POP´S ESTAGIO

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CENTRO UNIVERSITÁRIO CAMPO REAL
JOICY KAROLINY PACHECO
MANUAIS/POP´s
TRABALHO APRESENTADO NA MATERIA DE ESTAGIO, PARA OBTENÇÃO DE NOTA PARCIAL BIMENTRAL, PARA O PROFESSOR RENAN GARCIA MICHEL.
2020
GUARAPUAVA
Manuais/POP´s
1. Sangue
· MATERIAIS
· Água, sabão e papel toalha; 
· Bandeja; 
· Etiqueta para identificação e caneta; 
· Luvas de procedimento; 
· Garrote, bolas de algodão, gluconato de clorexidina alcoólica 0,5%; 
· Seringa de 10ml com agulha 30X7mm com dispositivo de segurança ou dispositivo de coleta de sangue a vácuo (trata-se de um adaptador de coleta de sangue a vácuo, com agulha distal acoplada para a transferência do sangue diretamente para o tubo, sem a necessidade de manuseio do sangue e abertura do tubo); 
· Frascos para condicionamento da amostra devidamente identificado; 
· Pedido do exame; 
· Prontuário do paciente.
· ETAPAS DO PROCEDIMENTO
· Lavar as mãos com água e sabão e secar com papel toalha;
· Reunir o material necessário numa bandeja; 
· Fazer o rótulo do frasco de coleta, com nome completo do paciente, número do prontuário, leito hospitalar e data; 
· Conferir o nome completo do paciente; 
· Explicar ao paciente e ao acompanhante o procedimento; 
· Levar a bandeja até o paciente; 
· Posicionar o paciente de modo a facilitar a localização da veia para punção; 
· Calçar as luvas de procedimento; 
· Solicitar que o paciente feche a mão; 
· Instalar o garrote, aproximadamente há 4 cm acima do local escolhido para coleta de sangue; 
· Proceder a antissepsia da pele com gluconato de clorexidina alcoólica 0,5%; 
· Aplicar o antisséptico com algodão em sentido “caracol” do centro para periferia, trocar o algodão a cada antissepsia do local, esperar secar; 
· Introduzir a agulha no local escolhido com o bisel posicionado para cima; 
· Aspirar a quantidade de sangue necessária para o (s) exame (s) a serem realizado (s) ou; 
· Introduzir a agulha do dispositivo a vácuo com o bisel posicionado para cima, observar o preenchimento por sangue venoso e acoplar o frasco (tubos específicos para coleta laboratorial) diretamente no dispositivo a vácuo e aguardar o preenchimento até a linha específica da amostra desejada; 
· Soltar o garrote e solicitar ao cliente que abra a mão; 
· Comprimir o local da punção sem dobrar o braço do cliente, solicitando que o mesmo continue a comprimir por mais dois ou três minutos; 
· Colocar o sangue nos frascos, deixando que o sangue escorra lentamente pelas paredes dos mesmos; 
· Movimentar o tubo lentamente para homogenizar seu conteúdo, caso tenha anticoagulante; 
· Recolher o material, desprezando a agulha e a seringa na caixa de descarte para perfuro cortante e os demais encaminhar ao expurgo e desprezar em saco de lixo branco; 
· Não reencapar a agulha; 
· Retirar as luvas de procedimento; 
· Deixar o paciente confortável e a mesa de cabeceira em ordem; 
· Higienizar as mãos com água e sabão e secar com papel toalha; 
· Realizar as anotações de enfermagem no prontuário; 
· Enviar o material ao laboratório juntamente com o pedido, o mais rápido possível; 
· Proceder a higienização da bandeja com água e sabão, secar e guardar elocal apropriado. 
2. Fezes
· PROCEDIMENTO DE COLETA DE FEZES
· Protoparasitológico: Para a coleta do material, utilizar frascos com conservante (por exemplo, COPROTEST ou PARATEST) que são sistemas integrados para coleta com conservante e transporte de material fecal. Esses sistemas, após a adição da amostra biológica (fezes) mantêm as formas parasitárias íntegras e bem preservadas, em temperatura ambiente por, pelo menos, trinta dias (4 semanas). Recomenda-se que o exame seja feito em até 10 dias após a adição da amostra fecal no líquido diluente/conservante.
· ORIENTAÇÕES NECESSÁRIAS:
· Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os patógenos estão usualmente presentes em maior número e preferencialmente, antes da antibioticoterapia.
· PROCEDIMENTO:
· Coletar as fezes e colocar em um frasco contendo salina glicerinada tamponada, fornecido pelo laboratório, uma quantidade equivalente a uma colher de sobremesa. Preferir sempre as porções mucosas e sanguinolentas;
· Anotar o horário da coleta; 
· Se a amostra não for entregue no laboratório em até uma hora após a coleta, conservar em geladeira a 4ºC, no máximo por um período de 12 horas. 
· Identificar o material com todas as informações padronizadas e enviar ao laboratório o mais rápido possível juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida. 
· PESQUISA DE SANGUE OCULTO:
· Também conhecida por sangue oculto e sangue nas fezes. É um exame que representa uma alternativa não invasiva, de baixo custo, fácil operacionalidade e boa efetividade na investigação de sangramentos causados por doenças gastrointestinais. Portanto, é um exame útil no rastreamento do câncer colorretal ou de seus precursores benignos, os pólipos, mesmo em indivíduos sem qualquer sintoma.
· PREPARO DO PACIENTE:
· Não precisa de dieta específica para coleta das fezes; 
· Coletar as fezes durante três dias consecutivos ou a critério médico;
· Coletar uma pequena porção de fezes frescas, sem uso de substâncias laxativas e sem contaminação da urina;
· Coletar em frascos de boca larga com tampa de rosca; 
· Encaminhar ao laboratório no mesmo dia, ou no máximo, até o dia seguinte, desde que conservado em geladeira; 
· Não se deve adicionar substâncias conservantes à amostra de fezes. 
· Restrições à pesquisa de sangue oculto: este exame não deve ser realizado em pacientes com sangramento visível, com suspeita de câncer colorretal, com idade inferior a 40 anos, já rastreado por colonoscopia ou com resultado de pesquisa positiva na expectativa de um novo teste negativo.
· MÉTODOS
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES – MÉTODO DIRETO OU EXAME A FRESCO
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento). Microscópio 
· Palito 
· Solução Salina fisiológica 
· Lâmina
· MIF
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento). 
· Microscópio 
· Cálice 250 ml 
· Bastão de vidro 
· Gaze ou Parasitofiltro 
· Pipeta 
· Lâmina 
· Lugol
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES: MÉTODO DE BAERMAN-MORAES
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento).
· Microscópio 
· Cálice 250 ml 
· Bastão de vidro 
· Gaze 
· Funil 
· Espátula 
· Mangueira de Borracha 
· Tubo de ensaio pequeno 
· Pipeta 
· Lâmina 
· Lugol
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES: MÉTODO DE KATO-KATZ
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento). 
· Microscópio 
· Tela de 200m 
· Palito 
· Lâmina 
· Papel celofane embebido em solução de verde de malaquita
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES: MÉTODO DE FAUST
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento). 
· Microscópio 
· Gaze 
· Centrífuga 
· Sulfato de zinco a 33% 
· Alça de platina 
· Lâmina 
· Lamínula 
· Lugol
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES: MÉTODO DE WILLIS
· Fezes formadas frescas, refrigeradas ou formalizadas 
· Microscópio 
· Cálice 250 ml 
· Sal (NaCl) 
· Água destilada 
· Bastão de vidro 
· Frasco Borrel 
· Lâmina 
· Lugol
· EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES: MÉTODO DE SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA - HPJ (HOFFMAN, PONS E JANER)
· Equipamento de proteção individual (máscara cirúrgica, óculos de proteção e luva de procedimento). 
· Microscópio 
· Cálice 250 ml 
· Bastão de vidro 
· Gaze ou Parasitofiltro 
· Pipeta 
· Lâmina 
· Lugol
3. URINA
· CONCEITO
· É o ato de realizar coleta de urina para urocultura ou análise bioquímica.
· MATERIAIS NECESSÁRIOS
· Água, sabão e papel toalha; 
· Bandeja, etiqueta para identificação; 
· Luvas de procedimento, bolas de algodão, solução de clorexidina alcoólica 0,5%;
· - Seringa de 20ml e agulha 30X7mm, frasco de boca larga e frasco tipo tubo de ensaio para condicionamento da amostra devidamente identificado; 
· Pedido do exame; 
· Prontuário do paciente.
· ETAPAS DO PROCEDIMENTO· Coleta de urina para Urocultura ou Análise bioquímica
· Higienizar as mãos com água e sabão. 
· Reunir o material necessário em uma bandeja; 
· Identificar o frasco com o nome completo do paciente, número do prontuário ou registro, leito hospitalar, local da coleta, data e hora da coleta; 
· Conferir o nome do paciente; 
· Explicar ao paciente e ao acompanhante o procedimento; 
· Levar a bandeja até o cliente; 
· Colocar biombo e/ou fechar a porta do quarto; 
· Calçar as luvas de procedimento; 
· Realizar a higiene íntima do paciente com gluconato de clorexidina degermante a 4%; 
· Desprezar o primeiro jato; 
· Coletar urina de jato médio (cerca de 10 ml) diretamente em frasco estéril de boca larga; 
· Repassar a urina para o frasco tipo tubo de ensaio; 
· Recolher o material utilizado; 
· Retirar as luvas de procedimento; 
· Deixar o paciente em posição confortável; 
· Realizar as anotações de enfermagem no prontuário; 
· Enviar o material ao laboratório juntamente com o pedido, o mais rápido possível; 
· Lavar a bandeja com água e sabão, secar e guardar em local apropriado.
· Recomendações
· A coleta deve seguir técnica asséptica rigorosa, evitando contaminação da urina com a microbiota da genitália. 
· O ideal é a coleta da primeira urina da manhã e, se isto não for possível, realizar a coleta no mínimo 2 a 3 horas após a última micção. 
· Para a coleta de urina para análise bioquímica, o frasco do laboratório não precisa ser estéril. 
· Em crianças, recomenda-se o uso de saco coletor após higienização da genitália pelo tempo máximo de 30 minutos, caso a criança não urine, repetir a higienização e colocar novo saco coletor. 
· Identificar a forma de coleta da urina possibilitará a análise adequada do crescimento microbiano na cultura. 
· Coletar amostra, sempre que possível, antes da antibioticoterapia. 
· Enviar amostra ao laboratório o mais breve possível. 
· Em situações onde o próprio paciente irá realizar a coleta, instruir de maneira clara o paciente e certificar-se de que ele entendeu suas orientações.
· SEDIMENTOSCOPIA
· Esta é a ultima etapa da urinálise e é uma das mais importantes, pois fornece informações diferentes das situações do organismo, como: metabolismo dos açucares, função hepática e função renal. Estas informações são obtidas através dos exames químicos e microscópicos.
· A finalidade da sedimentoscopia é detectar e identificar elementos como hemácias, leucócitos, cilindros, células epiteliais, bactérias, leveduras, parasitas, muco, espermatozoides, cristais, etc.
4. Hematologia
· Preparo das amostras de sangue
· FRACIONAMENTO DE SANGUE:
· São procedimentos técnicos que utilizam uma centrífuga para separação da parte líquida do sangue (soro e/ou plasma) das hemácias. Posteriormente, apenas com auxílio de micropipetas, faz-se a separação do material desejado.
· RECOMENDAÇÕES DA SEQUÊNCIA DOS TUBOS A VÁCUO NA COLETA DE SANGUE VENOSO DE ACORDO COM O CLSI:
· Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo;
· Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo.
· SEQUÊNCIA DE COLETA DE SANGUE EM TUBOS PLÁSTICOS:
· Frascos para hemocultura;
· Tubos com citrato (tampa azul claro); 
· Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa vermelha ou amarela); 
· Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde); 
· Tubos com EDTA (tampa roxa); 
· Tubos com fluoreto (tampa cinza).
· CONTAGEM TOTAL
· Método experimental/procedimento
· Amostra- Sangue total obtido livre de hemólise em tubo de coleta contendo EDTA
· Materiais Utilizados
· Tubo de ensaio para coleta à vácuo (EDTA) 
· Seringas com agulha (5 mL) 
· Garrote para coleta 
· Algodão 
· Luvas 
· Bandagem de Proteção pós Coleta 
· Câmara de Neubauer. 
· Pipeta de 1000µL 1
· Pipeta de 20µL 1
· Ponteiras para pipetas de 1000µL 
· Ponteiras para pipetas de 20µL 
· Tubo de Ensaio (5mL) 
· Microscópios
· REAGENTES/INSUMOS
· Frasco de Álcool 70% 
· Solução diluidora de Hayem
· PROCEDIMENTO TÉCNICO
· Pipetar 4,0mL da solução diluidora de Hayem no tubo; 
· Com micropipeta aspirar 20µL de sangue com EDTA. Limpar sua parede externa com papel de filtro, externamente o volume. 
· Transferir os 20µL de sangue para o tubo com solução diluidora, lavando com ele o interior da pipeta por aspiração e expulsão do líquido. A diluição é de 1:200. 
· Agitar por inversão 2 minutos, no máximo. 
· Encher os retículos da câmara de Neubauer. 
· Deixar repousando a preparação por 2 minutos para sedimentação dos Glóbulos. 
· Fazer a contagem microscópica com aumento de 400x em 1/5 de mm2, conforme indicado para hemácias.
· CÁLCULOS
· Plaquetas por ml de sangue = He x 5 x 10 x 200, ou seja,: nº de plaquetas contadas em 5/5 de mm³ x 10.000
· VALORES DE REFERÊNCIA
· Homens: 4.500.000 - 6.000.000/mm³ 
· Mulheres: 4.000.000 - 5.500.000/mm³ 
· RN: 4.000.000 - 6.000.000/mm³
· CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS- ANÁLISE MORFOLÓGICA
· OBJETIVO
· Realizar a contagem diferencial de leucócitos bem como analisar possíveis alterações morfológicas existentes
· MÉTODO EXPERIMENTAL/PROCEDIMENTO
· Amostra - Sangue Total livre de hemólise
· MATERIAIS UTILIZADOS
· Tubo de ensaio para coleta à vácuo (EDTA) 
· Seringas com agulha (5 mL) 
· Garrote para coleta 
· Algodão 
· Luvas 
· Bandagem de Proteção pós Coleta 
· Pipeta de Pasteur 
· Pipeta de 10µL 
· Ponteiras para pipetas de 10µL 
· Contador de Leucócitos 
· Microscópios
· REAGENTES/INSUMOS
· Frasco de Álcool 70% 
· Kit Panótico para Coloração 
· Kit Giemsa para Coloração 
· Kit Wright para Coloração 
· Álcool Metílico 500 mL 
· Água destilada
· PROCEDIMENTO TÉCNICO
· Colher 5 mL de sangue por punção venosa (Tubo com EDTA); 
· Colocar uma gotícula de sangue em uma lâmina limpa e seca. 
· Com o auxílio de outra lâmina, colocar a gota de sangue em contato com sua borda, formando um ângulo de 45°, esfregar uma lâmina sobre a outra rapidamente, antes que o sangue seque ou coagule. 
· Esperar o esfregaço secar. 
· Identificar a lâmina pela cabeça do esfregaço com o auxilio de outra lâmina ou lápis.
· VALORES DE REFERÊNCIA
· Neutrófilos bastonetes: 3 a 5% ou 150 a 400/mm3 
· Neutrófilos segmentados: 55 a 65% ou 3.000 a 5.000/mm 3 
· Eosinófilos: 2 a 4% ou 100 a 300/mm3 
· Basófilos: 0 a 1% ou 50 a 80/mm3 
· Monócitos: 4 a 8% ou 200 a 650/mm3 
· Linfócitos: 20 a 30% ou 1.500 a 2.500 / mm3
· HEMATÓCRITO
· Preencher ¾ do volume do tubo capilar, vedar uma das extremidades ( com massa de modelar ou queimando). Em seguida colocar o tubo na microcentrífuga (colocando a parte vedada para fora), centrifugar a 10.000 RPM por 5 minutos. Realizar a leitura em tabela apropriada.
· VALORES DE REFERÊNCIA: 
· Homens: 40% a 50%
· Mulheres: 35% a 45% 
· Crianças até um ano: 34% a 40% 
· Recém-nascidos : 50% a 60% 
· Interpretação: Valores abaixo indicam anemia ou hidratação excessiva (gravidez), e valores acima indicam desidratação ou policitemia
· CONFECÇÃO DE LÂMINAS (ESFREGAÇO SANGUINEO E COLORAÇÃO)
· MATERIAIS NECESSÁRIOS
· Capilares 
· Lâminas 
· Sangue 
· Homogeneizador de tubos 
· Lâminas extensora
· Coloração
· Microscópio 
· DESCRIÇÃO DO PROCEDIMENTO
· Para sua confecção é de suma importância que a lâmina esteja limpa, desengordurada e sem riscos; 
· Primeiramente a bancada deve ser organizada para a prática com todo o material necessário; 
· Deve ser feita a lavagem das mãos; 
· Calçar as luvas de procedimento; 
· Identificar a amostra; 
· Homogeneizar a amostra do paciente; 
· Mergulhar o capilar na amostra sanguínea e fazer uma gota de tamanho moderado na lâmina ou fazer um risco firme; 
· Descartar o capilar no Descarpack; 
· Com o auxílio da lâmina extensora (ângulo de 45º) “puxar” o sanguepara trás fazendo com que o material se espalhe e em seguida “empurrar” a lâmina para frente formando o esfregaço; 
· Deixar secar; 
· Limpar a lâmina extensora; 
· Corar a lâmina do esfregaço manualmente ou no corador para a análise em microscópio.
· TIPAGEM SANGUÍNEA ABO/RHD
· OBJETIVOS
· Determinar a tipagem sanguínea ABO e RhD em amostras de pacientes e doadores de sangue.
· PRINCÍPIO
· Através da técnica de aglutinação em gel verificar a presença/ausência de antígenos e anticorpos do sistema ABO e do antígeno D do sistema Rh. 
· AMOSTRAS
· Amostras de sangue coletadas em tubos com anticoagulante EDTA. 
· EQUIPAMENTOS E REAGENTES 
· Centrífuga para amostras;
· Centrífuga para cartões; 
· Pipeta semi-automática; 
· Ponteiras; 
· Cartão A, B, D, ctl, A1, B para tipagem sanguínea; 
· Solução de baixa força iônica – LISS. 
· DESCRIÇÃO
· Todos os cartões devem estar centrifugados e os reagentes e amostras devem permanecer em temperatura ambiente no mínimo 15 minutos antes do início dos testes.
· Realizar então os seguintes passos: 
· Centrifugar a amostra de sangue durante 5 minutos a 3400 rpm; 
· Retirar o lacre do cartão; 
· Dispensar uma gota de hemácias A1 no microtubo A1 e uma gota de hemácias B no microtubo B; 
· Dispensar 50uL de plasma/soro do paciente/receptor nos microtubos A1 e B; 
· Preparar suspensão de hemácias a 1% diluindo 12,5uL de concentrado de hemácias do paciente/receptor em 1mL de LISS, homogeneizando adequadamente; 
· Dispensar 50uL da suspensão nos microtubos A, B, D, ctl; 
· Centrifugar de acordo com instruções do fabricante.
· RESULTADOS
	Negativo
	- ou 0
	Faixa de glóbulos vermelhos no fundo da coluna, sem aglutinações visíveis
	
Positivo
	+/-
	Escassas aglutinações de tamanho pequeno na metade inferior da coluna
	
	1+
	Algumas aglutinações de tamanho pequeno na parte inferior da coluna
	
	2+
	Aglutinações de tamanho pequeno ou mediano na extensão da coluna
	
	3+
	Aglutinações de tamanho médio na parte superior da coluna
	
	4+
	Faixa de glóbulos vermelhos aglutinados na parte superior da coluna
	DP
	dp
	População dupla (faixa dupla de glóbulos vermelhos, no fundo e na parte superior da coluna
· Contagem de Reticulócitos
· OBJETIVO 
· Determinar a quantidade de Reticulócitos em % e por mm³ no sangue periférico
· Amostra 
· Sangue Venoso
· Materiais Utilizado
· Tubo de ensaio para coleta à vácuo (EDTA) 
· Seringas com agulha (5 mL) 
· Tubo de Ensaio 12 x 75mm 
· Garrote para coleta 
· Algodão (pacote) 
· Luvas 
· Bandagem de Proteção pós Coleta 
· Lâminas para distensão sanguínea 
· Pipeta de variável até 200 µL 
· Ponteiras para pipetas de 200 µL
· Banho Maria a 37°C 5 
· Microscópio 
· Óleo de Imersão
· REAGENTES/INSUMOS
· Frasco de Álcool 70% 1 • Azul de Cresil Brilante
· Procedimento Técnico 
· Colher 3 mL de sangue por punção venosa (Tubo com EDTA); 
· Realizar a homogeneização por inversão lentamente para não ocorrer hemólise; 
· Adicionar 300µL do sangue em um tubo de vidro 12 x 75mm, juntamente com 200µL do Reagente Azul Cresil Brilhante; 
· Homogeneizar com a Pipeta e colocar em banho Maria a 37° C por 20 minutos;
· Secar e observar em microscópio utilizando óleo de imersão; 
· Realizar a contagem de 1.000 hemácias, anotando simultaneamente o número de reticulócitos encontrados; 4.4
. 
· Valores de Referência 
· Adulto: 0,5 a 2% 
· Gestantes: ≥ 4 % 
· Recém - Nascido até 10% 
· 25.000 - 75.000mm³
5. MICROBIOLOGIA
· Os materiais e métodos utilizados no processo de isolamento e obtenção de cultura pura são:
· - Caixas de Petri com Agar nutriente e colônias em desenvolvimento;
· - Tubos de caldo nutriente com crescimento;
· - Ansas de inoculação;
· - Caixas de Petri com Agar nutriente estéril;
· - Lamparinas de álcool ou bicos de Bunsen.
· Após a obtenção das colônias de microorganismos, deve-se efetuar a anotação das características morfológicas da(s) colônia(s) selecionada(s), tais como: forma, tamanho, cor, elevação e bordas.
· Em seguida deve-se observar se ocorreu a formação de sedimentos, turvação homogênea e/ou película superficial.
· Com uma ansa previamente esterilizada à chama e arrefecida, toque numa das colônias escolhidas e semeie em placa de Agar nutriente, seguindo os movimentos exemplificados na Figura. Esterilize a ansa antes de cada arrastamento.
· Deve-se anotar na placa de Petri, de onde provem o inoculo e a data para cada tipo de colônia selecionada. Após a semeadura, inverter as caixas e incubá-las a 30-370C, por 48 horas.
· Para o sucesso do experimento é importante observar as condições de assepsia, ter cuidado na seleção das colônias e tocar com a ansa apenas numa colônia. Os movimentos da ansa em cima do caldo nutriente devem ser cautelosos de modo a se obter um bom isolamento das novas colônias. Somente abra a tampa das caixas quando necessário, p/ ex, para as inoculações. Trabalhe sempre junto á chama da sua lamparina ou bico de Bunsen.
· Após a obtenção da cultura pura, efetuar um esfregaço e corá-lo com a metodologia da coloração de Gram. Posteriormente proceder o teste da Catalase.
· Material e Métodos
· caixas de petri com agar nutriente e colónias em desenvolvimento 
· tubos de caldo nutriente com crescimento 
· ansas de inoculação -caixas de petri com agar nutriente estéril 
· lamparinas de álcool ou bicos de Bunsen
· COLORAÇÃO DE GRAM
· Método de Coloração de Gram: 
· Cobrir toda a lâmina com solução cristal violeta (corante roxo), aguardar um minuto; 
· Lavar rapidamente em água destilada ou escorrer o corante; 
· Cobrir a lâmina com solução de Iugol (mordente) por um minuto; 
· Lavar em água destilada ou escorrer o lugol; 
· Inclinar a lâmina e gotejar álcool-acetona ou álcool absoluto (cerca de 30 segundos). Lavar a lâmina rapidamente em água corrente ou escorrer o álcool; 
· Cobrir com fucsina de gram e aguardar 30 segundos; 
· Lavar a lâmina em água destilada e secar (sem esfregar); 
· Colocar uma gota de óleo de imersão sobre a lâmina e observar em objetiva de imersão (100X).
· RESULTADO: 
· bactérias Gram-positivas: roxo 
· bactérias Gram-negativas: rosa/vermelho