RELATÓRIO DE BROMATO VERDADEIRO

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FACULDADE BEZERRA DE ARAÚJO
Acadêmicas de nutrição – 7º Período
Relatório das aulas práticas da disciplina bromatologia 
Rio de Janeiro
2018
Acadêmicas:
Aline Silva dos Santos---------------------------------------- 6371-2
Fabíola Leal Ferreira-------------------------------------------6412-2
 Milena da Silva Lopes-----------------------------------------6377-2
QUALIDADE DO MEL
Determinação dos açucares redutores 
Definição: 
Os açúcares redutores (glicose e frutose) são as frações dominantes, representando em torno de 85,00 a 95,00% dos carboidratos presentes no mel, os quais têm a capacidade de reduzir íons de cobre em solução alcalina. A glicose, por ter pouca solubilidade, determina a tendência da cristalização do mel, e a frutose, por ter alta higroscopicidade, possibilita a sua doçura.
Os monossacarídeos glicose frutose, são açúcares redutores por possuírem grupo carbonílico e cetônico livres, capaz de oxidar na presença de agentes oxidantes em soluções alcalinas. Os dissacarídeos que não possuem essas características sem sofrerem Hidrólise da ligação glicosídica são denominados açúcares não redutores
REAÇÃO DE FEHLING: Essa reação é utilizada para pesquisa de açúcares redutores. O reagente de Fleming é fortemente alcalino contendo íons cúpricos que formam o complexo íon cúprico-tártaro de sódio e potássio.
Nestas condições, o cobre é reduzido por ação de açúcares redutores formando óxido cúproso (precipitado avermelhado). Sendo que se baseia em uma reação colorimétrica qualitativa, cujo resultado positivo exibe uma coloração vermelha devido a reação com resorcina em meio ácido.
Fundamentos:
Determinar a quantidade de açucares redutores no mel
.
Tipo de alimentos utilizado: Mel (Amostra A e B)
Equipamentos:
· Balança analítica
· Becker
· Balão volumétrico de 250ml
· Solução de fehling A e B
· Bureta de 50ml
· Pérolas de vidro
· Erlenmeyer de 250 ml
· Chapa de aquecimento
Metodologia:
· Pesar duas gramas da amostra e transferir para o balão volumétrico com auxílio de 40 ml de água destilada
· Completar o volume do balão com água destilada
· Em outro béquer adicionar 2 ml de cada solução (A e B) de Fehling e transferir para Erlenmyer com 40 ml de água
· Adicionar em média 10 pérolas de vidro
· Submeter o Erlenmyer ao aquecimento e titular com a solução da amostra
Dados:
Peso da amostra A= 2,1183 g
Solução gasta= 5 ml
Peso da amostra B= 2,0193 g 
Solução gasta= 4,6 ml
Cálculos:
Amostra A
5ml____________0,026
250ml__________ X
X= 1,30 (quantidade de açúcar na amostra)
2,1183g_________1,30
100g____________ X
X= 61,36g / 100g 
X= 0,61g (açúcares redutores)
Resposta: contém mais açúcares redutores
Amostra B
4,6ml____________0,026
250ml__________ X
X= 1,41 (quantidade de açúcar na amostra)
2,0193g_________1,41
100g____________ X
X= 69,82g / 100g 
X= 0,69g (açúcares redutores)
Resposta: contém menos açúcares redutores
REAÇÃO DE LUND
Definição:
Esta reação, baseada na precipitação dos albuminóides do mel pelo ácido tânico, é considerada positiva quando o precipitado variar de 0,6 a 3,0 mL no fundo da proveta, sendo que sua ausência indica fraude.
Fundamentos:
O método se baseia na precipitação de substâncias albuminóides, que são componentes naturais do mel, pela ação do ácido tânico
Tipo de alimentos utilizado: Mel 
Equipamentos:
· Solução aquosa de ácido tânico a 0,5%
· Proveta com tampa de 50ml
Metodologia:
1. Pesar cerca de duas gramas de amostra e dissolver com um pouco de água
2. Transferir para uma proveta de 50ml com tampa
3. Adicionar 5 ml de solução de ácido tânico a 0,5% e completar o volume de 40 ml com água destilada
4. Deixar em repouso por 24 horas
Dados:
 Amostra A
· Pegou-se 10,04g da amostra do mel flor da Serra
· Foi adicionado 1mL de Lugol a 20%
 Amostra B
· Pegou-se 10g da amostra do mel flor da Serra
· Foi adicionado 1mL de Lugol a 20%
Resultados
Amostra A = Não adulterado (cor âmbar)
Amostra B = Adulterado (cor vermelha)
REAÇÃO DE LUGOL
Definição:
A reação com solução de Lugol pesquisa a presença de amido (molécula grande formada pela união de centenas de moléculas de glicose / reserva natural energética das plantas) e dextrinas (classe de polissacarídeos de baixo peso molecular) no mel.
Fundamentos:
O teste de Lugol é um indicador de adulteração, pois quando ocorre adição de glicose comercial ou amido, provoca uma reação entre o iodo e o iodeto de potássio com a glicose, apresentando coloração do vermelho ao violeta que depende da concentração de amido e dextrina do mel. 
Caracterização é a identificação dos polissacarídeos amido → identifica a presença dos polissacarídeos como amido e dextrina que não estão presentes no mel puro.
Tipo de alimentos utilizado: Mel (Amostra A e B)
Equipamentos: 
· Solução de lugol a 20%
· Béquer de 50ml
· Pipeta de 1ml
Metodologia
Amostra A
1. Pegou-se 4,11g da amostra A do mel flor da Serra
2. A amostra A foi diluída em 4mL de água destilada
3. Foi agitado
4. Foi adicionado ácido tânico a 10mL
 Amostra B
1. Pegou-se 4,04g da amostra do mel yoki
2. A amostra foi diluída em 6mL de agua destilada
3. Foi adicionado ácido tânico a 10mL
Dados
· Na presença de glicose comercial a solução ficará colorida de vermelho Violeta a Azul
· A intensidade da cor depende da qualidade e da quantidade das Dextrina presentes na glicose comercial
· Fazer a mesma prova com o mel puro
Resultados 
Amostra A = Não há presença de glicose comercial na amostra, pois está com a coloração transparente.
Amostra B = Presença de glicose comercial na amostra, pois está com a coloração vermelho violeta.
DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE DIASTÁSICA
Definição
O mel é composto por várias enzimas onde destacam-se a diástase (α e βamilase), invertase (α- glucosidase), glucose-oxidase, catalase e fosfatase ácida. A diastase é o nome comum dado à enzima α- amilase, que tem por função digerir o amido. É proveniente principalmente das glândulas hipofaringenas das abelhas, podendo ser encontrada também, em baixa proporção, nos grãos de pólen (PAMPLONA, 2009). O índice de diastase é utilizado para avaliar a qualidade do mel, fornecendo indicações sobre o grau de conservação e superaquecimento, o que comprometeria seriamente o produto (WHITE, 1994). Pela IN n° 11/00 (MAPA) e Regulamento Técnico Mercosul n°88/99 a atividade diastásica deve ser no mínimo 8 na escala de Göthe. Os méis com baixo conteúdo enzimático devem ter como mínimo uma atividade diastásica correspondente a 3 na escala de Göthe, sempre que o conteúdo de HMF não exceda a 15mg/kg. Este índice está relacionado com o grau de deterioração do mel. A unidade de Gothe é definida como a quantidade de enzima capaz de converter 0,01 gramas de amido em uma hora a 40 °C (VARGAS, 2006). O Instituto Adolfo Lutz, (1985) apresenta metodologia qualitativa para a determinação de atividade diastásica em méis. O princípio do método baseia-se no fato de que as enzimas presentes no mel se desnaturam em temperatura superior a 45 ºC.
Fundamento
Existe uma perfeita correlação entre a quantidade de pólen no mel e a atividade da diástase. Sua relevância principal para o mel é que essa enzima apresenta maior sensibilidade ao calor que a enzima invertase (responsável pela transformação da sacarose em glicose e frutose), sendo recomendada para avaliar a qualidade do mel. Sua atividade serve de indicativo do grau de conservação e superaquecimento do mel, o que comprometeria seriamente o produto. Através deste teste pode-se determinar a presença de fermentos diastásicos. Na determinação da atividade diastásica, em tubos de ensaio, mistura-se 5 mL de solução de mel a 20% mais 5 mL de água destilada e 1 mL de solução de amido 1%. Incuba-se em banho-maria a 45°C por 1 hora exatamente e, então, acrescenta-se 1 mL da solução de lugol. O teste deve ser positivo formando-se uma coloração parda clara, indicando que o mel é legítimo e que possui atividade diastásica. Caso contrário, adquirindo cor azul, representa um mel sem atividadediastásica, mel artificial, não hidrolisa o amido.
Equipamento utilizado
· Solução de lugol
· Solução de amido 1%
· Tubo de ensaio de 25ml
Metodologia
1. Em um tubo de ensaio misturou -se 20,02g da amostra de mel yoki a 5ml de água destilada estéril e 1mL de amido.
2. Colocar no balão com 100mL
3. Incubar em banho-maria a 45 graus por uma hora (início 13:20hs), exatamente então acrescentar 1 ml da solução de lugol
Dados
· Cor parda à âmbar: meu legítimo porque possui atividade diastásica
· Cor azul à violeta: Mel sem atividade diastásica, mel artificial, não hidrolisa o amido
Resultado
· Cor azul à violeta: Mel sem atividade diastásica, mel artificial, não hidrolisa o amido.
QUALIDADE DE LEITES 
DETERMINAÇÃO DA DENSIDADE 
Definição:
O leite é uma emulsão de gordura em água e sua densidade fornece informações sobre a quantidade de gordura nele contida. De maneira geral, um acréscimo de gordura provoca uma diminuição no valor da densidade.
Fundamento:
A densidade do leite depende diretamente da matéria dissolvida e suspensa no volume pesquisado, isto é, do extrato seco desengordurado, gordura e água. Um leite com baixo teor em gordura apresenta maior densidade enquanto que uma amostra com alto teor de gordura mostra menor densidade. Por outro lado, uma amostra de leite com maior quantidade de água (como por exemplo, no caso de fraude por adição de água no leite) tem densidade menor do que a amostra normal. Isto acontece porque a densidade da água é menor quando comparada ao leite e o resultado final tende a se aproximar do valor da água.
Equipamento:
· Balança analítica
· Proveta de 500ml
· Mufla
· Dessecador com sílica-gel
· Placa de petri
· Balão volumétrico de 1000 ml
· Espátula
· Bastão de vidro
· Papel absorvente
· Termômetro
Metodologia
1. Transfira, para uma proveta de 500 ml, uma quantidade da amostra previamente homogeneizada
2. Introduzir o lactodensímetro e o termômetro. A temperatura deverá variar de (10-20) graus.
3. Faça a leitura ao nível do leite.
4. Levante um pouco o lactodensímetro e enxugue a haste com papel absorvente, de cima para baixo.
5. Proceda a leitura da densidade e da temperatura.
6. Expresse a densidade utilizo a tabela 1.
Fator de correção do termolactodensímetro. Transfira a solução a solução de cloreto de sódio 44g\L para uma proveta de 250 ml e introduza lentamente o termolactodensímetro, tendo o cuidado de não encostar nas paredes da proveta. Após a temperatura estabilizar a 20 graus, anote a densidade. Calcule o fator de correção, que corresponde à diferença entre o valor teórico da densidade da solução de cloreto de sódio, que é igual a 1,030 e o da densidade lida no termolactodensímetro.
Fórmula de conversão de gruas Quevenne:
Resultados: 
Amostra A
(D1).100=
(D-1).1000=
1000 D-1000=23
1000 D =1000+23
1023 / 1000 = 1,023
 D= 1,023 G\ML
Amostra B
(D1).100=
(D-1).1000=
1000 D-1000=30
1000 D =1000+30
1030 / 1000 = 1,030
D= 1,030 G\ML
 Resposta: A densidade do leite segundo a legislação deverá ser entre 1,028 e 1,0340\ml
IDENTIFICAÇÃO DO AMIDO
Definição:
Os glicídios são derivados aldeídicos ou cetônicos de álcoois polihídricos. Compreendem demais aldeídos ou álcoois cetônicos (seus anidros ou polímeros). Dessa forma, as funções orgânicas de suporte dessas macromoléculas são os aldeídos e as cetonas. Cotidianamente conhecemos os glicídios por açúcares ou carboidratos. “Os glicídios são biomoléculas orgânicas formadas hidrogênio, oxigênio e carbono. Nos seres vivos, possuem duas importantes funções: gerar energia e atuar na formação de partes dos corpos dos seres vivos “O amido é uma das principais moléculas representantes dos glicídios de ocorrência laboratorial e também em nosso cotidiano. “O amido é um polissacarídeo formado por amilose e amilopectina. A amilose é uma macromolécula constituída de 250 a 300 resíduos de D-glicopiranose, ligadas por pontes glicosídicas alfa-1,4, que conferem à molécula uma estrutura helicoidal. Já a amilopectiana é menos hidrossolúvel que a amilose e compõe-se de aproximadamente 1400 resíduos de alfa-glicose, ligados por pontes glicosídicas alfa-1,4, ocorrendo também ligações alfa-1,6. Ela constitui cerca de 80% dos polissacarídeos existentes no grão de amido. O texto abaixo visa trazer uma experimentação capaz de identificar este glicídio e testar algumas de suas propriedades experimentais. Para tanto, serão necessários os reativos de Tollens e Fehling. O amido, como já fora mencionado, é um polissacarídeo constituído por “n” moléculas de glicose, ligadas umas às outras sucessivamente por grupos alcoólicos e glicosídeos, com eliminação de moléculas de água. Não possui, assim, propriedades redutoras. O amido forma com o iodo um composto de coloração azul profunda, característica, sendo este um dos mais difundidos testes de identificação de amido.
O amido vem sendo utilizado na fraude do leite. Como este composto baixo custo, ele está sendo adicionado de forma fraudulenta com o objetivo de aumentar o volume e o peso do alimento. No caso de leite fluido, ele pode ser usado com finalidade de disfarçar a adição de água, pois corrige a densidade original do leite (efeito espessante).
Fundamento:
A prova verifica o desenvolvimento de coloração azulada após aquecimento e a adição de solução iodo (solução de lugol) à a mostra em presença de amido. O aquecimento promove a abertura da cadeia helicoidal da molécula do amido, permitindo a adsorção do iodo com o desenvolvimento da coloração característica após resfriamento.
Alimento utilizado: Leite (Amostra A e B).
Equipamentos:
· Balança analítica
· Tubo de ensaio
· Pipeta graduada de 10 ml
· Solução de lugol
· Banho maria
Metodologia:
1. Transferir 10 ml de leite fluído ou leite desidratado reconstruído para tubo de ensaio.
2. Aquecer até aquecer em ebulição em banho-maria a 40 graus, cadeia de amina começa a se desramificar, e deixe por 5 minutos.
3. Esfrie em água corrente.
4. Adicione duas gotas de solução logo e observe a coloração produzida.
Dados:
A pesquisa do amido é um teste qualitativo e o resultado é expresso como positivo ou negativo. A coloração azul indica que há amido na amostra de leite.
Resultados:
Amostra A = positivo (há presença de amido)
Amostra B = negativo (não há presença de amido)
Obs: se o teste for positivo repetir o procedimento e realizar paralelamente um controle positivo para a presença de amido e negativo. Usar como controle positivo leite cru fortificado com amido 0,002% e leite cru como controle negativo. O amido não faz parte da composição do leite; portanto o resultado do ensaio, para um leite não deve ser adulterado, deve ser negativo.
DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ EM GRAUS DE DORNIC
 Definição:
O leite é uma bebida de origem animal rica em proteína, vitaminas e minerais é comumente utilizada para consumo. Sua função primordial ao organismo dos mamíferos e seres humanos é nutrir e fornecer, um complexo de energia que auxilie na manutenção dos ossos, músculos, cabelo e até no desenvolver mental. O leite apresenta em sua composição vários constituintes como: gordura, água, lactose, proteínas. Possuem também características físico-química como é o caso da acidez. Segundo Silva (1997), a acidez do leite fresco ocorre devido à presença da caseína, fosfatos, albumina, dióxido de carbono e citratos. Quanto à acidez natural do leite varia entre 0,13% e 0,18%, expressa como ácido lático, a elevação da acidez é determinada pela transformação da lactose por enzimas microbianas, com formação de ácido lático. De acordo com Ferreira et al. (1997), se a acidez desenvolvida tiver um alto teor, o leite é impróprio para o consumo, pois ela indica alta atividade microbiana.
Fundamento: 
A determinação da acidez do leite é uma das medidas mais usadas no controle da matéria prima pela indústria leiteira. O teste é usado para classificar o leite e também como um guia para controle da manufatura de produtos como o queijo. A acidez titulável é expressa em graus dornic ou em porcentagem (%) de ácidos láctico.
Para a acidez calculadapelo método titulométrico os resultados são expressos em graus Dornic (ºD), deve-se está entre 14 e 18 ºD ou em porcentagem (%) de ácido láctico (Brasil, 1996). Quanto ao potencial hidrogeniônico, para o leite proveniente de diversas fontes, depois de misturado, o pH possui variação entre 6,6 e 6,8, com média de 6,7 a 20 °C ou 6,6 a 25 °C. A determinação da acidez do leite é uma das medidas mais usadas no controle da matéria-prima pela indústria leiteira. Assim, com intuito de quantificar o teor de acidez do leite, foram feitas análises em diferentes tipos de leite pelo método titulométrico.
O leite fresco normal não contém ácidos, mesmo assim ele apresenta uma acidez detectável pela técnica da titulação. Isso indica que a substancia química usada no teste da determinação na titulação combina com algumas substâncias presentes no leite fresco e lhe confere essa acidez aparente. As substâncias responsáveis pela acidez aparente são: os fosfatos e citratos (minerais), a caseína e a albumina(proteína), e gás carbônico dissolvido. O termo acidez aparente não deve ser confundido com a acidez que se forma no leite pelo crescimento de bactérias (acidez real ou verdadeira). A amostras de leite com acidez titulável mais elevada (dentro da faixa normal) podem apresentar, em média os teores de proteína e minerais maiores do que aquelas com acidez titulável menor. Por essa razão, o resultado do teste titulável pode variar de 15 a 18 (ºD).
No teste da acidez titulável, uma substância básica, ou seja alcalina, o hidróxido de sódio, é usado para neutralizar o ácido do leite. Uma substância indicadora(fenolftaleína), é usada para mostrar a quantidade do álcali que foi necessária para neutralizar o ácido do leite. O indicador permanece incolor quando misturado com uma substância ácida, mas adquire coloração rosa em meio alcalino. Portanto, o álcali (NaOH N\9) gasto no teste corresponde a 1oD ou 0,1g de ácido láctico\L.
Alimento utilizado: Leite (Amostra A e B).
Equipamentos:
· Pipeta volumétrica de 10 ml
· Béquer de 100 ml
· Bureta de 25 ml
· Solução de Dornic (Hidróxido de alumínio) = pH alcalino (>7)
· Solução de fenolftaleína a 1%
Metodologia:
1. Transfira, com auxílio de uma pipeta volumétrica, 10 ml da amostra para um béquer de 100 ml
2. Adicione 3 gotas da solução de fenolftaleína.
3. Titule com a solução DORNIC, utilizando bureta de 25 ml ou acidímetro de Dornic, até o aparecimento de uma coloração rósea.
4. Faça a leitura e dê o resultado em graus Dornic.
Resultados:
Amostra A: 1,8 x 10 ml = 18 (está ácido)
Amostra B: 1,1 x 10 ml = 11 (normal)
A faixa de acidez considerada normal deverá ser entre 14ºD até 18ºD.Quanto mais solução DONIC consumida mais ácido está o leite. 
IDENIFICAÇÃO DE FORMALDEÍDO
Definição:
O formol também como formaldeído, metanal de forma molecular H2CO, é um produto obtido mediante a oxidação catalítica do álcool metílico. Sua comercialização é realizada na forma de solução aquosa na proporção de 37% a 50% de formaldeído e 6%a 15% de álcool, este último possui a função como estabilizante para evitar sua tendência à polimerização. É um líquido incolor, de cheiro sufocante, miscível em água, acetona, clorofórmio, benzeno e álcool etílico (IARC et. al, 2004). Nosso corpo produz formaldeído naturalmente em pequenas quantidades, como parte do metabolismo cotidiano, sem causar danos à saúde. Também pode ser encontrado em nossa atmosfera, geralmente em baixo nível, chegando a 0,001 mg/m³em áreas rurais e abaixo de 0,02 mg/m³ em áreas urbanas. A presença de formol na atmosfera deve-se a liberação de substâncias por cigarros, automóveis sem catalisador alimentos, entre outros ramos. Sendo assim, estamos em constante contato com
Fundamento:
O formol é utilizado em fraudes de leite visando paralisar a atividade microbiana, inibindo ou retardando o crescimento de bactérias, ou qualquer alteração causada por enzimas nos alimentos, é utilizado como conservante em alguns tipos de queijos, peixes, carnes. O leite com carga microbiana elevada apresenta pH alterado e, consequentemente, acidez Dornic elevada.
. Alimento utilizado: Leite (Amostra A e B).
Equipamentos:
· Proveta 50ml
· 2 pipetas 5 ml
· Tubo de ensaio grande
Metodologia:
1. Separar 10 ml amostra de leite o tubo de ensaio
2. Adicionar 1 ml de solução de floroglucina 1%
3. Adicionar 2 ml de hidróxido de sódio 10%
4. Agitar
Resultados:
Amostra A = Coloração salmão, indicando fraude
Amostra B = Coloração rósea indicando pouca quantidade de formol
QUALIDADE DE PODUTOS CÁRNEOS
DETERMINAÇÃO DO pH
Definição:
 O pH pode indicar acidez, alcalinidade e neutralidade, onde esses seguintes itens podem ser identificados por uma escala de 0 a 14, indicando 0 acidez, 7 neutro e 14 básico.
A determinação de pH é indicada através da quantidade de íons e hidrogênio existentes em uma amostra e um dos parâmetros mais importantes na determinação de espécies químicas de produtos cárneos.
A proteína quando pH está ácido ou básico, indica sinais de degradação, pois ao está em estado de putrefação os aminoácidos começam a se degradar e a liberar gás sulfídrico e sulfato amônico, responsáveis pelo mau cheiro, ou seja o ideal é que o pH dos produtos cárneos esteja próximo da neutralidade.
 
Fundamentos: 
Determinar as condições ácidas ou básicas da concentração efetiva dos íons de hidrogênio, com objetivo de avaliar a ação microbiana predominante e o potencial e a provável natureza de processos de deterioração em que sofre.
Tipo de alimentos utilizado: Amostras A, B e C –Todas utilizaram carne moída em diferentes estados. 
Equipamentos:
· Balança Analítica 
· Bequer 
· Fita de pH
· Vidro de relógio
Metodologia:
1. Pegue um bequer, tare a balança analítica e pese 2g de amostra (Amostra A= 3,5328 g; Amostra B= 2,2828; Amostra C= 2,3508 g).
2. Transfira a amostra em um vidro relógio, logo após jogue um pouco de água destilada e misture até homogeneizar. 
3. Depois de homogeneizado pouse a fita de pH até ter alguma reação. 
4. Comparar com o padrão. 
Resultados:
Amostra A = Possui escala do pH 5, que indica índice de acidez, ou seja, se encontra em riscos de contaminação.
Amostra B = Possui escala do pH 5, que indica índice de acidez, ou seja, se encontra em riscos de contaminação.
Amostra C = Possui escala do pH 8, que indica índice de alcalinidade, ou seja, se encontra em riscos de contaminação.
REAÇÃO DE PUMBLITO DE SÓDIO
Definição: 
A reação de pumblito de sódio possui a função de avaliar se a presença de gás sulfídrico e sulfato de amônia nos produtos cárneos, pois quando esses gases reagem com o pumblito de sódio apresentam uma coloração escurecida, sinalizando estado de putrefação. 
Fundamentos: 
Está analise poderá avaliar a presença de gás sulfúrico, que condiz com o estado da decomposição de aminoácidos sulfurados que normalmente são liberados nos estágios de decomposição mais avançados, ou seja está reação tem como objetivo avaliar o estado de conservação das carnes.
Tipo de alimentos utilizado: Amostras A, B e C –Todas utilizaram carne moída em diferentes estados.
Equipamentos:
· Balança Analítica
· Espátula 
· Erlenmeyer de 125 Ml
· Pipeta 
· Papel de filtro
· Banho - Maria 
Metodologia:
1. Pegue um recipiente, Tare a balança analítica e pese 10 gramas do produto cárneo. (Foi pesado amostra A, B, e C).
2. Transfira as diferentes amostras em cada erlenmeyer de 125 mL.
3. Feche cada erlenmeyer com dois discos sobrepostos de papel de filtro com auxílio de elástico.
4. Em uma pipeta, embeba a superfície do papel com a solução de pumbito de sódio.
5. Coloque os frascos em banho – maria de modo em que fundo fique dos frascos fiquem a 3 cm acima do nível da água fervente.
6. Aqueça por 10 minutos
Resultados:
Amostra A = Foram observados manchas pretas, sendo com uma coloração mais claras, ou seja, indica que a amostra está em estado de decomposição 
Amostra B = Não apresentou nenhuma coloração. 
Amostra C = Foram observados manchas pretas, sendo com uma coação mais escuro, ou seja, indica que a amostra estáem estado de decomposição. 
 
REAÇÃO DE ÉBER
Definição:
A reação de Éber avalia o estado de conservação das carnes, que ao realizar a análise e ter como o resultado do aparecimento de fumaça branca indica que na amostra ocorreu liberação de sulfeto de amônia, ou seja está em início de decomposição, pois quando a proteína está em estado de putrefação a liberação desse sulfeto.
Fundamentos:
O estado de conservação de produtos cárneos pode ser avaliado atravez da reação de éber para sulfeto de amonia, que indicará o inicio da deradação de proteínas.
Tipo de alimentos utilizado: Amostra B e C - em todos foram utilizado carne moída.
Equipamentos:
· Pipeta 5 mL
· Pera 
· Tubos de ensaio
· Arame de 20 cm de comprimento tipo anzol
· Solução de éber
Metodologia:
1. Pegue um pouco da amostra e coloque em um recipiente, com por exemplo um vidro de relógio, reserve.
2. Em uma pipeta de 5 mL, transfira o reagente éber na pipeta até chegar ao ponto de 5 mL. 
3. Transfira este reagente em um tubo de ensaio.
4. Pegue a amostra reservada e fixe um pedaço de amostra na extremidade de arame tipo anzol. 
5. Introduza o arame tipo anzol com a amostra no tubo de ensaio de modo que não toque nas paredes e superfície do tubo e no reagente. 
 Resultados:
Amostra C = Produto está em estado de decomposição, pois houve a liberação de fumaça, ou seja liberação de sufeto de amônia.
Amostra B = Produto não está em estado de decomposição, pois não houve a liberação de fumaça, ou seja liberação de sufeto de amônia.