Bioquímica experimento pratica

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Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 12//05//2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 2: Identificação de Carboidratos 
Objetivo: Reconhecer os carboidratos através de reações que ocorrem com os grupos
funcionais presentes em suas moléculas.
Introdução: Os carboidratos são substâncias orgânicas que atuam como reservas de energia
do organismo e possuem funções estruturais. São divididos em sub divididos em:
Monossacarídeos (Pentoses -ribose e Hexoses -glicose,frutose), Dissacarídeos (maltose,
lactose, sacarose)e os Polissacarídeos (amido, glicogênio, celulose, quitina). Sendo os dois
primeiros solúveis em H20, e o último insolúvel em H20.
Procedimento experimental:
3.1 - Em 3 tubos de ensaio colocar em cada um deles 0,1 de glicose sólida.
3.2 - No tubo n° 1 adicionar 2 ml de água destilada.
3.3 - No tubo n° 2 adicionar 2 ml de etanol.
3.4 - No tubo n° 3 adicionar 2 ml de acetona.
3.5 - Repetir o procedimento para sacarose e amido.
3.6 - Agitar os tubos e aguardar por 30 minutos.
3.7 - Anotar a solubilidade de todos os tubos.
Conclusão e Discussão:
A solubilidade dos carboidratos depende da disponibilidade dos grupos hidroxila para formar
ligações de hidrogênio com a água. No caso dos polissacarídeos (amido) a solubilidade é
muito baixa devido a grande quantidade de ligações de hidrogênio intracadeia minimizando a
interação com a água. Os monossacarídeos e os dissacarídeos são solúveis em água, isso se
deve a alta polaridade desses glicídios. O etanol e a acetona são solventes apolares próticos,
pois apresentam -OH (hidroxilas) livres, ou seja, os carboidratos são insolúveis a esses
compostos.
1- Glicose- monossacarídeo 2- Sacarose- dissacarídeo
A) água destilada = solúvel D) água destilada =solúvel 
B) etanol =insolúvel E) etanol =insolúvel
C) acetona= insolúvel F ) acetona =insolúvel
3- Amido-Polissacarídeo
G) água destilada = insolúvel
H) etanol =insolúvel
I) acetona = insolúvel
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 12/05/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 3: Teste de Molisch
Objetivo: Reconhecer os carboidratos através da pesquisa das funções orgânicas presentes
em suas moléculas e das características por elas proporcionadas. A fim de reconhecer a
solubilidade dos glicídios.
Introdução: O teste de Molisch é um procedimento químico usado para determinar a
presença de hidratos de carbono em uma solução, desidratando o glicídio com a presença do
ácido sulfúrico concentrado, formando pentoses e hexoses. Essas moléculas formadas podem
originar as estrutural alfa-naftol com a cor lilás/violeta.
Procedimento Experimental: Reação de Molisch:
3.1 - Colocar em um tubo de ensaio, 2ml de solução de glicose 1%.
3.2 - Acrescentar 3 gotas da solução alcoólica de alfa-naftol.
3.3 - Aguardar 20 min.
3.4 - Pelas paredes do tubo, mantendo-o inclinado, adicione lentamente 1ml de ácido
sulfúrico concentrado. Notar o aparecimento de um anel violeta na superfície de separação
das duas fases.
3.5 - Repetir o mesmo experimento para, frutose 1 % e alanina 5%.
Conclusão e Discussão:
Os tubos 1 e 2 ficaram roxos quando os carboidratos reagiram com o ácido sulfúrico
concentrado. O ácido rompe as ligações glicosídicas dos polissacarídeos, quebrando-os e
fornecendo seus monossacarídeos que são desidratados, para formar furfural quando o
monossacarídeo desidratado for uma pentose, e o hidroximetilfurfural (HMF), quando for
uma hexose. Após a etapa de desidratação, os furfurais reagem com o reagente de molisch
para produzir um produto de cor púrpura. O tubo 3 não reagiu, portanto não tem carboidratos.
Se o produto ficar roxo = presença de carboidratos consequentemente mais solúvel
Se a coloração não se alterar = não há carboidratos
1 tubo: glicose (reagiu como positivo)
2 tubo: frutose (reagiu como positivo)
3 tubo: alanina (reagiu como negativo)
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 26/05/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 4: Reação de Benedict e de Barfoed
1. Objetivo: Caracterizar a presença de açúcares, mais precisamente de açúcares
redutores, em material biológico e distinguir monossacarídeos de dissacarídeos.
2. Introdução: O teste de Benedict é um teste usado para detectar a presença de certos
tipos de carboidratos como os açúcares redutores, mudando de azul para vermelho
caso a presença do açúcar redutor seja positiva. O teste de Barfoed é um teste usado
para detectar a presença de monossacarídeos, também reage com os dissacarídeos mas
a reação é mais lenta pois precisa que eles estejam hidrolisados e depois precisam
reagir com o acetato de cobre II para produzir óxido de cobre I, caso o teste seja
positivo irá ter a presença de precipitado vermelho.
O cobre é um metal de transição reduzido pelo carboidrato
O carboidrato sofre oxidação produzindo um ácido carboxílico
O carbono numérico = carbono 1 da cadeia/ possui um grupo funcional
O carboidrato monossacarídeo é um redutor pois tem hidroxilas livres no carbono
numérico.
Reação de Benedict: Sulfato Cúprico CuSo4/OH
Reação de Barfoed: Acetato de cobre/Ácido Acético
Positivo apenas para Monossacarídeo.
3. Procedimento experimental (Benedict)l:
3.1 - Em um tubo de ensaio colocar 1 mL de amostra (carboidrato).
3.2 - Adicionar 2,0 mL do reagente Benedict.
3.3 - Aguardar por 15 minutos.
3.4 - Ferver o tubo na chama por dois minutos e deixar esfriar.
3.5 - Anotar a coloração inicial (frio) e final (após aquecimento ).
3.6 - Relacionar as estruturas dos carboidratos com a coloração obtida e concluir.
Amostras: (+) Glicose 1%, (-) Sacarose 1%, (+)Lactose 1%, (-) Refrigerante light, (+)
Refrigerante normal.
4.Procedimento experimental (Barfoed):
4.1 - Em um tubo de ensaio colocar 1 mL de amostra (carboidrato).
4.2 - Adicionar 2,0 mL do reagente Barfoed.
4.3- Aguardar por 15 minutos.
4.4- Ferver o tubo na chama por dois minutos e deixar esfriar.
4.5- a coloração inicial (frio) e final (após aquecimento ).
4.6- Relacionar as estruturas dos carboidratos com a coloração obtida e concluir.
5.Conclusão e Discussão: Se após a reação a cor ficar azul, o carboidrato não é redutor, não
possui hidroxilas livres ou carbono numérico. Se após a reação a cor ficar vermelha, marrom
ou laranja, existe um carboidrato redutor ou seja hidroxilas do carbono anomérico livres.
Portanto, todos os que se tornam vermelhos -oxidam- na presença de carbono redutor.
Na reação de Barfoed: ocorre em meio ácido, por conta disso o H+ não cliva as ligações
glicosídicas,ou seja, os dissacarídeos não reagem e os monossacarídeos redutores reagem
● A glicose 1% (+) após a reação ficou vermelho e criou um precipitado ✔
● A sacarose 1%( - ) permaneceu azul, não ocorrendo reação.
● A lactose 1% (-) permaneceu azul, não ocorrendo reação.
Na reação de Benedict:
Coloração inicial Coloração final
Glicose 1% (+) Azul Vermelho
Sacarose (-) Azul Azul
Lactose (+) Azul Vermelho
Refrigerante light (-) Azul Azul
Refrigerante normal (+) Azul Vermelho
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 02/06/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 5: Espelho de Prata
Objetivo: Caracterizar aldeídos e cetonas em carboidratos e identificar dissacarídeos
não redutores, diferenciar os açúcares de aldose e de cetose.
Introdução: Neste experimento vamos usar Nitrato de Prata para detectar a presença
de aldeídos alifáticos ( cadeia aberta ) em soluções, que é um reagente usado para
diferenciar os açúcares de aldose ou cetose. Usaremos também Hidróxido de amônio.
Procedimento experimental:
3.1 Em um tubo de ensaio colocar 2mL de amostra.
3.2 Adicionar 2mL de AgNO3(5%) e 2mL de NH4OH 10%.
3.3 Agitar.
3.4 Aguardar por 20 minutos.
3.5 Aquecer o tubo lentamente na chama e observar.
3.6 Relacionar as estruturas com os resultados obtidos e concluir.
*Acrescentar primeiro o AgNO3 5% (nitrato deprata)e depois NH4OH 10%
(hidróxido de amônio).
Amostras: Glicose 5%, Frutose 5%
Conclusão e Discussão: A sacarose é um dissacarídeo composto de moléculas de
glicose e frutose, mantidas juntas por ligações. Durante o experimento do espelho de
prata, pode-se observar que uma camada de prata metálica é formada na parede do
tubo, como um espelho. Isso pode ser alcançado aquecendo uma solução de amônia
de nitrato de prata e glicose. Na solução de nitrato de prata, primeiro adicionamos
uma pequena quantidade de água e amônia para fazer o meio alcalino formar óxido de
prata insolúvel em água Ag2O. Ao adicionar amônia em excesso, formamos um
complexo solúvel em água, Ag(NH3)2+. A solução torna-se incolor novamente.
Aldoses irão positivar
Cetoses irão negativar
O processo de espelhamento só ocorre no vidro e não no plástico. Essa reação ocorre
por conta do aldeído que oxida o componente carboxílico (redução de Ag2+ para Ag0).
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 02/06/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 6: Inversão da Sacarose
Objetivo: Caracterizar aldeídos e cetonas em carboidratos e identificar dissacarídeos não
redutores, diferenciar os açúcares de aldose e de cetose.
Introdução: A sacarose é um dissacarídeo composto por moléculas de glicose e frutose,
unidas por ligações glicosídicas. Sob condições ambientais, este glicerol tem a aparência de
cristais brancos, tem sabor doce e é solúvel em água. Para obter a inversão da sacarose, é
necessário aquecê-la na presença de água para que ocorra a hidrólise do açúcar. Esse processo
faz com que a sacarose se decomponha em dois açúcares, formando suas moléculas: glicose e
frutose, que são dois estereoisômeros.
Procedimento Experimental:
1.1 Em um tubo de ensaio colocar 2 mL de amostra abaixo (carboidrato).
1.2 Fazer o teste de Benedict e anotar o resultado.
1.3 Em um tubo de ensaio adicionar 2 mL de sacarose e 4 gotas de HCL concentrado e ferver
na chama por 2 min.
1.4 Fazer o teste de Benedict, comparar com o resultado anterior e concluir.
Amostras: Glicose 1%, Sacarose 1%, Frutose 1%
Conclusão e Discussão: O procedimento provoca a quebra da sacarose em dois açúcares que
formam a sua molécula a glicose e sacarose. Quando adicionado o ácido diluído, ou enzima
invertase a reação acontece a sacarose é hidrolisada surgindo o açúcar invertido, invertendo o
plano de luz polarizada.
1-Glicose 1% + Benedict -Vermelho
2- Sacarose 1% +Benedict -Azul
3-Frutose 1% + Benedict - deveria ficar Vermelho, e ficou azul, tubo contaminado, não
ocorreu reação.
4- Sacarose + HCl -> 2 carbonos numéricos (redutor), ocorre a Hidrólise, sem Benedict,
Vermelho
Clivagem da ligação glicosídica [H+], Enzima inverase e Hidrólise.
Glicose -> Sacarose + Frutose, ambos com carbonos numéricos.
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 09/06/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 7: Hidrólise do Ágar e Amido
Objetivo: Obtenção de açúcares redutores através da hidrólise ácida de polissacarídeos
Introdução: O Ágar é utilizado como meio de cultura para bactérias e fungos, na indústria
alimentícia (gelatina), nutrientes na biologia vegetal, germinação de plantas e pode ser
facilmente comprado como um pó branco. O Lugol é formado por Iodo, fenol e etanol; nos
permite diferenciar glicose de frutose, já que o grupo aldeído reage mais rapidamente
formando um sal.
Galactose
Procedimento Experimental:
-Colocar 50 ml de goma de amido a 1% em um Becker de 100 ml. Agitar e transferir
imediatamente para um tubo de ensaio, 2 ml desta mistura. Adicionar 3 ml de ácido clorídrico
concentrado na solução resultante do Becker.
- Colocar o Becker contendo o restante da mistura sobre uma chapa de aquecimento, de modo
a manter uma ebulição branda. Iniciada a aa ebulição retirar, com pipeta, amostras de 2 ml, de
2 em 2 minutos para um tubo, Retirar 6 amostras,
- Resfriar as 6 amostras em banho de água logo após obtê-las e adicionar 1 gota de lugol.
- Fazer o teste de Benedict no tubo 1 e na solução resultante (tubo 8). Não esquecer de
neutralizar com NaOH o último tubo.
Amido Cor azul com lugol
(turvação)
Amido solúvel Cor azul com lugol
(limpidez)
Amilodextrina Cor roxa com lugol
Eritrodextrina Cor vermelha com lugol
Acrodextrina Cor do lugol
Maltose Reduz o reativo de
Benedict
Glicose Reduz o reativo de
Benedict
1. Colocar em um tubo de ensaio 0,1 g de Agar. Juntar 4 ml de água destilada e fazer o teste
de Benedict. Azul
2. Colocar em um segundo tubo de ensaio 0,1 g de Agar. Juntar 4 ml de água destilada e 1 ml
de ácido clorídrico concentrado. Deixar 6 minutos em ebulição branda. Esfriar e neutralizar
com hidróxido de sódio a 10 M (5 gotas). Medir o PH com papel indicador. Laranja
*Fazer o teste de Benedict Comparar a coloração dos dois testes.
Conclusão e Discussão:
Com a coloração obtida nas amostras em cada tubo de ensaio, chegamos aos
seguintes resultados: Só a sacarose reagiu após o aquecimento do tubo 2. Observamos que na
hidrólise do ágar ele não reage com o benedict no tubo 1 portanto não tem açúcar redutor e
sua cor é azul. No tubo 2 com o tratamento com o Hcl e aquecimento acontece a hidrólise
levando à fragmentação do ágar . No amido foi feito vários fragmentos para identificar vários
pedaços menores levando a clivagem do dissacarídeo que vai levar a um monômero que é o
produto redutor com isso dando o teste positivo para benedict.
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 23/06/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 8: Aminoácidos
Objetivo - Identificar e caracterizar aminoácidos e seus grupos funcionais da cadeia.
Reações Gerais: são as que estão relacionadas com os grupos carboxílico e amino
Reações Específicas: são as que estão relacionadas com os grupos funcionais das cadeias
laterais.
Introdução: São unidades estruturais básicas de peptídeos, unidos por ligações covalentes.
1.1- Reação de Ninhidrina: Quando os aminoácidos são aquecidos em solução contendo
excesso de ninidrina, todos aqueles que têm grupamento amino livre produzem um
composto púrpura, conhecido como Púrpura de Rüehmann.
1.2. Procedimento Experimental: Em cinco tubos de ensaio adicionar 3 mL de solução
aquosa de clara de ovo, glicina 1%, prolina 1%, leucina 1% e triptofano 1%. Em seguida
adicionar 1 mL de ninhidrina, agitar, aguardar 15 minutos e ferver por 2 minutos. Anotar a
cor observada
Prolina, não possui um hidrogênio
1-Albumina Roxo
2-Glicina 1% Roxo
3-Prolina 1% Púrpura
4-Leucina 1% Roxo
5-Triptofano Roxo
1.3. REAÇÃO XANTOPROTEICA: Aminoácidos que possuem anel aromático na
estrutura. Reação de nitração do sistema aromático, ocorrendo a quebra da aromaticidade,
gerando uma dupla conjugada.
1.4. Procedimento Experimental: Em cinco tubos de ensaio adicionar com o auxílio de uma
pipeta 2 ml das seguintes substâncias: glicina, triptofano, tirosina, e clara de ovo. Em seguida
adicione-se 1 ml de HNO, concentrado e aguarde por 15 minutos. Aquecer com cuidado
deixando ferver por 1 minuto. Esfriar o tubo em água corrente. Adicionar lenta e
cuidadosamente NaOH 10% até coloração alaranjada. Observar a mudança de coloração e
concluir relacionando a cor com a estrutura dos aminoácidos.
1- Glicina 1% Incolor
2- Triptofano Laranja
3- Tirosina 1% Laranja
4- Clara do ovo (Albumina) Laranja
Conclusão e Discussão: É consenso, que todos os aminoácidos são constituídos por
extremidades alfa, com exceção da Prolina, um aminoácido cíclico e com a falta de um
hidrogênio. Por conta disso, no experimento 1.2 o tubo de ensaio n°3 ocorreu a reação de
ninhidrina, pois apresenta um grupo amino livre. Já no experimento 1.3 é utilizado para
detectar as cadeias laterais (-R), o tubo de ensaio n°1 não reagiu, pois a glicina não apresenta
cadeias laterais.
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 30/06/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 9: Identificação de aminoácidos.
Objetivo: identificar e caracterizaraminoácidos e seus grupos funcionais de cadeia.
Introdução: Sabemos que os aminoácidos apresentam os grupos "fixos" que são o
carboxílico e o amino; e o mutável que é o grupo lateral. Esse experimento nos auxiliará a
identificar cada um deles.
Reações Gerais -> apresentam o grupo carboxílico e o amino.
Reações Específicas-> grupos funcionais da cadeia lateral (-R).
Cistina
Cisteína
1.1.2. Procedimento Experimental: Pegar três tubos de ensaio e em cada um dos tubos
adicionar 3 ml de amostra. Adicionar 1 ml de NaOH a 10%, aguardar por 12 minutos. Após
este tempo juntar a esta mistura 4 a 6 gotas de alfa naftol a 1%. Acrescentar 1 ml de
hipoclorito de sódio a 0,5%. Observar a coloração dos tubos e interpretar.
*Amostra - de solução de clara de ovo, arginina e glicina.
1.1 Reação de Sakaguchi: Reação característica para identificação do grupo guanidina do
aminoácido arginina.
1.2.1. Procedimento Experimental: Pegar três tubos de ensaio e em cada um dos tubos
adicionar 2 ml da amostra e 1 ml de NaOH a 10%. Deixar a solução em repouso a
temperatura ambiente por 15 minutos. Ferver os tubos por 2 minutos, esfriar e juntar três
gotas de acetato de chumbo a 10%. Aquecer os tubos novamente até o aparecimento de ppt
preto.
Observar a coloração dos tubos e interpretar Amostra - clara de ovo, cisteína e glicina.
1.2. Reação de Sulfidrila: Reação característica de aminoácidos que possuem na estrutura o
grupamento sulfidrila (SH)
Conclusão e Discussão: A primeira foto se refere ao experimento de Sakaguchi, o qual
identifica o grupo guanidina do aminoácido arginina. Como visível, o teste foi positivo, pois
os tubos de arginina e clara de ovo apresentaram coloração avermelhada. Já a segunda foto se
refere ao experimento de sulfidrila, que identifica os aminoácidos que possuem o grupo
funcional sulfidrila. Como observável, apenas a Cisteína obteve o precipitado preto, ou seja,
ela possui esse grupo funcional.
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 04/08/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 10: Extração e dosagem de Glicogênio a partir de células do fígado.
Objetivo: Fazer a dosagem de glicogênio para identificar se estava no estado alimentado ou
jejum.
Introdução: O glicogênio é formado a partir da união de moléculas de glicose, quando
consumimos alimentos que contenham carboidratos a glicose vai ser absorvida e sofrer um
processo de fosforilação se tornando glicose 6 fosfato. O glicogênio é o meio mais rápido da
célula conseguir manter os níveis energéticos no momento de jejum, podendo ser
armazenados nos tecidos. Quando tivermos baixa taxa de glicose ( jejum) as células beta
pancreática que liberam insulina vão estar inibidas estimulando as células alfa pancreáticas
que liberam glucagon fazendo com que o fígado quebre o glicogênio estocado e libere glicose
para células, vai acontecer o reverso no estado alimentado.
Procedimento Experimental: Neste procedimento experimental foi utilizado o glicogênio
que já tinha sido extraído do tecido hepático.
- Adicionar 500 uL de água destilada em um tubo de ensaio com a descrição ‘’branco’’.
- Adicionar 400 uL de água destilada e 100 uL de glicogênio em dois tubos de ensaio com a
descrição ‘’1’’.
- Adicionar 200 uL de água destilada e 300 uL de glicogênio em dois tubos de ensaio com a
descrição ‘’2’’.
- Adicionar 500 uL de glicogênio em dois tubos de ensaio com a descrição ‘’3’’.
-Adicionar 500 uL de água destilada e 100 uL de amostra em dois tubos de ensaio com a
descrição ‘’Amostra’.
- Adicionar 3 mL de reativo de iodo em todos os tubos.
- Centrifugar os tubos de ensaio.
- Ler os tubos de ensaio no espectrofotômetro.
- Cálculos.
Média da absorbância:
T(tubo)branco = 0
T1 = 0,058 T1 = 0,060 Média ABS = 0,059
T2 = 0,165 T2 = 0,170 Média ABS= 0,167
T3 = 0,216 T3 = 0,220 Média ABS= 0,218
TAmostra = 0,126 TAmostra = 0,140 Média ABS= 0,133
Fator de correção:
T1Y = 1,69
T2Y = 1,79
T3Y = 2,29
FCM= 1,92
Concentração de glicogênio na amostra:
T1 = 0,113
T2 = 0,320
T3 = 0,418
TAmostra = 0,255
X= 8,92 mg
Z(% de glicogênio) = 4,46%
Conclusão e Discussão:
Analisando o resultado desse experimento percebemos que nessa amostra a porcentagem foi
de 4,46% de glicogênio o que significa que estava em jejum, porque quanto menor a
porcentagem de glicogênio maior será o tempo em jejum e quanto mais glicogênio significa
estado alimentado. O que faz com que seja encontrado pouco glicogênio no estado de jejum é
o fato das células alfa (glucagon) estarem atuando na quebra do glicogênio armazenado no
tecido hepático para fornecer energia ao corpo.
Nomes: Filipe Lopes, Gabriela Salles e Laura Dos Santos.
Data: 11/08/2022
Disciplina: Bioquímica Experimental (2022/1), T.11
Experimento 11: Extração e dosagem de proteínas a partir de células do fígado.
Objetivo: A partir do método de Bradford (técnica para a determinação de proteínas totais
que utiliza o corante de “Coomassie brilliant blue”) fazemos a dosagem de proteínas a partir
de células retiradas do fígado de ratos.
Introdução: Este método é baseado na interação entre o corante BG-250 e macromoléculas
de proteínas que contém aminoácidos de cadeias laterais básicas ou aromáticas. No pH de
reação, a interação entre a proteína de alto peso molecular e o corante BG-250 provoca o
deslocamento do equilíbrio do corante para a forma aniônica, que absorve fortemente em 595
nm
Procedimento Experimental: Neste procedimento experimental foi utilizada a proteína que
já tinha sido extraída do fígado de ratos.
- Adicionar ao Branco apenas Azul de Coomassie.
- Adicionar na amostra 1 (pura) 20 uL/ 20 uL
- Adicionar na amostra 2 (diluída) 20 uL/ 20 uL
- Adicionar 2,5 mL de Azul de Coomassie em todos os tubos.
- Agitar no vortex e esperar 10 minutos
- Ler os tubos de ensaio no espectrofotômetro.
- Cálculos.
Média da absorbância:
T(tubo)branco = 0
1AB = 0,108 1AB = 0,095 Média = 0,101
2AB = 0,281 2AB = 0,353 Média = 0,317
3AB = 0,450 3AB = 0,473 Média = 0,461
1AM = 1,225 1AM = 1,237 Média = 1,231 ( PURA )
2 AM = 0,337 2 AM = 0,382 Média = 0,359 ( DILUÍDA )
1:10 CURVA ALBUMINA
Fator de correção:
1AB = 0,09
2AB = 0,07
3AB = 0,10
FCM= 0,08
Concentração de proteína na amostra:
Pura: 4,924 Diluída: 14,36
Conclusão e Discussão: Bradford é utilizado para a determinação de proteínas totais, apenas
o puro ficou com a coloração azul, dando positivo para presença de proteínas enquanto o
diluído ficou com a coloração escura e pouco azul. Sendo assim podemos concluir que a
concentração de proteínas na diluída é bem menor do que a da solução pura.