Resumo de Parasitologia

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Formas: Helmintos (ovos e larvas). Protozoários (trofozoítos, cistos, oocistos e esporos).
Hospedeiros Intermediário: o parasita se encontra em forma de larva ou assexuada.
Hospedeitos definitivo: apresenta o parasita maduro ou fase sexuada.
TGO (mitocôndria) E TGP (citoplasma) aumentam no sangue porque alguns parasitas causam lesões no fígado.
Toda amostra deve ser considerada potencialmente tóxica. Tudo deve ser manipulado EPIs. Se houver necessidade utilizar fluxo laminar. Não pipetar nada com a boca. Descartar o material adequadamente, fezes são descartadas no vaso sanitário.
O exame macroscópico das fezes deve sempre preceder o exame microscópico pelo fato de que certos vermes, como: adultos Ascaris lumbricoides, Enterobius vermiculares, proglotes de Taenia spp., etc podem aparecer nas fezes.
A identificação e detecção dos parasitas intestinais estão relacionados diretamente com a qualidade da amostra, tipo de recipiente, volume de amostra, drogas, compostos químicos, etc. O recipiente deve ser limpo, seco, de boca larga, bem vedado e devidamente identificado no frasco e não na tampa. Pote não deve possuir substâncias químicas que possam destruir formas de vida vegetativas. 
O tempo da coleta interfere na identificação dos parasitas.
Fezes liquidas: 30 minutos; fezes pastosas: 60 minutos; fezes sólidas: 24 horas (refrigerada para inibir crescimento de bactérias). Sem conservantes.
Amostras com conservante: duram até 48h com qualidade após a colheita da amostra.
Fezes frescas: devem ser enviadas para o laboratório logo após a colheita. No laboratório pode ser refrigerada para evitar o crescimento de bactérias e pode ser analisada em um a dois dias.
Para que o exame macro e microscópico fosse totalmente satisfatório todo bolo fecal deveria ser enviado ao laboratório, porém como isso não é possível uma quantidade de 20 a 30g pode ser empregada para análise. 
Medicamentos que prejudicam a análise: antidiarreicos, antibióticos, antiácidos, derivados de bismuto, etc. 
O EPF (exame parasitológico de fezes) identifica morfologia de parasitas nas fezes.
Amostra única: com ou sem conservante. Única amostra.
Amostra múltipla: três dias alternados em um intervalo de dez dias. Se for sem conservante deve ser enviada na hora para o laboratório. Se for com conservante pode esperar e entregar todas amostras de uma vez. A possibilidade de encontrar parasitas aumenta pelo exame de amostras múltiplas por causa da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos nas fezes, estágio dos protozoários, irregularidade de reprodução. 
Preservação das fezes: Para preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos, as amostras fecais que não forem entregues ao laboratório imediatamente após a passagem deverão ser preservadas.
Temporariamente refrigerado: 5 a 10ºC. Podem ocorrer alterações morfológicas por causa do frio.
Permanente: A preservação permanente de trofozoítos, cistos, ovos e larvas é realizada através de vários preservadores, como formol 10% (conserva mais ou menos 1 mês ovos, larvas e cistos e oocistos de protozoários), mertiolato-iodo-formaldeído (MIF), acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF) (conserva cistos e trofozoítos e é a melhor forma de conservação disponível). A proporção é de 3 partes de conservante para uma de fezes.
Fragmentos de alimentos, células vegetais, grãos de pólen, leucócitos, células de tecido animal, podem atrapalhar diagnóstico. 
Técnicas usadas na parasitologia clínica
Macroscópico
Tamisação: feita para a identificação de vermes adultos. As fezes são misturadas com água e essa mistura é passada em uma peneira metálica. Os vermes adultos são frequentemente encontrados misturados ou na superfície das fezes. 
Microscópicos
O exame de esfregaços a fresco pelos métodos diretos é o método mais fácil e, talvez, o mais usado na rotina do laboratório, permitindo visualizar os estágios de diagnóstico dos protozoários (trofozoítos, cistos, oocistos e esporos) e dos helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos).
Exame direto a fresco: procedimento simples e eficiente para o estudo das fezes, permitindo observar os trofozoítos vivos dos protozoários. Os esfregaços com fezes frescas e não fixadas são rotineiramente preparados com as soluções salina a 0,85% e de lugol. Se o número de organismos for pequeno, o exame de pequena quantidade de fezes usada para a preparação de esfregaços a fresco pode ser insuficiente para revelar a presença de parasitos. Nas preparações sem coloração a mobilidade dos parasitas é observada. Nas preparações sem coloração são pesquisadas a presença de cistos, ovos e larvas, e a motilidade dos trofozoítos, quando presentes. Para pesquisa de ovos, o exame direto a fresco sem coloração oferece bons resultados, mas para a de cistos e de larvas é necessário preparar um esfregaço corado, tendo em vista o estudo das características morfológicas das diferentes espécies.
Colorações temporárias: Os ovos e as larvas de helmintos são facilmente diagnosticados pelo exame direto a fresco de esfregaços sem coloração, enquanto que os diferentes estágios dos protozoários são somente observados com o auxílio de diferentes colorações temporárias. Os núcleos dos trofozoítos das amebas, como os dos cistos, são indistinguíveis ou invisíveis no exame direto de esfregaços salinos. Para isso deve-se usar corantes. O lugol é bastante usado, pois consegue fazer essa coloração de maneira eficiente.
Técnicas de concentração: As técnicas de concentração figuram entre os procedimentos de rotina, como parte de um exame completo das fezes, para a pesquisa de parasitos e o diagnóstico de um pequeno número de organismos que foram omitidos, quando foi usado somente o exame direto a fresco. Os três principais objetivos dessas técnicas são: 1) aumentar o número de cistos, oocistos, ovos ou larvas na preparação; 2) eliminar a maioria dos detritos fecais; e 3) apresentar os organismos em um estado inalterado, facilitando sua identificação. Essas técnicas são indicadas para separar os cistos e oocistos de protozoários e ovos de helmintos do excesso de detritos fecais através de diferenças específicas de densidade. As técnicas de concentração se dividem em: flutuação e sedimentação, e cada uma destas se subdivide em flutuação simples e centrífugo-flutuação; sedimentação simples e centrífugo-sedimentação. 
Flutuação: fundamentam-se no princípio da diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos e oocistos de protozoários e o material fecal, a fim de que esses organismos flutuem na superfície dos reagentes com densidade específica.
Técnica de Willis: fundamenta-se na dupla propriedade que apresentam certos ovos de helmintos de flutuarem na superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Método indicado para pesquisa de estruturas leves de protozoários (cistos), ovos leves de helmintos, onde se destaca os de ancilostomídeos.
Método: dissolve-se as fezes na solução saturada de NaCl até ser formado uma gota por fora do pote. Dessa forma se deixa uma lamina sobre essa gota e espera por 15 minutos. Coloca-se lugol na placa, coloca-se a lamínula e observa-se no microscópio. 
Técnicas de Sedimentação: Os dois principais objetivos das técnicas de sedimentação são o aumento do número de ovos operculados, não operculados, larvas ou cistos e a separação das gorduras e óleos da maioria dos detritos. Nessas técnicas, os organismos são sedimentados igualmente pela gravidade ou centrifugação. A sedimentação apresenta uma ação inversa, comparada com a flutuação. Os cistos, oocistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico final. A maior desvantagem é a grande quantidade de detritos fecais no sedimento, tornando a identificação dos organismos muito mais difícil do que pelos procedimentos de flutuação.
Sedimentação espontânea: A técnica de Lutz ou de Hoffman, Pons e Janer é um procedimento simples, indicado para apesquisa de ovos, larvas e cistos. Fundamenta-se na sedimentação espontânea em água (combinação da gravidade e da sedimentação). O uso de grande quantidade de material fecal nesse processo, em contraste com as pequenas quantidades usadas em outras técnicas, favorece um diagnóstico satisfatório e seguro, mesmo quando o número de organismos presentes é pequeno. A grande vantagem da técnica de sedimentação em água para a concentração de cistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos, no material fecal, é a necessidade mínima de vidraria, sendo dispensável o uso de reagentes e da centrifugação. A desvantagem desse processo de diagnóstico coprológico é a grande quantidade de detritos fecais no sedimento, dificultando, com frequência, a preparação e o exame da lâmina.
Métodos para isolamento de larvas: As larvas de Strongyloides stercoralis são usualmente as únicas larvas encontradas nos espécimes fecais. Dependendo dos movimentos de trânsito do intestino e das condições do paciente, larvas rabditóides e, raramente, larvas filarióides poderão estar presentes. Quando houver demora na realização do exame parasitológico das fezes, poderão ser identificados e diagnosticados ovos embrionados e larvas de ancilostomídeos. cultura das fezes para o isolamento de larvas é útil para: a) revelar a presença de larvas, quando esses organismos estão em pequeno número e não são detectados pelas técnicas de concentração; b) estabelecer se a infecção é devida ao S. stercoralis ou aos ancilostomídeos, pelo estudo das características morfológicas fundamentais das larvas rabditóides, e permitir a eclosão dos ovos e a libertação das larvas de primeiro estádio (L1) dos ancilostomídeos, e c) favorecer o desenvolvimento das larvas ao estádio filarióide para uma diferenciação morfológica ulterior. O uso de certos métodos de cultura-fecal (coprocultura) são indicados para a detecção de infecções discretas dos ancilostomídeos, do S. stercoralis e do Trichostrongylus spp. como também para a identificação específica dos parasitos. Essas técnicas são utilizadas para a obtenção de um grande número de larvas infectantes para fins de pesquisa.
CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DOS PRINCIPAIS PARASITAS ENCONTRADOS NAS FEZES
PROTOZOÁRIOS
Amebas
Entamoeba histolytica: trofozoíta com pseudópodes, núcleo bem definido (forma de roda de carroça), citoplasma bem sujo e é patogênica. O cisto possui membranas que brilham na luz. Possui de um a quatro núcleos. Apresenta vacúolos de glicogênio e corpos cromatóides (formas densas de RNA). 
Entamoeba coli: possui mais de quatro núcleos. Possui forma de trofozoíta e cisto. É comensal. Seu corpo cromatóide é em forma de agulha. 
Iodamoeba butschlii: nuécleo quase todo ocupado por cariossoma, fica rosado quando corado. Possui somente um núcleo. Muito pequena. Cisto e trofozoíta. Comensal. 
Enolimas nana: um a quatro núcleos. Membra do cisto é brilhante. Comensal. 
Ciclo de vida: contaminação oral-fecal. Normalmente a pessoa é infectada por cistos. Esse cisto é desiscistado no I.delgado, o trofozoíto se multiplica se encista no I.grosso e contamina outras pessoas. Nas fezes aquosas se encontra mais trofozoítos. 
HELMINTOS
Classe Nematoda
Vermes cilíndricos, parte anterior e posterior que diferencia o sexo desses vermes. 
Ancylostoma duodenale e Necator americanus vivem no I.delgado sugando sangue lá dentro. Têm o intestino simples; Nas fêmeas ele termina no ânus, nos machos abre-se na bolsa copuladora. O A. duodenale possui dentes, já o N. americanus possui laminas. 
Os ovos desses helmintos quando feitos no organismo não são embrionados. Só se tornam embrionados quando estão no meio ambiente. 
Larva rabditoide: imatura; Larva filarioíde: infectante; Ovo não embrionado: bem bagunçado a morfologia; Ovo embrionado: dá para ver o verme dentro do mesmo. 
Ciclo: ovos são depositados pela fêmea no I.delgado. Eliminados pelas fezes. No meio externo o ovo começa a sofre maturação até que o verme saia. A larva L1 no ovo se alimenta de matéria orgânica e microrganismos e perde a cutícula externa. A L2 tem movimentos serpentiforme se alimenta de matéria orgânica e microrganismos. A L3 ainda tem bainha e com uma semana nessa forma ela perde a bainha e infecta a pessoa. As L3 vão para o pulmão e lá se tornam L4. Quando a pessoa escarra e engole a larva ela vira L5 que são as larvas adultas. O macho e a fêmea se alimenta de sangue e procriam no intestino. 
Patologia: as perdas de sangue por causa das mordidas no intestino levam a anemia, o que leva a pessoa a ficar amarelada pela degradação muito grande das hemácias. A anemia varia de acordo com a espécie do ancilostomideo, com a carga parasitária e com a ingestão de Fe do infectado. Pode causa hipoproteinemia e isso pode causar danos hepáticos por causa do trabalho intenso do fígado. O método de Willis é indicado para encontrar esses vermes. Exame croposcópico também. 
Artefatos podem confundir analista. Resto de alimentos, material alimentar não digerido, células, muco, microrganismos, etc.
Métodos gerais: Hoffman, Pons e James; Ritchie; Coproteste.
O ideal seria a realização de vários métodos na mesma amostra, porém a quantidade de amostra que chega para análise é pequena. 
Escolha de método: alguns parasitas só são evidenciados por técnicas especiais; um exame isolado considerado negativo não pode ser conclusica sendo recomendável a repetição em outras amostras; a produção de cistos, larvas e ovos não é uniforme. 
Hoffman, Pons e Hames (HPJ ou Lutz): método de concentração usado para ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários. A amostra é coloca com água em um tubo. Isso é deixado sedimentar por 2 a 24h. Com a pipeta de pasteur o material sedimentado é colhido e visualizado. É o método mais usado, mais barato, mais sensível, porém é mais demorado. 
Coproteste: uma adaptação do método HPJ. Possui dentro dele SAF, para conservação dos parasitas. As fezes já são filtradas dentro do próprio recipiente, facilitando a vida do analista. 
Concentração forçada por centrifugação (MIF OU SAF): homogeneizar, filtrar diretamente e 1 a 2 mL vai para o tubo de centrifugação de 15 mL. 4 a 5 mL de éter sulfúrico é usado para tirar gorduras e algumas estruturas. Centrifuga, joga sobrenadante fora e ressuspende com lugol. A lamina é colocada com lamínula e vai para o microscópio.