BIOQUIMI DJHONES

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FARMÁCIA
 BIOQUIMICA ESTRUTURAL
DJHONES FERREIRA – RA 0435156
SANDONAID ANDRE
FOZ DO IGUAÇU
2022
A palavra “bioquímica” vem do grego, “bio” significa vida, nesse caso nas células, e “química” pode ser considerada uma ciência exata que estuda a composição, a estrutura e as propriedades da matéria, e as reações entre as substâncias, se liberam ou consomem energia. Ou seja, o entendimento da química da vida. Já o uso do termo “estrutural” se deve ao fato de se querer dar enfoque de como e se estão ligados os átomos, por exemplo, o carbono, o hidrogênio, o oxigênio, o nitrogênio, o fósforo e o enxofre. 
Se fosse bioquímica metabólica, a ênfase recairia nas reações que podem ocorrer nas células e suas implicações. Reconhecer que a bioquímica é base para o entendimento de muitos outros assuntos da área é vital para que o aluno encare o desafio de entender fórmulas químicas moleculares e estruturais.
AULA 1 – ROTEIRO 1 
INDICADORES DE PH 
 A força na escala de pH é determinada pela concentração de cátions hidrogênio (H+) em uma solução aquosa, onde uma alta concentração de H+ indica um baixo pH (mais ácido) e uma baixa concentração de H+ indica um alto pH (mais alcalino) (1). A escala tradicional de pH varia de 1 a 14, onde de 1 a 6 é classificada como ácido, 7 como neutro (nem ácido nem básico) e de 8 a 14 é classificado como básico/alcalino. Esses valores, claro, podem ultrapassar os extremos quando lidamos com soluções muito concentradas de ácidos fortes (como sulfúrico e clorídrico) ou de bases fortes (como hidróxido de sódio), ou quando lidamos com super-ácidos e super-bases, como o ácido fluorossulfúrico (FSO3H).Vale lembrar que temos mais de uma teoria quando lidamos com ácidos e bases. A mais simples delas (Teoria de Arrhenius, 1887) consegue explicar bem o comportamento de ácidos e bases clássicos em solução aquosa. Segundo essa teoria, ácido é toda substância que em água produz íons H+ e base é aquela que produz ânions hidroxilas (OH-). A neutralização seria a reação entre essas duas espécies iônicas, produzindo água:
Porém, é importante ressaltar que outras teorias mais robustas e abrangentes foram eventualmente sendo estabelecidas, ampliando o conceito de ácido e de base e as soluções ou estados considerados (meio não-aquoso, estado sólido, etc.). A Teoria de Lewis (Teoria Eletrônica), por exemplo, considera que um ácido (A) é toda espécie química capaz de receber um par de elétrons (:) e que a base (B) é aquela capaz de doar um par de elétrons. Esse modelo é extremamente importante na Orgânica, especialmente para explicar o comportamento de catalisadores e dos reagentes nucleófilos e eletrófilos nas reações. A  Bem, há muito tempo o comportamento ácido-base é conhecido, e os termos 'ácido' e 'sal' datam da Antiguidade, 'álcali' da Idade Média e 'base' do século XVIII. Já no século XVII os indicadores de pH começaram a ser estudados, incluindo o corante vermelho do pau-brasil. Esses indicadores começaram, então, a serem utilizados em titulações a partir do século XVIII. Nesse sentido, substâncias presentes em vegetais como repolho roxo, beterraba, algumas frutas e flores, têm sido empregadas de longa data como indicadores ácido-base, e representam uma forma simples e caseira para experiências do tipo em casa ou no ambiente escolar. 
· PROCEDIMENTOS REALIZADOS 
1) Bata 1 folha de repolho roxo com 1 litro de água no liquidificador. 
2) Coe esse suco. Se não for usar o extrato de repolho roxo na hora, guarde-o na geladeira, pois ele se decompõe muito rápido. 
3) Enumere 11 tubos de ensaio. 
4) Coloque o extrato de repolho roxo nos 11 tubos.
 5) Acrescente nos copos 2 a 11 as seguintes substâncias, na respectiva ordem: hidróxido de sódio, cloreto de sódio, água sanitária, sabão em pó, leite, detergente, vinagre, bicarbonato de sódio, albumina e água
 6) Observe as cores das soluções.
RESULTADOS
	Extrato de repolho roxo
	Cor
	pH aproximado
	Ácido Clorídrico 0,5M 
	Roxo
	Acido
	Hidróxido de sódio 0,1M
	Marrom
	Básicos
	Cloreto de sódio 10%
	Vermelho
	Acido
	Vinagre
	Vermelho
	Acido
	Detergente Incolor 
	Não misturou
	Acido
	Agua sanitária 
	Incolor
	Acido
	Agua sem gás
	Vermelho
	Acido
	Sabão em pó
	Roxo
	Básico
	Bicarbonato de sódio 
	Roxo
	Básico
	Albumina
	Vermelho
	Acido
	Leite
	Rosa
	Básico
 O repolho roxo (variedade da espécie Brassica oleracea) é rico em um número de substâncias bioativas, incluindo várias antocianinas com a estrutura base da cianidina-3-diglicosídeo-5-glicosídeo (variam nos resíduos glicosídeos). A estrutura da cianina no repolho roxo, em soluções neutras, é de uma cor roxa, em soluções ácidas temos uma cor avermelhada e em soluções mais básicas a cor se torna esverdeada até um amarelado (nesse último caso, em soluções com alto pH). Essas variações de cores se devem a mudanças na estrutura molecular da cianina (passando por uma forma catiônica até uma forma aniônica) na presença de mais ou menos H+ na solução aquosa associada. Essas mudanças estruturais interferem no sistema de ressonância da molécula e, consequentemente, nas energias de absorção de fótons no espectro visível. (fig 1).
AULA 2 – ROTEIRO 1 
DESNATURACAO PROTEICA
O processo de desnaturação das proteínas, também denominado de desenovelamento, é complexo de ser analisado. Há diversos modelos na literatura que procuram descrever as mudanças ocorridas durante a desnaturação. As proteínas globulares nativas, por exemplo, podem apresentar desnaturação que resulta em uma conformação desenrolada de suas cadeias polipeptídicas. Mesmo sendo acompanhadas por perda de atividade biológica, algumas proteínas desenoveladas, recuperam suas atividades biológicas e com isto sua forma nativa enrolada podendo esse processo ocorrer rapidamente. Por exemplo, em 37oC uma molécula que contenha 100 aminoácidos pode voltar ao estado nativo em cerca de cinco segundos.
PROCEDIMENTOS E RESULTADOS 
	Ação da temperatura nas proteínas
	A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e, com auxílio de uma pinça, colocá-lo sobre o bico de Bunsen, ferver (anotar o resultado).
	Ferveu e solidificou a solução
	
	Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2 mL de HCl 5M (anotar o resultado). 
	Precipitou-se
	
	
Em outro tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2 mL de HCl 0,5M (anotar o resultado). 
	Sem alterações 
	3. Ação de solventes orgânicos sobre as proteínas 
	Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2 mL de etanol gelado (anotar o resultado).
	Cristalizou
	
	A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2 mL da solução saturada de sulfato de amônio (anotar o resultado).
	Sem alterações 
AULA 3 – ROTEIRO 2
ATIVIDADE ENZIMATICA
A atividade enzimática As enzimas são moléculas de natureza proteica e estrutural que catalisam reações químicas sempre que sejam termodinamicamente possíveis: uma enzima faz com que uma reação química energeticamente possível (ver Energia Livre de Gibbs), mas que transcorre a uma velocidade muito baixa, seja cineticamente favorável, ou seja, transcorra a uma maior velocidade em relação à ausência da enzima. Nestas reações, as enzimas atuam sobre moléculas denominadas substratos, que se convertem em moléculas diferentes denominadas produtos. Quase todos os processos nas células precisam de enzimas para que ocorram a taxas significativas. As reações intermediadas por enzimas se denominam reações enzimáticas.
Devido ao fato de as enzimas serem extremamente seletivas com seus substratos e de sua velocidade aumentar apenas com algumas reações, o conjunto (set) de enzimas sintetizadas em uma célula determina o tipo de metabolismo que cada célula terá. Por sua vez, essa síntese depende da regulação da expressão gênica.
Como todos os catalisadores, as enzimas funcionam diminuindo a energia de ativação (ΔG‡) de uma reação, de forma que se acelera substancialmentea taxa de reação. As enzimas não alteram o equilíbrio energético das reações nas quais intervêm, nem modificam, portanto, o equilíbrio da reação, mas conseguem acelerar o processo em milhões de vezes. Uma reação produzida sob o controle de uma enzima, ou de um catalisador em geral, alcança o equilíbrio muito mais rapidamente que a correspondente reação não catalisada.
Assim como ocorre com outros catalisadores, as enzimas não são consumidas pelas reações que catalisam, nem alteram seu equilíbrio químico. No entanto, diferem de outros catalisadores por serem mais específicas. As enzimas catalisam ao redor de 4.000 reações bioquímicas diferentes. Nem todos os catalisadores bioquímicos são proteínas, pois algumas moléculas de ARN são capazes de catalisar reações (como a subunidade 16S dos ribossomas em que reside a atividade peptidil transferase). Também vale lembrar as moléculas sintéticas denominadas enzimas artificiais, capazes de catalisar reações químicas como as enzimas clássicas.
A atividade enzimática pode ser afetada por outras moléculas. Os inibidores enzimáticos são moléculas que diminuem ou impedem a atividade das enzimas, enquanto os ativadores são moléculas que aumentam esta atividade. Além disso, grandes quantidades de enzimas requerem cofatores para sua atividade. Muitas drogas ou fármacos são moléculas inibidoras. Igualmente, a atividade é afetada pela temperatura, o pH, a concentração da própria enzima e do substrato e outros fatores físico-químicos.
PROCEDIMENTO E RESULTADOS 
Discutimos e evidenciamos a importância das enzimas sobretudo nos processos digestivos.
1– atividade enzimática de extratos vegetais 1) Preparar a gelatina conforme as instruções da embalagem. 2) Preparar os extratos das frutas previamente picadas (o abacaxi sem casca, o mamão com casca e a fruta regional escolhida de acordo com a indicação popular de uso, isto é, com ou sem a casca), utilizando o liquidificador e um pouco de água. 3) Peneirar os extratos (pode ser com gaze). 4) Numerar os tubos de ensaio de 1 a 4 e preparar a sequência de tubos de ensaio, conforme apresentado na tabela a seguir.
Tubo Composição Teste 1 4 mL gelatina + 2 mL de água Controle 2 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão Mamão 3 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi Abacaxi 4 4 mL gelatina + 2 mL de extrato da fruta regional Fruta regional
	Tubo
	Composição
	Teste
	1
	1 4 mL gelatina + 2 mL de água
	Controle
	2
	2 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão
	Mamao
	3
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi
	Abacaxi
	4
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato da fruta regional
	Fruto regional
PROCEDIMENTO 2 – atividade enzimática da saliva (importância da amilase salivar) 1) Coletar saliva em um béquer e diluir com água destilada (se for necessário, filtrar em gaze). 2) Em outro béquer, adicionar 20 mL de amido a 1% e colocar, aproximadamente, 1,0 mL de saliva diluída. 3) Identificar sete tubos de ensaio, como segue: T0, T1, T2, T3, T4, T5 e T6 e em cada tubo adicionar 1 gota de Lugol. 4) Homogeneizar o béquer (com o preparado descrito no item 2) e retirar alíquotas de 1 mL a cada 1 minuto (a contar do tempo zero), até 5 minutos transferindo cada alíquota para um dos tubos identificados anteriormente (totalizando sete tubos).
AULA 4 – ROTEIRO 1 
DETERMINACAO DE ACUCARES EM SOLUCOES 
O princípio do método baseia-se na reação dos açúcares redutores com os íons cúpricos da solução de Fehling, reduzindo-se a íons cuprosos, sob a ação do calor em meio alcalino. Ao reagir com os íons cúpricos, os açúcares sofrem oxidação, enquanto que o Cu(II) é reduzido a Cu(I), formando-se um precipitado vermelho de óxido cuproso. Os açúcares não redutores devem sofrer uma prévia hidrólise em meio ácido, dissociando o dissacarídeo em seus monossacarídeos.
Teste de Barfoed 
Desenvolvido nos anos de 1870 pelo químico dinamarquês Christen Thomsen Barfoed,o reagente de Barfoed é uma solução de acetato cúprico e ácido acético que é usada em testes químico para detectar a presença de monossacarídeos.
	
PROCEDIMENTOS E RESULTADOS
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2: No tubo 1, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de glicose a 10%. No tubo 2, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de lactose a 10%. Aquecer à fervura em banho-maria de água durante 5 minutos. Positivo: turvação ou precipitado avermelhado para monossacarídeos redutores
Tubo 1 Turvo precipitado 
Tubo 2 Dissacarídeo
 Teste de Fehling
A solução de Fehling é um teste químico usado para diferenciar carbohidratos solúveis em água de cetonas, sendo também um teste para monossacáridos. O teste fora desenvolvido pelo químico alemão Hermann von Fehling, em 1849.
Esta solução é sempre preparada de fresco em laboratório. É composta inicialmente por duas soluções separadas, solução A e solução B de Fehling. O Fehling A é uma solução aquosa de sulfato de cobre (II), enquanto o Fehling B é uma solução aquosa incolor de tartarato de sódio e potássio (também conhecido como sal de Rochelle) e uma base forte (normalmente hidróxido de sódio). Iguais quantidades das duas soluções são adicionadas para original a solução final de Fehling, que possui uma cor azul escura. Nesta solução final, os aniões tartarato quelatam os iões Cu2+ da solução A, dando origem ao complexo de bistartarocuprato (II) – [Cu(C4H4O6)2]4-. Os iões tartarato, ao ligarem-se aos catiões de cobre, impedem a formação de hidróxido de cobre (II) – Cu(OH)2 – através da reacção entre o sulfato de core e o hidróxido de sódio, presentes na solução.
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
 No tubo 1, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B e 0,5 mL de glicose. 
· Glicose redutor
No tubo 2, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B e 0,5 mL de sacarose. Misturar e aquecer à fervura em um banho de água durante, aproximadamente, 5 minutos.
· Sacarose não redutor
Positivo: formação de um precipitado avermelhado para açúcares redutores.
· Glicose + galactose = lactose
· Glicose + frutose = sacarose
AULA 4 – ROTEIRO 2 
LIPIDEOS 
Ao contrário de outras classes de biomoléculas, como as proteínas, os lipídeos não são caracterizados por apresentarem um grupo funcional comum. Na verdade, o que caracteriza os lipídeos como uma classe de biomoléculas é uma propriedade comum que define o seu comportamento. Essa propriedade comum é a baixa solubilidade dos lipídeos em água, ou seja, o seu grau de hidrofobicidade. Os lipídeos são moléculas hidrofóbicas ou apolares, mas apresentam solubilidade em solventes orgânicos, por exemplo, o clorofórmio e o benzeno. Em nosso cotidiano, frequentemente nos deparamos com o comportamento apolar dos lipídeos, como quando misturamos azeite e vinagre para temperar uma salada. Ao contrário das demais classes de biomoléculas, o conceito de polímeros não se aplica aos lipídeos, pois eles não são constituídos por repetições de unidades fundamentais comuns. No entanto, ao observarmos vários representantes dessa classe de biomoléculas, veremos que a maioria dos lipídeos apresenta um ou mais ácidos graxos em sua estrutura. As funções biológicas dos lipídeos são diversas, sendo importantes como moléculas de reserva, como constituintes das membranas celulares, como vitaminas lipossolúveis, além de apresentar atividade biológica e exercerem o papel de hormônios. Os lipídeos podem ocorrer, ainda, combinados, seja covalentemente ou através de ligações fracas, com outras biomoléculas d natureza distinta. Dessa forma, constituem os glicolipídeos, os quais contêm tanto carboidratos como lipídeos em sua estrutura, e as lipoproteínas, que são constituídas de lipídeos e proteínas. Em tais biomoléculas híbridas, as propriedades químicas de seus componentes estão combinadas de modo a preencher funções biológicas especializadas.
PROCEDIMENTOS 
Parte I: Colocar um pedaço de manteiga (caso não tenha, pode-se usar 3 mL de óleo de soja) em um erlenmeyer de 125 mL e adicionar 20 mL de KOH 10% em álcool (pode ser NaOH 10%).Aquecer em banho-maria durante, aproximadamente, 5 minutos. Verificar se a saponificação foi completa, observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da mistura em água. Guardar a solução. Esquematizar a equação da reação ocorrida.
Parte II: Separar três tubos de ensaio e identificá-los com 1, 2 e 3. No tubo 1, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de sódio 35% (NaCl 35%). No tubo 2, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de cálcio 10% (CaCl2 10%). No tubo 3, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de ácido clorídrico 0,1N (HCl 0,1N). Se necessário, leve a mistura (sabão) obtida na parte I novamente ao banho-maria para dissolução. Misturar as reações por agitação. Esquematizar a reação. Parte III: Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2: No tubo 1, adicionar 5 mL de óleo de soja e 10 gotas de lugol. No tubo 2, adicionar 5 mL de margarina derretida e 10 gotas de lugol. Ferver os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada pelo lugol. Após resfriamento à temperatura ambiente, adicionar 3 gotas de solução de amido em cada tubo.
RESULTADOS E DISCUSSÕES
Ao contrário do que se pensa, o sabão por si só não limpa coisa alguma. Essa aparente contradição pode ser entendida quando se sabe que os detergentes - entre os quais a forma mais simples e conhecida é o sabão - são agentes umectantes que diminuem a tensão superficial observada nos solventes, permitindo maior contato dos corpos com os líquidos, que realmente limpa.
O sabão é obtido fazendo-se reagir ácidos graxos com óleos, numa reação chamada saponificação. Os ácidos graxos normalmente usados são o oléico, o esteárico e o palmítico, encontrados sob a forma de ésteres de glicerina (oleatos, estearatos e palmitatos) nas substâncias gordurosas.
A saponificação é feita à quente. Nela a soda ou potassa atacam os referidos ésteres, deslocando a glicerina e formando, com os radicais ácidos assim liberados, sais sódicos ou potássicos. Esses sais são os sabões, que, passando por um processo de purificação e adição de outros ingredientes, transformam-se nos produtos comerciais. Os sabões produzidos com soda são chamados de duros, e os produzidos.
Referências Bibliográficas
CAMPBELL, M. K.; FARRELL, S.O. Bioquímica: Bioquímica metabólica. 5. ed. São Paulo: Thomson Learning, 2008. v. 3. GARRET, R. H.; GRISHAM, C. M. Biochemistry. 2. ed. 
Fort Worth: Saunders College Publishing. Harcourt Brace College Publishers, 1999. NELSON, D. L.; COX, M. M. L. Princípios de bioquímica. São Paulo: Savier, 2005. __________. Princípios de bioquímica de Lehninger. 5. ed. 
Sarvier/Artmed, 2011. Nelson, D L & Cox M M Princípios de Bioquímica de Lehninger. Sarvier/Artmed. 5ª edição. Porto Alegre. 2011.1274 p
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