P de solos adubados em linha.
7. Interpretação dos Resultados das Análises de Solo
Nas tabelas abaixo são apresentados os teores médios adequados dos nutrientes no solo.
Tabela 12. Teores adequados de nutrientes no solo. (profundidade 0 – 20cm)
	
	Produção 
	K+ 
	P resina
	Teor
	Relativa
	trocável
	Florestais
	Perenes
	Anuais
	Hortaliças
	
	%
	mmolcdm-3
	mg.dm-3
	Muito baixo
	0 – 70
	0 – 0,7
	0 –2
	0 – 5
	0 – 6
	0 - 10
	Baixo
	71 – 90
	0,8 – 1.5
	3 – 5
	6 –12
	7 – 15
	11 – 25
	Médio
	91 – 100
	1,6 – 3
	6 – 8
	13 – 30
	16 – 40
	26 – 60
	Alto
	> 100
	3,1 – 6
	9 – 16
	31 – 60
	41 – 80
	61 – 120
	Muito Alto
	> 100
	> 6
	>16
	> 60
	> 80
	> 120
* Não há diferença prática de valores determinados por Mehlich ou Resina
Fonte: Raij, 1996; 1-Vitti, 2000
Tabela 13.teores adequados de magnésio e enxofre no solo.
	Teor
	Mg2+ trocável
	S
	
	mmolc.dm-3
	mg.dm -3
	Baixo
	0 – 4
	0 - 4
	Médio
	5 –8
	5 – 10
	Alto
	> 8
	>10
* Não há diferença prática de valores determinados por KCl 1 N ou Resina 
trocadora de cátions
Fonte: adaptado de Vitti., 1989.
Tabela 14. teores adequados de micronutrientes no solo no solo.
	Teor
	B
	Cu 
	Fe
	Mn
	Zn
	
	Água quente
	DTPA
	
	mg.dm-3
	Baixo
	0 – 0,2
	0 – 0,2
	0 – 4
	0 – 1,2
	0 – 0,5
	Médio
	0,21 – 0,6
	0,3 – 0,8
	5 – 12
	1,3 – 5
	0,6 – 1,2
	Alto
	> 0,6
	> 0,8
	> 12
	> 5
	> 1,2
Fonte: Raij et al., 1996
7.1. Interpretação de resultados de análise de amostras de subsolos
A análise de amostras retiradas na profundidade de 20-40 cm serve para diagnosticar possíveis condições desfavoráveis ao desenvolvimento radicular, principalmente de culturas menos tolerantes à acidez. Essas condições são dadas por:
Ca2+ < 4 mmolc.dm-3, 
Al3+ > 5 mmolc.dm-3, 
associado com saturação por alumínio (m) > 30%.
7.2. Equivalência de Unidades
Tabela 15. Equivalência de unidades 
	meq.100cm-3
cmolc . dm-3
	Mmolc.dm-3
	mg . dm-3
(ppm)
	Elemento
(kg . ha-1)
	Óxidos
(kg . ha-1)
	Carbonatos
(kg . ha-1)
	1 Ca
	10
	200
	400
	5601
	10002
	1 Mg
	10
	120
	240
	4001
	8402
	1 K
	10
	400
	800
	9601
	-
	1 Al
	10
	90
	180
	-
	-
	1 P
	-
	100
	200
	4601
	-
1 = CaO, MgO, K2O e P2O5, respectivamente
2 = CaCO3 e MgCO3, respectivamente
Tabela 16. Equivalência de unidades
	1 ppm de P
	1 meq de K/100 cm3
	1 mg.g-1 de P
	391 ppm de K
	1 mg.kg-1 de P
	10 mmolc K.dm-3
	2 kg.ha-1 de P
	782 kg.ha-1 de K
	4,5 kg.ha-1 de P2O5
	942 kg.ha-1 de K2O
	
	
	1meq de Ca/100 cm3
	1meq de Mg/100 cm3
	10 mmolc Ca.dm-3
	10 mmolc Mg.dm-3
	400 kg.há-1 de Ca
	243 kg.ha-1 de Mg
Tabela 17. Correlação entre resultados de análises de solos e a quantidade de nutrientes por hectare, (Camada 0-20 cm).
	ELEMENTOS
	UNIDADES
	QUANTIDADE/ha
	Matéria Orgânica
	1% peso/vol. ou 1 g.dm-3
	20.000 kg
	Fósforo (P)
	1mg.dm-3
	2 kg de P
	Enxofre (S-SO4)
	1mg.dm-3
	2 kg de S-SO4
	
	1mg.dm-3
	2 kg de K
	Potássio (K)
	1mmolc.dm-3
	78 kg de K
	
	1 meq.100 cm-3 ou 
1 cmolc.dm-3
	780 kg de K
	
	1 mg.dm-3
	2 kg de Ca
	
	1mmolc.dm-3
	40 kg de Ca
	Cálcio (Ca)
	1 meq.100cm-3 ou 
1 cmolc.dm-3
	400 kg de Ca
	Magnésio (Mg)
	1 mg.dm-3
	2 kg de Mg
	
	1mmolc.dm-3
	24 kg de Mg
	
	1 meq.100cm-3 ou 
1 cmolc.dm-3
	240 kg de Mg
	Alumínio (Al)
	1mmolc.dm-3
	18 kg de Al
	
	1 meq.100cm-3 ou 
1 cmolc.dm-3
	180 kg de Al
	Boro (B)
	1 mg.dm-3
	2 kg
	Cobre (Cu)
	
	
	Ferro (Fe)
	
	
	Manganês (Mn)
	
	
	Molibidênio (Mo)
	
	
	Zinco (Zn)
	
	
7.3. Fatores de Conversão
	P2O5 * 0,437 = P
	K2O * 0,83 = K
	Ca * 1,4 = CaO
	Mg * 1,658 = MgO
	P * 2,29 = P2O5
	K * 1,205 = K2O
	CaO * 0,714 =Ca
	MgO * 0,603 = Mg
* 1 hectare (ha) ® 2.000.000 dm3
8. Elementos Essenciais (Solo, Planta, Adição e Perdas)
A análise elementar da matéria seca da planta, mostra que cerca de 90% do total corresponde ao C, O e H e o restante aos minerais (Faquin, 1994). Segundo Malavolta (1980) os elementos podem ser classificados da seguinte maneira:
· essenciais: são os nutrientes minerais da planta (carbono, hidrogênio e oxigênio são tidos como nutrientes orgânicos), sem os quais ela não vive;
· úteis: não são essenciais, a planta pode viver sem eles; entretanto, sua presença é capaz de contribuir para o crescimento, produção ou para a resistência a condições desfavoráveis do meio (clima, pragas e moléstias, compostos tóxicos do solo ou do ar);
· tóxicos: quando são prejudiciais à planta e não se enquadram nas classes anteriores. 
Os elementos essenciais são divididos por aspecto puramente quantitativo em dois grupos:
· Macronutrientes: N, P, K , Ca, Mg e S
· Micronutrientes: B, Cl, Cu, Fe, Mn, Mo, Zn e Co 
A legislação brasileira de fertilizante e corretivos subdivide os macronutrientes em duas categorias:
· Macronutrientes primários: N, P e K 
· Macronutrientes secundários: Ca, Mg e S
A única distinção na classificação entre macro e micronutrientes é a concentração observada nas plantas. Os macronutrientes têm, em geral, seus teores expressos em percentagem (%) sendo exigidos em maior quantidade, enquanto os micronutrientes em partes por milhão (ppm), sendo exigidos em menores quantidades. O cálcio o magnésio e o enxofre são macronutrientes secundários. Isto não significa menos exigidos. Esta denominação se deve pelo custo do fertilizante. Os fertilizantes a base de macros primários são apresentam maior valor que os macronutrientes secundários. 
8.1. Nitrogênio (N)
8.1.1. No Solo
O nitrogênio não é um constituinte comum das rochas terrestres. Além dos adubos nitrogenados, uma fonte inesgotável desse elemento é a atmosfera, pois 78% da sua composição é representada pelo gás inerte de nitrogênio (N2), o que eqüivale a uma disponibilidade de 105t de N (Vitti et al., 1999).
A indústria de fertilizante utiliza o hidrogênio (H2) que pode ser obtido a partir do gás natural, do gás residual de refinaria ou de derivados de petróleo como a nafta e o resíduo asfáltico. Esse H2 é adicionado ao N2 atmosférico resultando na produção de amônia (NH3), produto primário da tecnologia que será utilizado na fabricação de diversas fontes de fertilizantes nitrogenados. A reação entre o N2 e o H2 é a seguinte:
O custo energético para produção do fertilizante nitrogenado é muito alto e dificulta a sustentabilidade dos sistemas de produção agrícola. Portanto, o uso e manejo do nitrogênio devem ser adequados.
Segundo Vitti et al. (1999) as plantas, com exceção das leguminosas e de outras espécies vegetais que fixam o nitrogênio molecular (N2) em simbiose com microrganismos, absorvem o nitrogênio mineral principalmente nas formas nítrica (NO3- ) e amoniacal (NH4+), enquanto que no solo predominam a forma orgânica (R-COOHNH2), o que implica necessariamente na ocorrência da seguinte transformação:
Os teores relativos de C, N, S e P da matéria orgânica e a atividade microbiana são fatores importantes para a mineralização do N-orgânico e estão associados a fatores ambientais como: temperatura, umidade, aeração e pH da solução do solo. Ocorre também o processo de imobilização no qual o N-mineral, oriundo da decomposição da matéria orgânica, é transformado em compostos orgânicos participando da composição de plantas e microrganismos. Na verdade, os dois processos ocorrem simultaneamente como mostra a reação abaixo:
Dependendo das características do meio e de suas alterações, este equilíbrio poderá ser deslocado, havendo assim, situações em que a mineralização pode ser maior, menor ou igual a imobilização, e vice versa.
No ecossistema natural, o nitrogênio contido na forma orgânica (R-COOHNH2) é oxidado pelos organismos amonificadores para a forma de amônia (NH3), por meio de reação que produz grande quantidade de ânions orgânicos (R-COO-).
Como os solos tropicais são naturalmente ácidos e tem disponibilidade de umidade, tem-se a continuidade do ciclo do nitrogênio, evitando o acúmulo da forma NH3 que reage com a água e passa para a forma amoniacal (NH4+), liberando íons hidroxilas (OH-) conforme esquematizado a seguir:
Em meio ácido, nas condições naturais ocorre predominância da forma e da absorção de nitrogênio amoniacal (NH4+) e, para que ocorra a manutenção do equilíbrio de cargas elétricas a planta excreta íons hidrogênio (H+) pelas raízes. Mesmo com este fenômeno, não ocorre intensificação na acidificação da área devido a presença de grande quantidade de ânions orgânicos (R-COO-) e devido a neutralização proporcionada pela hidroxila que resulta da reação de amonificação e da excreção, pelas raízes, originada da absorção de N-NO3-. 
Segundo Vitti et al. (1999), devido a existência de bactérias nitrificantes mesmo em pH ácido, parte do nitrogênio amoniacal (NH4+) será transformado para forma nítrica, resultando na liberação de íons H+ na solução do solo. Nas condições descritas, em meio ácido, o processo de nitrificação