Parasitologia clínica

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Parasitologia II 
Parasitologia clínica 
 Coleta e processamento de amostras: 
As doenças parasitárias continuam sendo uma ameaça significativa em todo o mundo. Apesar de parecerem ser 
mais prevalentes em países subdesenvolvidos de climas tropical e subtropical, os parasitos ocorrem em áreas 
desenvolvidas, como os Estados Unidos. A ocorrência dessas doenças normalmente está relacionada com as 
condições climáticas adequadas para a sobrevivência de parasitos, assim como com as condições pobres de 
saneamento e de práticas de higiene pessoal. Algumas populações apresentam maior risco de contrair infecções 
parasitárias, incluindo os turistas estrangeiros e imigrantes. Em regiões nas quais as infecções parasitárias não são 
consideradas a principal causa de doença humana, pode ser difícil para profissionais de saúde reconhecerem que 
estes agentes possam ser a causa da condição clínica do paciente. Entretanto, com o aumento no número de 
populações sob risco de contrair enfermidades parasitárias, é importante que os clínicos tenham conhecimento das 
manifestações clínicas destas doenças e saibam os testes laboratoriais que devem ser solicitados. Além disso, os 
técnicos de laboratório também devem conhecer essas doenças para auxiliar o médico na seleção dos testes mais 
adequados. Como o diagnóstico dessas doenças nem sempre é simples, é importante que médico e laboratorista 
tenham entendimento mútuo das necessidades e particularidades de ambas as abordagens profissionais de cada 
caso. 
O diagnóstico laboratorial eficaz de parasitos requer conhecimento e prática de análise antes (etapa pré-analítica), 
durante (etapa analítica) e depois da realização dos testes (etapa pós-analítica). Por exemplo, na etapa pré-analítica 
é preciso verificar se uma amostra recebida no laboratório está comprometida por coleta, identificação ou transporte 
inadequado. Nesses casos, a amostra deve ser rejeitada, e uma nova deve ser solicitada. Da mesma forma, na etapa 
analítica, a execução das técnicas laboratoriais deve ser realizada com cuidado para garantir que os resultados 
obtidos sejam confiáveis. Na etapa pós-analítica, a interpretação e a descrição dos resultados obtidos devem ser 
relatadas de maneira precisa e em um período de tempo adequado. Os tópicos específicos abordados incluem: 
diretrizes para coleta e manejo de amostras de fezes e outras amostras intestinais; outros tipos de amostras, 
incluindo tecido, sangue e fluidos corporais; testes imunológicos; novas tecnologias; e a descrição dos resultados e 
do controle de qualidade relacionados com a detecção de parasitos. 
Sem dúvida, o procedimento mais comum realizado na área de parasitologia é o exame de amostra de fezes em 
busca de ovos e parasitos (abreviado como EPF), onde E se refere a Exame, P a Parasitológico e F a Fezes. 
Existem duas etapas gerais associadas a este procedimento de rotina parasitológica: o exame macroscópico e o 
microscópico da amostra fecal. O exame microscópico consiste em três possíveis componentes, cada qual é 
detalhado nas seções que seguem a discussão da coleta, do transporte e dos conservantes para preservação. Assim 
como em todas as áreas de testes laboratoriais, a qualidade dos resultados depende da coleta adequada da 
amostra. 
 
 Coleta e transporte: 
Como os parasitos são frequentemente eliminados de forma intermitente (i.e., primeiro eles alcançam o conteúdo 
intestinal e posteriormente são excretados nas fezes), eles podem não aparecer diariamente na amostra fecal. 
Portanto, recomenda-se a coleta de amostras fecais múltiplas para uma detecção mais segura. O protocolo de coleta 
fecal mais adotado consiste em três amostras coletadas em dias alternados ou um total de três amostras coletadas 
durante um período de 10 dias. Uma exceção é o diagnóstico de amebíase, no qual se pode realizar a coleta de até 
seis amostras durante 14 dias. Certos medicamentos e substâncias podem interferir na detecção de parasitos. 
Amostras fecais de pacientes cujas terapias incluem bário, bismuto ou óleo mineral devem ser coletadas antes do 
tratamento ou pelo menos 5 a 7 dias após o fim do mesmo. Caso as amostras sejam coletadas durante a terapia, 
estas substâncias podem mascarar o encontro de parasitos no exame. 
A coleta de amostras de pacientes que fizeram uso de antibióticos ou medicações antimaláricas deve ser adiada por 
duas semanas após o tratamento. As amostras de fezes devem ser coletadas em um recipiente limpo, à prova 
d´água, com tampa com boa vedação. A quantidade de fezes necessária para pesquisa de parasitos é de 2 a 5 g, o 
que equivale aproximadamente ao tamanho de uma noz. Não deve haver contaminação por urina, pois a mesma 
pode alterar algumas formas parasitárias. As fezes não devem ser coletadas da água do vaso sanitário, pois 
protozoários e nematódeos de vida livre podem ser confundidos com parasitos humanos. Além disso, a água pode 
causar alterações em algumas formas parasitárias, como ovos de esquistossomos e trofozoítos de amebas. A 
presença de papel higiênico na amostra fecal pode ocultar algumas formas parasitárias ou dificultar a análise 
macroscópica da amostra. Há vários tipos de frascos coletores disponíveis no mercado de materiais para laboratório, 
desde os mais simples, que consistem apenas em um frasco plástico estéril com tampa rosca e volume aproximado 
para coleta de 50 ml (que também pode ser utilizado para coleta de urina), até os mais elaborados que contêm pá 
coletora e conservante. 
Outra consideração importante na análise parasitológica de amostras fecais é o tempo entre a coleta e seu 
recebimento e exame no laboratório. Para verificar a motilidade de trofozoítos de protozoários é necessária uma 
amostra fresca. O estádio de trofozoíto é sensível a mudanças ambientais e, ao ser eliminado do corpo, se 
desintegra rapidamente. Outros estádios de parasitos (p. Ex., cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos) não 
são tão sensíveis e podem sobreviver por períodos mais longos fora do hospedeiro. Em virtude do fato dos 
trofozoítos normalmente serem encontrados em fezes líquidas, recomenda-se que este tipo de amostra seja 
examinado dentro de 30 minutos após a evacuação. De acordo com sua consistência, amostras fecais semiformadas 
podem conter cistos e trofozoítos de protozoários e devem ser avaliadas dentro de uma hora após a evacuação. 
Amostras fecais formadas normalmente não contêm trofozoítos; portanto, elas podem aguardar até 24 horas após a 
coleta para serem analisadas. Caso estas regras não possam ser cumpridas, a amostra deve ser colocada em um 
conservante. A amostra pode ser preservada colocando-a diretamente em um conservante no momento da coleta ou 
após a entrega no laboratório. 
Uma amostra de fezes recém-coletada que é imediatamente entregue ao laboratório é o ideal para a pesquisa de 
parasitos. Quando isso não for possível, a amostra deve ser preservada para manter sua integridade. Fixadores são 
substâncias que preservam a morfologia de protozoários e previnem o posterior desenvolvimento de certos ovos e 
larvas de helmintos. Diversos fixadores estão disponíveis comercialmente. A quantidade de fixador para uma 
determinada amostra é importante para a preservação eficaz de parasitos e, para qualquer fixador utilizado, a 
proporção recomendada é de três partes do conservante para uma parte de fezes. Kits comerciais podem conter um 
ou mais frascos, cada qual contendo um fixador apropriado. Esses kits normalmente possuem frascos com 
marcações que indicam o volume adequado de amostra a ser coletado. Também é importante que a amostra seja 
misturada adequadamente ao conservante para que ocorra uma fixação completa. Como frequentemente o paciente 
é o responsável pela coleta da amostra nos frascos contendo os fixadores, é fundamental que lhe sejam fornecidas 
informações detalhadas e completas sobre o procedimento. A amostra deve ser fixada no conservante por pelo 
menos 30 minutos antes do início do processamento. Aescolha do(s) fixador(es) para uso em EPF depende da 
preferência do laboratório que realizará o teste. O ideal é que o laboratório tenha a capacidade de realizar todas as 
etapas de um EPF e, portanto, fixadores apropriados devem estar disponíveis para que esses passos sejam 
cumpridos. Alguns fixadores têm uso restrito a certos procedimentos de EPF. Portanto, o técnico do laboratório deve 
estar familiarizado e entender os usos e as limitações de cada fixador. Alguns laboratórios preferem utilizar um 
sistema de fixadores em dois frascos; outros utilizam um sistema de frasco único. Além disso, caso sejam solicitados 
outros testes, como, por exemplo, imunoensaio, o laboratório deverá garantir que o fixador seja compatível para uso 
com essas técnicas. Finalmente, alguns fixadores contêm mercúrio, e as regulamentações para descarte desses 
componentes podem afetar a decisão do laboratório sobre quais fixadores utilizar em seus protocolos de testes. 
 Formalina: 
A formalina tem sido utilizada há muito tempo como um fixador geral de protozoários e helmintos. Duas 
concentrações são comumente utilizadas; uma de 5%, ideal para preservar cistos de protozoários, e uma de 10%, 
mais indicada para preservar ovos e larvas de helmintos. A formalina pode ser rotineiramente utilizada para exames 
diretos e procedimentos de concentração, mas não para montagens permanentes. Existem vantagens e 
desvantagens na utilização da formalina como fixador. As três principais vantagens são: é de fácil preparação; 
preserva amostras por vários anos; tem uma validade longa. Uma das maiores desvantagens da formalina é a de que 
ela não preserva adequadamente a morfologia de parasitos para montagens permanentes. Outras desvantagens 
incluem o fato de que trofozoítos normalmente se desintegram e não podem ser recuperados da amostra, e detalhes 
morfológicos de cistos e ovos podem desaparecer com o tempo. É importante notar que como o uso da formalina é 
considerado um risco em potencial para a saúde, a OSHA desenvolveu regulamentações para o seu manuseio nos 
laboratórios. O monitoramento de vapores, o uso de roupas de proteção e normas de descarte químico são 
necessários para cumprir as regulamentações da OSHA. 
 
 Álcool Polivinílico: 
O álcool polivinílico (APV) é composto de um pó de matéria plástica que atua como um adesivo para a amostra de 
fezes quando se preparam lâminas para coloração. O APV é comumente associado à solução de Schaudinn, a qual 
contém sulfato de zinco, sulfato de cobre ou cloreto de mercúrio como base. Da mesma forma que a formalina, o 
APV possui vantagens e desvantagens em relação ao seu uso. Trofozoítos e cistos de protozoários, assim como a 
maioria dos ovos de helmintos, podem ser detectados utilizando-se este fixador. A sua maior vantagem é que pode 
ser utilizado para preparação de montagens com coloração permanente. Amostras preservadas com APV possuem 
validade longa quando estocadas em temperatura ambiente. Apesar de técnicas de concentração poderem ser 
realizadas a partir de uma amostra conservada com APV, a recuperação de certos parasitos não é tão eficiente 
quando comparada ao uso de formalina. Portanto, muitos laboratórios escolhem utilizar um sistema de dois frascos – 
um com formalina para técnicas de concentração e um com APV para preparo de lâminas coradas. A grande 
desvantagem do uso de APV é que a solução de Schaudinn contém cloreto de mercúrio. Devido aos problemas de 
saúde causados pelo mercúrio e às regulamentações rígidas para seu uso e descarte, muitos laboratórios buscaram 
outras alternativas de conservantes. 
 
 Acetato de Sódio-Ácido Acético-Formalina (SAF): 
Este composto é uma alternativa viável para o uso de APV e fixador de Schaudinn. Ele pode ser utilizado quando se 
empregam técnicas de concentração e montagens com coloração permanente. Alguns laboratórios adotaram este 
fixador porque ele requer um único frasco de armazenagem e é livre de mercúrio. O SAF é de fácil preparo, possui 
validade longa e também pode ser utilizado quando se emprega a técnica acidorresistente de detecção de oocistos 
de coccídios. O SAF também possui desvantagens. Devido às suas pobres propriedades adesivas, a adição de 
albumina pode ser necessária para garantir adesão da amostra à lâmina de microscopia. Além disso, a morfologia de 
protozoários não é tão bem preservada em colorações permanentes em comparação aos conservantes contendo 
mercúrio. Outro fator limitante do SAF é o tipo de colorações permanentes que podem ser feitas com este fixador. 
Muitos especialistas acreditam que esfregaços com coloração permanente por hematoxilina férrica proporcionam 
melhores resultados do que a coloração de tricrômico de Wheatley em amostras preservadas com SAF. 
 
 Álcool Polivinílico Modificado: 
Outras alternativas ao APV são a utilização de sulfato de cobre ou sulfato de zinco em substituição à base de 
mercúrio. A vantagem destas fórmulas é que podem ser utilizadas para métodos de concentração e montagens com 
coloração permanente. Entretanto, esses produtos não proporcionam a mesma qualidade de conservação da 
morfologia de protozoários em coloração permanente, quando comparados a fixadores que possuem mercúrio em 
sua base. Portanto, a identificação desses parasitos será mais difícil. Fixadores com sulfato de zinco proporcionam 
melhores resultados do que os reagentes com sulfato de cobre. Fixadores com APV modificado são mais propensos 
a falhas, caso não sejam seguidos os protocolos adequados (p. ex., proporção de fezes e fixador, homogeneização 
adequada). 
 
 Processamento: 
As amostras de fezes submetidas à pesquisa de parasitos devem ser primeiro examinadas macroscopicamente, para 
avaliar sua consistência, coloração e verificar a presença de anormalidades macroscópicas. Para realizar este 
exame, o laboratório deve receber uma amostra fresca, sem conservante. Como a maioria dos laboratórios recebe 
amostras fecais já com fixadores, frequentemente esta etapa não é executada. Em tais situações é recomendado o 
registro da aparência macroscópica, no próprio frasco contendo a amostra ou no formulário de requisição, no 
momento da coleta da amostra. A consistência ou o grau de umidade em uma amostra de fezes pode servir de 
indicador quanto à presença de alguns parasitos. Por exemplo, fezes moles ou líquidas podem sugerir a presença de 
trofozoítos de protozoários. Cistos destes organismos são mais prováveis de ser encontrados em fezes formadas. 
Ovos e larvas de helmintos podem ser encontrados tanto em fezes líquidas quanto formadas. 
A cor das fezes também é importante, pois pode indicar a condição do paciente, como, por exemplo, se sofreu algum 
procedimento especial recente (p. Ex., enema com bário) ou se está em tratamento com antibióticos. A cor de uma 
amostra fecal normal é marrom, mas a variação é grande, desde preta, verde e até cor de argila, incluindo todas as 
variantes nesse espectro. Cores não usuais, como roxo, vermelho ou azul, sugerem que o paciente está sob uso de 
alguma medicação específica. Anormalidades macroscópicas encontradas nas fezes incluem vermes adultos, 
proglotes, pus e muco. Primeiramente, a superfície das fezes deve ser examinada em busca de parasitos, como, por 
exemplo, os do gênero Enterobius, proglotes de cestódeos e vermes adultos. A amostra deve, então, ser revolvida – 
um bastão de madeira, plástico ou vidro funciona bem para esta tarefa – e examinada mais uma vez em busca de 
parasitos macroscópicos, especialmente helmintos adultos. Vermes adultos encontrados devem ser cuidadosamente 
lavados através de uma peneira para identificação posterior. Outras anormalidades macroscópicas também podem 
indicar a presença de parasitos. Por exemplo, sangue e/ou muco em fezes amolecidas ou líquidas pode sugerir a 
presença de ulcerações amebianas no intestino grosso. Sangue de cor vermelho-vivo na superfície de uma amostra 
de fezes formada normalmente é associado à irritação e ao sangramento de mucosa. 
O exame microscópicode fezes para pesquisa de ovos e parasitos envolve três procedimentos distintos: preparações 
diretas a fresco, uma técnica de concentração resultando em preparações úmidas concentradas e um esfregaço com 
coloração permanente. Todos estes três procedimentos devem ser realizados em uma amostra fresca. Caso a 
amostra seja recebida em solução fixadora, a preparação direta a fresco pode ser excluída do EPF, mas as técnicas 
de concentração e coloração permanente são realizadas. 
 
 Preparação direta a fresco: 
 A principal finalidade de uma preparação direta a fresco (também conhecida como exame direto a fresco) é a 
detecção de trofozoítos móveis de protozoários. Consiste em preparar uma lâmina misturando-se uma pequena 
porção de fezes não fixadas (sem adição de conservantes) com salina ou lugol, examinando-a posteriormente ao 
microscópio. A motilidade de trofozoítos somente pode ser demonstrada em amostras frescas, especialmente 
aquelas de consistência líquida ou pastosa. Outros estádios parasitários que podem ser observados em preparações 
diretas a fresco incluem cistos e oocistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos. Devido à baixa sensibilidade 
diagnóstica deste procedimento, a maioria dos especialistas concorda que o tempo do técnico é mais bem 
empregado em um procedimento de concentração e esfregaço com coloração permanente, e recomenda a 
realização da preparação direta a fresco apenas em amostras frescas. O uso de óleo de imersão não é recomendado 
em preparações úmidas, a menos que a lamínula esteja selada à lâmina. Um lacre temporário pode ser preparado 
utilizando-se gel de parafina (vaselina) a quente ao redor das bordas da lamínula. Este procedimento permite a 
observação de maiores detalhes utilizando-se a objetiva de 100x. Uma preparação direta a fresco com lugol pode ser 
feita para realçar detalhes de cistos de protozoários. Em virtude de o iodo matar qualquer trofozoíto presente, é 
recomendado que se utilizem ambas as preparações diretas a fresco, com salina e lugol, em cada amostra que 
necessitar desse tipo de teste. Portanto, muitos laboratórios preparam duas preparações diretas a fresco, lado a lado, 
em uma lâmina grande de microscopia, sendo uma preparação com salina e outra com lugol. 
 
 Métodos de concentração: 
 O procedimento seguinte de um EPF é a concentração da amostra fecal. Técnicas de concentração permitem a 
detecção de pequenas quantidades de parasitos que poderiam deixar de ser observados ao se utilizar preparações 
diretas a fresco. A finalidade da concentração é agregar parasitos presentes em um pequeno volume de amostra e 
remover o máximo possível de detritos, os quais podem dificultar a visualização de parasitos no microscópio. 
Técnicas de concentração podem ser realizadas em amostras de fezes frescas ou preservadas. Esta etapa do EPF 
permite que o técnico do laboratório detecte cistos e oocistos de protozoários, larvas e ovos de helmintos. Trofozoítos 
de protozoários normalmente não sobrevivem ao procedimento. Existem dois tipos de métodos de concentração, 
sedimentação e flutuação. Estas técnicas utilizam diferenças na gravidade específica e na centrifugação para separar 
os parasitos dos detritos fecais, aumentando sua recuperação da amostra. Como o nome sugere, nas técnicas de 
sedimentação, os parasitos são concentrados no sedimento do tubo após centrifugação, sendo o sedimento 
examinado ao microscópio. Nas técnicas de flutuação, os parasitos são menos densos do que as soluções utilizadas 
e, durante a centrifugação, eles flutuam para a superfície da solução. Nesses casos, o material da película superficial 
é examinado ao microscópio. O ideal é a realização de ambos os procedimentos em cada amostra, mas esta conduta 
não é prática; portanto, cada laboratório deve escolher qual técnica utilizará. 
 
 Procedimento de sedimentação com Formalina-Acetato de Etila: 
Esta é uma das técnicas de sedimentação mais utilizadas. O princípio desta técnica é baseado na gravidade 
específica. O acetato de etila é adicionado a uma amostra lavada com salina e fixada com formalina, e o tubo é 
centrifugado. As estruturas parasitárias são mais pesadas que a solução e se acomodam no sedimento do tubo, 
enquanto os detritos fecais são normalmente mais leves e sobem para as camadas mais superficiais do tubo de 
ensaio. O tubo é, então, decantado, e o sedimento é examinado em uma preparação úmida, não corada (i. E.,com 
salina) e com lugol. A vantagem desta técnica é que proporciona uma boa recuperação da maioria dos parasitos e é 
de fácil realização. A desvantagem é que a preparação contém mais detritos fecais do que uma técnica de flutuação, 
dificultando um pouco a visualização ao microscópio. 
 
 Técnica de flutuação com Sulfato de Zinco: 
A técnica de flutuação com sulfato de zinco também é baseada nas diferenças de gravidade específica entre os 
detritos da amostra, neste caso são mais pesados do que a solução e decantam no fundo do tubo de ensaio, 
enquanto as estruturas parasitárias são mais leves e flutuam na superfície da solução. Neste procedimento, o sulfato 
de zinco, com gravidade específica de 1,18 a 1,20, é utilizado como agente de concentração. Quando o sulfato de 
zinco é adicionado à amostra e centrifugado, os parasitos flutuam para a superfície e podem ser retirados da película 
superficial do tubo. A vantagem desta técnica é que mais detritos fecais são removidos, proporcionando uma 
preparação mais limpa e, consequentemente, mais fácil de visualizar ao microscópio. A desvantagem deste método é 
que alguns ovos de helmintos são muito densos e podem não flutuar; portanto, alguns parasitos podem não ser 
diagnosticados.Recomenda-se aos laboratórios que optam por esta técnica que também examinem 
microscopicamente o sedimento em preparações com salina e lugol, de forma que não seja perdido nenhum parasito. 
Estas preparações úmidas concentradas são citadas como preparações úmidas concentradas com salina e 
preparações úmidas concentradas com lugol.