RELATÓRIO DE FARMACOGNOSIA APLICADA

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
CURSO: Farmácia 
 
DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA APLICADA 
NOME DA ALUNO (A): Luciano Nascimento de Araújo
R.A:2036046 POLO: Ercília – São José do Rio Preto-SP 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK – São José do Rio Preto
DATA: 02/11/2022
INTRODUÇÃO.
 
 Neste trabalho a farmacognosia teve como objetivo estudar os princípios naturais , sejam animais ou vegetais, investigando suas características químicas , biológicas , botânicas e bioquímicas Sendo apresentada uma experiência no ensino de Farmacognosia, cujo estudo dos aspectos farmacoterapêuticos de fitofármacos e fitoterápicos; em 1811 o termo farmacognosia foi utilizado pela primeira vez pelo médico austríaco Schmidt , mais somente em 1815 foi introduzido o nome farmacognosia (DUTRA,2016)
 Farmacognosia tem, em sua etimologia, o prefixo grego: PHARMAKON que significa droga, medicamento, e GNOSIS, que significa conhecimento, ou seja, o estudo e o conhecimento das drogas. Vale citar, nesta introdução, a história, a produção, a comercialização, o uso, a identificação, o isolamento dos princípios ativos das drogas, sua conservação e, finalmente, o seu armazenamento. A pesquisa de novas plantas medicinais busca o isolamento de seus princípios ativos bem como o extrato vegetal nelas envolvido, tarefa da maior importância para a medicina (DRESCH, 2016).
 O conhecimento sobre os vegetais deve abranger também seu metabolismo, dando uma visão sobre como as plantas produzem as substâncias que utilizamos atualmente. Os métodos de extração dos metabólitos primários e secundários (substâncias ativas) presentes nas plantas serão tratados de forma que essas substâncias possam ser utilizadas na prática diária do profissional para fabricação de medicamentos fitoterápicos e fitocosméticos, entre outros (WADT, 2021).
 Os flavonóides possuem ação antioxidante, isto é, eles protegem as células contra os efeitos danosos dos radicais livres. O uso frequente de preparações e alimentos ricos nessas substâncias pode, portanto, ser benéfico à saúde uma vez que elas são capazes de neutralizar os radicais livres e prevenir várias doenças (RODRIGUES,2017).
 As antraquinonas são quimicamente definidas como substâncias fenólicas derivadas da dicetona do antraceno: Os derivados antraquinônicos são frequentemente compostos alaranjados, algumas vezes observados in situ, como nos raios parenquimáticos do ruibarbo e cáscara-sagrada (TCHAMBULE, 2011)
 As antraquinonas constituem o grupo mais numeroso das quinonas naturais. São quinonas tricíclicas derivadas do antraceno, com grupo cetônico em C-9 e C-10 (BRAGA,2016)
Um grupo de glicosídeos presentes em plantas são as Saponinas, que são conhecidas por possuir características de capacidade de formar espuma em soluções aquosas. As saponinas são substâncias derivadas do metabolismo secundário das plantas, relacionados, principalmente, com o sistema de defesa, são glicosídeos de esteroides ou de terpenos policíclicos. As saponinas são encontradas nos tecidos que são mais frágeis ao ataque fúngico, bacteriano ou predatório dos insetos, tendo em vista, parte do sistema da defesa das plantas e indicadas como “fitoprotetoras”. Essa atividade seria devido a interação com os esteróis da membrana (FERNANDES, 2019). 
Dentre as diversas classes de metabólitos secundários podemos destacar os alcalóides que se encontram distribuídos nas Angiospermas. Existe um grande interesse no estudo dos alcalóides devido a sua múltipla atividade farmacológica. No sistema nervoso central os alcalóides podem ter atividade depressiva (morfina, escopolamina) e estimulante (estricnina, cafeína); no sistema autônomo parassimpático (pilocarpina), simpático (efedrina), anticolinérgico (atropina, hiosciamina) e o ganglionar (nicotina). Os alcalóides também têm atividade anestésica (cocaína), antitumoral (vimblastina, vincristina), antimalárica (quinina), antibacteriana (berberina) e muitas outras (RINALDI, 2007)
Neste trabalho também estudamos sobre os óleos essenciais que são compostos voláteis aromáticos que podem ser extraídos das raízes, caules, folhas, flores ou de todas as partes de plantas aromáticas. Essas extrações podem ser realizadas por destilação a vapor (a técnica mais comum), compressão de vegetais ou uso de solventes (SILVEIRA, 2012).
Esses óleos são de grande importância industrial e são utilizados nas indústrias de perfumaria, cosmética, alimentícia e farmacêutica, e muitas vezes são componentes de propriedades curativas de plantas medicinais (SILVEIRA, 2012).
Vale ressaltar que nem todos os óleos essenciais possuem aroma agradável e nem sempre as espécies que os contem apresentam propriedades terapêuticas (SILVEIRA, 2012).
Os métodos utilizados nas aulas práticas para extração dos óleos essenciais foram Soxhlet, que é um aparelho de laboratório inventado em 1879 por Franz Von Soxhlet, no qual utiliza-se como solvente o hexano, a vantagem de usar esse método é que o solvente entra em ebulição por meio de um aquecimento apropriado e em uma condição que o composto vai sofrer a extração de forma rica e sem perda dos materiais a serem analisados (CUPERTINO, 2028), e o método Clevenger é a extração de óleo essencial por hidrodestilação também usa o arraste de óleo pelo vapor d’água, com a diferença de que o material fica mergulhado na água em ebulição (COSTA, 2008). 
RESULTADOS E DISCUSSÃO.
AULA 1. ROTEIRO 1. IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE GLICOSÍDEOS FLAVONOÍDICOS.
MATERIAIS E MÉTODOS: 
Iniciei esse procedimento, pesando em uma balança analítica 1g de camomila em papel filtro com auxílio de espátula, após transferiu-se a droga vegetal para um almofariz e onde foi triturado.
Após, com o auxílio de uma proveta, mediu-se 20ml de álcool 70% e transferiu-se a droga para um béquer e adicionou-se esse álcool 70%.
Depois o béquer foi para banho-maria tampado com vidro de relógio por cinco minutos.
Após esse período filtrou-se em funil de vidro contendo algodão e recolheu-se o filtrado realizando novamente o procedimento de filtragem.
Após a filtragem em duplicata, foi dividido o filtrado em quatro tubos de ensaio identificados pelos números de 1 a 4 para realizar as identificações abaixo. 
1 - REAÇÃO DE SHINODA.
Esse procedimento foi realizado dentro da capela adicionou-se ao tubo de ensaio nº 1, 3 ml do filtrado, um punhado de fragmentos de magnésio metálico e 1 ml de ácido clorídrico concentrado pelas paredes do tubo, e foi observado resultado positivo para presença de glicosídeos flavonoídicos com a formação de cor rosa avermelhado.
2 – REAÇÃO COM CLORETO FÉRRICO.
Este procedimento foi realizado dentro da capela, em um tubo de ensaio identificado como 2 adicionou-se 3 ml do filtrado e duas gotas de cloreto férrico, e foi observado resultado positivo para glicosídeos flavonoídicos com a formação de cor verde.
3 – REAÇÃO COM HIDRÓXIDO DE SÓDIO.
Esse procedimento foi realizado dentro da capela, em um tubo de ensaio identificado como 3 foi adicionado 3 ml do filtrado e duas gotas de hidróxido de sódio, e foi observado resultado positivo para glicosídeos flavonoídicos com a formação de cor amarela.
4 – REAÇÃO COM CLORETO DE ALUMÍNIO 5%.
Para realização desse procedimento foi utilizado um papel filtro onde pingou-se duas gotas do filtrado com auxílio de uma pipeta pasteur, em seguida, ao lado direito sobre a gota adicionou uma gota de cloreto de alumínio 5% e aguardou a secagem do papel filtro. Após observou resultado positivo para glicosídeos flavonoídicos com a formação de cor amarela fluorescente.
No tubo identificado como 4, não foi realizado nenhuma reação, pois o mesmo foi utilizado como branco, apenas para comparação colorimétrica das reações, conforme figura 1. 
Figura 1: Reação de Shinoda, Reação com FeCl3, reação com NaOH e branco.
Fonte: Autor (2022).
AULA 1. ROTEIRO 2. IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE ANTRAQUINONAS.
PROCEDIMENTO 1 – ANTRAQUINONAS LIVRES.
Nesse procedimento pesou-se1g de cáscara sagrada, numa balança analítica com auxilio uma espátula e após transferiu para um béquer e adicionou –se 5 ml de éter previamente medido em proveta.
Logo após, agitou-se o conteúdo do béquer com auxílio de um bastão de vidro e tampou o béquer com vidro de relógio e aguardou por 15 minutos para que a droga decantasse completamente.
Após a droga decantar, com auxílio de uma pipeta pasteur transferiu todo o solvente para um tubo de ensaio e realizou o procedimento (droga + éter + agitação + decantação) novamente extraindo o solvente e colocando no mesmo tubo de ensaio. 
Para finalizar, adicionou-se ao tubo 1 ml de hidróxido de amônia 10% e agitou-se o tubo, onde observou resultado positivo para antraquinonas livres com a formação de cor vermelha.
Figura 2: Tubo com resultado positivo para antraquinonas livres.
Fonte: Autor (2022).
2 – LIGAÇÃO C – O.
Iniciado o procedimento, medindo em uma proveta 40ml de água destilada e transferindo o mesmo para o béquer do procedimento anterior contendo a cáscara sagrada decantada. 
Após, o béquer foi levado para banho-maria a 80 Cº por dois minutos, em seguida adicionou ao béquer 1 ml de ácido clorídrico e levou em banho-maria por mais um minuto e deixou esfriar.
Posteriormente, filtrou o conteúdo do béquer através de um funil de vidro preenchido com algodão dentro de um funil de separação. 
Em seguida, adicionou ao funil de separação 20 ml de hexano e agitou o funil soltando os gases por algumas vezes e deixou repousar até separação da fase orgânica e da fase aquosa.
Assim que ocorreu a separação das fases, transferiu a camada orgânica para um tubo de ensaio e adicionou 3 ml de hidróxido de amônia 10% e agitou, onde observou-se resultado positivo para glicosídeos antraquinônicos com ligação C–O com a formação de cor rosa.
Figura 3: Tubo com resultado positivo para ligação C-O.
Fonte: Autor (2022).
3 – LIGAÇÃO C – C.
Para iniciar o procedimento, transferiu-se para um béquer a fase aquosa restante no funil de separação do procedimento anterior e com auxílio de uma pipeta transferiu-se 2 ml de cloreto férrico.
Em seguida, o béquer foi levado para banho-maria a 80 Cº por três minutos, filtrou para um funil de separação, agitou e deixou repousar para separação das fases orgânica e aquosa.
Após, transferiu a camada orgânica para um tubo de ensaio, adicionou 3 ml de hidróxido de amônia 10% e agitou, porém, não foi possível observar resultado positivo para a presença de glicosídeos antraquinônicos com ligação C–C, pois não houve formação de cor vermelha.
Figura 4: Tubo com resultado negativo para ligação C-C.
Fonte: Autor (2022).
AULA 2- ROTEIRO 1- IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE GLICOSÍDEOS CARDIOATIVOS.
Pesou-se 1g da droga espirradeira em um béquer e adicionou 20 ml de etanol a 70% e ferveu durante 5 minutos. 
Após em um funil de vidro preenchido com algodão filtrou a solução, dentro de um béquer e adicionou 3 ml de solução saturada de acetato de chumbo e filtrou novamente, porém, dentro de um funil de separação e acrescentou 5 ml de água destilada e 4 ml de clorofórmio (solução orgânica) agitando e deixando em repouso por 10 minutos para que ocorresse a separação de fases.
Após a separação de fases retirou o extrato clorofórmico e distribuiu em 4 tubos de ensaio levando em banho-maria até evaporar todo o filtrado, ficando apenas os resíduos cardioativos, onde foram realizadas as seguintes reações: 
1. REAÇÃO DE LIEBERMANN-BOUCHARD
.
Para essa reação redissolveu-se o resíduo com 0,5 ml de anidro acético e transferiu vagarosamente pelas paredes para um tubo de ensaio contendo aproximadamente 1 ml de ácido sulfúrico concentrado, onde pode-se observar um leve aparecimento de anel castanho avermelhado.
2. REAÇÃO DE KEDDE
Para essa reação, juntou-se ao resíduo 5 gotas de solução alcoólica a 1% de ácido 3,5 – dinitrobenzóico e 2 gotas de solução de KOH 1 N, onde pode-se observar uma leve coloração vermelho violáceo.
3. REAÇÃO DE KELLER-KILLIANI
Para essa reação dissolveu o resíduo em cerca de 1 ml de ácido acético glacial e juntou 2 gotas de cloreto férrico a 2% e transferiu com cuidado através das paredes para outro tubo de ensaio contendo cerca de 1 ml de ácido sulfúrico concentrado onde pode-se observar que não houve identificação de desoxiaçúcares, pois não ocorreu coloração vermelha. 
Figura 5: Reação de Liebermann-Bouchard; Reação de Kedde; Reação de Kedde
Fonte: Autor (2022).
AULA 3- ROTEIRO 1- ÍNDICE DE ESPUMA DE GLICOSÍDEOS SAPONÍNICOS (SAPONÓSIDOS). 
Para iniciar esse procedimento pesou-se em um béquer exatamente 0,50g da droga pulverizada (quilaia), e adicionou-se nesse béquer 40ml de água destilada e levou-se para fervura por 5 minutos em banho-maria. 
Após esse tempo retirou-se do banho-maria e aguardou-se esfriar e decantar o extrato aquoso, após filtrou-se em um funil de vidro, preenchido com algodão para um balão volumétrico de 50ml, repetindo a extração conforme processo acima com 15ml de água destilada, completando o balão volumétrico de 50ml até o menisco. 
Identificou 8 tubos de ensaio numerados de 1 a 8, e transferiu 5ml de água destilada em todos os tubos, exceto no tubo 1, em seguida acidificou 5ml de extrato saponínico no tubo 1, e adicionou 5ml de extrato saponínico no tubo 2 e homogeneizou delicadamente. 
Transferiu 5ml de solução do tubo 2 para o tubo 3 e homogeneizou delicadamente, e continuou a diluição seriada até o tubo 8 e desprezou 5ml do tubo 8 para que todos fiquem com o mesmo volume. 
Após a diluição seriada agitou vigorosamente todos os tubos nos sentindo longitudinal, ao mesmo tempo por 15 segundos e deixou repousar por 15 minutos. 
Após observou os tubos para identificar qual apresentava uma camada de espuma de 1cm e espessura, e o resultado foi constatado no tubo 3. 
AULA 3- ROTEIRO 2- IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE ALCALOIDES.
Para o procedimento pesou-se 1g da droga vegetal (boldo) em balança analítica, e pulverizou em um almofariz, transferiu pulverizado para um béquer e com uma proveta de vidro mediu 30ml de ácido clorídrico solução a 1% e verteu-se para esse béquer e levou para aquecimento por 3 minutos.
Após retirar aguardou esfriar e com o auxílio de um funil de vidro preenchido com algodão filtrou para um funil de separação, e alcalinizou o filtrado utilizando 10 gotas de hidróxido de amônio solução 10%, e verificou o pH com papel de tornassol identificando e corrigindo o pH a 9-10. 
Em seguida adicionou 3ml de clorofórmio medido em proveta e agitou vigorosamente e liberando o gás por algumas vezes extraindo o filtrado, repetindo por mais 2x a filtração adicionando 3ml de clorofórmio cada vez.
Após levou para evaporar em banho-maria, até obter total evaporação do solvente, redissolveu o resíduo resultante adicionando 0,5ml de HCL diluído a 10% medido em pipeta. 
Pegou 4 lâminas de microscopia limpas e as numerou de 1 a 4, em seguida pingou 1 gota da solução obtida do lado direito e esquerdo e 1 gota de reagente Mayer em cima da gota do lado esquerdo na lâmina (1), 1 gota do reagente Bertrand na lâmina (2), 1 gota do reagente Dragendorff na lâmina (3), 1 gota do reagente Bouchardat na lâmina (4), e verificando os seguintes resultados:
Tabela 1: Resultado das identificações químicas dos alcaloides.
	Reagente
	Cor
	Mayer
	Branco leitoso
	Bertrand
	Branco amarelado
	Dragendorff
	Amarelo alaranjado
	Bouchardat
	Marrom claro alaranjado
Figura 6: Resultado das identificações químicas dos alcaloides.
Fonte: Autor (2022)
AULA 4- ROTEIRO 1- EXTRAÇÃO DE CAFEINA DO GUARANÁ – MÉTODO GRAVIMÉTRICO. 
Iniciei esse procedimento, pesando 3g do pó de semente guaraná triturada em uma balança analítica com auxílio de um papel de pesagem e transferindo-o para um funil de separação e adicionou-se neste funil, 10ml de clorofórmio (solvente orgânico) mais 3ml de hidróxido de amônio à 10% para correção do PH para 9-10 e agitou-se vigorosamente soltando os gases por 5 minutos. 
Posteriormente ficou em repouso por 15 minutos para que houvesse a separação de fases (aquosa da orgânica), após isso o clorofórmiofoi filtrado para um béquer através de um funil de vidro preenchido com algodão hidrófilo e repetiu a extração com 3ml de clorofórmio e levou o béquer desse filtrado para aquecimento em uma placa aquecedora para evaporação do clorofórmio. 
Em seguida, juntou ao béquer contendo o precipitado 10ml de água destilada mais 0,5ml de ácido sulfúrico a 10% para acidificar o meio e em seguida ferveu suavemente por 2 minutos em manta de aquecimento. 
Após esse tempo, aguardou resfriar e em seguida filtrou em um funil de separação através de um papel filtro, alcalinizou o filtrado com hidróxido de amônio à 10% através de um papel de tornassol, extraindo a cafeína com 2 porções de 3 ml de clorofórmio. Após pegou-se esses extratos clorofórmios contidos no béquer e foram filtrados através de um funil de vidro preenchido com algodão hidrófilo para um béquer já pesado. 
Posteriormente, levou o filtrado contendo o extrato de clorofórmio em banho-maria para evaporação do clorofórmio e em seguida a estufa à 90º. por 1 hora. 
Depois desse período, levou o béquer para um dessecador por mais um período e após pesou novamente o béquer e efetuou o cálculo para saber a quantidade de cafeína extraída da semente de guaraná, que foi de 0,23%, conforme cálculo abaixo.
béquer + cafeína = 44,469g - béquer vazio = 44,462g = 0,007g
rendimento: 3g (guaraná+cafeína) ------------100%
	 0,007g (resíduo da cafeína) ------X
	 = 0,23%	
AULA 4- ROTEIRO 2- EXTRAÇÃO DE ÓLEOS ESSENCIAIS POR HIDRODESTILAÇÃO (CLEVENGER)
Com auxílio de um almofariz triturou 3g de jaborandi e transferiu-se para um balão de destilação de fundo redondo e adicionou água destilada até a metade da capacidade desse balão e acoplando esse balão ao aparelho Clevenger para aquecimento até sua ebulição, onde a água é aquecida em um balão fundo redondo sobre uma manta aquecedora que entra em ebulição, os vapores de água resultantes desse processo são conduzidos sob pressão em direção a outro recipiente onde utilizou a vidraria erlermeyer, extraindo o óleo essencial. 
Também foi triturado 5g de amendoim executando o mesmo procedimento realizado acima com a droga jaborandi. 
Depois de extraídos os óleos para o erlermeyer transferiu para uma proveta para medição, obtendo-se 19ml de volume do jaborandi e 8ml de volume do amendoim. 
Posteriormente levou-se esses erlermeyers para estufa e após retirados pesou-se o volume dos óleos essenciais sendo 2g do de jaborandi e 1g do de amendoim, sendo o rendimento 66,66% do jaborandi e 0,05% do amendoim. 
Ressaltamos que esse roteiro foi executado por todos da sala com o auxílio do professor, devido ter sido disponibilizado apenas 2 equipamentos. 
AULA 4- ROTEIRO 3- EXTRAÇÃO DE ÓLEOS FIXOS – EXTRAÇÃO SÓLIDO-LIQUIDO.
 Em uma balança analítica pesou-se dentro de um cartucho 1,396g de rosa previamente trituradas com o auxílio de almofariz, após pesou um balão de fundo chato vazio sendo esse peso 134,885g e adicionou-se 20ml de éter de petróleo neste balão de fundo chato, colocou o cartucho dentro do suporte e dentro do balão e acoplou no equipamento Soxlhet e deixou para aquecimento por 3 refluxos. 
Após um período de 2 horas retirou o balão de fundo chato do equipamento e levou para evaporação do éter de petróleo em estufa, após retirou e aguardou esfriar, após resfriar, pesou obtendo um volume de134,902g, após efetuou-se o cálculo conforme demostrado abaixo para saber a porcentagem da extração desse óleo que foi de 1.61%. 
1,055g-------------100%
0,017----------------X = 1.61%
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 
BORGES F. V.; SALES, M. D. C. Políticas Públicas de plantas medicinais e fitoterápicos no Brasil: sua história no sistema de saúde. Pensar Acadêmico, Manhuaçu, v. 16, n. 1, p. 13-27, janeiro-junho, 2018.
BRAGA, Ednara Joice; MARINHO, Márcia Machado; MARINHO, Emmanuel Silva. Caracterização In Silico das Propriedades Estruturais e Eletrônicas da antraquinona Emodina.,2016.
COSTA, Vicente CO et al. Composição química e modulação da resistência bacteriana a drogas do óleo essencial das folhas de Rollinia leptopetala RE Fries. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 18, p. 245-248, 2008.
DRESCH, Roger R.; OLIVEIRA, Letícia F.; MAIOR, João F. A. S. Farmacognosia
Pura. 1ed. Porto Alegre: Editora Sagah Educação, 2016.
DUTRA, ROSILENE LINHARES; CRIVELLI, SILVIA RAQUEL MUNDO; FRITZEN, MÁRCIO. FARMACOGNOSIA I. 1ª edição SESES rio de janeiro 2016
RINALDI, Maria Valeria Nani. Avaliação da atividade antibacteriana e citotóxica dos alcalóides isoquinolínicos de Annona hypoglauca Mart. 2007. Tese de Doutorado. Universidade de São Paulo.
RODRIGUES, Rômulo B. Alimentação saudável= saúde perfeita. XinXii, 2017.
SILVEIRA, Jeniffer Cristina et al. Levantamento e análise de métodos de extração de óleos essenciais. Enciclopédia Biosfera, v. 8, n. 15, 2012.
TCHAMBULE, António Arnaldo. Estudo fitoquímico da planta medicinal aloe marlothii. 2011.
WADT, Nilsa S. Y.; SUFFREDIN, Ivana B. Farmacognosia. 1ed. São Paulo: Editora
Sol, 2021
 
 
 
 
UNIVERSIDADE PAULISTA 
–
 
UNIP 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
CURSO: 
Farmácia 
 
 
 
DISCIPLINA:
 
FARMACOGNOSIA APLICADA 
 
 
 
NOME DA ALUN
O (
A
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: 
 
L
uciano 
N
ascimento de 
A
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R.A:
2036046
 
 
 
POLO: 
Ercília 
–
 
São José do Rio Preto
-
SP
 
 
 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK 
–
 
São José do Rio Preto
 
 
DATA: 
02/11/2022
 
 
 
 
 
UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
CURSO: Farmácia 
 
DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA APLICADA 
 
NOME DA ALUNO (A): Luciano Nascimento de Araújo 
 
R.A:2036046 POLO: Ercília – São José do Rio Preto-SP 
 
CAMPUS AULA PRÁTICA: Campus JK – São José do Rio Preto 
 
DATA: 02/11/2022