AS - Ultima Versão - Fazenda Caprilac

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Trabalho para avaliação da disciplina de Parasitologia I (PEI) 
RELATÓRIO TESTES DE ENDOPARASITAS E HEMOPARASITAS 
 
 
 
Acadêmicos: André Henrique Viol Monteiro, João Vitor da Silva Souza, Luana 
Moreira, Luís Fernando Oliveira, Marcos Paulo Silva Queiroz, Marianne Oliveira 
Araújo, Maria Eduarda Dias Silveira, Mirelly Vitória Rodrigues Brito, Raquel 
Cristina Ribeiro Coimbra. 
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Professora: Lucilândia Maria Bezerra 
 
 
 
PALMAS 
Junho - 2023 
Trabalho para avaliação da disciplina de Parasitologia I (PEI) 
 
 
 
 
 
 
 
 
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RELATÓRIO TESTES DE ENDOPARASITAS E 
HEMOPARASITAS 
 
 
 
Trabalho de conclusão da pesquisa 
realizada na disciplina de Parasitologia, 
no curso de Medicina Veterinária, 
realizado sob orientação da Professora 
Lucilância Maria Bezerra. 
 
 
 
 
 
 
 
PALMAS 
Junho - 2023 
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Sumário 
1ª Etapa - Elaboração do Projeto de pesquisar Primeira Visita a Fazenda 
Caprilac .............................................................................................................. 7 
INTRODUÇÃO ................................................................................................ 7 
METODOLOGIA DA PESQUISA  ................................................................... 7 
1ª Etapa da pesquisa:  ................................................................................ 7 
2ª Etapa da pesquisa:  ................................................................................ 8 
3ª Etapa da pesquisa:  ................................................................................ 9 
RESULTADOS ESPERADOS  ....................................................................... 9 
I - PRIMEIRA VISITA – FAZENDA CAPRILAC ........................................... 9 
II - SEGUNDA VISITA – COLETA DO MATERIAL BIOLÓGICO. ............. 10 
III - LABORATÓRIO - PRIMEIRA ANÁLISE .............................................. 10 
2ª Etapa - Segunda Visita a Fazenda Caprilac ................................................ 12 
Introdução ..................................................................................................... 12 
Metodologia da Pesquisa.............................................................................. 13 
1ª Etapa da pesquisa:  .............................................................................. 13 
2ª Etapa da pesquisa – Em Laboratório .................................................... 14 
Dos Exames de Fezes .............................................................................. 14 
Métodos utilizados em exames parasitológicos de fezes .......................... 14 
RESULTADOS - PARASITOS ENCONTRADOS ......................................... 21 
a) Isospora - Isosporose ...................................................................... 21 
5 
 
b. Cystoisospora ....................................................................................... 22 
c. Eimeria .................................................................................................. 23 
d. Strongylos ............................................................................................. 25 
RESULTADO DOS TESTES DE McMASTER MODIFICADA (OPG) e 
HOFFMAN .................................................................................................... 28 
Técnica de McMaster Modificada (OPG) .................................................. 28 
TRATAMENTOS UTILIZADOS PARA COMBATE DE ENDOPARASITAS 
EM CAPRINOS ......................................................................................... 38 
EXAME DE SANGUE ................................................................................ 41 
3ª Etapa - Terceira Visita a Fazenda Caprilac .................................................. 42 
Terceira Visita – Coleta de material biológico - FEZES ................................ 42 
Metodologia da Pesquisa e Técnicas utilizadas ........................................... 42 
Exame Direto ............................................................................................ 42 
EXAME CITOLÓGICO .............................................................................. 48 
Método de Hoffman ................................................................................... 50 
Técnica de Faust (Técnica de Flutuação) ................................................. 52 
Técnica de McMaster modificada – OPG (Técnica de Flutuação) ............ 61 
QUARTA VISITA – COLETA DO MATERIAL BIOLÓGICO – SANGUE ....... 65 
CONCLUSÃO ............................................................................................... 67 
ANEXO – I – Animais avaliados durante a 1ª etapa da pesquisa .................... 68 
ANEXO – II – Animais avaliados durante a 3ª etapa da pesquisa ................... 82 
Referência Bibliográfica ................................................................................... 92 
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1ª Etapa - Elaboração do Projeto de 
pesquisar Primeira Visita a Fazenda 
Caprilac 
Projeto para identificação de hemoparasitoses e endoparasitoses em ovinos 
INTRODUÇÃO 
Este trabalho acadêmico será realizado durante o primeiro semestre letivo de 
2023, na disciplina de Parasitologia I, no curso de Medicina Veterinária, e tem 
por objetivo identificar a incidência de parasitos em um rebanho de ovinos, em 
propriedade rural, localizada no município de Palmas, no estado do Tocantins. 
O não controle pode levar à elevação da incidência dessas afecções, com sérios 
danos à produção, gerando perdas e aumento das chances de transmissão de 
patógenos prejudiciais à saúde animal e humana. Por essa razão, é essencial 
que as propriedades adotem um plano de manejo sanitário do rebanho bem 
fundamentado. 
Temos como principal objetivo nesse projeto a pesquisa de hemoparasitos e 
endoparasitos que podem ser encontrados no organismo dos caprinos, tais 
como protozoários, bactérias, vírus ou vermes e identificar os mesmos, segundo 
a espécie mais comuns: no sangue - Anaplasma ovis, a Babesia ovis e o 
Trypanosoma vivax; nas fezes - Haemonchus contortus e o Triconstrongylus 
colubriformis. 
METODOLOGIA DA PESQUISA  
O método de pesquisa será feito por meio de coleta de sangue e fezes, para 
identificação em microscópio, da presença ou não de hemoparasitos e 
endoparasitos, e como resultado final, identificar os mesmos apresentando 
nossas sugestões para controle.  
A Metodologia a ser utilizada nesta pesquisa será bibliográfica de caráter 
descritivo e quantitativo com pesquisa a campo, no qual será realizada coleta de 
material biológico em propriedade rural, nas seguintes etapas:  
1ª Etapa da pesquisa:  
Identificação da Fazenda; 
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Agendamento de visita na propriedade rural; 
Identificação do rebanho; raça dos ovinos, número de animais, idade média, 
sexo e porte. 
Avaliação física dos animais para identificação de sinais clínicos; 
Requerimento de auxílio da Professora para coleta de material biológico; 
Agendamento de visita para coletar o sangue; 
Coleta de sangue para pesquisa de hemoparasitos;  
Coleta de sangue da orelha (sangue periférico), pois os parasitas migram para 
os pequenos vasos para completar seu ciclo. 
Como coletar:   
Virar a borda da orelha do animal, fazer a limpeza com álcool 70, com auxílio de 
uma lanceta ou agulha, faz um pequeno botão com uma gota de sangue; com o 
auxílio de uma lamínula, colhe a gota, inverte a lamínula ao contrário e faz o 
esfregaço; assim consegue-se um esfregaço sem a presença de anticoagulante 
(algumas vezes a presença de EDTA pode lisar as hemácias fazendo com que 
os parasitas saiam e fiquem fora das hemácias dificultando a visualização) 
Coleta do material - Sangue para solicitação de PCR se houver presença ou 
suspeita de presença de parasitos. 
Pesquisa de resistência de ectoparasitos, para princípio ativo paracarrapaticida.  
 
2ª Etapa da pesquisa:  
Laboratório  
Fazer a coloração das lâminas 
Identificar os parasitos de acordo com sua presença nos esfregaços 
Relacionar sinais clínicos com os parasitos identificados; 
9 
 
 
3ª Etapa da pesquisa:  
Elaborar trabalho e atlas descrevendo os parasitos identificados, assim como 
fazer a descrição de possíveis sinais clínicos, conforme dados clinicos obtidos 
na anamnese e exame físico dos animais. 
Bibliografia.  Pesquisar outros trabalhos relacionados para discussão.    
RESULTADOS ESPERADOS  
Espera-se que os resultados obtidos com a pesquisa e utilização de exames, 
destinados à identificação de hemoparasitos e endoparasitos na espécie de 
caprinos, auxilie na melhor assimilação e catalogação de parasitos 
predominantes no organismo desta espécie animal, assim como seja possível 
proceder a um protocolo de controle eficaz para o rebanho.    
 
I - PRIMEIRA VISITA – FAZENDA CAPRILAC 
A primeira visita foi realizada em 20/04/2023 (segunda-feira período matutino), 
acompanhado pela Professora Lucilândia Maria e do Proprietário – Itamar 
Rodrigues Toledo, no município de Palmas, Estado do Tocantins. 
Na oportunidade fizemos a apresentação do Pré-Projeto de pesquisa, e 
solicitamos autorização para realizar a pesquisa em seu rebanho de caprinos. 
Fizemos a identificação do rebanho de Caprinos, sendo ele constituído por 21 
(vinte e uma) fêmeas e 3 (três) machos, das raças Saaner; Parda Alpina, Alpina 
Americana, com idade aproximada de 5 anos e 5 meses. 
O proprietário nos informou que realiza vermifugações a cada 3 (três) meses, 
porém acrescentou que a última vermifugação foi realizada há 4(quatro) meses, 
e na oportunidade utilizou o vermífugo Ivermectina. 
Sobre a alimentação fornecida aos animais, ela é composta por Silagem e Sal 
mineral (Matsuda), e os animais ficam em regime de confinamento. 
Ao final, o proprietário informou que está preparando os animais para participar 
da Agrotins, e conta como nosso auxílio para identificas possíveis parasitos, para 
posteriormente realizar a vermifugação dos animais. 
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II - SEGUNDA VISITA – COLETA DO MATERIAL BIOLÓGICO. 
A Visita foi realizada em 22 de março de 2023 (quarta-feira – período vespertino), 
realizamos a identificação do rebanho por fotos, com numeração, após 
procedemos a coleta de sangue e fezes. 
Método de coleta realizado: 
Sangue – A coleta de sangue foi realizada na orelha (sangue periférico), pois os 
parasitas migram; 
Fezes - As fezes foram coletadas direto no reto dos animais. 
Os acadêmicos diretamente envolvidos na coleta, fizeram a utilizaram dos 
equipamentos de proteção para fazer as coletas de forma segura, os demais 
estavam auxiliar em outras atividades de apoio. 
A Identificação dos animais foi realizada no momento da coleta, por meio de 
registros fotográficos, será disponibilizada no Anexo I. 
III - LABORATÓRIO - PRIMEIRA ANÁLISE 
No Laboratório de patologia do Hospital Veterinário da Ulbra, em 24 de março 
de 2023, foi realizado a 1ª análise do material coletado. 
Da análise das fezes foi identificado um possível achado: Fascíola Hepática. 
 
Fascíola Hepática. 
 
11 
 
A fasciolose hepática é uma zoonose causada pela Fascíola hepática, verme 
achatado e de corpo foliáceo, que tem ampla distribuição geográfica e é 
conhecido popularmente como baratinha do fígado ou saguaipé. 
É um trematódeo encontrado no fígado e canais biliares de animais de sangue 
quente, ocorrendo em ovinos, caprinos, bovinos, búfalos, suínos e em seres 
humanos. 
Os Sinais e sintomas que podem causar uma ficção água, dor abdominal, 
hepatomegalia, náuseas, vômitos, febre intermitente, urticária, mal-estar e perda 
ponderal decorrente de lesão hepática. 
A transmissão ocorre quando o parasita entra em contato com humanos ou 
animais através da ingestão de água ou alimentos contaminados. 
São desenvolvidas pelo parasita nos dutos biliares acumulam-se na vesícula 
biliar e através do ducto colédoco passam para os intestinos delgado e grosso. 
Os ovos chegam ao ambiente juntamente com as fezes e se desenvolvem em 
lugares úmidos com temperaturas acima de 10° C. 
 
 
 Fascíola Hepática – Adulta Ovos de Fascíola Hepática 
Imagens: www.biologico.sp.gov.br 
 
12 
 
2ª Etapa - Segunda Visita a Fazenda 
Caprilac 
Introdução 
Os objetivos de pesquisar endoparasita além de ajudar o produtor a não ter 
prejuízo financeiro. As endoparasitoses gastrintestinais se constituem no 
principal entrave para a produção de caprinos e ovinos, em todo o mundo, 
especialmente nas regiões tropicais, onde os prejuízos econômicos são mais 
acentuados. 
A verminose gastrintestinal é a endoparasitose que representa maior importância 
econômica na exploração de pequenos ruminantes e tem como agente 
etiológico, as espécies de nematódeos gastrintestinais pertencentes à família 
Trichostrongylidade. Os efeitos do parasitismo no rebanho se manifestam de 
várias formas, conforme as espécies presentes, a intensidade de infecção e a 
categoria e/ou estado fisiológico e nutricional do hospedeiro. O impacto global 
sobre a produção é conseqüência do atraso no crescimento e da mortalidade 
que ocorre nas categorias mais susceptíveis. 
O Brasil tem um clima bastante favorável para o desenvolvimento dos parasita, 
estudos epidemiológicos de nematódeos gastrintestinais realizados nas regiões 
semi-áridas do nordeste brasileiro, têm demonstrado que no período chuvoso, 
quando as condições ambientais são favoráveis para o desenvolvimento do 
parasita no meio ambiente, as pastagens estão com uma alta população de 
larvas infectantes, enquanto que no período seco quando as condições 
ambientais são desfavoráveis, os parasitos permanecem no sistema 
gastrintestinal dos animais, muitas vezes sem que estes manifestem sintomas 
clínicos. 
Devido à falta de conhecimento básico no que tange à biologia e à epidemiologia 
dos endoparasitos gastrintestinais que afetam os caprinos e os ovinos, 
associada ao custo elevado dos insumos químicos, a maioria dos produtores não 
adota o programa estratégico de controle, nem realiza anualmente, de forma 
racional, a alternância dos grupos químicos utilizados, assim se torna de grande 
importância o auxílio de um Médico Veterinário e a pesquisa dos parasitas para 
os mesmos. Outro fator agravante é que o controle estratégico, em curto prazo, 
proporciona excelentes resultados, entretanto, quando utilizado por período 
prolongado (mais de cinco anos), toda a população de parasitas, pode se tornar 
resistente. 
 
13 
 
Metodologia da Pesquisa 
O método de pesquisa será feito por meio de coleta de sangue e fezes, para 
identificação em microscópio, da presença ou não de hemoparasitose e 
endoparasitos, e como resultado final, identificar os mesmos apresentando 
nossas sugestões para controle.  
A Metodologia a ser utilizada nesta pesquisa será bibliográfica de caráter 
descritivo e quantitativo com pesquisa a campo, no qual será realizada coleta de 
material biológico em propriedade rural, nas seguintes etapas:  
1ª Etapa da pesquisa:  
Identificação da Fazenda; 
Agendamento de visita na propriedade rural; 
Identificação do rebanho; raça dos ovinos, número de animais, idade média, 
sexo e porte. 
Avaliação física dos animais para identificação de sinais clínicos; 
Requerimento de auxílio da Professora para coleta de material biológico; 
Agendamento de visita para coletar o sangue; 
Coleta de sangue para pesquisa de hemoparasitose;  
Coleta de sangue da orelha (sangue periférico), pois os parasitas migram para 
os pequenos vasos para completar seu ciclo. 
 Como coletar:   
Virar a borda da orelha do animal, fazer a limpeza com álcool 70, com auxílio de 
uma lanceta ou agulha, faz um pequeno botão com uma gota de sangue; com o 
auxílio de uma lamínula, colhe a gota, inverte a lamínula ao contrárioe faz o 
esfregaço; assim consegue-se um esfregaço sem a presença de anticoagulante 
(algumas vezes a presença de EDTA pode listar as hemácias fazendo com que 
os parasitas saiam e fiquem fora das hemácias dificultando a visualização) 
Coleta do material - Sangue para solicitação de PCR se houver presença ou 
suspeita de presença de parasitos. 
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Pesquisa de resistência de ectoparasitos, para princípio ativo para 
carrapaticida.  
 
2ª Etapa da pesquisa – Em Laboratório 
Em laboratório forma utilizadas os seguintes métodos para análise do material 
coletado: 
Técnica de Willis-Mollay (Técnica de Flutuação) 
Técnica de Hoffman; 
Técnica de McMaster modificada – OPG (Técnica de Flutuação) 
Exame direto de fezes 
Técnica de Faust (Técnica de Flutuação) 
Dos Exames de Fezes 
As análises das fezes e do sangue são etapas importantes para o diagnóstico 
das enfermidades parasitárias, uma vez que diferentes protozoários e helmintos 
apresentam formas ou estágios evolutivos nesses materiais biológicos dos 
hospedeiros. 
O exame de fezes para a pesquisa quanto à presença de ovos ou larvas de 
vermes permanece como o método auxiliar de rotina mais comumente 
empregado para o diagnóstico. 
Métodos utilizados em exames parasitológicos de 
fezes 
O exame parasitológico de fezes (EPF) é um procedimento de rotina laboratorial 
quando há suspeita de enfermidades causadas por parasitos, cujas estruturas 
podem ser encontradas nas fezes. Não existe uma técnica capaz de demonstrar 
todas as formas parasitárias que estejam no material fecal. 
A seguir, serão descritos alguns métodos que visam à investigação de formas 
parasitárias em fezes, que estão sendo utilizados nesta pesquisa: 
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Técnica de Willis-Mollay (Técnica de Flutuação) 
É uma técnica qualitativa, ou seja, serve para observar se há ou não ovos de 
helmintos, cistos ou oocistos de protozoários. É muito utilizada principalmente 
em análise de fezes de pequenos animais. 
A solução empregada faz com que os ovos dos helmintos e oocistos de 
protozoários flutuem, aderindo à parte inferior de uma lamínula colocada na 
superfície do líquido. 
Um diferencial dessa técnica é que a solução de sal é barata e há pouca sujeira 
para obscurecer a visão dos parasitos. 
Nesse procedimento, não flutuam alguns ovos de trematódeos e cestoides e há 
distorção de cistos de Giárdia sp., não devem ser feitas em fezes gordurosas. 
I - Metodologia 
Encher um tubo de ensaio com solução saturada (15 mℓ); 
Pesar 2 g de fezes e colocar em um copo; 
Acrescentar um pouco da solução saturada contida no tubo para desmanchar as 
fezes; homogeneizar com um bastão; 
Acrescentar o restante da solução, coar e encher um tubo de ensaio até formar 
um menisco; colocar uma lâmina de vidro sobre o tubo e deixar por 15 min; 
Retirar a lâmina e invertê-la rapidamente, sem deixar cair a gota de solução 
Pôr uma lamínula e levar ao microscópio. Examinar em aumento de 100 e 400 
vezes. Pode-se colocar uma gota de lugol antes da lamínula para corar o 
material. 
Técnica de Faust (Técnica de Flutuação) 
Técnica que podem necessitar de uma centrífuga, é utilizada preferencial para 
pesquisa de Giárdia sp., pois o sulfato de zinco não distorce os cistos do 
protozoário. 
I - Metodologia 
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Encher um tubo de centrífuga de 15 mℓ com solução de sulfato de zinco (ZnSO4); 
Pesar 2 g fezes, misturar um pouco da solução e desmanchar as fezes com uma 
pazinha. Acrescentar o restante da solução, misturar e coar; 
Colocar essa mistura novamente no tubo de centrífuga até formar um menisco 
(o líquido quase transborda). 
Se a centrífuga tiver cubeta de movimento livre, pode-se colocar, diretamente 
sobre o tubo, uma lamínula de 18 × 18 mm e centrifugar por 5 min a 1.500 a 
2.000 rpm. 
Retirar a lamínula e colocá-la sobre uma lâmina com uma gota de lugol. 
Examinar ao microscópio em aumento de 100 e 400 vezes; 
Se a centrífuga tiver cubeta fixa, não colocar a lamínula, pois vai cair e pode 
quebrar. 
Centrifugar o tubo durante 5 min a velocidade alta (1.500 a 2.000 rpm) e, com 
uma vareta ou alça de platina, remover amostras da superfície da solução para 
uma lâmina de microscopia até formar uma gota. 
Adicionar uma gota de lugol (cora o material) e uma lamínula. 
Examinar ao microscópio em aumento de 100 e 400 vezes. 
Observando que se a amostra for muito gordurosa ou suja, deve-se lavá-la com 
água antes de começar a técnica. Misturar água nas fezes e centrifugar. Os ovos 
afundarão, mas a gordura permanecerá flutuante. Depois da centrifugação, 
decantar o sobrenadante e adicionar o ZnSO4 no sedimento, misturar bem e 
centrifugar como no último item. 
Exame direto de fezes 
Técnica utilizada em casos de suspeita de grande infecção por parasitos e 
quando a quantidade de fezes é muito pequena, pode resultar em exames com 
resultado falso negativo pela pequena quantidade de fezes examinada, que pode 
não detectar o parasitismo, e o acúmulo de sujidades na lâmina pode confundir 
a identificação. 
I – Material a ser utilizado 
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Lâminas e lamínulas; 
Pazinha; 
Lugol (opcional); 
Solução fisiológica. 
II - Metodologia 
Colocar uma porção muito pequena de fezes (do tamanho de uma cabeça de 
alfinete) em uma lâmina, acrescentar uma gota de água ou solução fisiológica e 
mexer com uma pazinha. Pode-se acrescentar uma gota de lugol para corar o 
material; 
Cobrir com uma lamínula e examinar no microscópio ótico em aumento de 100 
e 400 vezes; 
O uso da água ou solução fisiológica dilui as fezes, o que diminui as sujidades 
e, portanto, facilita a visualização. 
Técnica de McMaster modificada – OPG (Técnica de 
Flutuação) 
Essa técnica determina o número de ovos por grama de fezes para calcular a 
carga parasitária de vermes em um animal. É utilizada principalmente em fezes 
de ruminantes e equinos. É muito difícil, por meio dessa técnica, saber a real 
população de vermes no hospedeiro, porém contagens superiores a 500 indicam 
uma infecção moderada e contagens superiores a 1.000 indicam uma grande 
infecção. 
É rápida de ser realizada e barata, e os ovos flutuam livres de sujidades, o que 
facilita a contagem dos ovos E é necessário usar uma câmara contadora 
especial. 
I - Metodologia: 
Pesar 4 g de fezes em um copo descartável; 
Misturar 60 mℓ de solução saturada de sal, açúcar ou sulfato de zinco. 
Homogeneizar bem; 
Passar as fezes por um coador 2 ou 3 vezes para remover partículas grandes; 
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Mexer a solução e, com uma pipeta, transferir uma amostra da mistura para a 
câmara de McMaster; 
Repetir o procedimento, enchendo os dois lados da câmara. 
Esperar 2 min e levar a câmara ao microscópio em aumento de 100 vezes. Achar 
o foco (encontrando as bolhas de ar) e então contar o número total de ovos em 
todas as colunas da câmara. Deve-se registrar os diferentes gêneros 
encontrados. 
Multiplicar o número total de ovos dos dois compartimentos da câmara por 50. 
Por exemplo, se forem encontrados 20 ovos, multiplica-se por 50; nesse caso, o 
resultado é 1.000 ovos por grama (OPG). 
II - Fazer o OPG de cada tipo de ovo ou oocisto encontrado. 
Cada compartimento da câmara tem capacidade para 0,15 mℓ. Como se 
utilizaram 4 g diluídos em 60 mℓ, tem-se 1 g de fezes em cada 15 mℓ de solução. 
Como foi observado 0,30 mℓ da solução, no final da leitura, deve-se multiplicar o 
número de ovos encontrados por 50 para obter a quantidade de ovos em 1 g de 
fezes. 
Se o líquido estiver muito escuro, podem-se misturar os 4 g de fezes com água, 
centrifugar, desprezar o sobrenadante e, com o sedimento, iniciar a técnica na 
etapa 2. 
III – Contagem 
> 500 OPG = infecção moderada; 
> 1.000 OPG = infecção alta. 
IV - Coleta 
Coletar uma amostra de 3 a 5% do rebanho separado por idade. 
Uma observação importante é que, para o controle do rebanho, deve-se fazer a 
coleta a cada 28 ou 30 dias. Para verificar a eficiência do medicamento, a coleta 
é feita 7 dias após a dosificação para verificar se forameliminados os ovos. 
Embora o erro do OPG possa variar em torno de 20%, pode-se utilizá-lo para 
determinar a presença de resistência dos helmintos diante de um determinado 
produto quando a eficiência estiver abaixo de 95%. 
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Para o cálculo da eficácia dos compostos, utiliza-se a fórmula: 
 % Eficácia = Médio OPG do grupo-controle: 
Média de OPG do grupo-tratado/ Média de OPG do grupo-controle x 100 
Método de Hoffman 
Esse método é conhecido como método de Lutz ou sedimentação espontânea, 
é de fácil realização e de baixo recurso financeiro, e um dos mais utilizados em 
laboratórios de análises clínicas. 
Permite a pesquisa de ovos e larvas de helmintos e de cistos de alguns 
protozoários, o material necessário, bem como a descrição da técnica estão 
apresentados no quadro abaixo: 
I – Material Necessário 
Bastão de vidro; 
Cálice (aproximadamente 200 a 250 mℓ); Frasco de Borrel; 
Gaze cirúrgica; 
Lâminas; 
Lamínulas; 
Microscópio; 
Pipetas de 1 ml; 
Recipiente para as fezes; 
Solução de Lugol. 
II – Técnica 
Depositar aproximadamente 2 g de fezes em um frasco de Borrel e acrescentar 
cerca de 25 mℓ de água filtrada ou destilada para dissolver o material biológico; 
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Proceder à filtração da solução para um cálice cônico, empregando parasito filtro 
ou gaze dobrada; 
Lavar o parasito filtro – ou a gaze –, utilizando água, até que o cálice esteja quase 
cheio; 
Manter o material (suspensão) em repouso, por um intervalo de 
aproximadamente 2 h para sedimentação; 
Após este interregno, observar as características do fluido sobrenadante, 
previamente ao próximo passo. Duas ocorrências poderão sobrevir: 
O sobrenadante apresentar-se turvo: nesse caso, o líquido deve ser descartado 
com cuidado, para que não se mobilize – e/ou para que não se perca – o 
sedimento; ato contínuo, deve-se acrescentar água, até que o volume prévio seja 
atingido; o material deve ser mantido em repouso por mais 1 h; 
O sobrenadante apresentar-se limpo: dar seguimento aos próximos passos; 
Coletar o material (sedimento) empregando um dos seguintes procedimentos: 
Técnica 1: desprezar o fluido sobrenadante, cautelosamente; na 
sequência, deve-se homogeneizar o material (sedimento), de modo a obter-se 
uma gota; tal abordagem é considerada a mais adequada, na medida em que a 
gota obtida é, costumeiramente, mais representativa do sedimento 
Técnica 2: inserir uma pipeta no cálice – o qual contém o sedimento e o 
fluido – até o fundo; obter uma gota do material (sedimento); a pipeta – com a 
extremidade superior obliterada pelo dedo indicador – deve atingir o fundo do 
cálice; ato contínuo, cessa-se a ação do dedo indicador, permitindo que uma 
pequena porção do material (sedimento) penetre a pipeta; recolocar o dedo, 
prontamente, para que a porção superior da pipeta torne-se novamente 
obliterada; na sequência, esta deve ser retirada do cálice 
Depositar o sedimento 
Obtido a partir de uma das técnicas descritas – em uma lâmina; acrescentar 
solução de Lugol (uma gota é suficiente); em seguida, proceder à 
homogeneização, colocar uma lamínula sobre o material e examinar ao 
microscópio utilizando as objetivas de 10× e 40×; avaliar, no mínimo, duas 
lâminas de cada sedimento 
 
21 
 
RESULTADOS - PARASITOS ENCONTRADOS 
Os Parasitos encontrados foram: Eimeria, Strongylos, Isospora e Cistoisospora 
a) Isospora - Isosporose 
O que é isosporose? 
A isosporose é uma infecção causada por protozoários do gênero Isospora. 
Esses microrganismos unicelulares provocam uma infecção na parede intestinal, 
lesionando o epitélio e prejudicando o seu funcionamento. 
Ciclo Biológico 
O ciclo biológico começa pela contaminação do ambiente. O ambiente é 
contaminado através da eliminação dos oocistos (“ovos”), não esporulados, junto 
com as fezes de um hospedeiro infectado. Se estiverem em condições 
adequadas de temperatura, oxigenação e umidade, os oocistos esporulam e 
tornam-se infectantes. 
A esporulação é um processo de reprodução, que acontece por meio da 
liberação de células especializadas no ambiente (esporos) para o crescimento 
de um novo microrganismo. O oocisto de Isospora apresenta dois esporocistos 
(estrutura que produz esporos assexuados), contendo quatro esporozoítos cada. 
Esse oocisto, agora esporulado e infectante, entra no organismo do animal 
através da ingestão de água ou alimentos contaminados. Quando passam pelo 
trato digestivo, os oocistos sofrem ação de enzimas e sais biliares, liberando 
seus esporozoítos para a luz intestinal. Os esporozoítos, livres no intestino, 
entram nos enterócitos (células epiteliais da camada superficial dos intestinos) e 
dão início a um processo de desenvolvimento endógeno. 
Esse processo consiste na multiplicação intracelular por meio da reprodução 
assexuada, formando esquizontes e merozoítos, e em seguida de forma 
sexuada, formando gametas masculinos e femininos. A junção desses dois 
gametas dá origem a um novo oocisto. 
No cão, as espécies infectantes mais comuns são Isospora canis e Isospora 
ohioensis que parasitam o intestino delgado e grosso. Já nos gatos, as espécies 
mais comuns são Isospora felis e Isospora rivolta, que infectam o ceco, o cólon 
e o intestino delgado. Após a infecção, esses protozoários provocam uma série 
de alterações na mucosa intestinal, sendo a diminuição da absorção local, a 
principal. 
22 
 
 
 
Figura 100. Fases evolutivas de Eimeria em intestino, mostrando macro e 
microgametócitos e oocistos imaturos. 
b. Cystoisospora 
Gênero - Cystoisospora (syn. Isospora) 
No ciclo, roedores são hospedeiros paratênicos. C. felis e C. rivolta são parasitos 
de gatos. C. canis e C. ohioensis são parasitos de cães. 
Nos cães e gatos, pode ocorrer um ciclo direto, ou seja, o cão se infecta com os 
oocistos esporulados contidos em alimentos ou água ou o hospedeiro paratênico 
se infecta ao ingerir o oocisto proveniente das fezes de cães e gatos em 
alimentos contaminados. 
 Esses oocistos se rompem no tubo digestivo, liberando 
esporozoítos que vão via sanguínea a diferentes órgãos, onde ocorre a 
reprodução assexuada. Formam-se cistos com bradizoítos (esporozoítos de 
multiplicação lenta). Os cães e gatos, ao ingerirem carne contaminada do roedor, 
infectam-se. Ocorre a gametogonia no intestino, formando o oocisto não 
esporulado. Este vai 
23 
 
ao meio ambiente, onde ocorre a esporogônio com formação de um conjunto 
4-2 (esporocisto-esporozoíto). Os esporozoítos são as formas infectantes. 
Ciclo Biológico – Importância Médica-Veterinária 
Têm baixa patogenicidade, porém podem ocasionar surtos de diarreia 
com fezes líquidas a pastosas em cães aglomerados em canis. Afetam 
principalmente cães e gatos jovens submetidos a situações de estresse. 
c. Eimeria 
A eimeriose ou coccidiose dos pequenos ruminantes é uma doença, causada 
por protozoários do gênero Eimeria, que se caracteriza por alterações intestinais, 
diminuição do apetite, redução no desenvolvimento corporal e às vezes morte 
(Howard, 1986; Lima, 1991a; Vieira, 2000). É uma doença importante e frequente 
em crias da espécie caprina exploradas para leite e em ovinos jovens mantidos 
em confinamento. 
Geralmente, a eimeriose causa menos prejuízos em animais criados em 
sistemas extensivos (Vieira, 1996; Lima, 1991b). A importância desta parasitose 
se deve às perdas econômicas, decorrentes da mortalidade de animais jovens e 
do baixo desempenho dos que se recuperam da infecção, uma vez que 
necessitam de tempo adicional para atingir peso igual aos não infectados, da 
mesma idade, e mantidos nas mesmas condições de manejo (Foreyt, 1993; 
Lima, 1980). 
Ciclo 
Os eimeriídeos são parasitos monóxenos, completando seu ciclo em um único 
hospedeiro (Fayer, 1980). O ciclo evolutivo se completa em três fases distintas 
de desenvolvimento. Uma fase, a esporogônica, ocorre fora do hospedeiro e 
corresponde a esporulação dos oocistos. As outras duas, a merogônica e a 
gametogônica, ocorrem nos tecidos dohospedeiro; iniciam-se após a ingestão 
dos oocistos esporulados e terminam com a produção de novos oocistos, que 
são eliminados para o meio ambiente junto com as fezes. Após a ingestão dos 
oocistos, os esporozoítos se desencistam e invadem o tecido intestinal, onde 
crescem e se multiplicam formando merontes. Geralmente, ocorre mais de uma 
geração merogônica, a partir da invasão de merozoitos para novas células 
hospedeiras. A fase sexuada ou gametogônica inicia-se pela penetração de 
merozoítos de segunda geração nas células epiteliais. Alguns merozoítos 
evoluem para macrogametas (femininos) e outros para microgametas 
(masculinos). Esses penetram nas células hospedeiras e fertilizam os 
macrogametas femininos, formando os oocistos que são liberados à luz intestinal 
e eliminados junto com as fezes (Fayer, 1980). 
24 
 
 
Aspectos clínicos 
Os efeitos patogênicos da eimeriose sobre a produção de caprinos e ovinos 
apresentam maior importância em animais criados em sistemas intensivos, 
devido à concentração do rebanho. A patogenia causada pelos coccídeos são 
decorrentes das alterações provocadas pelos parasitos nos tecidos dos 
hospedeiros (Vieira, 1996). O resultado da infecção por eimeriídeos, se tratando 
de espécies patogênicas, pode variar de morte súbita em animais altamente 
susceptíveis, a uma reação discreta em animais imunes. Quando aparece a 
doença, os animais infectados apresentam fezes diarreicas de coloração escura 
e, às vezes, com presença de muco e sangue, desidratação, perda do apetite, 
debilidade orgânica generalizada e perda de peso. 
Mortalidade pode ocorrer, dependendo da espécie de Eimeria, do nível de 
infecção e do estado imunitário dos animais (Howard, 1986). Em cabritos 
infectados experimentalmente com 2 x 10 ° oocistos esporulados de E. 
ninakohlyakimovae/kg de peso corporal, Vieira (1996) observou fezes diarreicas, 
de odor fétido e coloração marrom escuro, com presença de sangue não 
metabolizado e pedaços de mucosa intestinal, animais com falta de apetite, 
ligeiramente desidratados, pelos arrepiados e sem brilho e debilidade orgânica 
generalizada. A diarréia durou aproximadamente uma semana, e a falta de 
apetite teve uma duração de dois a três dias. Os autores observaram ainda que 
o ganho médio de peso em cabritos infectados experimentalmente com 1,5 x 10° 
oocistos de E. ninakohlyakimovae/kg, num período de 24 dias, foi de 1,8 kg e, 
no grupo controle (não infectado), no mesmo período, com os animais mantidos 
25 
 
nas mesmas condições, foi de 2,1 kg. O início da sintomatologia clínica coincidiu 
com o aparecimento de oocistos nas fezes, ou em raros casos, surgiu um ou 
dois dias após (Vieira, 1996). 
d. Strongylos 
Ciclo Evolutivo 
O ciclo evolutivo das espécies do gênero Strongyloides difere de todos os ciclos 
evolutivos dos outros nematódeos. Constitui a transição entre o ciclo de vida livre 
e o de vida parasitária. 
As fêmeas partenogenéticas parasitas fazem a postura de ovos embrionados 
nas criptas da mucosa intestinal onde vivem. Estes ovos são eliminados com as 
fezes do hospedeiro, e a uma temperatura entre 20° a 30° C eclode a larva do 
primeiro estádio, L1, larva rabditoide em aproximadamente seis horas. Na 
espécie S. stercoralis do homem, cão e gato a eclosão da L1 ocorre logo após a 
ovipostura, o que explica a constatação de larvas em exame de fezes. Os ovos 
somente são observados em casos graves. 
As larvas rabditoides podem evoluir para formas infectantes - ciclo evolutivo 
homonogônico - ou originar formas de vida livre (machos e fêmeas) que são 
capazes de produzir larvas infectantes - ciclo evolutivo heterogônico. As duas 
formas de evolução podem ocorrer simultaneamente. As L1 têm esôfago 
rabditiforme. Estas larvas alimentam-se de microrganismos existentes no bolo 
fecal, crescem e, ao se aproximar a primeira muda, surge o primórdio genital 
naquelas que originarão formas de vida livre (machos e fêmeas), entretanto não 
é observado nas formas que vão evoluir para formas infectantes. 
A L2 do ciclo evolutivo homogônico assemelha-se a L1, embora o esôfago torne-
se mais alongado. Após 24 a 28 horas muda para L3, larva filarióide infectante. 
A L2 do ciclo evolutivo heterogônico conserva o esôfago rabditiforme e o 
primórdio genital apresenta-se desenvolvido. Após 14 a 16 horas muda para L3, 
larva rabditoide, que já apresenta diferenciação sexual. A L4, larva rabditoide, 
surge em 20 horas e os adultos rabditoides - machos e fêmeas - em 28 horas. 
As fêmeas de vida livre, após serem fertilizadas, fazem a postura de ovos não 
embrionados semelhantes aos produzidos por fêmeas partenogenéticas. As L1, 
larvas rabditoides, eclodidas desses ovos, são também semelhantes às larvas 
rabditoides originárias de fêmeas partenogenéticas, diferido somente por 
evoluírem para L2, rabditoide e depois de outra muda para L3, filarióide 
infectante, não originando, portanto, formas de vida livre. 
26 
 
As larvas filarióides infectantes têm um período de vida livre bastante restrito, 
por serem destituídas de membrana protetora (sem cápsula) que as resguarda 
das condições hostis do meio externo. Estas larvas têm a capacidade de 
atravessar a pele intata de seu hospedeiro adequado, invadir os capilares da 
região onde ocorreu a penetração, atingir a circulação e levadas através dela ao 
coração direito e aos pulmões. Pela ruptura dos capilares dos alvéolos chegam 
à luz da árvore brônquica, traqueia, laringe e finalmente à faringe, quando são 
expectoradas ou deglutidas. Chegando ao duodeno, invadem a mucosa, onde 
se tornam fêmeas adultas partenogenéticas cinco dias após a infecção. 
Realizam o ciclo de Looss. 
Se ocorrer ingestão de larvas infectantes contidas em alimentos, estas 
atravessam a mucosa da boca ou do esôfago, ganham o sistema circulatório, 
realizando a mesma migração anteriormente mencionada, para escapar à ação 
do suco gástrico, que lhes seria fatal. A autoinfecção ocorre quando as larvas 
provenientes de fêmeas parasitas originam larvas filarióides infectantes que sem 
terem ido ao meio ambiente e sem se alimentar, penetram através da mucosa 
intestinal ou da pele da região perianal. 
Quadro Clínico 
Os sinais se evidenciam através de perturbações gastrintestinais, perturbações 
broncopulmonares e perturbações cutâneas. As cutâneas, a maioria das vezes, 
passam desapercebidas e se apresentam como uma dermatite devido a irritação 
provocada pela penetração das larvas. As perturbações broncopulmonares, em 
consequência da migração das larvas pelos pulmões, são pouco evidentes e 
desaparecem em poucos dias. Em infecções maciças há febre e pneumonia. As 
perturbações gastrintestinais são as mais evidentes, comuns e graves. O quadro 
de sinais decorre da grande infecção e apresenta febre, cólica intestinal, diarreia, 
timpanismo e, às vezes, disenteria mucos-sanguinolenta. 
Imagem Lâmina 
Exame direto visualizando Strongylos e Eimeria 
 
27 
 
 
Larva de Strongyloide 
 
Ovo de strongylo 
28 
 
 
Oocisto de Eimeiria 
RESULTADO DOS TESTES DE McMASTER 
MODIFICADA (OPG) e HOFFMAN 
Testes de OPG dos Grupo 1 e 2 – Foi realizado análise com 2 (Duas) gramas de 
fezes, por amostra, para os animais enumerados abaixo. Os Animais não 
descritos apresentaram resultados negativos. 
Técnica de McMaster Modificada (OPG) 
No DO 
ANIMAL 
NO DE 
OVOS 
NO 
OOCISTOS 
PESO 
MEDIO (G) 
TOTAL OPG 
(OVOS/OOC 
 
29 
 
01 00 02 2 G 50 OOCISTOS 
02 02 00 2 G 50 OVOS 
03 02 66 2 G 50 OVOS/1650 
00CISTO 
04 02 03 2 G 50 OVOS /75 
OOCISTOS 
06 02 03 2 G 50 OVOS/75 
OOCISTOS 
14 30 00 2 G 750 0VOS 
16 03 00 2 G 75 OVOS 
17 02 04 2 G 50 OVOS/150 
0OCISTOS 
18 02 02 2 G 50 OVOS/50 
OOCISTOS 
30 
 
19 13 03 2 G 325 OVOS/75 “ 
20 03 06 2 G 75 OVOS/ 225 
OOCISTOS 
31 
 
Hoffman 
Lâmina 1. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 2. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de Larva Rabditoide 
Lâmina 3. 
Oocitos de Isospora +Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 4. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria +++ 
Lâmina 5. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria +++ 
Lâmina 6. 
Oocitos de Isospora +++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 7. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria +++ 
Lâmina 8. 
Oocitos de Isospora +++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 9. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 10. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
 
 
32 
 
Lâmina 11. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria ++ 
Presença de larva 
Lâmina 12. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 13. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de larva 
Lâmina 14. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria ++ 
Presença de Larva viva ainda no 
Oocitos 
 
 
Lâmina 15. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 16. 
Oocitos de Isospora +++ 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de larva 
Lâmina 17. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 18. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 19. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria +++ 
 
33 
 
Lâmina 20. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
Lâmina 21. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de Larva 
Lâmina 22. 
Oocitos de Isospora + 
Oocitos de Eimeria +Presença de 
larva 
Lâmina 23. 
Oocitos de Isospora +++ 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de Larva 
Lâmina 24. 
Oocitos de Isospora ++ 
Oocitos de Eimeria + 
Presença de Larva 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
Discursão 
Os caprinos e ovinos criados na região semiárida são parasitados por 
Haemconchus contortus e Trichostrongylus axei, que se localizam no abomaso, 
Trichostrongylus colubriformis, Strongyloides papillosus, Cooperia punctata, 
Cooperia pectinata e Bunostomum trigonocephalum, que parasitam o intestino 
delgado, e Oesophagostomum colubianum, Trichuris ovis, Trichuris globulosa e 
Skrjabinema sp., que vivem no intestino grosso. Haemconchus contortus, 
Trichostrongylus colubriformis, Strongyloides papillosus e Oesophagostomum 
colubianum são os que apresentam maior prevalência e maior intensidade de 
infecção, sendo considerados os nematódeos de maior importância econômica 
para e exploração de caprinos e ovinos no Nordeste. 
Na região semiárida da Paraíba H. contortus foi o parasita mais prevalente do 
abomaso e as maiores infecções ocorreram nos meses de fevereiro, junho e 
dezembro. S. papillosus e C. curticei prevalecem no intestino delgado em 
fevereiro, maio e junho e O. columbianum e T. globulosa, no intestino grosso em 
março, maio e julho; estas espécies estão presentes no decorrer de todo o ano, 
apesar das variações climáticas (Costa & Vieira 1984, Silva et al. 1998). 
Levantamentos realizados revelam que mais de 80% da carga parasitária de 
caprinos é composta por H. contortus (Costa & Vieira 1984, Girão et al. 1992, 
Arosemena et al. 1999). 
Martins Filho & Menezes (2001) encontraram em caprinos do estado da Paraíba, 
larvas do gênero Oesophagostomum sp., Cooperia sp., Haemonchus sp., 
Trichostrongylus sp. e Bunostomum sp. em 63,33% das amostras pesquisadas. 
Também foram encontrados ovos de Strongyloides sp. (57,47%), Trichuris sp. 
(7,43%) e Toxocara sp. (0,82%). Identificaram larvas de terceiro estádio de 
Oesophagostomum sp. (46%), Cooperia sp. (30%), Haemonchus sp. (10%), 
Trichostrongylus sp. (12%) e Bunostomum sp. (0,2%). Pereira (1976), em 
Pernambuco, em caprinos na raça Moxotó, demonstrou a ocorrência de H. 
35 
 
contortus, T. colubriformis, O. columbianum, S. ovis e Cysticercus tenuicollis. A 
prevalência entre os grupos estudados foi maior no final do inverno (junho, julho 
e agosto) e o menor no final da estação seca (novembro e dezembro). 
No Ceará, O. columbianum foi à espécie que se apresentou com maior 
intensidade e freqüência durante os meses de maio a agosto, estando ausente 
nos demais meses nos quais pouca ou nenhuma precipitação foi registrada 
(Arosemena et al. 1999). Nesse mesmo trabalho foi verificado um aumento da 
ocorrência S. papillosus a partir de fevereiro, associado ao aumento da 
pluviosidade, imprescindível para a sobrevivência desta espécie. 
A eimeriose ou coccidiose caprina é uma doença infecciosa causada por 
protozoários coccídicos do gênero Eimeria, que acomete principalmente 
caprinos jovens. É uma parasitose de distribuição mundial, atingindo rebanhos 
submetidos aos mais diferentes sistemas de manejo, embora seja mais grave e 
mais freqüente em animais criados em sistemas intensivos, daí a sua 
importância em rebanhos leiteiros. 
O tratamento preventivo, que consiste na administração de coccidiostáticos 
incorporados na água, no leite ou na ração, é recomendado para rebanhos 
criados em regime de confinamento. A medicação preventiva deve ser iniciada 
no momento ou logo após a exposição dos animais aos oocistos esporulados, 
que geralmente ocorre nas duas primeiras semanas de vida. 
Na Embrapa Caprinos foram avaliados os efeitos dos desinfetantes do grupo dos 
fenóis a 5% e 10%, iodophor a 1% e 2%, hipoclorito de sódio a 5% e 10%, 
formoaldeído P.A. (37%) a 5% e 10% e água clorada comercial a 12,5% e 25% 
na esporulação de oocistos de Eimeria spp, de caprinos naturalmente infectados 
com Eimeria spp. Apenas o grupo dos fenóis inibiu a esporulação dos oocistos. 
Os demais desinfetantes foram ineficazes em impedir a esporulação dos 
oocistos. 
36 
 
Isosporose 
Como já citado anteriormente, a isosporose é uma infecção causada por 
protozoários do gênero Isospora. Esses microrganismos unicelulares provocam 
uma infecção na parede intestinal, lesionando o epitélio e prejudicando o seu 
funcionamento. Essa enfermidade é bastante conhecida por ser uma das causas 
mais comuns de diarreia em animais domésticos, principalmente em filhotes de 
cães e gatos criados em ambientes com alta densidade populacional. 
Como o animal pode se infectar? 
Os animais se infectam na maioria das vezes através da ingestão de água, 
alimentos e fezes contaminadas com oocistos. No entanto, a infecção também 
pode acontecer por meio da ingestão de ratos, baratas e moscas, uma vez que 
eles transportam o protozoário de um local para outro. 
Ciclo Biológico 
O ciclo biológico começa pela contaminação do ambiente. O ambiente é 
contaminado através da eliminação dos oocistos (“ovos”), não esporulados, junto 
com as fezes de um hospedeiro infectado. Se estiverem em condições 
adequadas de temperatura, oxigenação e umidade, os oocistos esporulam e 
tornam-se infectantes. A esporulação é um processo de reprodução, que 
acontece por meio da liberação de células especializadas no ambiente (esporos) 
para o crescimento de um novo microrganismo. O oocisto de Isospora apresenta 
dois esporocistos (estrutura que produz esporos assexuados), contendo quatro 
esporozoítos cada. 
Esse oocisto, agora esporulado e infectante, entra no organismo do animal 
através da ingestão de água ou alimentos contaminados. Quando passam pelo 
trato digestivo, os oocistos sofrem ação de enzimas e sais biliares, liberando 
seus esporozoítos para a luz intestinal. Os esporozoítos, livres no intestino, 
entram nos enterócitos (células epiteliais da camada superficial dos intestinos) e 
37 
 
dão início a um processo de desenvolvimento endógeno. Esse processo consiste 
na multiplicação intracelular por meio da reprodução assexuada, formando 
esquizontes e merozoítos, e em seguida de forma sexuada, formando gametas 
masculinos e femininos. A junção desses dois gametas dá origem a um novo 
oocisto. 
No cão, as espécies infectantes mais comuns são Isospora canis e Isospora 
ohioensis que parasitam o intestino delgado e grosso. Já nos gatos, as espécies 
mais comuns são Isospora felis e Isospora rivolta, que infectam o ceco, o cólon 
e o intestino delgado. Após a infecção, esses protozoários provocam uma série 
de alterações na mucosa intestinal, sendo a diminuição daabsorção local, a 
principal. 
Diagnóstico 
O diagnóstico é feito através do histórico do animal, dos sinais clínicos 
apresentados e do exame de fezes para a detecção dos oocistos. Entretanto, o 
exame de fezes pode não ser eficaz para diagnosticar essa enfermidade, pois 
em alguns casos, as lesões causadas na mucosa intestinal e a diarreia 
acontecem antes mesmo da presença dos oocistos nas fezes. 
 Tratamento 
O tratamento de escolha consiste na administração de antibióticos do grupo das 
sulfonamidas. A associação com trimetoprima é indicada para potencializar o 
efeito antimicrobiano. Terapia de suporte com probióticos para equilibrar a 
microbiota intestinal e fluidoterapia devem ser instituídas também. 
 
 
38 
 
Prognóstico 
A grande maioria dos animais infectados pelo Isospora sobrevivem a essa 
enfermidade. Dessa forma, com tratamento adequado, o prognóstico é 
considerado favorável. 
Prevenção 
Para prevenir a doença, é necessário separar os animais infectados dos animais 
saudáveis. Pelo fato de os oocistos serem bastante resistentes no ambiente, é 
fundamental manter a higiene do local com o uso de desinfetantes que sejam 
efetivos contra esporos, além de manter os comedouros e bebedouros sempre 
limpos. Também é importante evitar uma superpopulação nos canis e gatis, 
retirar as fezes regularmente, fornecer água filtrada e manter o controle de ratos, 
moscas e baratas no local. 
Mesmo que na maioria dos casos os animais permaneçam assintomáticos, o 
Isospora não pode ser considerado um protozoário inofensivo. Em algumas 
condições, como em animais jovens, desnutridos ou imunossuprimidos a doença 
ser grave. Portanto, é fundamental fazer a prevenção e tratar animais 
diagnosticados, para que não se tornem uma fonte de infecção. Caso seu pet 
apresente sintomas similares, procure um médico veterinário rapidamente. 
TRATAMENTOS UTILIZADOS PARA COMBATE DE 
ENDOPARASITAS EM CAPRINOS 
EIMERIOSE 
Existem vários vermífugos que podem ser utilizados no tratamento de eimeriose 
em caprinos, incluindo: 
1.Sulfametoxazol e trimetoprim em combinação (Co-trimoxazol) 
2.Toltrazuril 
39 
 
3.Diclazuril 
4. Amprolium 
O vermífugo mais utilizado no tratamento de eimeriose em caprinos é a 
toltrazuril. A via de aplicação mais comum é oral, em forma de suspensão ou 
comprimidos dispersíveis. A dosagem varia de acordo com o peso do animal e 
a concentração do medicamento utilizado, geralmente é recomendado de 7,5 a 
15 mg/kg de peso corporal. 
ISOSPORA 
Os vermífugos mais utilizados no tratamento de Isospora em caprinos são os 
coccidiostáticos, como: 
1. Cloridrato de amprólio 
2. Sulfadimetoxina 
3. Toltrazuril 
4. Diclazuril. 
O vermífugo mais utilizado para o tratamento de infecções por Isospora em 
caprinos é a sulfadimetoxina. É administrado por via oral durante um período de 
3 a 5 dias. 
STRONGYLOIDES 
Os vermífugos mais utilizados no tratamento de strongylo em caprinos são: 
1.Ivermectina 
2.Albendazol 
3.Levamisol 
4.Fenbendazol 
40 
 
O vermífugo mais utilizado no tratamento de strongyloides em caprinos é a 
ivermectina. A via de aplicação mais comum é a subcutânea, com uma dosagem 
de 200 a 300 mcg/kg de peso vivo. A dose pode variar de acordo com a 
gravidade da infestação. 
CISTOISOSPOROSE 
Os vermífugos mais utilizados no tratamento de cistoisosporose em caprinos 
são: 
1. Sulfazina 
2. Toltrazuril 
3. Sulfadimidina 
4. Amprolium 
O vermífugo mais utilizado no tratamento de cistoisosporose em caprinos é a 
sulfadiazina. Ele é administrado oralmente na dosagem de 100 mg/kg de peso 
corporal a cada 12 horas durante 5 dias. 
DIPYLIDIUM 
Os vermífugos mais utilizados no tratamento de Dipylidium em caprinos são: 
1. Praziquantel 
2. Fenbendazole 
3. Albendazole. 
O vermífugo mais utilizado no tratamento de Dipylidium em caprinos é o 
Praziquantel. A via de aplicação é via oral, com uma dosagem de 5mg/kg de 
peso vivo. É recomendável repetir o tratamento após 15 dias para garantir a 
eficácia do tratamento. 
 
41 
 
EXAME DE SANGUE 
Foram coletadas amostras de 7 animais sendo eles: Grávida, Chefão, Malu, 
preferida, 9680, Simaria, Filhote Tendo os seguintes resultados: 
1- Grávida 
- Hemácias: 3,8 
- Hematócritos: 26 
- Hemoglobina: 8,6 
- Proteína: 7,2 
(Anaplasma) 
2- Chefão 
- Hemácias: 2,8 
- Hematócritos: 19 
- Hemoglobina: 6,3 
- Proteína: 7,0 
(Anêmico) 
3- Malu 
- Hemácias: 3,7 
- Hematócritos: 25 
- Hemoglobina: 8,3 
- Proteína: 8,0 
4- Preferida 
- Hemácias: 3,8 
- Hematócritos: 26 
- Hemoglobina: 8,6 
- Proteína: 6,2 
5- 9680 
- Hemácias: 3,7 
- Hematócritos: 25 
- Hemoglobina: 8,3 
- Proteína: 7,2 
6- Simaria 
- Hemácias: 2,9 
- Hematócritos: 20 
- Hemoglobina: 6,6 
- Proteína: 6,0 
(anêmica) 
7- Filhote 
- Hemácias: 2,6 
- Hematócritos: 18 
- Hemoglobina: 6,0 
- Proteína: 6,0 
(anêmico) 
 
 
 
 
42 
 
3ª Etapa - Terceira Visita a Fazenda Caprilac 
Terceira Visita – Coleta de material biológico - 
FEZES 
A Visita foi realizada em 29 de abril de 2023 (segunda-feira – período matutino), 
realizamos a identificação do rebanho por fotos (Anexo II), com numeração, após 
procedemos a coleta de fezes. 
Método de coleta realizado: As fezes foram coletadas direto no reto dos 
animais. 
Os acadêmicos diretamente envolvidos na coleta, fizeram a utilizaram dos 
equipamentos de proteção para fazer as coletas de forma segura, os demais 
estavam auxiliar em outras atividades de apoio. 
A Identificação dos animais foi realizada no momento da coleta, por meio de 
registros fotográficos, será disponibilizada no Anexo II. 
Metodologia da Pesquisa e Técnicas utilizadas 
As análises das amostras de fezes foram feitas utilizando os seguintes métodos, 
Exame Direto, Exame citológico, Método de Hoffman, Técnica de Faust (Técnica 
de Flutuação), Técnica de McMaster modificada – OPG (Técnica de Flutuação). 
Cada uma das técnicas utilizadas foi descrita a seguir de forma individual. 
Exame Direto 
O exame direto é utilizado para demonstrar a presença de ovos e larvas de 
helmintos e cistos de protozoários. 
Material: 
Lâminas de microscopia; 
Lamínulas; 
Água ou solução salina; 
Bastão de vidro ou palito; 
43 
 
Microscópio. 
Coloque uma pequena quantidade de fezes em uma lâmina de microscopia. 
 
Coloque uma gota de cloreto de sódio nas fezes. 
 
3. Cubra com uma lamínula. A suspensão deve ter espessura fina o suficiente 
para permitir a passagem da luz. Procure não deixar uma porção não misturada 
de fezes no centro. A suspensão deverá ser homogênea. 
 
44 
 
4. Examine a lâmina com uma objetiva de 10x e, posteriormente, mude para a 
objetiva de 40X. 
 
4. A inspeção da lâmina deverá ser feita escolhendo-se um canto e então movendo 
a lâmina para ao canto oposto, em um movimento de ida e volta, procurando 
sobrepor parcialmente os campos microscópicos. 
 
 
 
 
Vantagens da técnica 
Rápida de preparar. 
Se utilizada com solução salina, não causa distorções nos parasitas 
 Única maneira de visualizar trofozoítos (obrigatório o uso de solução salina) 
 Útil para examinar fezes de pequenas aves e répteis (onde trematóides são 
comuns). 
Desvantagens da técnica 
Como somente se utiliza uma amostra muito pequena das fezes, os parasitas 
podem não ser detectados se a sua concentração for muito baixa. 
45 
 
Pode requerer muito tempo para um exame adequado 
Cuidados de segurança 
Fezes podem conter patógenos perigosos (bactérias, vírus etc.). Procedimentos 
adequados de higiene e segurança devem ser empregados. Use avental e luvas 
durante a execução da técnica. 
Resultados 
Foram encontrados oocistos de Eimeiria nas amostras números: 5, 6, 10, 11, 14 
e 22. 
Foram encontrado ovo de strongylo nas lâminas 20 e 11. 
Presença delarva na amostra 21. 
 Eimeria lâmina 5 
46 
 
 Eimeria lâmina 10 
 Lâmina 11 Eimeria e ovo 
47 
 
 Lâmina 11 
 Presença de larva lâmina 21 
 Lâmina 22 
48 
 
 Lâmina 22 Eimeria 
EXAME CITOLÓGICO 
O Material utilizado durante o trabalho em laboratório: lâmina, palito de madeira, 
amostra de fezes, corante e equipamento de segurança pessoais. 
1- Com um palito de madeira pega uma pequena quantidade da amostra de 
fezes e faz um esfregaço na lâmina 
 
 
 
 
 
49 
 
2- em seguida core a lâmina 
 
3- Examine a lâmina com uma objetiva de 10x e, posteriormente, mude para a 
objetiva de 40X 
 
5. A inspeção da lâmina deverá ser feita escolhendo-se um canto e então 
movendo a lâmina para ao canto oposto, em um movimento de ida e volta, 
procurando sobrepor parcialmente os campos microscópicos. 
 
 
 
Resultados 
Foram observados oocistos nas lâminas 5, 6, 10, 11, 14 e 22 
50 
 
 Oocisto lâmina 6 
Método de Hoffman 
O método utilizado foi a técnica de Hoffman: 
1- Em um pequeno recipiente, colocar um pouco de água e pequena 
porção de fezes. Homogeneizar bem com auxílio de um palito de madeira para 
obter uma suspensão; 
2- Transferir a suspensão de fezes para um copo cônico contendo água 
(um pouco menos que a metade do copo), tendo o cuidado de passar 
previamente por uma peneira para a obtenção de um filtrado de fezes; 
3- Deixar em repouso por 24 horas; 
4- Com o auxílio de uma pipeta, retirar pequena porção do sedimento 
formado e transferir para uma lâmina. Adicionar uma gota de lugol e analisar em 
microscópio óptico (objetiva de 10 e 40x). 
 
51 
 
Resultados 
As amostras coletadas foram transportadas para o laboratório de análises 
clínicas, onde foram submetidas a uma série de testes, nas quais foram 
encontrados ovos de strongylídios e formação de larvas. 
Os resultados obtidos das análises, fornecerão informações cruciais sobre a 
saúde e o estado geral dos animais presentes na Caprilac. Essas informações 
auxiliarão o Médico Veterinário Itamar a tomar decisões informadas em relação 
ao manejo, tratamento e prevenção de doenças na propriedade. 
Os resultados obtidos serão fundamentais para auxiliar nas ações de cuidado 
com a saúde dos animais e na implementação de medidas preventivas para 
garantir o bem-estar dos caprinos na propriedade. 
 
 
 
52 
 
Técnica de Faust (Técnica de Flutuação) 
Utilizado na pesquisa parasitológica de ovos e larvas de helmintos 
(principalmente ancilostomíneos) e cistos e oocistos de protozoários. É realizado 
com o objetivo de concentrar o que será investigado, eliminando resíduos fecais 
e facilitando a identificação, por isso a técnica de concentração é muito utilizada 
nas estratégias de exame para parasitos intestinais. 
Passo a passo do Método de Faust 
• Materiais e equipamentos necessários 
⬪ Amostra fecal do paciente 
 ⬪ Becker de vidro de 250 ml (2) 
 ⬪ Bastão de vidro 
 ⬪ Água destilada 
 ⬪ Rolo de gaze 
 ⬪ Coador 
 ⬪ Solução saturada de sulfato de zinco 
 ⬪ Alça de platina (bacteriológica) de 5 a 7 mm de diâmetro 
 ⬪ Tubo de centrífuga 
 ⬪ Lâmina de microscopia 
 ⬪ Lugol (Solução de iodo/iodeto de potássio) 
 ⬪Lamínula 
 ⬪Centrífuga 
 ⬪ Microscópio 
Como realizar? 
Com o auxílio do bastão de vidro, você pegará uma porção (cerca de 5g) da 
amostra de fezes, colocando-a no becker. 
53 
 
2. Você colocará em seguida a água destilada (10ml) e homogeneizará a 
amostra, com movimentos circulares não muito rápidos. 
3. Utilizando a gaze dobrada, o coador e um novo becker, você filtrará a amostra, 
retendo as porções sólidas. 
 
 
54 
 
4. Você colocará a amostra filtrada no tubo apropriado e colocará na centrífuga 
por 1 hora em 2500 rpm. 
 
 
5. Após este tempo, você irá retirar o tubo da centrífuga, descartar o 
sobrenadante turvo. 
55 
 
6. Adicionar à solução de sulfato de zinco (33%, densidade de 1,18 g/ml), 
colocando novamente o conjunto na centrífuga (1 hora) 
 
7. Passado o tempo, ao retirar da centrífuga você identificará 3 fases no tubo, 
uma película superficial, uma solução intermediária e um sedimento ao fundo. 
 
8. Com a alça de platina, você irá coletar apenas a película superficial, 
colocando-a na lâmina. 
56 
 
 
 
 
9. Feito isto, você colocará uma gota de lugol e a lamínula por cima, para analisar 
na microscopia com objetivas de 10x e/ou 40x. 
 
 
 
57 
 
Em resumo, inicia-se a diluição do material com água destilada, centrifugando e 
descartando o sobrenadante várias vezes, até que a solução se torne clara. 
Depois, devemos ressuspender o sedimento lavado em solução saturada de 
sulfato de zinco, onde por conta da densidade haverá a separação do que 
queremos visualizar (ovos e cistos leves) dos resíduos fecais. Estes formarão 
uma película superficial, que pode ser colhida com alça de platina e depositada 
na lâmina, com uma gota de lugol, cobre-se com a lamínula para observação em 
microscópio. 
 
 
Após todo o método, a análise deve ser feita imediatamente, pois o contato com 
a solução saturada de sulfato de zinco pode deformar estruturas parasitárias. 
Em suma, o Método de Faust (centrífugo-flutuação com sulfato de zinco) é muito 
utilizado na prática clínica nas suspeitas de helmintoses e protozooses. A fácil 
visualização pela remoção dos detritos fecais e concentração das formas 
parasitárias trazem ao método de concentração uma relevância maior, uma vez 
que mesmo quantidades pequenas de parasitas são identificadas. Pelas 
diferenças de densidade, após a última centrifugação com a solução saturada 
do sulfato de zinco, as formas parasitárias concentradas formam uma película 
superficial visível a olho nu. 
Resultados 
58 
 
 
Ovo de strongilideos, lâmina 16. Ovo de strongilideos, lâmina 
18. 
 
 
Fascíola hepática, lâmina 14. Fascíola hepática, lâmina 
10. 
 
 
 
Ovo de strongilideos, lâmina 12. 
59 
 
Strongilideos 
 Os strongilideos são parasitas gastrointestinais comuns em caprinos e podem 
causar sérios prejuízos à saúde dos animais, tanto a curto como a longo prazo. 
Esses parasitas depositam seus ovos nas fezes dos animais, que podem ser 
facilmente transmitidos para outros indivíduos através da ingestão de pastagens 
contaminadas. Os ovos de strongilideos geralmente ficam incubados no solo por 
cerca de duas a três semanas, antes de se tornarem infectantes e capazes de 
causar infecções nos animais. Uma vez dentro do corpo do hospedeiro, os 
strongilideos podem se alojar no revestimento do trato gastrointestinal, causando 
inflamação, dor abdominal, diarreia e perda de peso. 
Além disso, infecções crônicas por strongilideos podem levar a uma série de 
problemas de saúde a longo prazo, incluindo anemia, desnutrição e até mesmo 
a morte do animal. Para prevenir infecções por strongilideos, é importante 
manter as áreas de pastagem limpas e higienizadas, além de seguir um 
programa regular de desparasitação em caprinos. 
Fascíola Hepática 
Os ovos de Fasciola hepatica podem ser encontrados nas fezes dos caprinos 
infectados e são capazes de sobreviver por até 4 meses em condições 
adequadas de umidade e temperatura. Quando os ovos são ingeridos pelos 
caprinos, eles eclodem e liberam larvas, que penetram no fígado desses animais 
e se desenvolvem em adultos, causando danos ao fígado. 
A infecção por Fasciola hepatica pode causar sintomas como perda de apetite, 
perda de peso, anemia, diarreia, icterícia e até mesmo morte em casos graves. 
Além disso, a infecção crônica pode levar a danos permanentes no fígado e 
diminuição da produção de leite e carne. 
Para prevenir a infecção por Fasciola hepatica em caprinos, os médicos 
veterinários podem recomendar medidas como o controle do pasto e da água, a 
aplicação de antiparasitários e a realização de exames regulares para detectar 
a presença do parasita. O tratamento da infecção por Fasciolahepatica em 
caprinos também pode ser realizado pelo médico veterinário, utilizando 
medicamentos específicos para essa finalidade. 
 
60 
 
Imagens detalhadas – no microscópio 
61 
 
Técnica de McMaster modificada – OPG (Técnica de 
Flutuação) 
Essa técnica determina o número de ovos por grama de fezes para calcular a 
carga parasitária de vermes em um animal. É utilizada principalmente em fezes 
de ruminantes e equinos. É muito difícil, por meio dessa técnica, saber a real 
população de vermes no hospedeiro, porém contagens superiores a 500 indicam 
uma infecção moderada e contagens superiores a 1.000 indicam uma grande 
infecção. 
É rápida de ser realizada e barata, e os ovos flutuam livres de sujidades, o que 
facilita a contagem dos ovos E é necessário usar uma câmara contadora 
especial. 
Metodologia 
Durante a pesquisa e executação da tecninca de OPG utilizamos a seguinte 
metodologia: 
Pesar 2 g de fezes em um copo descartável; 
Misturar 60 mℓ de solução saturada de sal, açúcar ou sulfato de zinco. 
Homogeneizar bem; 
Passar as fezes por um coador 2 ou 3 vezes para remover partículas grandes; 
Mexer a solução e, com uma pipeta, transferir uma amostra da mistura para a 
câmara de McMaster; 
Repetir o procedimento, enchendo os dois lados da câmara. 
Esperar 30 (trinta) e levar a câmara ao microscópio em aumento de 100 vezes. 
Achar o foco (encontrando as bolhas de ar) e então contar o número total de 
ovos em todas as colunas da câmara. 
Multiplicar o número total de ovos dos dois compartimentos da câmara por 50. 
Por exemplo, se forem encontrados 8 ovos, multiplica-se por 50; divide pela 
quantidade de grama de fezes analisadas, nesse caso, o resultado é 200 ovos 
por grama (OPG). 
62 
 
 
 
 
 
63 
 
 
Da análise com a Técnica de McMaster modificada – 
OPG (Técnica de Flutuação) 
 
Nº do animal nº de ovos Nº oocisto Peso médio da 
amostra 
Total OPG 
Ovos/oocistos 
01 00 02 2g 50 oocistos 
02 00 00 2g 0 
03 00 08 2g 200 oocistos 
04 00 00 2g 0 
05 00 00 2g 0 
06 02 09 2g 50 ovos/225 
oocisto 
64 
 
07 00 07 2g 175 oocistos 
08 00 06 2g 150 oocistos 
09 00 05 2g 125 oocistos 
10 00 06 2g 150 oocistos 
11 02 07 2g 50 ovos/175 
oocistos 
12 00 04 2g 100 oocistos 
13 00 00 2g 0 
14 00 00 2g 0 
15 06 14 2g 150ovos/350 
oocistos 
16 00 00 2g 0 
17 02 02 2g 50 ovos/50 
oocistos 
18 00 22 2g 550 oocistos 
65 
 
19 00 10 2g 250 oocistos 
20 00 00 2g 0 
21 00 15 2g 375 oocistos 
22 34 00 2g 
 
850 ovos de 
isosporas 
23 00 00 2g 0 
 
QUARTA VISITA – COLETA DO MATERIAL 
BIOLÓGICO – SANGUE 
A Visita foi realizada em 05 de maio de 2023 (segunda-feira – período matutino), 
realizamos a identificação do rebanho por fotos, com numeração, após 
procedemos a coleta de sangue, todos coleta foi acompanhada pela Professora 
Lucilândia Maria Bezerra. Foram coletadas amostras de 6 animais sendo eles: 
Irmão do churrasco, Luizão, Lágrima, Pardal Pino, Chefão, Cabra da Teta. Tendo 
os seguintes resultados: 
1- Irmão do Churrasco 
- Hemácias: 3,2 
- Hematócritos: 22 
- Hemoglobina: 7,3 
- Proteína: 6,4 
(anêmico) 
66 
 
 
2- Luizão 
- Hemácias: 3,7 
- Hematócritos: 23 
- Hemoglobina: 8,3 
- Proteína: 7,2 
 
3- Lágrima 
- Hemácias: 2,8 
- Hematócritos: 19 
- Hemoglobina: 6,3 
- Proteína: 7,0 
(anêmica) 
 
4- Pardal Pino 
- Hemácias: 2,3 
- Hematócritos: 16 
- Hemoglobina: 5,3 
- Proteína: 6,0 
(anêmico) 
 
5- Chefão 
- Hemácias: 1,3 
- Hematócritos: 9 
- Hemoglobina: 3,0 
- Proteína: 7,0 
(Anêmico, presença de anaplasma) 
 
6- Cabra da Teta 
- Hemácias: 2,8 
- Hematócritos: 19 
67 
 
- Hemoglobina: 6,3 
- Proteína: 7,0 
(anêmica) 
CONCLUSÃO 
Concluímos durante a realização desse trabalho com base nos exames 
laboratoriais utilizando as técnicas de Exame direto, Exame citológico, Exame 
citológico, Técnica de Faust e Técnica de McMaster a evidente importância na 
realização de exames parasitológicos, com regular periodicidades. 
A fim de auxiliar no uso adequado de vermífugos para os animais de produção, 
visto que a falta desses procedimentos pode acarretar uma série de prejuízos e 
problemas de saúde aos animais, 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
68 
 
ANEXO – I – Animais avaliados durante a 1ª 
etapa da pesquisa 
 
 
 
 
69 
 
 
70 
 
 
71 
 
 
 
72 
 
 
 
73 
 
 
 
74 
 
 
 
75 
 
 
 
76 
 
 
 
77 
 
 
 
78 
 
 
79 
 
 
 
80 
 
 
 
81 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
82 
 
ANEXO – II – Animais avaliados durante a 3ª 
etapa da pesquisa 
 
 
 
83 
 
 
 
 
84 
 
 
 
85 
 
 
 
86 
 
 
 
87 
 
 
 
88 
 
 
 
89 
 
 
90 
 
 
91 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
92 
 
Referência Bibliográfica 
Monteiro, Silvia G. Parasitologia na Medicina Veterinária, 2ª edição. Disponível 
em: Minha Biblioteca, Grupo GEN, 2017.Parasitologia Veterinária, 4ª edição M. 
A. Taylor; R. L. Coop; R. L. Wall 
Siqueira-Batista, Rodrigo. Parasitologia - Fundamentos e Prática 
Clínica. Disponível em: Minha Biblioteca, Grupo GEN, 2020.