Manual de Necropsia De Pequenos Roedores

Prévia do material em texto

Manual de 
Necropsia 
De Pequenos 
Roedores
Grupo: Davi Pitangueira Leite da Silva Cruz
Luana Pineli Bueno
 SUMÁRIO
Qual é a importância de realizar uma necropsia………………...Pg.3
Roedores …………………………………………………………………………..Pg.4
Procedimentos preliminares……………………………………………...Pg.5
Material para necropsia …………………………………………………….Pg.6
Exame externo …………………………………………………………………..Pg.7
Primeira etapa da necropsia……………………………………………...Pg.8
Rins e baço………………………………………………………………………...Pg11.
Coletas pós-morte para histopatologia……………………………...Pg.13
Acessos …………...…………………………………………………………….…..Pg.20
Referências bibliográficas………………………………………………….Pg. 43
Qual é a importância de realizar uma 
necropsia?
Em termos simples, porque a necropsia pode confirmar, refutar, esclarecer, modificar ou 
estabelecer o diagnóstico. Numerosos erros de diagnóstico podem ser evitados ou corrigidos se 
a necropsia for realizada.
Roedores
Roedores é como é chamado os animais da ordem Rodentia. Essa ordem é dividida entre 30 famílias e mais de 2000 
espécies, sendo provavelmente a ordem mais numerosa de mamíferos
Esses animais também se caracterizam pela sua dentição específica uma dentição altamente especializada para roer. 
Todos os roedores possuem um par de incisivos na arcada dentária superior e inferior seguidos por um espaço, o 
diastema, e por um ou mais molares e pré-molares. Nenhum roedor possui mais de quatro incisivos e nenhum roedor 
possui caninos. Seus incisivos não têm raiz e crescem continuamente.
Fig. 1 : Próprio autor 
Crânio de rato 
Rattus norvegicus
Procedimentos Preliminares
● Termo de autorização de necropsia; Antes de qualquer 
procedimento é necessário que o proprietário ou responsável legal 
pelo animal assine um termo de autorização para realização da 
necropsia. 
● Identificação do animal; Coletar dados como, raça, espécie, idade e 
sexo, nome ou número, proprietário ou tutor responsável, e 
quaisquer outros tipos de informações que possam demonstrar 
importancia.
● Histórico; Realizar uma anamnese, histórico clínica e as possíveis 
circunstâncias que levou o animal a óbito. 
Material para Necropsia
Para realizar uma necropsia é necessário:
-bisturi
- pinça anatômica 
- pinça dente de rato 
- tesouras romba romba
-tesoura iris reta 
-material para coleta laboratorial e conservação de peças.
Fig. 2 : Próprio autor
Exame externo 
O primeiro passo para realizar uma necropsia é fazer um exame externo para se avaliar : 
Ectoparasitas , cortes , lacerações , deformidades ósseas , sangue , secreções,alterações no pelo , 
manchas. 
 foto do rato
Fig. 3 : Próprio autor Fig. 4 : Próprio autor
Primeira etapa da 
necropsia
Antes de se iniciar , o animal deverá se manter em 
decúbito dorsal , em seguida deverá realizar um corte 
medial , que se inicia em baixo da junção dos ossos da 
mandíbula e seguir até os órgãos sexuais , onde irá ser 
realizado um corte em formato de círculo em volta do 
órgão sexual 
em seguida deverá realizar o separamento dos musculos 
para os órgãos , abatendo a pele lateralmente, 
disponibilizando uma visão melhor dos órgãos 
em seguida se iniciará o processo de retirada do primeiro 
conjunto, com a exposição da traquéia. 
Fig. 5 : Próprio autor
 Incisão 
inicial
Visualização da musculatura 
abdominal e torácica. 
Fig. 6 : Próprio autor
Fig. 7 : Próprio autor
Fig. 8 . Órgãos abdominais e torácicos no 
rato/camundongo.
Esses órgãos são normalmente visíveis 
quando um animal é aberto pela primeira 
vez (nenhum dos órgãos foi movido para 
expor outros órgãos também presentes 
na cavidade abdominal. 
a) timo, b) coração, c) pulmões, d) 
diafragma, e) fígado, f) intestino delgado, 
g) ceco, h) bexiga urinária.
Usando uma tesoura, faça uma incisão na pele em todo o comprimento do ventrum, do 
ânus ao queixo, refletindo a pele e fazendo uma incisão na parede abdominal, expondo as 
vísceras abdominais, as glândulas salivares e prepuciais / clitorianas e os linfonodos 
cervicais e axilares. Corte a caixa torácica para expor e examinar as vísceras torácicas 
fazendo 2 cortes lateralmente em cada lado da caixa torácica, depois um 
transversalmente, na parte superior do esterno, para abrir um espaço largo o suficiente 
para examinar completamente todos os lobos do pulmão
Examine a aparência da estrutura musculoesquelética.
Avalie todos os órgãos quanto a anormalidades. Encontre e identifique especificamente o 
coração e os pulmões na cavidade torácica. 
Rins e Baço
Encontre e identifique especificamente o fígado, rins e baço na cavidade abdominal. 
Observe todas as mudanças de cor, diferenças de tamanho e órgãos ausentes ou 
localizados incorretamente. Observe a consistência das superfícies, qualquer tecido 
adicional (por exemplo, massas), bolsas de fluido ou a presença de fluido nas cavidades 
abdominais / torácicas
Observe se há conteúdo ou falta de conteúdo no trato gastrointestinal, com atenção especial 
para paredes espessas, massas e / ou hemorragia. Faça uma incisão nos rins (seção longitudinal 
esquerda, seção transversal direita, na linha média, mas fora do centro) com um bisturi ou lâmina 
de barbear para verificar o parênquima quanto a qualquer anormalidade. Verifique o mesentério 
para nódulos linfáticos aumentados e / ou massas.
Examine o sistema urogenital, procurando bloqueios, bolsas de fluido, hemorragia ou outras 
anormalidades.
Coleta pós-morte de coração, fígado, rins e 
baço para histopatologia
● Reúna o (s) recipiente (s) rotulado (s) de tamanho apropriado, cheios com uma quantidade 
adequada de formalina tamponada neutra a 10% (NBF). Ajuste a quantidade de NBF a 
10% para obter uma proporção de 20: 1 de fixador para tecido.
● Coloque o mouse ou a carcaça do rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação 
limpa ou superfície de trabalho semelhante e exponha o tecido de interesse.
● Remova o tecido da carcaça usando uma pinça e uma tesoura.
● O tecido deve ser bem aparado para remover a gordura e o tecido conjuntivo 
desnecessário. O tecido deve estar limpo de sangue; use solução salina normal (ou 
fisiológica) para enxaguar conforme necessário. Nunca use água destilada ou da torneira 
para enxaguar os lenços.
● Coloque o lenço no recipiente de NBF a 10%.
Coleta pós-morte e perfusão do tecido 
pulmonar
● Reúna o (s) recipiente (s) rotulado (s) de tamanho apropriado, preenchidos com uma 
quantidade adequada de NBF a 10%. Ajuste a quantidade de NBF a 10% para obter uma 
proporção de 20: 1 de fixador para tecido.
● Coloque a carcaça do rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou 
superfície de trabalho semelhante.
● Exponha a traqueia, o coração e os pulmões.
● Usando uma tesoura e uma pinça, remova a pele e os músculos que recobrem as regiões 
ventral torácica e cervical.
● Usando uma tesoura e uma pinça, remova a caixa torácica expondo o coração e os 
pulmões, fazendo 2 cortes laterais de cada lado da caixa torácica e, em seguida, um 
transversal perto da clavícula para abrir um espaço largo o suficiente para examinar 
completamente todos os lobos do pulmão.
● Corte os músculos do pescoço que se estende do esterno e costelas até a mandíbula, 
incluindo aqueles que cobrem a traquéia.
● Insira uma tesoura abaixo da borda anterior da caixa torácica e faça 2 cortes, um de 
cada lado, para remover a seção do osso que recobre a traquéia.
● Segure a traqueia perto da mandíbula com uma pinça e corte completamente a 
traqueia com uma tesoura colocada acima da pinça
● Puxe suavemente a traquéia para cima usando a pinça, cortando as conexões do 
tecido ventral com uma tesoura até que todo o conjunto de tecidos torácicos 
(traqueia, pulmões e coração; isso às vezes é chamado de "arrancada") tenha sido 
removido do corpo.
● Coloque os pulmões na superfície de trabalho.
● Amarre frouxamente um pedaço de material de suturaou barbante de cozinha ao 
redor da traquéia, tomando cuidado para não apertar.
● Encha uma seringa com fixador e coloque uma agulha pequena o suficiente para 
entrar na traqueia. Para ratos, uma seringa de 1ml ou 3ml com uma agulha de calibre 
26 funciona bem. Para ratos, uma seringa de 5ml com uma seringa de calibre 18 
funciona bem.
● Insira a agulha na abertura da traquéia e use uma pinça para segurar a traqueia ao 
redor da agulha. Comece enchendo lentamente os pulmões com fixador.
● Encha os pulmões até que estejam totalmente inflados. Não encha demais ou de 
menos. A quantidade de fixador necessária para inflar totalmente os pulmões varia 
de acordo com a idade, o esforço e a saúde do animal.
● O excesso de inflação é detectado pela infiltração e formação de espuma de fluido 
do tecido pulmonar.
● A sub insuflação é detectada por pulmões que parecem planos e não cheios em 
todas as áreas.
● Remova a agulha da traqueia.
● Aperte o material de sutura ou fio que envolve a traquéia para evitar o refluxo do 
fixador para fora dos pulmões.
● Coloque os pulmões inflados no fixador usando uma proporção aproximada de 20: 
1 do fixador para o tecido.
 Língua e. Traquéia 
Fig. 9. abertura da 
musculatura e exposição das 
vísceras, pulmões e coração. 
Fig 10. Remoção do bloco respiratório.
Fig. 9 : Próprio autor
Fig. 10 : Próprio 
autor
●
Língua
Traquéia
Pulmões
Coração
Fig. 11. Bloco respiratório.
Fig. 11 : Próprio autor
Coleta pós-morte de aspirado respiratório
● Reúna os suprimentos necessários - pipeta estéril, tesouras e fórceps estéreis, soluções 
estéreis para serem lavadas pelo trato respiratório e uma placa de dissecação limpa ou 
superfície de trabalho semelhante.
● Coloque o mouse sacrificado ou carcaça de rato em decúbito dorsal na placa de 
dissecação.
● Para aspirado brônquico em ratos, acesse o trato respiratório por meio da traqueia. Para 
aspirado nasal em ratos, acessar pela traqueia ou pelo meato nasofaríngeo. Para aspirados 
brônquicos ou nasais em camundongos, acesse o trato respiratório através do meato 
nasofaríngeo.
● Se os aspirados nasal e brônquico forem necessários, realize primeiro o aspirado 
brônquico. Realize aspirado nasal usando uma nova pipeta estéril.
Acesso traqueal (método recomendado para 
ratos):
● Refletir a pele da área cervical para expor o tecido subcutâneo.
● Remova as glândulas salivares e a musculatura cervical para expor a traqueia.
● Usando instrumentos esterilizados, faça uma incisão na traquéia para permitir o acesso ao 
lúmen. Manter assepsia durante a coleta
● Coloque aproximadamente 1ml de fluido de amostragem em uma pipeta estéril. Pode ser 
solução salina normal, solução salina tamponada com fosfato ou caldo de tripticase de 
soja.
Acesso ao meato nasofaríngeo (aspirado nasal e aspirado 
brônquico, método recomendado para camundongos 
devido ao menor tamanho da traqueia):
● Este procedimento pode ser realizado tanto para o aspirado nasal quanto para o aspirado 
brônquico.
● Usando instrumentos esterilizados a chama ou autoclavados, corte a articulação 
temporomandibular (mandíbula) e rebata a mandíbula para longe da maxila, expondo o 
meato nasofaríngeo. Manter assepsia durante a coleta
● Coloque aproximadamente 1ml de fluido de amostragem em uma pipeta estéril. Pode ser 
solução salina normal, solução salina tamponada com fosfato ou caldo de tripticase de 
soja.
Aspirado brônquico:
● Insira assepticamente a pipeta no lúmen traqueal, dirigida caudalmente, e injete 
lentamente o fluido de amostragem nos brônquios e no pulmão. Retire a amostra de fluido 
dos brônquios e pulmões para a pipeta e remova a pipeta da traqueia. Nem todo o fluido 
retorna para a pipeta. Repita se mais fluido for necessário para o teste.
● Transfira assepticamente a amostra para um meio ou recipiente apropriado para teste.
Aspirado nasal:
● Insira assepticamente a pipeta no meato nasofaríngeo (camundongos) ou no lúmen 
traqueal (ratos), direcionada cranialmente, e injete lentamente o fluido de amostragem na 
cavidade nasal.
● Certifique-se de que a cavidade nasal é alcançada pelo contato do palato nasal com a 
ponta da pipeta, ou pela observação de fluido forçado para dentro da cavidade, visto 
como meniscos se formando no orifício nasal (narinas) ou como fluido visível através do 
palato oral translúcido. O fluido não deve ser visto saindo pela boca. Nesse caso, reoriente 
a pipeta.
● Retire o fluido de amostragem da cavidade nasal para a pipeta e remova a pipeta do meato 
ou traquéia.
● Transfira assepticamente a amostra para um meio ou recipiente apropriado para teste.
Coleta pós-morte de aspirado respiratório
● Reúna os suprimentos necessários - pipeta estéril, tesouras e fórceps estéreis, soluções 
estéreis para serem lavadas pelo trato respiratório e uma placa de dissecação limpa ou 
superfície de trabalho semelhante.
● Coloque o mouse sacrificado ou carcaça de rato em decúbito dorsal na placa de 
dissecação.
● Para aspirado brônquico em ratos, acesse o trato respiratório por meio da traqueia. Para 
aspirado nasal em ratos, acessar pela traqueia ou pelo meato nasofaríngeo. Para aspirados 
brônquicos ou nasais em camundongos, acesse o trato respiratório através do meato 
nasofaríngeo.
● Se os aspirados nasal e brônquico forem necessários, realize primeiro o aspirado 
brônquico. Realize aspirado nasal usando uma nova pipeta estéril.
Acesso traqueal (método recomendado para 
ratos):
● Refletir a pele da área cervical para expor o tecido subcutâneo.
● Remova as glândulas salivares e a musculatura cervical para expor a traqueia.
● Usando instrumentos esterilizados, faça uma incisão na traquéia para permitir o acesso ao 
lúmen. Manter assepsia durante a coleta
Acesso ao meato nasofaríngeo (aspirado nasal e 
aspirado brônquico, método recomendado para 
camundongos devido ao menor tamanho da traqueia):
● Este procedimento pode ser realizado tanto para o aspirado nasal quanto para o aspirado 
brônquico.
● Usando instrumentos esterilizados a chama ou autoclavados, corte a articulação 
temporomandibular (mandíbula) e rebata a mandíbula para longe da maxila, expondo o 
meato nasofaríngeo. Manter assepsia durante a coleta
Aspirado brônquico:
● Coloque aproximadamente 1ml de fluido de amostragem em uma pipeta estéril. Pode ser 
solução salina normal, solução salina tamponada com fosfato ou caldo de tripticase de 
soja.
● Insira assepticamente a pipeta no lúmen traqueal, dirigida caudalmente, e injete 
lentamente o fluido de amostragem nos brônquios e no pulmão. Retire a amostra de fluido 
dos brônquios e pulmões para a pipeta e remova a pipeta da traqueia. Nem todo o fluido 
retorna para a pipeta. Repita se mais fluido for necessário para o teste.
● Transfira assepticamente a amostra para um meio ou recipiente apropriado para teste.
Aspirado nasal:
● Coloque aproximadamente 1ml de fluido de amostragem em uma pipeta estéril. Pode ser 
solução salina normal, solução salina tamponada com fosfato ou caldo de tripticase de 
soja.
● Insira assepticamente a pipeta no meato nasofaríngeo (camundongos) ou no lúmen 
traqueal (ratos), direcionada cranialmente, e injete lentamente o fluido de amostragem na 
cavidade nasal.
● Certifique-se de que a cavidade nasal é alcançada pelo contato do palato nasal com a 
ponta da pipeta, ou pela observação de fluido forçado para dentro da cavidade, visto 
como meniscos se formando no orifício nasal (narinas) ou como fluido visível através do 
palato oral translúcido. O fluido não deve ser visto saindo pela boca. Nesse caso, reoriente 
a pipeta.
● Retire o fluido de amostragem da cavidade nasal para a pipeta e remova a pipeta do meato 
ou traquéia.
● Transfira assepticamente a amostra para um meio ou recipiente apropriado para teste.
Coleta pós-morte de vísceras e sistema 
reprodutor
1. Uma vez que o diafragma esteja livre da caixa torácica, empurre as vísceras abdominais 
para um lado para acessaros vasos sanguíneos e o tecido que prendem o fígado à parede 
dorsal do corpo. Deslize a tesoura cuidadosamente por baixo do fígado / estômago e baço 
e por cima dos rins para cortar a parte superior das vísceras.
2. Os intestinos e órgãos associados podem ser removidos da carcaça cortando o cólon terminal 
(que geralmente contém pelotas fecais) o mais próximo possível da pelve
3. Em ratos machos, os testículos podem ser removidos do saco escrotal para melhorar a 
fixação, puxando suavemente o coxim adiposo associado
4. Para garantir que o cérebro está fixo, a pele deve ser removida do topo da cabeça e uma 
tesoura forte deve ser usada para cortar o crânio entre as órbitas. Os olhos são retidos no 
crânio no momento da necropsia com essa técnica. A fixação com formalina é adequada para 
fins diagnósticos.
5. A carcaça (com os órgãos retidos) e os órgãos intestinais devem ser submersos em um 
excesso de formalina 10: 1 em um recipiente corretamente rotulado.
Fig 12. Abertura dos principais órgãos na necropsia. 
(a – b) Ilustração da abordagem das cavidades 
abdominal e torácica. (c – e) Demonstração da 
remoção dos intestinos.
Fig 13. (a) Demonstração do uso de 
tração suave para expor os testículos 
na necropsia. (b) Ilustração do corte 
que deve ser feito para permitir que o 
fixador entre na cavidade craniana.
Fig 14. Órgãos abdominais e 
retroperitoneais no rato. 
Se os intestinos e o fígado forem 
elevados e movidos (ou removidos), 
esses órgãos podem ser vistos. a) 
fígado (para referência), b) 
intestinos (para referência), c) 
estômago, d) baço, e) rins, f) cólon 
descendente, g) útero.
Fig 15. Órgãos 
reprodutores masculinos. 
Estes podem ser maiores 
em machos maiores e 
sexualmente maduros. a) 
vesículas seminais e 
glândulas coagulantes, b) 
testículos (empurrados 
para a cavidade abdominal 
do escroto através dos 
anéis inguinais, que 
permanecem abertos em 
camundongos e ratos), c) 
bexiga urinária, d) glândulas 
prepuciais, e) epidídimo.
Fig 16. Órgãos reprodutores 
femininos.
 a) útero não grávido 
(camundongos e ratos têm 
útero bicorno) b) ovário, 
enterrado em uma almofada 
de gordura ovariana, c) 
bexiga urinária, d) glândulas 
clitorianas (análogas às 
glândulas prepuciais 
masculinas).
Fig 17. 
Sistema 
urinário.
Fig 18. 
Sistema 
digestivo.
Fig. 17 : 
Próprio autor
Fig. 18 : 
Próprio 
autor
Fig 20. Sistema 
reprodutivo 
masculino.
Fig 19. 
Anatomia após 
remoção do 
sistema 
urogenital do 
rato.
Fig. 19 : 
Próprio 
autor
Fig. 20 : 
Próprio 
autor
Coleta de cérebro pós-morte
● Reúna o (s) recipiente (s) rotulado (s) de tamanho apropriado, preenchidos com uma 
quantidade adequada de NBF a 10%. Ajuste a quantidade de NBF a 10% para obter uma 
proporção de 20: 1 de fixador para tecido.
● Coloque o mouse sacrificado ou carcaça de rato em decúbito ventral em uma placa de 
dissecação limpa ou superfície de trabalho semelhante.
● Usando uma tesoura e uma pinça, remova a pele e o músculo que recobre a calvária.
● Usando uma tesoura remova a cabeça completamente da carcaça.
● Usando uma tesoura pequena, insira a lâmina inferior no forame magno, a abertura onde o 
crânio se abre para o canal espinhal, e mantendo as pontas da tesoura apontadas para 
cima, comece a cortar diretamente para cima e através da linha média da calvária.
● Usando uma pinça, rebata ambas as metades da calvária expondo o cérebro.
● Quando possível, coloque o cérebro exposto no fixador enquanto ainda está no crânio. 
Isso permitirá que o tecido fique firme antes de ser removido do crânio, se necessário. 
Muitos patologistas preferem que seções sejam cortadas do cérebro enquanto ainda 
estão no crânio.
● Inverta suavemente o crânio para que a gravidade ajude o tecido a cair do crânio.
● Usando uma pinça curva, deslize cuidadosamente a pinça ao longo da borda externa do 
cérebro e sob o cérebro, começando nos lobos olfativos, movendo-se sob o cérebro e em 
direção ao cerebelo. Aperte suavemente com a pinça qualquer tecido conjuntivo ou 
nervos que impeçam o cérebro de cair do crânio.
● Coloque o cérebro no fixador usando uma proporção aproximada de 20: 1 de tecido para 
fixador.
Coleta pós-morte dos linfonodos 
mesentéricos (MLN)
● A coleta de tecido para análise de PCR deve ser feita por meio de técnica asséptica. 
Devem ser usados instrumentos esterilizados por chama, autoclavados ou esterilizados 
de forma equivalente.
● Monte tubos Eppendorf estéreis e tesouras e pinças estéreis.
● Coloque o mouse sacrificado ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de 
dissecação limpa ou superfície de trabalho semelhante.
● Usando uma tesoura esterilizada e uma pinça, faça uma incisão na parede abdominal 
ventral desde a área genital até a base da caixa torácica, removendo pele e músculo e 
expondo os intestinos.
● Os MLN estão localizados na cavidade abdominal no tecido mesentérico ao longo do 
cólon, imediatamente adjacente ao ceco.
● Para localizar o MLN, primeiro localize o ceco, que é a grande seção do intestino em forma 
de vírgula. O cólon estende-se desde o ceco e muitas vezes pode ser identificado pela 
presença de pelotas fecais. Os MLN estão localizados no mesentério ao longo do cólon 
adjacente ao ceco. Ele pode ser identificado como um pequeno nódulo de tecido amarelo, 
oval ou esférico no tecido mesentérico branco e geralmente é ligeiramente mais espesso e 
de textura mais firme do que o mesentério e a gordura circundantes. Use livros de 
anatomia conforme necessário para orientação.
● Usando técnica asséptica e instrumentos estéreis, remova o MLN e coloque em um tubo 
Eppendorf rotulado com informações de identificação.
Coleta pós-morte dos linfonodos 
mesentéricos (MLN)
● A coleta de tecido para análise de PCR deve ser feita por meio de técnica asséptica. 
Devem ser usados instrumentos esterilizados por chama, autoclavados ou esterilizados 
de forma equivalente.
● Monte tubos Eppendorf estéreis e tesouras e pinças estéreis.
● Coloque o mouse sacrificado ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de 
dissecação limpa ou superfície de trabalho semelhante.
● Usando uma tesoura esterilizada e uma pinça, faça uma incisão na parede abdominal 
ventral desde a área genital até a base da caixa torácica, removendo pele e músculo e 
expondo os intestinos.
● Os MLN estão localizados na cavidade abdominal no tecido mesentérico ao longo do 
cólon, imediatamente adjacente ao ceco.
● Para localizar o MLN, primeiro localize o ceco, que é a grande seção do intestino em forma 
de vírgula. O cólon estende-se desde o ceco e muitas vezes pode ser identificado pela 
presença de pelotas fecais. Os MLN estão localizados no mesentério ao longo do cólon 
adjacente ao ceco. Ele pode ser identificado como um pequeno nódulo de tecido amarelo, 
oval ou esférico no tecido mesentérico branco e geralmente é ligeiramente mais espesso e 
de textura mais firme do que o mesentério e a gordura circundantes. Use livros de 
anatomia conforme necessário para orientação.
● Usando técnica asséptica e instrumentos estéreis, remova o MLN e coloque em um tubo 
Eppendorf rotulado com informações de identificação.
PARKINSON, Christina M. et al. Necropsia diagnóstica e tecido selecionado e coleta de amostra em 
ratos e camundongos. JoVE (Journal of Visualized Experiments) , n. 54, pág. e2966, 2011.
SCUDAMORE, Cheryl L. Um guia prático para a histologia do camundongo . John Wiley & Sons, 
2014.
SCUDAMORE, Cheryl L .; BUSK, Naomi; VOWELL, Kate. Uma técnica de necropsia simplificada para 
ratos: aproveitando ao máximo as mortes não programadas. Animais de laboratório , v. 48, n. 4, pág. 
342-344, 2014.
FELDMAN, Donald B.; SEELY, John Curtis. Necropsy Guide: rodents and the rabbit. CRC Press, 
1988. 
Referências Bibliográficas
Links de acesso
https://books.google.com.br/books?hl=pt-BR&lr=&id=YF5IAgAAQBAJ&oi=fnd&pg=PR9&dq=
info:nBvDzFMOffMJ:scholar.google.com/&ots=kcsfw-0zJW&sig=iHlRGvQ9U8C1IJkPFAzpY
b2WYBo#v=onepage&q&f=false
https://journals.sagepub.com/doi/full/10.1177/0023677214536555https://books.google.com.br/books?hl=pt-BR&lr=&id=IbRKHoybrRUC&oi=fnd&pg=PA8&dq=i
nfo:ESUG23oknNUJ:scholar.google.com/&ots=gDHzrXOU-K&sig=0Z26CCqT4cBHQFRCQyc
HO88Z7iE#v=onepage&q&f=false
https://www.jove.com/t/2966/diagnostic-necropsy-selected-tissue-sample-collection-rats
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DYF5IAgAAQBAJ%26oi%3Dfnd%26pg%3DPR9%26dq%3Dinfo:nBvDzFMOffMJ:scholar.google.com/%26ots%3Dkcsfw-0zJW%26sig%3DiHlRGvQ9U8C1IJkPFAzpYb2WYBo%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915049000&usg=AOvVaw2ZhrCy3LAYRnrtqDMjas9H
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DYF5IAgAAQBAJ%26oi%3Dfnd%26pg%3DPR9%26dq%3Dinfo:nBvDzFMOffMJ:scholar.google.com/%26ots%3Dkcsfw-0zJW%26sig%3DiHlRGvQ9U8C1IJkPFAzpYb2WYBo%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915049000&usg=AOvVaw2ZhrCy3LAYRnrtqDMjas9H
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DYF5IAgAAQBAJ%26oi%3Dfnd%26pg%3DPR9%26dq%3Dinfo:nBvDzFMOffMJ:scholar.google.com/%26ots%3Dkcsfw-0zJW%26sig%3DiHlRGvQ9U8C1IJkPFAzpYb2WYBo%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915050000&usg=AOvVaw2nFHnMG36rzaDg1T0kKEcR
https://www.google.com/url?q=https://journals.sagepub.com/doi/full/10.1177/0023677214536555&sa=D&ust=1605051915050000&usg=AOvVaw0Wv862H6RQhRLL0fg7xvVR
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DIbRKHoybrRUC%26oi%3Dfnd%26pg%3DPA8%26dq%3Dinfo:ESUG23oknNUJ:scholar.google.com/%26ots%3DgDHzrXOU-K%26sig%3D0Z26CCqT4cBHQFRCQycHO88Z7iE%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915050000&usg=AOvVaw1Hs8KdYVwGUWFXxOthL3r_
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DIbRKHoybrRUC%26oi%3Dfnd%26pg%3DPA8%26dq%3Dinfo:ESUG23oknNUJ:scholar.google.com/%26ots%3DgDHzrXOU-K%26sig%3D0Z26CCqT4cBHQFRCQycHO88Z7iE%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915051000&usg=AOvVaw0scjDywot6klRaJ6Fkzcne
https://www.google.com/url?q=https://books.google.com.br/books?hl%3Dpt-BR%26lr%3D%26id%3DIbRKHoybrRUC%26oi%3Dfnd%26pg%3DPA8%26dq%3Dinfo:ESUG23oknNUJ:scholar.google.com/%26ots%3DgDHzrXOU-K%26sig%3D0Z26CCqT4cBHQFRCQycHO88Z7iE%23v%3Donepage%26q%26f%3Dfalse&sa=D&ust=1605051915051000&usg=AOvVaw0scjDywot6klRaJ6Fkzcne
https://www.google.com/url?q=https://www.jove.com/t/2966/diagnostic-necropsy-selected-tissue-sample-collection-rats&sa=D&ust=1605051915051000&usg=AOvVaw05Z3eEw7EG0U43A3NE-TbB