Apostila-Hematologia

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Universidade Estadual de Maringá 
DEPARTAMENTO DE ANÁLISES CLÍNICAS 
 Curso de Farmácia 
 
 
 
 
MMaannuuaall ddee 
 
 
 
 
 
 
TTééccnniiccaass HHeemmaattoollóóggiiccaass 
 
 
 
 
Profa Eliana Litsuko Tomimatsu Shimauti 
Profa Juliana C. Martinichen Herrero 
Profa Eliana Valéria Patussi 
Profa Fabiana Nabarro Ferraz 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2010 
 
 
 
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BIOSSEGURANÇA 
 
 
1. Boas Práticas Individuais 
 
A norma ABNT NBR 14785/2001 trata dos Requisitos de Segurança no Laboratório Clínico 
aplicáveis a todo o território nacional. Com base nela, recomendam-se as seguintes precauções 
universais: 
• proibir alimentos, bebidas ou fumo na área técnica do laboratório; 
• armazenar alimentos exclusivamente em áreas de alimentação, em locais adequados, sendo 
proibido alimentos ou bebidas nos armários, gavetas, refrigeradores e freezers utilizados para o 
armazenamento de reagentes, amostras biológicas, materiais e insumos para coleta; 
• não colocar na boca quaisquer materiais ou objetos empregados no ambiente de trabalho, tais 
como: canetas, lápis, etiquetas, selos e envelopes; 
• jamais pipetar com a boca, devendo-se empregar pipetas automáticas, sempre que necessário; 
• não fazer a aplicação de cosméticos e maquiagens na área de coleta; 
• evitar o manuseio de lentes de contato na área de coleta do laboratório; 
• prender/proteger cabelos e barbas durante a jornada de trabalho no laboratório, a fim de evitar 
contato com materiais e superfícies contaminados. Estes devem ser mantidos distantes de 
equipamentos como centrífugas e/ou bicos de Bunsen. Pode-se utilizar tocas descartáveis com 
esta finalidade; 
• limpar e aparar as unhas e caso sejam utilizados esmaltes, preferir os de cor clara; 
• evitar o uso de correntes compridas no pescoço, brincos grandes ou braceletes soltos; 
• lavar as mãos após o manuseio de qualquer material biológico. 
 
 
2. Equipamentos de Proteção Individual (EPI) 
 
• Utilizar o uniforme recomendado pelo empregador, na área de coleta, cobrindo adequadamente 
as partes do corpo. Na ausência de um uniforme padrão, é recomendável sobrepor à vestimenta 
um avental de tecido lavável ou descartável, longo e de mangas compridas, que alcance o nível 
do joelho. As boas práticas de segurança recomendam que este avental deva sempre ser retirado 
ao sair da área de coleta do laboratório, não sendo correto seu uso nas áreas de alimentação e 
descanso. 
• Não se recomenda o uso dos equipamentos de proteção individual fora do perímetro onde seu 
uso está indicado. 
• Recomenda-se sempre a utilização de luvas pelo flebotomista durante o ato da coleta. As trocas 
necessitam ser efetuadas quando houver qualquer contaminação com material biológico. 
• Sempre que for necessário, lavar as mãos e, em seguida, colocar luvas novas. 
• Não manusear objetos de uso comum (telefone, maçanetas, copos, xícaras etc.) enquanto 
estiver usando luvas. 
• Não descartar as luvas nas lixeiras de uso administrativo. 
• Utilizar máscaras quando o ato da coleta do material biológico sugerir risco de contaminação 
pela formação de gotículas ou aerossóis. 
• Utilizar sapatos confortáveis com solado antiderrapante e de saltos não muito altos, para que se 
minimizem os riscos de acidentes. Na área de coleta, não se recomenda o uso de sandálias, 
chinelos ou outros calçados abertos. 
 
3. Cuidados na Sala de Coleta 
 
• Desinfetar imediatamente as áreas contaminadas. 
• Comunicar ao superior imediato os acidentes com material infectante. 
 
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• A sala deve ser utilizada exclusivamente para coleta e apenas o paciente e o flebotomista 
devem permanecer no local. Exceções a essa regra são as situações em que houver 
necessidade de um acompanhante para auxiliar na execução do procedimento. 
 
 
RECOMENDAÇÕES PARA COLETA DE SANGUE VENOSO 
 
1. Procedimentos de Coleta de Sangue Venoso 
A venopunção é um procedimento complexo, que exige conhecimento e habilidade. 
Quando uma amostra de sangue for colhida, um profissional experiente deve seguir algumas 
etapas: 
- verificar a solicitação do médico e o cadastro do pedido; 
- apresentar-se ao paciente, estabelecendo comunicação e ganhando sua confiança; 
- explicar ao paciente ou ao seu responsável o procedimento ao qual o paciente será submetido, 
para a obtenção de consentimento para o procedimento; 
- realizar a identificação de pacientes: 
- conscientes: confirmar os dados pessoais, comparando-os com aqueles do pedido. Havendo 
discrepâncias entre as informações, estas deverão ser resolvidas antes da coleta da amostra; 
- verificar se as condições de preparo e o jejum do paciente. 
 
1.1 Locais de Escolha para Venopunção 
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos 
locais que podem ser escolhidos para a venopunção. O local de preferência para as venopunções 
é a fossa antecubital, na área anterior do braço em frente e abaixo do cotovelo, onde está 
localizado um grande número de veias (cefálica, cefálica mediana, basílica mediana e basílica), 
relativamente próximas à superfície da pele. Embora qualquer veia do membro superior que 
apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias cubital mediana e cefálica são 
as mais freqüentemente utilizadas. 
 
 
 
 
 
Atenção: punções arteriais não devem ser consideradas como uma alternativa à venopunção 
pela dificuldade de coleta e riscos de infecção. 
 
 
 
 
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1.2 Áreas a serem evitadas para a venopunção: 
• Preferencialmente amostras de sangue não devem ser coletadas nos membros onde estiverem 
instaladas terapias intravenosas. 
• Evitar locais que contenham extensas áreas cicatriciais de queimadura. 
• Um médico deve ser consultado antes da coleta de sangue ao lado da região onde ocorreu a 
mastectomia, em função das potenciais complicações decorrentes da linfostase. 
• Áreas com hematomas podem gerar resultados errados de exames, qualquer que seja o 
tamanho do hematoma. Se outra veia, em outro local, não estiver disponível, a amostra deve ser 
colhida distalmente ao hematoma. 
• Fístulas arteriovenosas, enxertos vasculares ou cânulas vasculares não devem ser manipulados 
por pessoal não autorizado pela equipe médica, para a coleta de sangue. 
• Evite puncionar veias trombosadas. Essas veias são pouco elásticas, assemelham-se a um 
cordão e têm paredes endurecidas. 
 
1.3 Técnicas para evidenciação da veia: 
• Observação de veias calibrosas. 
• Movimentação: pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a 
mão. Os movimentos de abertura das mãos reduzem a pressão venosa, com o relaxamento 
muscular. 
• Massagens: massagear suavemente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). 
• Palpação: realizada com o dedo indicador do flebotomista. Não utilizar o dedo polegar devido à 
baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na distinção entre veias 
e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade e à maior espessura das 
paredes dos vasos arteriais. 
• Fixação das veias com os dedos, nos casos de flacidez. 
 
 
1.4 Uso Adequado do Torniquete: 
O torniquete é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação 
da veia e o preenchimento dos tubos de coleta ou da seringa. No ato da venopunção devem estar 
disponíveis torniquetes ou produtos utilizados como tal. Eles incluem: 
• Torniquete de uso único, descartável, preferencialmente livre de látex. 
• Manguito inflado do esfigmomanômetro a até 40 mmHg para adultos. Deve-se evitar o uso de 
torniquetes de tecidos emborrachados, com fechamento em grampo plástico, fivela ou com tipos 
similares de fixação. Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao 
paciente se ele tem alergia a esse componente. Caso o paciente seja alérgico a látex, não efetuar 
o garroteamento com esse material. Os torniquetes devem ser descartados imediatamente 
quando forem contaminados com sangue ou fluidos corporais. É possívelque, sem a aplicação 
do torniquete, o flebotomista não seja capaz de priorizar a veia antecubital com a segurança 
requerida. 
 
1.4.1 Precauções no uso de torniquete: 
• É muito importante fazer uso adequado do torniquete (Figuras 3, 4 e 5). 
• Quando a sua aplicação excede um minuto, pode ocorrer estase localizada, hemoconcentração 
e infiltração de sangue para os tecidos, gerando valores falsamente elevados para todos os 
analitos baseados em medidas de proteínas, alteração do volume celular e de outros elementos 
celulares. 
• O uso inadequado pode levar à situação de erro diagnóstico (como hemólise, que pode tanto 
elevar o nível de potássio como alterar a dosagem de cálcio etc.), bem como gerar complicações 
durante a coleta (hematomas, formigamento , etc.). 
• Havendo lesões de pele no local pretendido, deve-se considerar a possibilidade da utilização de 
um local alternativo ou aplicar o torniquete sobre a roupa do paciente. 
 
 
 
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1.4.2 Procedimentos – Uso do torniquete: 
• Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, a partir da altura do ombro. 
• Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de 
punção. 
• Não aplicar, no momento de seleção venosa, o procedimento de “bater na veia com dois dedos”. 
Esse tipo de procedimento provoca hemólise capilar e, portanto, altera o resultado de certos 
analitos. 
• Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve 
momento, pedindo ao paciente para fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o 
torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente. 
• O torniquete não deverá ser usado em alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar 
alteração no resultado. 
• Aplicar o torniquete de 7,5 a 10,0 cm acima do local da punção, para evitar a contaminação do 
local. 
• Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto. 
• Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia. 
• Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido. O pulso 
deve permanecer palpável. 
• Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação. 
 
 
1.5 Posições do paciente para coleta de sangue 
• A posição do paciente também pode acarretar erros em resultados. 
• O desconforto do paciente, agregado à ansiedade do mesmo, pode levar à liberação indevida de 
alguns analitos na corrente sanguínea. A seguir, serão apresentadas algumas recomendações 
que facilitam a coleta de sangue e promovem um perfeito atendimento ao paciente neste 
momento. 
 
 
 
 
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1.5.1 Procedimentos em paciente sentado 
• Pedir ao paciente que se sente confortavelmente em uma cadeira própria para coleta de 
sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e previna quedas, caso o 
paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem braços não fornecem o apoio adequado 
para o braço, nem 
protegem pacientes em casos de desfalecimento. Recomenda-se que, no descanso da cadeira, a 
posição do braço do paciente seja inclinada levemente para baixo e estendida, formando uma 
linha direta do ombro para o pulso. O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o 
cotovelo não deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão 
do braço. 
 
1.5.2 Procedimento em paciente em leito 
• Pedir ao paciente que se coloque em uma posição confortável. 
• Caso esteja em posição supina e um apoio adicional for necessário, coloque um travesseiro 
debaixo do braço em que a amostra será colhida. 
• Posicione o braço do paciente inclinado levemente para baixo e estendido, formando uma linha 
direta do ombro para o pulso. 
• Caso esteja em posição semi-sentada, o posicionamento do braço para coleta torna-se 
relativamente mais fácil. 
 
2. COLETA DO SANGUE 
 
2.1 Antissepsia do local da punção 
O procedimento de venopunção deve ser precedido pela higienização do local para prevenir a 
contaminação microbiana de cada paciente ou amostra. 
Antissépticos 
• Para a preparação da pele, o uso de antissépticos é necessário. 
• Dentre eles, citamos: álcool isopropílico 70% ou álcool etílico, iodeto de povidona 1 a 10% ou 
gluconato de clorexidina para hemoculturas, substâncias de limpeza não-alcoólicas (como 
clorexidina, sabão neutro). 
Procedimento 
• Recomenda-se usar uma gaze ou algodão umedecido com solução de álcool isopropílico ou 
etílico 70%. 
• Limpar o local com um movimento circular do centro para fora. 
• Permitir a secagem da área por 30 segundos para prevenir hemólise da amostra e reduzir a 
sensação de ardência na venopunção. 
• Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. 
• Não tocar novamente na região após a antissepsia. 
• Se a venopunção for difícil de ser obtida e a veia precisar ser palpada novamente para efetuar a 
coleta, o local escolhido deve ser limpo novamente. 
 
2.2 Condições Necessárias para a Coleta: 
 
- Sala bem iluminada e ventilada; - Lavatório; 
- Cadeira reta com braçadeira regulável ou maca; - Garrote ou torniquete; 
- Algodão hidrófilo; - Álcool etílico a 70%; 
- Agulha descartável; - Seringa descartável; 
- Sistema a vácuo: suporte, tubo e agulha descartável; - Tubos com e sem anticoagulante; 
- Etiquetas para identificação de amostras; 
- Recipiente rígido e próprio para desprezar material perfurocortante; 
- Avental e máscara; 
- Luvas descartáveis; 
- Estantes para os tubos. 
 
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2.3 Procedimentos de Coleta de Sangue com Seringa e Agulha 
 
1. Verificar se a cabine de coleta está limpa e guarnecida para início dos procedimentos. 
 
 
 
2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e 
etiquetas. 
3. Conferir e ordenar todo o material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico 
(tubo, gaze, torniquete, etc.). A identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente. 
4. Informar ao paciente como será realizado o procedimento. 
5. Abrir a seringa na frente do paciente. 
6. Higienizar as mãos. 
7. Calçar as luvas. 
8. Posicionar o braço do paciente, inclinando-o para baixo, na altura do ombro. 
9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e 
feche a mão; em seguida, afrouxar o instrumento e esperar 2 minutos para utilizá-lo novamente. 
10. Fazer a antissepsia. 
11. Garrotear o braço do paciente. 
12. Retirar a proteção da agulha. 
13. Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30graus, com o bisel da agulha voltado para 
cima, se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão, longe do local 
onde foi feita a antissepsia. 
14. Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa. 
15. Aspirar devagar o volume necessário, de acordo com a quantidade de sangue requerida na 
etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar, ao máximo, a exigência da proporção 
sangue/aditivo). Aspirar o sangue, evitando bolhas e espuma, com agilidade, pois o processo de 
coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção. 
16. Retirar a agulha da veia do paciente. 
17. Exercer pressão no local, em geral, de 1 a 2 minutos, evitando, assim, a formação de 
hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para que 
faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. 
18. Tenha cuidado com a agulha para evitar acidente s perfurocortantes. 
19. Descartar a agulha imediatamente após sua remoç ão do braço do paciente, em 
recipiente adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional – 
não desconectar a agulha – não reencapar). Caso esteja usando agulha com dispositivo de 
segurança, ativar o dispositivo e descartar a agulha no descartador para objetos perfurocortantes, 
de acordo com a NR32. 
Atenção: É totalmente contraindicado perfurar a rolha do tubo, pois esse procedimento pode 
causar a punção acidental, além da possibilidade de hemólise. 
20. De acordo com o CLSI, deve-se utilizar, após a coletacom seringa e agulha, um dispositivo 
de transferência de amostra. 
21. Conectar o dispositivo de transferência na seringa, introduzir os tubos a vácuo e aguardar o 
sangue parar de fluir em direção ao interior do tubo. Realizar a troca dos tubos sucessivamente. 
 
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22. Homogeneizar o conteúdo imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o 
suavemente de 5 a 10 vezes. 
23. Descartar o dispositivo de transferência de amostra (transfer device) e a seringa. 
24. Fazer curativo oclusivo no local da punção. 
25. Orientar o paciente a não dobrar o braço, não carregar peso ou bolsa a tiracolo no mesmo 
lado da punção por, no mínimo, 1 hora, e não manter a manga dobrada, pois pode funcionar 
como torniquete. 
26.Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se necessário. 
27. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se 
locomover sozinho. Em caso afirmativo, entregar o comprovante de retirada do resultado ao 
paciente para, em seguida, liberá-lo. 
28. Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para 
processamento. 
 
2.4 Cuidados para uma Punção Bem-sucedida 
O ideal é que a punção seja única, proporcionando, assim, conforto e segurança ao 
paciente. Para se obter uma punção de sucesso, vários fatores devem ser observados antes de 
iniciar o procedimento. Após avaliar o acesso venoso, escolher os materiais compatíveis. Por 
exemplo, em caso de paciente com acesso venoso difícil, valer-se do uso de agulhas de menor 
calibre, escalpes ou tubos de menor volume. 
• Sempre puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. 
• Respeitar a proporção sangue/anticoagulante no tubo. 
• Introduzir a agulha mais ou menos 1 cm no braço. 
• Respeitar a angulação de 30o (ângulo oblíquo), em relação ao braço do paciente. 
• O ângulo oblíquo de 30° da agulha em relação ao b raço do paciente foi respeitado; a 
agulha penetrou centralmente na veia e o bisel da agulha foi inserido voltado para cima. 
 
 
ANTICOAGULANTES 
 
 Anticoagulantes são substâncias usadas para impedir a coagulação e retardar a 
deterioração do sangue. Devem interferir o mínimo possível com as características das células e 
estar contido em pouco volume para evitar diluição do sangue. 
 A escolha correta do tipo e quantidade de anticoagulante é importante. Uma quantidade 
insuficiente pode permitir a coagulação sanguínea e o excesso pode interferir nos exames. 
 
1. Anticoagulantes mais usados em Hematologia 
 
- EDTA 10% (Ácido Etilenodiaminotetracético) 
- Citrato de Sódio 3,8% 
 
2. Preparo de Anticoagulantes: 
 
1) Solução de EDTA 10% 
EDTA (K2) --------------------------------10,0 g 
Água destilada -----------------------------100,0 ml 
É necessário dissolver o EDTA (K2) a quente. 
 Usar 0,05 ml (1 gota) para cada 5 ml de sangue. 
 Conservar a temperatura ambiente, esta solução não altera com o tempo. 
 
2) Citrato de Sódio 3,8% (Na 3C6H5O7.2H2O) 
Na3C6H5O7.2H2O ---------------------------3,8 g 
Água destilada -----------------------------100,0 ml 
 
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Dissolver e completar o volume com água destilada 
 Usar na proporção 1 parte de anticoagulante para 9 partes de sangue (0,5 ml de 
anticoagulante para 4,5 ml de sangue) 
 
Exames Realizados com Amostras de Sangue Colhido com EDTA 10% 
 
- Hemograma 
- VHS (Velocidade de Hemosedimentação) 
- Contagem de Reticulócitos 
- Teste de Falcização 
- Eletroforese de Hemoglobina 
- Teste de fragilidade osmótica 
 
Exames Realizados com Amostras de Sangue Colhido com Citrato de Sódio a 3,8% 
 
Coagulograma 
- Tempo de Protrombina (TAP) 
- Tempo de Tromboplastina Parcial Ativado (TTPa) 
- Tempo de Trombina e outros. 
 
TÉCNICA PARA CONFECÇÃO DO ESFREGAÇO SANGUÍNEO 
 
• Realizar os esfregaços em lâminas de vidro de 24x76 mm, perfeitamente limpas e 
desengorduradas. Utilizar para extensão, uma lâmina mais estreita, chamada lâmina 
extensora (apresenta bordas recortadas e polidas). 
• Colocar uma gota de sangue recém coletada (da ponta da agulha, desprezando as primeiras 
gotas, sem anticoagulante) e cerca de 1 cm do início da lâmina. 
• Colocara a lâmina extensora, segurando com dois dedos, com uma inclinação de 45º em 
relação à primeira, alguns milímetros diante da gota. Recuar a lâmina até encostar na gota e 
por capilaridade deixar o sangue se distribuir homogeneamente por toda a largura da 
extensora. 
 
 
 
 
• Fazer o esfregaço deslizando com movimento suave e contínuo a outra extremidade, sem 
alterar o ângulo inicial. 
 
 
• Secar o esfregaço a temperatura ambiente. 
• A identificação da lâmina é feita sobre o próprio sangue distendido, na cabeça do esfregaço 
com lápis. 
• Devem ser feitos três esfregaços para cada paciente. 
 
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 OBS: 
• O bom esfregaço deve ser fino e homogêneo e ocupar ¾ da lâmina 
• O esfregaço pode ser mais curto ou mais longo: 
>ângulo � extensão mais curta 
< ângulo � extensão mais longa. 
 
* A qualidade do esfregaço influi muito na distribu ição das células. Os resultados só serão 
comparáveis se obtidos em esfregaços da mesma espes sura e colhidos rigorosamente 
dentro das mesmas condições. 
 
 Finalidade do Esfregaço Sanguíneo: 
* Avaliação morfológica de eritrócitos, leucócitos e plaquetas (alteração de forma, tamanho, 
cor...); 
* Avaliação quantitativa de leucócitos (contagem diferencial). 
* Avaliação e quantificação de células imaturas quando presentes. 
 
COLORAÇÕES USUAIS EM HEMATOLOGIA 
 
1. Aplicação Clínica 
A coloração é realizada sobre o esfregaço sanguíneo, feito no momento da coleta, para 
que se possa proceder à análise morfológica qualitativa e quantitativa das células sanguíneas. 
 
2. Princípio do Teste 
Romanowsky idealizou um método em que uma solução de corantes poderia corar 
diferentes estruturas. Misturas dos corantes eosina e azul de metileno são preparadas 
segundo a proposição de vários autores: Leishman, May-Grunwald, Giemsa, Wright e outros. 
Estes corantes são dissolvidos em álcool, em geral metanol. Na solução envelhecida, o 
azul de metileno se oxida em gradações diferentes, originando diversos “azures” de metileno. 
Teremos então uma solução alcoólica de um complexo eosinato de azul e “azures” de 
metileno. Tratada pelos corantes, a célula evidencia estruturas acidófilas, basófilas e 
neutrófilas, conforme a retenção do corante ácido, básico ou neutro, respectivamente. 
 O núcleo celular é ácido pela presença de ácido desoxirribonucléico (DNA), cora-se pelo 
azul de metileno, enquanto o citoplasma alcalino cora-se pela eosina. 
 
*Corantes ácidos � coram estruturas básicas � EOSINA � cora eritrócitos e grânulos de 
eosinófilos. 
 
*Corantes básicos � coram estruturas ácidas � AZUL DE METILENO � cora os núcleo dos 
leucócitos, citoplasma de linfócitos e monócitos, grânulos dos basófilos e fracamente os 
grânulos dos neutrófilos. 
 
O método da coloração de May-Grunwald-Giemsa, associa o corante de May-Grunwald, 
pouco específico para o núcleo, com o Giemsa que apresenta afinidade nuclear. 
 
 
 
3. AMOSTRAS 
- Preparo prévio do paciente: não há necessidade de se colher sangue para o hemograma 
em jejum nos casos de dietas leves, contudo, em casos de refeições completas, deve-se 
aguardar pelo menos 3 horas. 
 
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- Tipo de amostra: esfregaço sanguíneo, feito no momento da coleta, sem anticoagulante. 
- Estabilidade e armazenamento: quanto antes for realizada a coloração, melhor será o 
resultado. 
- Critério de aceitação e rejeição do material cole tado: o esfregaço sanguíneo deverá ser 
feito preferencialmente com sangue sem anticoagulante. 
 
4. Materiais, reagentes e equipamentos. 
 
- Esfregaços sanguíneos secos 
- Suporte para coloração 
- Frascos conta-gotas 
- Relógio despertador (Timer) 
 
Corante de May-Grunwald 
- Eosina azul de metileno segundo May-Grunwald ------- 3,0g 
- Metanol -------------------------------------------------------------- 1.000ml 
 
Dissolver o corante no metanol e deixar em banho-Maria 37 oC por algumas horas,mexendo 
de vez em quando para uma completa dissolução. Deixar envelhecer por no mínimo uma 
semana, em frasco escuro e filtrar antes do uso. A validade é de 6 meses à temperatura 
ambiente. 
 
Corante de Giemsa 
Solução concentrada de azur-eosina azul de metileno adquirida comercialmente. Deve ser 
filtrada para o uso e diluída em água tamponada na hora de usar, na proporção 1 gota para 1 
ml de água tamponada. Lote e prazo de validade encontram-se impressos na embalagem. A 
conservação é a temperatura ambiente. 
 
Água Tamponada 
-Fosfato Monopotássico (KH2PO4) ---------------------------------1,0g 
-Fosfato Dissódico (Na2HPO4.2H2O) ----------------------------- 3,0g 
-Água destilada q.s.p --------------------------------------------------1.000 ml 
 
Dissolver completamente os sais na água destilada, conferir o pH, que deve estar na faixa de 
7, guardar em um frasco âmbar. A validade é de 3 meses a temperatura ambiente. 
 
5. PROCEDIMENTO PARA A COLORAÇÃO DE MAY-GRUNWALD-GIEMSA 
 
- Colocar as lâminas sobre o suporte com o esfregaço voltado para cima 
- Cobrir toda a extensão das lâminas com solução do corante May-Grunwald. 
- Deixar por 5 minutos e então escorrer o corante 
 
 
 
- Cobrir as lâminas com o corante de Giemsa recém diluído (1 gota de corante para 1 ml de 
água tamponada) e deixar por 10 minutos. 
 
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- Lavar a preparação abundantemente com água corrente e retirar o excesso de corante 
aderido ao verso da lâmina com algodão ou gaze embebido em álcool. 
- Deixar as lâminas secar naturalmente em posição vertical, posicionando a cabeça do 
esfregaço para baixo. 
 
6. LIMITAÇÕES DO MÉTODO 
 
- Os esfregaços deverão estar perfeitamente secos. 
- A coloração deverá ser realizada distante dos vapores ácidos ou alcalinos para evitar 
variações de pH, as quais irão influenciar na obtenção de uma boa coloração. 
- Os tempos de coloração podem variar de acordo com as condições ambientais e qualidade 
do corante. 
 
7. DETECTANDO ERROS NA COLORAÇÃO 
 
O segredo de uma boa coloração está em descobrir o pH ideal e o tempo apropriado de 
fixação e coloração para a partida de corante. Dependendo de cada tipo de corante e de cada 
fabricante, o pH ideal muda. 
 
 
O EXAME MICROSCÓPICO 
 O exame microscópico das extensões de sangue tem como objetivo: 
 - Confirmar as contagens de hemácias, leucócitos e plaquetas; 
 - identificar eventuais células anormais presentes no sangue; 
 - realizar a contagem diferencial de leucócitos. 
A inspeção da extensão é feita em menor aumento (objetiva 10X). A qualidade da extensão 
e da coloração é verificada. Devem ser pesquisados os microcoágulos, responsáveis por erros de 
contagens e a aglomeração de leucócitos maiores na ponta da extensão, responsável por erros 
na contagem diferencial. A distribuição das células pela extensão deve ser sempre homogênea, 
sem agrupamentos. 
Os agrupamentos mais comuns são: 
 - aglutinação de hemácias; 
 - empilhamento ou rouleaux de hemácias; 
 - agrupamento dos leucócitos; 
 - agregados plaquetários; 
 - satelitismo plaquetário ao redor dos neutrófilos. 
 A identificação inicial das células é feita no aumento maior (objetiva de 40X). Se realizada 
após a contagem diferencial automatizada, deve confirmar a contagem e pesquisar a presença de 
células anormais. A contagem diferencial manual feita tradicionalmente em 100 leucócitos, deve 
ser feita em pelo menos 200 leucócitos para melhorar a precisão. Por exemplo: 50% de linfócitos 
contados em 100 leucócitos podem corresponder de 39,8 a 60,2%; em 200 leucócitos, de 42,9 
até 57,1%; em 500 leucócitos, de 45,5 até 54,5%; e em 1.000 leucócitos, de 46,9 até 53,1%. 
 A identificação final e contagem diferencial das células é feita no aumento de imersão 
(objetiva de 100X). São achados importantes: 
 
13 
 
- a variação da forma das hemácias (pecilocitose), a presença de hemácias macrocíticas 
policromáticas, eritroblastos e materiais remanescentes nas hemácias (corpúsculos de Howell-
Jolly e pontilhados basófilos); 
- nos neutrófilos jovens, alterações tóxicas degenerativas (granulações tóxicas) e os linfócitos 
atípicos reacionais; 
- as células neoplásicas (células anormais, blastos); 
- anomalias leucocitárias, hemoparasitas etc... 
 É fundamental correlacionar os achados do exame microscópico com os resultados: 
- extensões curtas com aproximação das hemácias estão relacionadas com policitemia, e 
extensões longas com afastamento das hemácias e anisopecilocitose estão relacionadas com 
anemia; 
- a variação do tamanho das hemácias, a anisocitose, está relacionada com aumento do RDW; a 
presença de microcitose, com diminuição do VCM e a presença de macrócito, com aumento do 
VCM; 
- as hemácias hipocrômicas estão relacionadas com a diminuição do CHCM e os esferócitos com 
o aumento do CHCM; 
- a policromasia está relacionada com aumento do VCM e de reticulócitos; 
- o número de leucócitos presentes em média nos campos de 400X quando multiplicado por 
2.000 é aproximadamente a leucometria; 
- o número de plaquetas presentes em 10 campos de imersão quando multiplicado por 13.000, é 
aproximadamente a contagem de plaquetas. 
 
 
CÉLULAS SANGUÍNEAS – MORFOLOGIA 
 
1 - Reconhecimento e Identificação Citomorfologia 
 
• Plaquetas 
• Eritrócitos normais 
• Leucócitos 
o Neutrófilos 
� Bastonete 
� Segmentado 
o Eosinófilo 
o Basófilo 
o Monócito 
o Linfócito 
 
� Plaquetas: São células pequenas e incompletas (3 a 4 µm de tamanho(diâmetro maior) 
por 1 µm de espessura, pois não tem material nuclear). 
 
 
plaquetas 
 
14 
 
� Eritrócitos normais: Disco bicôncavo anucleado (quando visto lateralmente) e forma 
circular (visto sobre a lâmina de vidro), diâmetro 6-9 µm, apresentam halo central. 
 
 
� Leucócitos 
� Neutrófilos 
� Bastonete 
� Segmentado 
� Eosinófilo 
� Basófilo 
� Monócito 
� Linfócito 
 
Citomorfologia dos Leucócitos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
500 X 
Perguntar: 
A célula é granulócito? 
NÃO SIM 
eosinófilo basófilo neutrófilo 
Mononuclear 
monócito linfócito 
 
15 
 
1. GRANULÓCITOS (neutrófilos, eosinófilos e basófilos) 
 
Bastonete 
 
 
 
 
 
Segmentado 
 
 
 
 
 
Eosinófilo 
 
 
 
 
 
Tamanho:14-20 µm 
formato:oval/redondo 
cor do citoplasma: róseo 
granularidade:granulações 
puntiformes (neutras) 
forma do núcleo:semi-circular 
Tipo de cromatina:condensada 
relação n/c:baixa 
nucléolo: não visível 
ocorrência sangue: <5% 
ocorrência medula: 5-20% 
 
Tamanho:14-20 µm 
formato:oval/redondo 
cor do citoplasma: róseo 
granularidade:granulações 
puntiformes (neutras) 
forma do núcleo:lobulado 
(normalmente menos que 5) 
Tipo de cromatina:condensada 
relação n/c:baixa 
nucléolo: não visível 
ocorrência sangue: 40-75% 
ocorrência medula: 5-20% 
 
 
Tamanho:15-25 µm 
formato:oval/redondo 
cor do citoplasma: róseo pálido, 
coberto por grânulos. 
granularidade: granulações globosas 
(vermelha-alaranjada) 
forma do núcleo:lobulado/semi-
circular 
Tipo de cromatina:condensada 
relação n/c:baixa 
nucléolo: não visível 
ocorrência sangue: 2-4% 
ocorrência medula: <2% 
 
16 
 
Basófilo 
 
 
 
 
 
RESUMINDO: 
 
GRANULÓCITOS (neutrófilos, eosinófilos e basófilos) 
 
• Núcleo: mesma forma de núcleo (cromatina condensada) 
 
o Quando neutrófilo (bastonete/segmentado) 
 
• Citoplasma: abundante, a diferença está nas granulações; 
o Eosinófilo: granulações globosas (vermelha alaranjada) 
o Basófilo: granulações grosseiras sobre o citoplasma e núcleo (azul-preta) 
o Neutrófilo: granulações puntiformes (coloração neutra). 
 
2. MONONUCLEARES 
 
Linfócitos: Pequeno, médio e grande 
 
 
Linfócito grande 
 
 
Tamanho:12-18 µm 
formato:oval/redondo 
cor do citoplasma: róseo pálido, 
coberto por grânulos. 
granularidade: granulações 
grosseiras de tamanho variável 
(púrpura/negra)sobre citoplasma e 
núcleo. 
forma do núcleo: lobulado (pouco 
visível) 
Tipo de cromatina:condensada 
relação n/c:baixa 
nucléolo: não visível 
ocorrência sangue: <1% 
ocorrência medula: <1% 
 
Tamanho:7-15µm 
formato:oval/redondo 
cor do citoplasma:azul 
granularidade: ausente 
forma do núcleo: redondo ou 
ligeiramente oval. 
Tipo de cromatina:homogênea e 
condensada 
relação n/c:alta 
nucléolo: não visível, algumas vezes 
dificilmente visível 
ocorrência sangue: 25-40% 
ocorrência medula: 5-20% 
 MGG 1000X 
 
17 
 
 
Linfócito pequeno 
 
 
Monócito 
 
 
 
 
Mãos à obra: Identificação dos elementos figurados do sangue 
 
*Material: Esfregaço Sanguíneo 
*Coloração: May-Grunwald-Giemsa (MGG) 
*Objetivo: Identificar os elementos figurados do sangue – hemácias, neutrófilos (segmentados e 
bastonetes), linfócitos, monócitos, eosinófilos, basófilos e plaquetas. 
 
- Focalize a lâmina 
Objetiva 100X – óleo de imersão 
Condensador levantado e diafragma aberto. 
 
- Esquematize os diferentes tipos celulares. 
 
- Observe detalhadamente: 
� a coloração das células, 
� forma do núcleo, 
� condensação da cromatina, 
� presença de granulações 
� relação núcleo/citoplasma. 
 
 
 
MGG 1000X 
MGG 1000X 
 
Tamanho:15-25 µm 
formato:oval/redondo ou irregular 
cor do citoplasma:cinza-azul 
granularidade: ausentes 
forma do núcleo: irregular 
Tipo de cromatina: delicada, fina, 
com espaços claros e pontos de 
condensação 
relação n/c:moderada ou baixa 
nucléolo: não visível 
ocorrência sangue: 4-8% 
ocorrência medula: <2% 
 
18 
 
 
 
 
Movimento em zigue-zague, até totalizar 100 leucóci tos. 
 
A microscopia deve ampliar com nitidez a imagem das células em campos adequados , 
próximos ao final da extensão de sangue, onde as células se encontram lado a lado, sem 
sobreposição conforme figura acima. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
CONTAGEM DAS CÉLULAS SANGUÍNEAS 
Câmara de Neubauer (Hemocitômetro) 
A câmara consiste em uma lâmina retangular de vidro espesso, contendo dois retículos na 
porção central, separados longitudinalmente por um sulco profundo sobre a lâmina. 
Transversalmente, quatro sulcos limitam três plataformas. A central onde estão os retículos 
encontra-se deprimida 0,1 mm em relação ás laterais, dando a profundidade da câmara, limitada 
superiormente por uma lamínula especial adaptada firmemente sobre as plataformas laterais. A 
lamínula é opticamente plana e sem defeitos. 
 
 
O retículo, na câmara de Neubauer, é um quadrado de 3 mm de lado e 9 mm2 de 
superfície dividido em nove áreas de 1 mm2. O volume total da câmara é de 0,9 mm3. Cada um 
dos 9 quadrados é subdividido. Os quatro quadrados laterais são divididos em 16 pequenos 
quadrados, de 1/16 mm2. O quadro central está dividido em 25 quadros de 1/25, sendo cada um 
destes subdivididos em 16 quadrinhos de 1/400 mm2, totalizando 400 quadrinhos e 0,1 mm3 na 
área central do retículo. 
 
 
 
Preenchimento da Câmara 
Para conter o sangue diluído que será depositado sobre o retículo a lamínula deverá ser 
fixada às plataformas da câmara. Isso será conseguido umedecendo levemente as extremidades 
da lamínula que serão comprimidas com os polegares sobre a plataforma. O material diluído será 
agora colocado, através da micropipeta entre o retículo e a lamínula. As características de um 
bom enchimento não permitem excessos, falta de líquido ou bolhas de ar na preparação, 
conforme ilustrado na figura abaixo. 
 
 
20 
 
 
 
 
Distribuição das Células Sobre o Retículo 
 
 
 
 
Sistematização da Contagem 
Aquelas células que tocam as linhas divisórias do quadro à esquerda e superiormente são 
contadas para este quadro, enquanto os que tocam as linhas à direita e inferiormente são 
contadas nos quadros respectivos ou desprezadas, se estão no limite extremo da área a ser 
contada. 
 
 
 
Uso correto da câmara de Neubauer nas contagens globais 
 A contagem manual em hemocitômetro ainda é útil para contagens de leucócitos, 
plaquetas (quando solicitadas separadamente, pois torna-se inviável incluí-la no hemograma 
automatizado) e eritrócitos (em anêmicos) em laboratórios sem automação. Ela é indispensável 
para plaquetopenias graves (< 40.000 plaquetas/mm3) como forma de liberar resultados 
confiáveis em contagens nas quais há discrepâncias entre o resultado automatizado e a 
estimativa no esfregaço. Para obter contagens reprodutíveis, não é conveniente que o número de 
células contadas no retículo (câmara) seja superior a 1.000 e inferior a 100. Casos em que a 
contagem da célula em questão, em seu local apropriado para contagem, seja maior que 1.000 
merecem diluições elevadas. Contagens inferiores a 100 células merecem diluições menores e/ou 
maior área do retículo analisada. 
 
21 
 
HEMOGRAMA 
O hemograma corresponde a um conjunto de testes lab oratoriais que estabelece os 
aspectos quantitativos e qualitativos dos eritrócit os (eritrograma), dos leucócitos 
(leucograma) e das plaquetas (plaquetograma) no san gue. 
 
I - Eritrograma : inclui os testes laboratoriais que determinam o perfil hematológico da série 
vermelha no sangue periférico. É constituído por: 
- Contagem de eritrócitos; 
- Dosagem de Hemoglobina; 
- Hematócrito; 
- Índices Hematimétricos (VCM, HCM, CHCM, RDW); 
- Avaliação da morfologia eritrocitária (esfregaço sanguíneo corado). 
 
II - Leucograma: engloba os testes laboratoriais que determinam o perfil hematológico da série 
branca (leucócitos) no sangue periférico. É constituído por: 
- Contagem Global e Diferencial de Leucócitos 
- Análise morfológica no esfregaço sanguíneo. 
 
III - Plaquetograma: Envolve a contagem de plaquetas e a avaliação da sua morfologia feita por 
microscopia no esfregaço sanguíneo. 
Tanto o eritrograma, o leucograma e o plaquetogram a podem ser determinados por 
técnicas manuais e automatizadas. 
 
 
TÉCNICAS MANUAIS 
A Homogeneização do Sangue 
 A sedimentação ocorre espontaneamente nos tubos de coleta mantidos nas estantes. 
Inicialmente, a parte superior fica mais “diluída” e a parte inferior mais “concentrada”. Se 
analisadas, resultarão em uma falsa anemia e uma falsa policitemia, respectivamente. 
Posteriormente, com a deposição das hemácias no fundo do tubo de coleta, o plasma fica visível 
na parte superior do tubo. A homogeneização do sangue é necessária antes de qualquer 
procedimento e é realizada com movimentos que deslocam uma bolha de ar por todo o tubo, do 
topo até o fundo, promovendo a mistura entre o plasma e as células. Essa pode ser feita manual 
ou em homogeneizadores mecânicos de bancada. Independente do modo, a homogeneização 
deve ter a eficiência documentada por testes de reprodutibilidade de resultados. Os tubos de 
coleta preenchidos até quase o topo e as amostras com hematócrito elevado demoram mais para 
atingir a homogeneização correta. 
 
 
Forma correta de homogeneização 
 
22 
 
ERITROGRAMA 
 
1 - CONTAGEM DE HEMÁCIAS 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Pipeta graduada de 5 ml 
- Micropipeta 20µl 
- Ponteiras 
- Tubo de hemólise 
- Câmara de Neubauer 
- Microscópio óptico 
 
REAGENTES 
Líquido de Hayem 
Sulfato de Sódio ..................................................................................... 2,5 g 
Cloreto de Sódio .....................................................................................0,5 g 
Bicloreto de Mercúrio ............................................................................. 0,25 g 
Água destilada q.s.p. ...............................................................................100,0 ml 
Filtrar e conservar a temperatura ambiente 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Em um tubo de hemólise pipetar 4 ml de líquido diluidor; 
- Transferir para o tubo contendo o líquido diluidor 20 µl de sangue homogeneizado; 
- Agitar suavemente com o auxílio de uma micropipeta e homogeneizar por inversão; 
- Preencher o retículo da câmara evitando o excesso de líquido e bolhas de ar; 
- Fazer a contagem com objetiva de 10X, no retículo central da câmara, nos cinco quadrados 
indicados na figura com a letra H; 
- Sistematizar a contagem; 
- Calcular o número de eritrócitos/ mm3 (µL) 
 
Cálculo do número de hemácias/mm 3 de sangue 
Hemácias/mm3de sangue = Y x 5 x 10x 200 
 
Hemácias/mm3 de sangue = Y x 10.000 
 
Onde: Y = número de hemácias contadas (80 quadradinhos) 
 5 = fator de conversão para 1 mm2 (área) 
 10 = fator de conversão para 1 mm (altura) e 200= fator de conversão da diluição 
 
23 
 
O erro permitido varia entre 200.000 a 300.000 hemá cias/mm 3, ou em torno de 12% 
quando a contagem é feita várias vezes na mesma pre paração. 
 
OBSERVAÇÕES 
*Apesar de trabalhosa, a contagem manual de eritrócitos em câmara de Neubauer (em 
triplicata) ainda é utilizada em laboratórios de pequeno porte e sem automação. 
 
*Pelo fato de os leucócitos não serem lisados nos procedimentos de diluição, estão 
presentes na contagem dos eritrócitos. Em casos de hiperleucocitoses, a experiência em 
diferenciar leucócitos de eritrócitos no hemocitômetro é importante. 
 
Valores de Referência 
Homem 4,5 a 6,0 milhões /mm3 
Mulher 4,0 a 5,5 milhões /mm3 
Recém-nascidos 4,0 a 6,0 milhões /mm3 
 
 
 
 
2 - DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
 
 
MÉTODO 
Micrométodo – microhematócrito 
Corresponde ao volume compacto das hemácias em relação ao volume total de sangue. 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Tubos capilares resistentes e de diâmetro uniforme 
- Gráfico de leitura 
- Bico de gás 
- Centrífuga para microhematócrito 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Preencher com sangue o tubo capilar de 75 mm de comprimento até cerca de 2/3 do seu 
volume, limpar o capilar com papel absorvente. 
- Selar a extremidade vazia,(parte oposta à que foi utilizada para aspiração do sangue) do tubo na 
chama (Bico de Bunsen). Mantê-lo horizontalmente e perpendicular à chama. 
- Colocar o tubo capilar na centrífuga de microhematócrito com a parte selada voltada para fora, 
equilibrando-o com outro tubo. Observar a numeração evitando a troca de amostras. 
- Centrifugar por 11.000 rpm, por 5 minutos. 
- Leitura é feita através de escala própria. 
- Colocar o tubo sobre a escala, fazendo coincidir o menisco inferior das hemácias com linha zero 
e o menisco superior do plasma com a linha 100 e fazer a leitura ao nível da separação entre 
plasma e hemácias sedimentadas, desprezando-se a camada leucocitária. 
 
 
 
 
 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
• Recomenda-se uma segunda centrifugação para hematócrito acima de 50%. 
• O microhematócrito é até 3% maior que o hematócrito calculado (automatizado), devido ao 
plasma retido entre as hemácias compactadas após a centrifugação. 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
 
Homem 40 a 54% 
Mulher 37 a 47% 
Recém-nascidos 44 a 64% 
Crianças (até 3 meses) 32 a 44% 
Crianças (até 1 ano) 30 a 40% 
Crianças (3 a 6 anos) 36 a 44% 
Crianças (10 a 12 anos) 37 a 45% 
 DACIE e LEWIS 
 
 
 
 
 
25 
 
3 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 
 
FUNDAMENTO 
 Tem por princípio básico a oxidação do íon ferroso (divalente), da hemo, da oxi e da 
carboxihemoglobina a ferro férrico (trivalente), pelo ferricianeto, com formação de 
metahemoglobina, que se combina com o cianeto de potássio para produzir 
cianometahemoglobina (cor vermelho - alaranjada), medida fotocolorimetricamente em 540 nm. 
 
MÉTODO 
Cianometahemoglobina 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Micropipeta 20µl 
- Pipeta de 5 ml 
- Ponteiras 
- Tubo de hemólise 
- Espectrofotômetro 
- Solução padrão de hemoglobina 
 
REAGENTES 
Drabkin Modificado 
K3Fe (CN)3 ........................................................................ 200 mg 
KCN .....................................................................................50 mg 
KH2PO4 ...............................................................................140 mg 
STEROX SE ........................................................................ 0,5 mg 
Água destilada q.s.p. ............................................................ 1.000 ml 
Acondicionar em frasco de vidro escuro e conservar a temperatura ambiente. 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Em um tubo de hemólise pipetar 5 ml de líquido diluidor; 
- Transferir para o tubo contendo o líquido diluidor 20 µl de sangue homogeneizado; 
- Agitar suavemente com o auxílio de uma micropipeta e homogeneizar por inversão, aguardar 5 
minutos para a leitura; 
- A leitura é feita em espectrofotômetro calibrado em 540 nm; 
- Fazer o mesmo com o sangue padrão com concentração conhecida. 
 
 O branco será a própria solução de Drabkin; a cor é estável por 72 horas; o 
procedimento de diluição do padrão é o mesmo da amo stra. 
 
 
CÁLCULO 
Concentração de hemoglobina = D.O x Fator 
 
O fator deverá ser obtido a partir da solução padrão, baseado no seguinte procedimento: 
- Inicialmente transformar o valor do padrão, expresso no rótulo em mg/dl para g/dl, dividindo por 
1.000 e multiplicando pelo fator de diluição (250). 
Ex: Solução padrão da BIOLAB-HEMATROL 
Concentração do Padrão = 60mg/dL 
Conc. Padrão = 60 x 250/1.000 
Conc. Padrão = 15 g/dL 
Em seguida preparar uma série de 06 tubos com diferentes pontos de diluição. Exemplo: 
 
26 
 
 
TUBOS 
 
Solução 
Padrão 
de 
Hb (mL) 
Solução 
Drabkin 
modificado 
(mL) 
 
[ ] Hb 
(g/dL) 
 
D.O 
 
FATOR 
01 5 0 15,0 29,0 0,51 
02 4 1 12,0 23,0 0,52 
03 3 2 9,0 18,0 0,50 
04 2 3 6,0 12,0 0,50 
05 1 4 3,0 6,0 0,50 
06 0 5 -------- ------- --------- 
(FATOR MÉDIO = 0,50) 
 
F = [ ]/D.O 
[ ]HB = F x D.O 
 
Fator de correção ���� é extremamente importante dosar em triplicata, uti lizando a média das 
absorbâncias para o cálculo do fator de correção . 
 
Comentários 
Determinações em duplicata não devem ter diferença superior a 0,3g/dl; nas 
determinações manuais, ter sempre o cuidado de usar tubos limpos e apropriados para o 
espectrofotômetro. 
 
Valores de Referência 
 
Homens 14 a 18 g/dl 
Mulheres 12 a 16g/dl 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
4 - ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
 
 Relacionando-se os resultados da contagem de hemácias, da dosagem de hemoglobina e 
das determinações do hematócrito, obtêm-se os índices hematimétricos, que são de grande 
importância na avaliação da série vermelha. Os principais índices hematimétricos usados na 
rotina são: 
 
 
VCM (Volume Corpuscular Médio) 
 
VCM = Ht / No de hemácias (milhões) x 10 
 
 
 
HCM (Hemoglobina Corpuscular Média) 
 
HCM = Hb / No de hemácias (milhões) x 10 
 
 
 
CHCM (Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média) 
 
CHCM = Hb/Ht x 100 
 
 
Valores de Referência 
 
VCM: 80 a 96 fL 
VCM < 80 ���� MICROCITOSE 
VCM > 94 ���� MACROCITOSE 
 
HCM: 27 a 32 pg 
HCM < 27 ���� HIPOCROMIA E MICROCITOSE 
HCM > 32 ���� MACROCITOSE 
 
CHCM: 32 a 36 % 
CHCM < 32 ���� HIPOCROMIA 
CHCM > 36 ���� ESFEROCITOSE 
 
 
Definições 
 
*Anisocitose: é o aumento da variabilidade do tamanho das hemácias. 
*Microcitose: é a diminuição do tamanho médio das hemácias. 
*Macrocitose: é o aumento do tamanho médio das hemácias. 
*Hipocromia: é a diminuição da coloração das hemácias com conseqüente aumento da região de 
palidez central das mesmas. 
*Policromasia: descreve as hemácias que tem coloração róseo-azulada ou róseo acinzentada. 
*Pecilocitose ou poiquilocitose: refere-se à presença significativa de hemácias de forma 
anormal. 
 
 
28 
 
LEUCOGRAMA 
1 - CONTAGEM GLOBAL DE LEUCÓCITOS 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Pipeta com divisões de 0,01ml 
- Micropipeta 20µl 
- Tubo de hemólise 
- Câmara de Neubauer 
- Microscópio óptico 
 
REAGENTES 
Líquido de Turk 
Ácido acético glacial .....................................................................................3,0 ml 
Violeta de Genciana ou Azul de metileno (sol. Aquosa 1%).........................1,0 ml 
Água destilada q.s.p. ....................................................................................100,0 ml 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Em um tubo de hemólise pipetar 0,4 ml de líquido diluidor; 
- Transferir para o tubo contendo o líquido diluidor 20 µl de sangue homogeneizado; 
- Agitar suavemente com o auxílio de uma micropipeta; 
- Preencher o retículo da câmara evitandoo excesso de líquido e bolhas de ar; 
- Deixar sedimentar por 3 minutos; 
- Fazer a contagem com objetiva de 10X, nos quatro retículos laterais da câmara; 
- Sistematizar a contagem; 
- Calcular o número de leucócitos/ mm3 
 
 
 
A contagem dos leucócitos é realizada nos quatro re tículos laterias da câmara de 
Neubauer, indicados na figura com a letra L. 
 
 
 
 
 
29 
 
 
 
CÁLCULO 
Leucócitos/mm3 de sangue = Y x 20 x10/ 4 
 
Leucócitos/mm 3 de sangue = Y x 50 
 
Onde: Y = número de leucócitos contados 
 20 = fator de conversão da diluição 
 10 = fator de conversão da altura da câmara 
 4 = fator de conversão da área. 
 
Valores de Referência 
 
Adultos 5.000 a 10.000/mm3 
Recém-nascidos 10.000 a 25.000/mm3 
Crianças até 1 ano 6.000 a 18.000/mm3 
Crianças de 4 a 7 anos 6.000 a 15.000/mm3 
 CARVALHO 
 
 
OBSERVAÇÕES 
 Interferência dos Eritroblastos na Contagem Global de Leucócitos � 
como células nucleadas, os eritroblastos não são lisados pelo líquido de Turk e são contados 
indistintamente como leucócitos na câmara de Neubauer. Desse modo, sua presença em sangue 
periférico ocasiona um aumento do número real de leucócitos. 
 
 
CORREÇÃO 
 
 Durante a contagem diferencial, enumerar separadamente o total de eritroblastos (esses 
não são incluídos entre os 100 leucócitos da contagem diferencial). 
 
Leucócitos corrigidos = 100 x No de leucócitos/ 100 + No de eritroblastos em 100 leucócitos 
 
* Colocar no hemograma a observação: presença de X er itroblastos em 100 leucócitos. 
 
 
 
 
2 - CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS 
 
 
 É realizada em esfregaços de sangue (os valores porcentuais obtidos são inteiros, pois são 
determinados com base na contagem de 100 células) corados pelos derivados de Romanowsky 
por meio de microscopia óptica. Os valores absolutos de cada subtipo leucocitário são 
estabelecidos por regra de três simples, baseada na contagem global e nos valores relativos 
(percentual) de cada subtipo de leucócito observado ao esfregaço. 
 Para amostras normais ela é menos precisa que a automatizada, pois os contadores 
estabelecem os valores relativos após contagem de um número muito maior de células. A 
contagem diferencial por microscopia é inadequada para determinar eosinopenia, basopenia e/ou 
monocitopenia. Para amostras alteradas, entretanto, é o método de referência, pois não há 
exatidão na contagem automatizada quando células imaturas ou células anômalas estão 
presentes na amostra. 
 
30 
 
 São atribuições específicas da microscopia: 
- Escalonar os neutrófilos em segmentados, bastonetes, metamielócitos, mielócitos e 
promielócitos e mieloblastos. 
- Forma correta de avaliar, com segurança se há ou não alterações diplásicas eritróides e 
leucocitárias, hipo ou hipergranulação neutrofílica, hipo ou hipersegmentação neutrofílica. 
- Forma mais útil de descrever os tipos de atipias leucocitárias e eritrocitárias 
- Única forma de descrever morfologia dos blastos no sangue. 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
Objetiva 100X – óleo de imersão 
Condensador levantado e diafragma aberto. 
A microscopia deve ampliar com nitidez a imagem das células em campos adequados, próximos 
ao final da extensão de sangue, onde as células se encontram lado a lado, sem sobreposição. 
 
 
 
PLAQUETOGRAMA 
 
CONTAGEM DE PLAQUETAS 
 
MÉTODO 
Método Direto 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Tubo de plástico 12X75 mm 
- Micropipeta 20µl 
- Pipeta de vidro de 1 ml 
- Câmara de Neubauer 
- Placa de Petri 
- Microscópio 
 
REAGENTES 
Solução de Oxalato de amônio a 1% 
Oxalato de amônio .......................................1,00g 
Água destilada qsp ......................................... 100 ml 
Azul de metileno a 1% ..................................... 2 gotas 
EDTA a 1%....................................................... 2 gotas 
Guardar em geladeira 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Pipetar 0,4 ml de solução diluidora no tubo de plástico; 
- Transferir 20µl de sangue para o tubo com a solução diluidora (1:20) 
- Homogeneizar suavemente sem formar espuma e aguardar 5 minutos; 
- Homogeneizar novamente e encher a câmara de Neubauer; 
- Colocar a câmara numa placa de petri contendo algodão úmido, deixando a preparação por 20 
minutos, para sedimentação das plaquetas; 
- Fazer a contagem microscópica com aumento de 200X ou 400X em 1/5 de mm2 (5 quadrados 
do quadro central). Sistematizar contagem! 
 
31 
 
 
CÁLCULO 
 
Número de plaquetas/mm3= N X 20X 10 X 5 
 
Número de plaquetas/mm 3= N X 1000 
 
N= número de plaquetas contadas 
20= título de diluição 
10= fator de conversão da profundidade da câmara 
5= fator de conversão da área da câmara 
 
Valor de Referência 
 
150.000 a 400.000/mm3 
 
 
 
 
OBSERVAÇÕES: 
 
- Um bom critério de qualidade para obtenção de resultados reprodutíveis é obter a contagem de 
pelo menos 150 (200) plaquetas ao final da contagem dos cinco quadrantes do quadrado central. 
- Para amostras plaquetopênicas, poderão ser utilizados os protocolos que incluam diluições de 
1:10 ( 20µl sangue para 180µl do diluente). 
Número de plaquetas/mm3= N X 500 
- Casos gravemente plaquetopênicos em que, mesmo com a utilização da diluição 1:10, não seja 
possível contar pelo menos 150 plaquetas, fazer contagem em todo o retículo central. 
Número de plaquetas/mm3= N X 100 
 
Estimativa grosseira do nº de plaquetas no esfregaç o sanguíneo 
- Contar 10 campos do esfregaço corado 
- Multiplicar por 13.000 = nº de plaquetas / µµµµl 
 
 
 
 
VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (VHS) 
Método de Westergreen 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Pipetas de Westergreen 
- Relógio marcador de tempo 
- Suporte apropriado para as respectivas pipetas 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Homogeneizar o sangue e encher a pipeta de Westergreen com o mesmo até a marca zero. 
- Colocar a pipeta na posição vertical, fixando-a no suporte apropriado. 
- Marcar o tempo. 
 
32 
 
- Após 1 hora, ler a coluna de plasma formada, desde a marca zero até o nível de encontro com 
as hemácias. 
- Expressar o resultado em mm 
 
OBSERVAÇÃO: 
• O teste deverá ser realizado até 6 horas após a colheita do sangue 
• A conservação do sangue após o período preconizado retarda a hemossedimentação 
 
Valores de Referência (Segundo MOURA 1977) 
Sexo masculino – 0-15 mm 
Sexo feminino – 0-20 mm 
Crianças – 0-10 mm 
 
 
Suporte com pipetas de Westergreen para VHS 
 
A verificação da sedimentação das hemácias através da velocidade de 
hemossedimentação (VHS) pode ser clinicamente útil em algumas doenças com atividade 
inflamatória. Nos processos inflamatórios, as globulinas aumentadas no plasma, principalmente o 
fibrinogênio, interferem diminuindo a repulsão entre as hemácias e favorecendo a aproximação. 
 
 
 
 
 
33 
 
TESTE DE FALCIZAÇÃO 
 
 
FUNDAMENTOS 
 Entre lâmina e lamínula lacrada por meio de esmalte e em presença de um agente redutor 
(Metabissulfito de sódio), as hemácias que contém Hb S se cristalizam e adquirem a configuração 
peculiar de foice, enquanto as hemácias normais não se falcizam. A falcização se explica pela 
polimerização de desoxiemoglobina S. Um teste positivo é necessário para confirmar se uma 
hemoglobina que migra ao nível de S, por eletroforese alcalina, é realmente esta hemoglobina. 
 
MÉTODO 
Daland e Castle 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Microscópio 
- Lâminas e lamínulas 
- Pipetas de Pasteur 
- Placas de Petri 
- Esmalte de unhas 
 
REAGENTES 
Solução de Metabissulfito de Sódio a 2% 
Metabisulfito de sódio ............................ 20mg 
Água destilada ......................................... 1,0 ml 
Esta solução deve ser preparada no momento de realizar o teste 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Misturar em uma lâmina de microscopia uma gota de sangue colhido em EDTA e uma da 
solução de metabisulfito de sódio a 2%. 
- Cobrir a preparação com lamínula, vedando-a com esmalte de unha, para impedir a entradade 
oxigênio. Deve-se também evitar a formação de bolhas de ar. 
- Conservar a preparação em câmara úmida (placa de petri com algodão embebido em água) 
- Observar em microscópio com 400X de aumento, após 30 minutos, 1 hora, 2 horas, 6 horas, 12 
horas e 24 horas de incubação. 
 
 
EXPRESSÃO DO RESULTADO 
É dado como positivo ou negativo 
 
 
Precauções 
• A câmara úmida deve ser colocada em lugar fresco, à temperatura ambiente; 
• A vedação da lâmina e lamínula é fundamental 
• A concentração do metabisulfito, bem como sua preparação no momento de uso são 
pontos críticos. 
 
 
34 
 
 
TESTE POSITIVO DE FALCIZAÇÃO 
 
 
RELATÓRIO DE RESULTADOS 
 
 A falcização se explica pela polimerização de desoxihemoglobina S. Um teste positivo é 
necessário para confirmar se uma hemoglobina que migra ao nível da S, por eletroforese alcalina, 
é realmente esta hemoglobina. O fenômeno da falcização (teste positivo) ocorre em portadores 
de Hb S, com variação de tempo entre os diferentes tipos: HbSS (1 a 3 horas); Hb SC e HbSD (6 
a 12 horas); Hb S/talassemia beta (12 a 24 horas); Hb AS (12 a 24 horas). Entretanto esta relação 
falcização / genótipo / tempo não é constante e também não serve para caracterizar genótipo. 
Após 24 horas, na ausência de eritrócitos falcizado s, o resultado será dado como negativo. 
 
LIMITAÇÕES DO MÉTODO 
 
 - A hemoglobina fetal aumentada, em associação com hemoglobina S, prejudica a falcização. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
35 
 
CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
 
 
FUNDAMENTOS 
Os reticulócitos são hemácias jovens que, quando coradas com corantes supravitais, esses 
se agregam aos ribossomos remanescentes da hemácia, formando um precipitado na forma de 
uma rede. Os reticulócitos compreendem uma fase intermediária das hemácias entre a perda do 
núcleo pelos eritroblastos, ainda na MO (permanecendo ainda ali por três dias) e um dia no 
sangue circulante, onde os ribossomos remanescentes vão diminuindo, até o estágio de 
hemácias maduras. Heilmeyer classificou os retículócitos em quatro grupos I a IV, de acordo com 
a agregação do corante. Normalmente, cerca de 1% das hemácias no sangue são reticulócitos, 
principalmente dos tipos III e IV com menos precipitados. Nos processos de aumento da 
eritropoese, a porcentagem de reticulócitos no sangue aumenta e surgem os reticulócitos dos 
tipos I e II com mais precipitados, chamados de reticulócitos desviados, associados com a 
presença de macrócitos policromáticos e eventuais eritroblastos. 
 
MÉTODO 
Coloração Supra Vital 
 
AMOSTRA 
Sangue total em EDTA 10% 
 
MATERIAL 
- Tubo de hemólise 
- Lâminas para microscopia 
- Pipetas de Pasteur 
- Microscópio 
- Óleo de imersão 
 
REAGENTE 
* Solução Corante de Azul de Cresil Brilhante 
Azul de cresil brilhante .................................1g 
Citrato de sódio ............................................... 0,4g 
Cloreto de sódio ............................................... 0,85g 
Água destilada q.s.p. ....................................... 100 ml 
Filtrar antes do uso. Renovar a solução a cada 3 a 6 meses. 
 
PROCEDIMENTO TÉCNICO 
- Colocar 3 gotas da solução corante num tubo de hemólise 
- Adicionar 6 a 9 gotas de sangue,dependendo do hematócrito do paciente 
- Agitar suavemente e incubar por 1 hora em banho-Maria a 370C 
- Homogeneizar suavemente e fazer os esfregaços 
- Secar os esfregaços e proceder a contagem com objetiva de imersão. Se preferir, corar os 
esfregaços com o corante de Leishman ou Giemsa 
- Contar 1.000 hemácias, anotando o número de reticulócitos encontrados 
- Expressar o resultado em porcentagem. 
 
36 
 
 
 
CALCULOS 
 
O número de reticulócitos no sangue pode ser relatado de modo relativo: 
 
% de reticulócitos= No de reticulócitos / No de hemácias X 100 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Adultos - 0,5 a 1,5% (2,0%) 
Recém – nascido até 10% 
 
Ou preferencialmente de modo absoluto: 
 
Reticulócitos/µµµµl = % de reticulócitos/100 x No de hemácias 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Adultos – 25.000 a 85.000/ mm3 
Recém – nascido 100.000 a 300.000 mm3 
 
Clinicamente, pode ser de interesse a correção dos reticulócitos: 
1) Para a anemia: 
Reticulócitos corrigidos (%) = % de reticulócitos x hematócrito do paciente/hematócrito normal 
2) Para os reticulócitos desviados: 
Índice reticulocitário (IR) = reticulócitos corrigidos (%)/ dias em circulação 
OBS � os dias em circulação são estimados em relação ao hematócrito: 
 
Hematócrito 
 
 Dias 
45% 1 dia 
35% 1 dia e ½ 
25% 2 dias 
15% 2 dia e ½ 
 
O IR se correlaciona com o número de eritroblastos na MO com resposta adequada, isto é, 
com a eritropoese eficaz. 
IR<1,8 - característico das anemias por diminuição de produção (insuficiência medular na 
produção de eritrócitos por carência de fatores ou medula hipoproliferativa) 
IR de 1,8 a 1,9 característico das anemias hemolíticas crônicas ou resposta a tratamento, 
mesmo que tal resposta seja insuficiente para o grau de anemia. 
IR>ou igual 3 – indica aumento da produção eritróide medular suficiente para o grau de 
hemólise ou resposta apropriada das anemias por baixa produção em tratamento. 
 
 
37 
 
COAGULOGRAMA 
 
• Consiste em uma série de exames de triagem utilizad os para avaliar a hemostasia. 
 
� Tempo de coagulação (TC) 
� Tempo de sangramento (TS) 
� Prova do laço (PL) 
� Retração do coágulo (RC) 
� Tempo de protrombina (TAP ou TP) 
� Tempo de tromboplastina parcial ativado (TTPA) 
� Avaliação de plaquetas 
 
Cuidados na coleta e realização dos exames: 
 
• Informação sobre medicações; 
• Coleta do sangue em tubos adequados; 
• Coleta do sangue por pessoas experientes; 
• Coleta do sangue usando o anticoagulante adequado; 
• As provas devem ser realizadas até 2 horas após a c oleta; 
 
Tempo de coagulação (TC) 
É o tempo que o sangue leva para coagular em um tubo de ensaio a 37ºC, o TC mede a 
via intrínseca da coagulação sangüínea. 
 
Método Lee e White 
VR: 4 a 10 minutos 
 
• Valor interpretativo do tempo de coagulação: 
– O TC é um teste bastante grosseiro e sujeito a muitas interferências, como: 
diâmetro do tubo, comprimento deste tubo, o ângulo de inclinação que é dado ao 
tubo quando se verifica a formação do coágulo, temperatura do banho-maria e tem 
influência da coleta. 
– Coletas traumáticas ou garroteamento prolongado, interferem no TC. 
– Hemofílicos leves e moderados não apresentam alteração nos valores do TC. 
– É um erro bastante grave adotar um procedimento cirúrgico baseado apenas no TC 
e TS. 
 
Tempo de sangramento (TS) 
É o tempo necessário para estancar uma hemorragia provocada por um estilete nos vasos 
de pequeno calibre. O teste fornece dados relativos à função e número de plaquetas e a resposta 
da parede capilar à lesão. 
Ao praticar a lesão em um capilar, há de imediato o fenômeno de contração e agregação de 
plaquetas no local do vaso lesado, estas irão formar um tampão plaquetário obstruindo a parede 
lesada fazendo com que o sangramento seja estancado. 
 
MÉTODO 
Duke 
 
MATERIAL 
- Lancetas para punção digital; 
- Papel de filtro com 5 cm de diâmetro; 
- Cronômetro; 
- Algodão embebido com álcool 70%; 
 
 
38 
 
PROCEDIMENTO 
- Fazer anti-sepsia do lóbulo da orelha com álcool 70%; 
- Fazer uma incisão no lóbulo da orelha com a lanceta suficientemente funda para que o sangue 
flua sem pressão; 
- Quando aparecer a primeira gota de sangue disparar o cronômetro; 
- A cada 30 segundos remover o sangue com auxílio de um papel de filtro sem tocar na lesão; 
- Quando o sangue deixar de manchar o papel, parar o cronômetro; 
- Anotar o tempo. 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Normal – 1 a 3 minutos 
 
OBSERVAÇÕES 
 
• O TS é um teste bastante importante porque mede a hemostasia primária "in vivo" e por 
isto deve ser feito com bastante rigor técnico. 
• Os profissionais que realizam o TS devem ser treinados e reciclados periodicamente. 
• O TS é particularmente sensível as alterações plaquetárias tanto quantitativas como 
qualitativas. 
• O TS é específico paraa hemostasia primária, não mede, portanto, nenhuma via da 
coagulação. 
• O TS é importante no coagulograma seja com finalidade pré-operatória ou diagnóstica, 
quando realizado do modo correto. 
• O tempo de sangria avalia a interação da plaqueta com a parede do vaso sanguíneo e a 
formação subsequente do coágulo hemostático de modo independente da cascata da 
coagulação. 
• Existe uma relação quase linear entre a contagem de plaquetas e o tempo de sangria. 
• Utiliza-se como teste de rastreio para a Doença de vW e para Disfunções Plaquetárias 
(congênitas ou adquiridas). 
• Não discrimina defeitos vasculares de trombocitopenia ou de disfunção plaquetária. 
• Não se correlaciona com a perda de sangue durante a cirurgia nem com a necessidade de 
transfusões. 
 
Prova do laço (PL) 
 
A Prova do Laço ou Prova de Fragilidade Capilar, é um teste que procura avaliar a capacidade 
dos vasos de resistirem a uma pressão. A prova avalia uma das funções pertinentes à parte 
vascular da hemostasia. 
 
MÉTODO 
Rumpel e Leed 
 
MATERIAL 
- Esfgnomanômetro; 
- Caneta; 
- Cronômetro. 
 
PROCEDIMENTOS 
- Observar o antebraço verificando a presença de possíveis petéquias, caso existam contorná-las 
com caneta. 
- Adaptar o esfgnomanômetro ao braço do paciente por 5 minutos a pressão entre 9-10 mmHg; 
- Após a retirada do aparelho aguardar 10 a 2 minutos até que a circulação normalize, em 
seguida observar as petéquias formadas na região do antebraço, pulso e mãos. 
RESULTADO 
 
39 
 
 
É dado como positivo ou negativo, é considerado normal o aparecimento de no máximo 5 
petéquias. 
 
OBSERVAÇÕES: 
-Antes de se iniciar o teste deve-se observar a área abaixo da dobra do cotovelo, para ver se não 
existe alguma mancha, pintas ou pequenas lesões que posteriormente possam ser confundidas 
com petéquias. 
-Recomenda-se que seja aguardado um tempo de pelo menos 1-3 minutos, após a retirada da 
pressão, para que se faça a leitura do teste. 
 
Retração do coágulo (RC) 
 
 A retração do coágulo fornece dados relativos à atividade plaquetária. Uma retração 
pequena corresponde a um número de plaquetas abaixo de 100.000/mm3 de sangue. Nas 
deficiências funcionais das plaquetas a prova pode estar alterada em presença de um número 
normal de plaquetas. 
 
MATERIAL 
- Tubo de hemólise; 
- Rolha de borracha ou papel parafilme; 
- Banho Maria 37º C; 
- Relógio. 
 
PROCEDIMENTOS 
- Colher 4 ml de sangue venoso e imediatamente após, distribuir em 2 tubos de hemólise; 
- Cobrir os tubos com parafilme ou tampar com rolha de borracha e colocá-los em banho Maria a 
37º C. Observar a retração do coágulo após 2 horas. 
 
OBSERVAÇÕES 
• Após a coagulação do sangue, o coágulo formado retrai-se ou mais precisamente, retrai-se 
a rede de fibrina, retendo os elementos figurados do sangue e liberando a parte líquida, o 
soro. 
• A retração do coágulo é devida à liberação de substâncias, pelas plaquetas nos pontos de 
intersecção das malhas da rede de fibrina. 
• A retração de coágulo está relacionada diretamente ao número e à funcionalidade das 
plaquetas e inversamente proporcional ao grau de anemia. 
• Mede especificamente a hemostasia primária. 
 
RESULTADO 
A retração do coágulo poderá ser completa (total), parcial ou nula 
No caso da retração total , o coágulo deverá ter se desprendido circularmente das paredes 
do tubo, bem como do fundo, ficando preso a superfície circular, o que se observa pela 
transparência do soro entre o coágulo central e a parede do tubo. 
No caso da retração parcial , o coágulo não se desprende totalmente das paredes e fundo 
do tubo e sim somente de parte dele. 
No caso de retração nula , não ocorre nenhuma retração do coágulo. 
 
 
CUIDADOS 
• Quando não ocorre retração do coágulo nas duas horas, deve-se deixar o tubo em banho-
maria até 24 horas, para então liberar o resultado de coágulo não retrátil (irretrátil). 
• Deve-se ter a certeza de que os tubos utilizados neste teste estão limpos. 
 
40 
 
• Realiza-se o teste em duplicata para evitar erros que podem ocorrer em função de 
resíduos de material de limpeza imperceptíveis que podem afetar o resultado. Pode 
acontecer de a retração ser total em um tubo e nula em outro, o que demonstra que no 
tubo em que não houve retração havia algum interferente. Mesmo assim se a dúvida 
persistir, deve-se repetir a coleta e realizar novamente o teste. 
 
 
Tempo de Protrombina (TAP ou TP) 
 
O teste tempo de protrombina é a prova de escolha para a investigação do sistema extrínseco 
da coagulação, permitindo revelar deficiências dos fatores que tomam parte deste sistema (I,II,V, 
VII e X) e via comum .O teste de TAP mede o tempo necessário para um coágulo de fibrina se 
formar em uma amostra de plasma citratado após a adição de íons de cálcio e tromboplastina de 
tecido (fator III). 
 
MÉTODO 
Quick 
 
• É utilizado principalmente para: 
– Monitorar a terapia com anticoagulantes orais, 
– Triagem para distúrbios da coagulação, 
– Prova de função hepática 
– Pré-operatório 
 
AMOSTRA 
- A agulha deve penetrar diretamente a veia e na primeira tentativa. Não se deve realizar os 
testes em amostra cuja punção foi difícil (traumática); 
- Misturar cuidadosamente o sangue por inversão (juntamente com o citrato de sódio), centrifugar 
o mais rápido possível por 10 minutos a 3.000 rpm. Separar o plasma e deixar a temperatura de 
20-25º C até a realização do teste. 
 
MATERIAIS 
- Pipeta de Pasteur plástica; 
- Tubos de hemólise de plástico; 
- Crônometro; 
- Pipetas de precisão de 100 e 200µl; 
- Cubetas plásticas para coagulômetro Quick Timer Drake; 
- Coagulômetro Quick Timer- Drake. 
 
REAGENTES 
- Tromboplastina cálcica liofilizada: deve ser diluída com água deionizada e incubada segundo as 
recomendações da bula do reagente; 
- Plasmas controle normal e anormal ou pool de plasmas coletados no próprio laboratório e 
imediatamente centrifugados e aliquotados em amostras que devem ser congeladas, tendo 
validade de 30 dias. 
 
PROCEDIMENTOS 
- Uma vez ligado o Quick Timer entra em aquecimento, permanecendo assim até que o bloco 
atinja temperatura mínima de trabalho (36,2º C). Com exceção da tecla “RES”, que permite 
consultar resultados anteriores, todas as outras ficarão desabilitadas durante o aquecimento. 
Após o aquecimento pressione a tecla “test” e aparecerá no visor o menu de testes. Selecione o 
TP. 
 
 
41 
 
- Coloque 100µl de plasma de controle e de cada paciente respectivamente, em uma cubeta 
plástica de leitura contendo uma barrinha metálica. Incube por exatamente 1 min cada amostra. 
Coloque então a primeira amostra no poço de leitura e adicione 200 µl de tromboplastina cálcica 
preparada de acordo com as recomendações do fabricante. Ao final da reação aparecerá no visor 
o resultado em segundos e porcentagem de atividade. Apertar a tecla “INR” para obter o 
resultado em INR. Repetir o procedimento para as amostras de cada paciente. 
 
- Os resultados alterados deverão ser repetidos para confirmação. Se houver alguma dúvida em 
relação ao resultado ou incoerência com relação ao uso de medicamentos pelo paciente, deve-se 
solicitar uma nova coleta do material. 
 
 
 
 
 
Como expressar o resultado? 
Tempo em segundos (VR 10-14s depende do kit) 
% de atividade (VR 70-100%) 
INR (relação normatizada internacional): 
(Tempo do paciente\tempo do pool 100%) ISI 
Quanto mais baixo o ISI (International Sensitivity Index), maior a sensibilidade da 
tromboplastina (qto mais perto de 1,0 melhor) (VR até 1,2) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Plasma (100 µl) 
37ºC/2’ + 
 Tromboplastina cálcica 
 200 µl 
Tempo de formação do coágulo 
 (s) 
 
42 
 
 
 
 
 
 
REFERENCIAIS DE ALVOS TERAPÊUTICOS 
 Maioria das situações com indicação de anticoagulação 2.0-3.0 
 Prevenção e tratamento de trombose venosa 
 Embolia pulmonar, sistêmica 
 Embolia arterial pós-operatória 
 Infarto agudo do miocardio 
 Doença de válvula cardíaca 
 Fibrilaçãoatrial 
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 
 Prótese cardíaca 2.5-3.5 
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 
. . . . . . . . 
 Formas recidivantes de trombose venosa profunda 3.0-4.0 
 Formas recidivantes de embolia pulmonar 
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 
 
 
Tempo de tromboplastina parcial ativado (TTPA) 
 
È o tempo de coagulação do plasma após recalcificação na presença de um substituto 
plaquetário (cefalina) e de um ativador (derivado do ácido elágico). Pesquisa os fatores da 
coagulação do sistema intrínseco e comum (I,II,V, VIII, IX, X, XI, XII) 
• Utilizado para: 
– Testes de triagem; 
– Detecção de deficiência de fatores da coagulação da via intrínseca ou comum; 
– Detecção de inibidores dos fatores das vias comum e intrínseca; 
– Monitorar a anticoagulação com heparina (1,5 a 2,5 VR); 
– Screening do anticoagulante lúpico 
 
MÉTODO 
Bell-Alton 
 
AMOSTRA 
- A agulha deve penetrar diretamente a veia e na primeira tentativa. Não se deve realizar os 
testes em amostra cuja punção foi difícil (traumática); 
- Misturar cuidadosamente o sangue por inversão (juntamente com o citrato de sódio), centrifugar 
o mais rápido possível por 15minutos a 3.000 rpm para obter um plasma deficiente de plaquetas. 
Separar o plasma e deixar em tubo plástico a temperatura de 20-25º C até a realização do teste. 
- O teste deverá ser realizado até 3 horas após a coleta. No caso de supervisão de tratamento à 
heparina, a centrifugação e o teste devem ser realizados na hora seguinte à coleta. 
 
MATERIAIS 
- Pipeta de Pasteur de plástico; 
- Tubos de hemólise de plástico; 
- Cronômetro; 
- Pipetas de precisão de 100µl; 
- Cubetas plásticas para coagulômetro Quick Timer Drake; 
- Coagulômetro Quick Timer- Drake. 
 
 
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REAGENTES 
- Solução tamponada de cefalina e ativador do ácido elágico. Conservar a 2-8º C até a data do 
vencimento indicada na embalagem; 
- Cloreto de cálcio 0,025 mol/L; 
- Quando o cloreto de cálcio não acompanha o Kit de reagentes para a realização do TTPa, o 
cloreto de cálcio 0,025 mol/L pode ser praparado no laboratório; 
- Plasmas controle normal e anormal ou pool de plasmas coletados no próprio laboratório e 
imediatamente centrifugados e aliquotados em amostras que devem ser congeladas, tendo 
validade de 30 dias. 
 
PROCEDIMENTOS 
- Uma vez ligado o Quick Timer entra em aquecimento, permanecendo assim até que o bloco 
atinja temperatura mínima de trabalho (36,2º C). Com exceção da tecla “RES”, que permite 
consultar resultados anteriores, todas as outras ficarão desabilitadas durante o aquecimento. 
Após o aquecimento pressione a tecla “test” e aparecerá no visor o menu de testes. Selecione o 
TTPa. 
 
- Coloque 100µl de plasma, do controle e de cada paciente respectivamente, e 100µl de cefalina 
ativada em uma cubeta plástica de leitura contendo uma barrinha metálica. Incube por 
exatamente 3 min cada amostra nos orifícios existentes no bloco aquecido do Quick timer. 
Coloque então a primeira amostra no poço de leitura e adicione 100µl de cloreto de cálcio 
0,025mol/L previamente aquecido a 37º C. Ao final da reação aparecerá no visor o resultado em 
segundo. 
 
- Os resultados alterados deverão ser repetidos para confirmação. Se houver alguma dúvida em 
relação ao resultado ou incoerência com relação ao uso de medicamentos pelo paciente, deve-se 
solicitar uma nova coleta do material. 
 
 
 
RESULTADO: 22-35 segundos 
 
 
Referências Bibliográficas 
1. OLIVEIRA, R.A.G. Hemograma: Como Fazer e Interpretar . 1a ed. São Paulo: LMP, 2007. 
 
2. ROSENFELD, R. Fundamentos do Hemograma – do laboratório à Clínica . 1a ed Rio de Janeiro : 
Ganabara Koogar, 2007 
 
3 – Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial para coleta de 
sangue venoso - (2ª edição) Editora Manole Ltda, 2009. 
Plasma (100 µl) 
+ 
Cefalina-sílica micronizada 
 100 µl 
3’/37ºC 
CaCl2 
 100 µl 
Tempo de formação do coágulo 
 (s)