COLORAÇÃO PAPANICOLAU (MATERIAIS UTILIZADOS, ETAPAS DA COLORAÇÃO , CUIDADOS NA COLORAÇÃO, CONTROLE DA QUALIDADE)

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Coloração Papanicolau 
 
INTRODUÇÃO 
A coloração de Papanicolau é uma técnica de 
coloração multicromática desenvolvida de 
coloração por Geórgios Papanicolau, o "pai" da 
citopatologia. 
Esta técnica utiliza três soluções corantes: a 
Hematoxilina de Gill (substituída também pela 
Hematoxilina de Harris) para corar o núcleo 
celular, OG-6 e EA-36 ou EA-65, para corar o 
citoplasma. 
É um sistema de coloração utilizado para células 
colhidas por raspagem em cavidades como a 
vagina, a mucosa bucal, etc., e fluidos com células 
a partir de derrames de outras cavidades. Deve ser 
apenas usada in vitro. 
O mecanismo pelos quais as células são coloridas 
ainda não é completamente entendido, mas são 
importantes duas hipóteses: a adsorção e as 
características de afinidades químicas na 
coloração. Em ambos os casos, a concentração dos 
corantes nas soluções e a forma iônica sob as quais 
se encontram são importantes. Considera-se que 
as estruturas celulares ácidas tendem a atrair 
cátions, tanto por adsorção como em reações 
químicas e as básicas com os radicais aniônicos dos 
corantes. O citoplasma, sendo formado por 
estruturas ácidas e básicas, atrairia combinações 
de corantes, enquanto o núcleo celular, possuindo 
ácidos nucleicos, seria predominantemente ácido. 
A hematoxilina no método reage com os ácidos 
nucleicos, resulta numa coloração azulada nesta 
estrutura. O segundo corante empregado é o 
Orange G, denominado na técnica de Papanicolau 
como OG-6. Com este corante ácido com dois 
grupamentos sulfônicos os esfregaços, nos 
citoplasmas presentes, são coloridos em seus 
componentes básicos. 
A etapa final é efetuada com uma de três variações 
de soluções corantes desenvolvidas por 
Papanicolau: EA-36, EA-50 e EA-65. A solução EA-
50 tem sido abandonada, passando a serem 
aplicadas apenas as colorações com EA-36 ou o 
EA-65. Estas soluções corantes apresentam 
formulações similares, apenas variando a 
concentração do corante verde luz amarelado. A 
concentração deste corante na solução EA-36 é 
maior do que na solução corante EA-65 em 50%. 
Como o verde luz amarelado é um corante ácido, 
possuindo também dois radicais sulfônicos, se fixa 
predominantemente nos componentes básicos do 
citoplasma. 
O segundo corante presente nas soluções 
corantes EA-36 ou EA-65 é a Eosina Y (eosina 
amarelada), a qual é uma tetrabromo 
fluoresceína. Este corante tem como finalidade a 
coloração de grânulos oxifílicos do citoplasma, que 
têm alta afinidade por corantes ácidos. 
 
MATERIAIS UTILIZADOS / INSUMOS 
 Ácido Clorídrico (Desidratação) 
 Água Corrente / Torneira (Lavagem); 
 Água Destilada (Hidratação); 
 Álcool Etílico 95% (Fixador); 
 Caneta Estereográfica; 
 EA-36 (Eosina Álcool) / (Coloração 
Citoplasmática); 
 Espátula de Ayre; 
 Etanol 50%, 70%, 80% e 95% (Preparo da 
Amostra); 
 Etanol Absoluto 95,5% (?); 
 Frasco para o acondicionamento das 
lâminas; 
 Frascos para o processamento das 
amostras; 
 Hematoxilina de Harris (Coloração 
Nuclear); 
 Lâminas; 
 LG-36 (Orange G) / (Coloração 
Citoplasmática) 
 Microscópio; 
 Pipeta de Pasteur; 
 Recipiente Apropriado para Descartar 
Insumos; 
 Xilol (Selagem) 
 
ETAPAS DA COLORAÇÃO 
1. Mergulhar a lamina 10 vezes em álcool 
etílico 80%, álcool 70% e no álcool etílico 
50%. 
2. Lavar em agua destilada 
3. Colocar a lamina em um recipiente com 
hematoxilina por 6 minutos. 
4. Lavar em agua destilada 
5. Mergulhar em solução aquosa de ácido 
clorídrico a 25% 
6. Lavar em agua destilada 7 
7. Mergulhar 10 vezes a lamina em álcool 
etílico 80%, álcool etílico a 70% e em álcool 
50% 
8. Colocar no recipiente com Orange G por 1 
minuto e 30 segundos 
9. Lavar em 2 frascos de álcool 95% 
10. Colocar a lamina no recipiente com EA36 
por 1 minutos e 30 segundos 
11. Lavar em álcool 95% 
12. Desidratar e clarear em uma mistura de 
álcool absoluto e xilol. 
13. Colocar a lamina no xilol 
14. Montar com balsamo Entellan 
 
Observações: 
• O tempo de imersão dos corantes deve ser 
observado com atenção. Devido ao 
enfraquecimento da sua capacidade 
corante resultante do uso prolongado, o 
tempo de coloração deverá ser aumentado 
segundo a experiência do citologista. 
• Álcool amoniacal: hidróxido de amônio 1,5 
ml + álcool 70% 98,5 ml. 
• Álcool absoluto: graduação mínima de 
99,5O GL. 
• Manter os vasilhames de corantes sempre 
tampados. 
 
 
CUIDADOS NA COLORAÇÃO 
 Retirar o excesso de reagente 
 Estocar os corantes em frasco âmbar 
 Filtrar a hematoxilina diariamente 
 Substituir as soluções e repor corantes 
 Trocar o Orange quando perder o 
contraste 
 Trocar H2O e o HCI diariamente 
 Trocar álcoois absolutos (coloridos) 
 Trocar o xilol quando leitoso (hidratar) 
 
CONTROLE DA QUALIDADE 
O controle de qualidade em citologia depende da 
formação e experiência do profissional que estuda 
o material citológico. Com o tempo de uso os 
corantes vão perdendo sua capacidade de colorir, 
sendo necessário um ajuste nos tempos de 
coloração. A limpeza e secagem adequada do 
material, são altamente importante para a 
estabilidade dos reagentes e obtenção dos 
resultados corretos e eficientes. A solução de 
hematoxilina é aquosa. Os demais corantes são 
soluções alcoólicas.