Sumário - ANÁLISE MACROSCÓPICA DE FEZES

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LABORATÓRIO DE ANÁLISES PARASITOLÓGICAS 
ANÁLISE MACROSCÓPICA DE FEZES 
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ANÁLISE MACROSCÓPICA DE FEZES 
 
 
 
As parasitoses intestinais (enteroparasitoses) merecem atenção, pois se 
constituem como um grande problema de saúde pública. Elas contribuem para taxas de 
morbidade e mortalidade consideráveis em todo o mundo, especialmente em países em 
desenvolvimento, estando diretamente relacionadas às condições socioeconômicas e 
ambientais, com destaque para a ausência ou ineficiência de saneamento (SOCIEDADE 
BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020). 
Segundo a Organização Mundial da Saúde, cerca de 1,5 bilhão de pessoas 
precisam de tratamento e intervenções preventivas para parasitas intestinais 
(enteroparasitas). Essas infecções podem causar agravos como: obstrução intestinal 
(Ascaris lumbricoides), desnutrição (Ascaris lumbricoides e Trichuris trichiura), anemia 
ferropriva (ancilostomídeos), diarreia e má absorção (Entamoeba histolytica e Giardia 
lamblia) (AGNOL et al., 2006; SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020). 
Considerando-se a importância da problemática das enteroparasitoses, é 
possível concluir que o diagnóstico correto é essencial para a condução de tratamentos 
adequados. Esse diagnóstico pode ser realizado por meio da análise de diferentes 
materiais. Contudo, a maior parte dos parasitos intestinais conhecidos é perfeitamente 
identificada por meio da análise de fezes (DE CARLI, 2001). 
A partir do exame de fezes, podem ser identificados diferentes estágios da vida 
parasitária, como ovos e larvas de helmintos, trofozoítos, cistos, oocistos e esporos. 
Contudo, para a garantia de uma identificação segura e correta, é preciso garantir que 
o material foi coletado, transportado, preservado e manipulado de forma adequada, 
pois a falha em um desses critérios pode inviabilizar a amostra (DE CARLI, 2001; ROCHA, 
2013). 
 
 
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COLETA DE FEZES FRESCAS 
 
Esse tipo de amostra deve ser coletado em frasco limpo e seco, com boca larga, 
com capacidade aproximada de 100 ml, e que possa ser bem vedado, conforme mostra 
a Figura 1: 
 
 
 Figura 1 – Frasco para coleta de fezes. Fonte: Shutterstock. 
 
No processo de coleta, é essencial evitar a contaminação. Sendo assim, a coleta 
deve ser feita diretamente no frasco ou em uma superfície limpa (podendo ser papel, 
jornal ou até mesmo urinol), sendo a amostra imediatamente transferida para o frasco 
(DE CARLI, 2001). 
É importante não coletar amostras excretadas diretamente no solo, pois estas 
estão sujeitas à contaminação por larvas de vida livre, assim como outros contaminantes 
que podem ser falsamente identificados como estruturas parasitárias durante as 
análises. Da mesma forma, é importante que não sejam colhidas amostras de vasos 
sanitários (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013). 
Outro importante ponto a ser observado na obtenção desse tipo de amostra é o 
tempo entre a coleta e o início das análises, uma vez que alguns estágios de 
 
 
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desenvolvimento parasitário, como os trofozoítos, não sobrevivem por muito tempo 
fora do hospedeiro. Além disso, a aparência da amostra pode se modificar 
drasticamente com o tempo, o que também impossibilita uma análise correta. Em geral, 
recomenda-se a coleta uma hora antes do início da análise. Nos casos em que essa 
condição não seja viável, o ideal é conservar a amostra na geladeira por, no máximo, 24 
horas (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013). 
Esse tipo de amostra é utilizado para a realização da análise macroscópica, que, 
em muitos casos, já é suficiente para identificar a presença de enteroparasitas. Essa 
análise é utilizada para determinar a consistência, a cor e a presença ou a ausência de 
sangue, muco, proglotes e vermes adultos, além de alguns estágios de desenvolvimento 
parasitário ou outras condições anormais (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013; SOCIEDADE 
BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020). 
 
ANÁLISE DA CONSISTÊNCIA DAS FEZES 
 
Ao examinar uma amostra de fezes frescas, certamente a consistência do 
material é uma das primeiras (se não a primeira) características observadas. Uma das 
formas mais utilizadas para avaliação da consistência das fezes é a escala de Bristol para 
consistência de fezes (EBCF), que classifica a forma das fezes em sete categorias. A EBCF 
descreve precisamente a forma e a consistência de cada categoria, permitindo a 
identificação rápida e facilitada (Figura 2) (MARTINEZ, 2012). 
 
 
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 Figura 2 – Escala de Bristol. Fonte: Shutterstock. 
 
Essa escala permite correlacionar a aparência das fezes com possíveis problemas 
no funcionamento e nas características do intestino e é amplamente utilizada na prática 
clínica e em estudos epidemiológicos (MARTINEZ, 2012). 
Em análises parasitológicas, essas informações podem ser utilizadas em conjunto 
com outras características observadas na amostra. Nas fezes líquidas (diarreicas) ou 
pastosas, são encontrados com mais frequência trofozoítos; já nas fezes mais 
consistentes, são identificados com mais frequência cistos. Em geral, as fezes mais 
aquosas dificultam a identificação de ovos e larvas de helmintos, devido à diluição 
(MARTINEZ, 2012; ROCHA, 2013). 
 
 
 
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ANÁLISE DA COLORAÇÃO E PESQUISA MACROSCÓPICA DE 
HELMINTOS 
 
A análise macroscópica das fezes é realizada por meio da observação das 
características, como a coloração e a presença de parasitos. Essa análise pode ser 
realizada pela simples observação ou pela tamisação. Essa prática será baseada na 
simples observação (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013). 
Na análise por simples observação, a amostra é primeiramente examinada em 
sua superfície e, em seguida, revolvida com um bastão de vidro ou um palito de madeira. 
As características observadas devem ser anotadas, e os helmintos adultos e as 
estruturas visíveis, como proglotes de tênias, devem ser coletados para melhor 
observação (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013). 
A coloração esperada para as fezes é marrom, devido à bile; portanto, qualquer 
alteração nessa coloração deve ser anotada. A presença de sangue, muco, gordura ou 
qualquer outra alteração também deve ser anotada — esses elementos podem indicar 
outras alterações no trato intestinal que não necessariamente estejam associadas à 
existência de infecção parasitária. Vale lembrar também de que nem sempre a amostra 
coletada apresenta estruturas parasitárias visíveis, podendo ser as demais 
características da amostra bons indicativos da necessidade de novas análises (DE CARLI, 
2001; ROCHA, 2013; AGNOL, 2016). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
 
AGNOL, T. D.; ARAUJO, M. P.; LAINO, F.; PARMIGIANO, T. R.; GIRÃO, M. J. B. C.; SARTORI, 
M. G. F. Avaliação do hábito intestinal em mulheres atletas e sua relação comnível de 
hidratação e uso de suplemento. Revista Brasileira de Nutrição Esportiva, v. 10, n. 58, 
p. 458-466, 2016. 
 
BIOLCHINI, C. L. Enteroparasitoses na infância e na adolescência. Adolescência & Saúde, 
v. 2, n. 1, p. 29-32, 2005. 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para 
o diagnóstico das parasitoses humanas. São Paulo: Atheneu, 2001. 810 p. 
 
FLOR, Janaína M. (et al.). Utilização prática de exame parasitológico de fezes como 
instrumento para conhecimento das condições sócio-sanitárias. In: JORNADA 
CIENTÍFICA E TECNOLÓGICA, 10., SIMPÓSIO DA PÓS-GRADUAÇÃO, 7., 2018, 
Muzambinho. Anais [...]. Muzambinho: Instituto Federal do Sul de Minas 
(IFSULDEMINAS), 2018. Disponível em: 
https://jornada.ifsuldeminas.edu.br/index.php/jcmuz2/jcmuz2/paper/viewFile/4116/3
249. Acesso em: 24 fev. 2021. 
 
MARAL, P. P.; A. et al. Aspectos diagnósticos e terapêuticos da endometriose. Revista 
Científica da Faculdade de Educação e Meio Ambiente, v. 9, p. 532-539, 2018 
 
https://jornada.ifsuldeminas.edu.br/index.php/jcmuz2/jcmuz2/paper/viewFile/4116/3249
https://jornada.ifsuldeminas.edu.br/index.php/jcmuz2/jcmuz2/paper/viewFile/4116/3249
 
 
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MARTINEZ, Anna Paula; AZEVEDO, Gisele Regina de. Tradução, adaptação cultural e 
validação da Bristol Stool Form Scale para a população brasileira. Revista Latino-
Americana de Enfermagem, Ribeirão Preto, v. 20, n. 3, p. 583-589, jun. 2012. Disponível 
em: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0104-
11692012000300021&lng=en&nrm=iso. Acesso em: 02 fev. 2021. 
 
ROCHA, A. Parasitologia. 1. ed. São Paulo: Rideel, 2013. 
 
SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA. Guia prático de atualização. Parasitoses 
intestinais: diagnóstico e tratamento. Porto Alegre: SBP, 2020. 
 
ZOCHIO, Larissa Barbosa. Biossegurança em laboratórios de análises clínicas. AC&T 
CIENTÍFICA, v. 6, n. 1, dez. 2009. Disponível em: 
http://www.ciencianews.com.br/arquivos/ACET/IMAGENS/revista_virtual/administrac
ao_laboratorial/trabzochio.pdf. Acesso em: 22 fev. 2021. 
 
http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0104-11692012000300021&lng=en&nrm=iso
http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0104-11692012000300021&lng=en&nrm=iso
http://www.ciencianews.com.br/arquivos/ACET/IMAGENS/revista_virtual/administracao_laboratorial/trabzochio.pdf
http://www.ciencianews.com.br/arquivos/ACET/IMAGENS/revista_virtual/administracao_laboratorial/trabzochio.pdf