Livro - Int ao Metabolismo - Lehning

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13.1 Bioenergética e termodinâmica 506
13.2 Lógica química e reações bioquímicas comuns 511
13.3 Transferência de grupos fosforil e ATP 517
13.4 Reações biológicas de oxidação-redução 528
As células e os organismos vivos devem realizar traba-
lho para permanecer vivos, crescer e se reproduzir. A 
capacidade de controlar a energia e direcioná-la para o 
trabalho biológico é uma propriedade fundamental de todos 
os organismos vivos; essa capacidade deve ter sido adquiri-
da muito cedo no curso da evolução celular. Os organismos 
modernos realizam uma notável variedade de transduções 
da energia, conversões de uma forma de energia em outra. 
Usam a energia química dos combustíveis para sintetizar 
macromoléculas complexas, altamente organizadas, a par-
tir de precursores simples. Também convertem a energia 
química dos combustíveis em gradientes de concentração e 
em gradientes elétricos, em movimento e calor e, em alguns 
organismos como o vaga-lume e peixes do fundo do mar, em 
luz. Os organismos fotossintéticos transformam a energia 
luminosa em todas essas outras formas de energia.
Os mecanismos químicos envolvidos nas transduções 
biológicas de energia têm fascinado e desafiado biólogos por 
séculos a fio. O químico francês 
Antoine Lavoisier reconheceu 
que de alguma forma os animais 
transformam os combustíveis 
químicos (alimentos) em calor e 
que esse processo de respiração 
é essencial para a vida. Ele ob-
servou que
...em geral, a respiração é nada 
mais que a combustão lenta de 
carbono e hidrogênio, seme-
lhante à que ocorre em uma 
lâmpada ou vela acesa e, desse 
ponto de vista, animais que respiram são corpos com-
bustíveis que queimam e consomem a si próprios... Al-
guém poderia dizer que essa analogia entre combustão 
e respiração não passou despercebida pelos poetas, ou 
ainda pelos filósofos da antiguidade, já tendo sido re-
latada e interpretada por eles. Esse fogo roubado dos 
céus, essa tocha de Prometeu, não representa apenas 
uma ideia engenhosa e poética, ela é um retrato fiel das 
operações da natureza, pelo menos para os animais que 
respiram; portanto, alguns podem dizer, com os antigos, 
que a tocha da vida ilumina a si mesma no momento em 
que a criança respira pela primeira vez, e ela só se extin-
gue na morte.1
A partir do século XX, aumentou a compreensão sobre 
a química relacionada à “tocha da vida”. As transduções 
biológicas de energia obedecem às mesmas leis químicas e 
físicas que governam todos os outros processos naturais. 
Portanto, é fundamental para um estudante de bioquímica 
entender essas leis e como elas se aplicam no fluxo de ener-
gia na biosfera.
Este capítulo começa revisando as leis da termodinâmi-
ca e a relação quantitativa entre energia livre, entalpia e 
entropia. Em seguida, revisa os tipos comuns de reações 
bioquímicas que ocorrem em células vivas, reações que 
controlam, armazenam, transferem e liberam a energia ad-
quirida pelos organismos do seu meio ambiente. Focaliza, 
então, as reações com funções especiais nas trocas bioló-
gicas de energia, particularmente aquelas envolvendo ATP. 
Finalmente, considera a importância das reações de oxida-
ção-redução em células vivas, as variações energéticas nas 
transferências biológicas de elétrons, e os transportadores 
de elétrons comumente utilizados como cofatores nestes 
processos.
1Memorial redigido por Armand Seguir e Antoine Lavoisier, 1789, citado em 
Lavoisier, A. (1862) Oeuvres de Lavoisier. Imprimerie Impériale, Paris.
13
Bioenergética e Tipos de 
Reações Bioquímicas
Antoine Lavoisier, 1743-1794
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506 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
13.1 Bioenergética e termodinâmica
Bioenergética é o estudo quantitativo das transduções 
energéticas que ocorrem em células vivas – mudança de 
uma forma de energia a outra – bem como da natureza e da 
função dos processos químicos envolvidos nessas transdu-
ções. Embora muitos dos princípios da termodinâmica te-
nham sido introduzidos em capítulos anteriores, podendo, 
assim, já serem familiares a você, uma revisão dos aspectos 
quantitativos desses princípios será útil.
As transformações biológicas de energia obedecem às 
leis da termodinâmica
Muitas observações quantitativas feitas por físicos e quími-
cos sobre a interconversão de diferentes formas de energia 
levaram, no século XIX, à formulação das duas leis funda-
mentais da termodinâmica. A primeira lei é o princípio da 
conservação da energia: para qualquer mudança física 
ou química, a quantidade total de energia no universo 
permanece constante; a energia pode mudar de forma 
ou pode ser transportada de uma região para outra, 
mas não pode ser criada ou destruída. A segunda lei da 
termodinâmica, que pode ser enunciada de diferentes for-
mas, diz que o universo sempre tende para o aumento da 
desordem: em todos os processos naturais, a entropia do 
universo aumenta.
“Agora, na segunda lei da termodinâmica...”
Organismos vivos são formados por uma coleção de 
moléculas, cujo grau de organização é muito maior que o 
dos componentes do seu meio ambiente a partir dos quais 
eles são formados, e os organismos produzem e mantêm 
a organização, aparentemente imunes a segunda lei da 
termodinâmica. No entanto, os organismos não violam a 
segunda lei; eles operam em rigorosa concordância com 
ela. Para discutir as aplicações da segunda lei aos sistemas 
biológicos, deve-se primeiro definir esses sistemas e o seu 
meio ambiente.
O sistema reagente é a coleção de componentes que es-
tão sendo submetidos a um determinado processo químico 
ou físico; pode ser um organismo, uma célula, ou dois com-
postos reagentes. Juntos, o sistema reagente e o seu meio 
ambiente constituem o universo. No laboratório, alguns 
processos físicos e químicos podem ser realizados isolados 
ou em sistemas fechados, nos quais não existe troca de ma-
terial ou energia com o meio. No entanto, células vivas e 
organismos são sistemas abertos, trocando tanto matéria 
quanto energia com o seu meio ambiente; os sistemas bioló-
gicos jamais atingem o equilíbrio com o seu meio ambiente, 
e a constante interação entre o sistema e o meio explica 
como os organismos podem se auto-organizar enquanto 
operam de acordo com a segunda lei da termodinâmica.
No Capítulo 1 (p. 23) foram definidos três parâmetros 
termodinâmicos que descrevem as trocas de energia que 
ocorrem em reações químicas:
Energia livre de Gibbs, G, expressa a quantidade de 
energia capaz de realizar trabalho durante uma reação à 
temperatura e pressão constantes. Quando uma reação 
ocorre com a liberação de energia livre (ou seja, quan-
do o sistema se transforma de modo a possuir menos 
energia livre), a variação da energia livre, DG, possui um 
valor negativo e a reação é chamada de exergônica. Nas 
reações endergônicas, o sistema adquire energia livre e 
o DG é positivo.
Entalpia, H, é o conteúdo de calor do sistema rea-
gente. Ela reflete o número e o tipo de ligações químicas 
nos reagentes e produtos. Quando uma reação química 
libera calor, ela é denominada exotérmica; o conteúdo 
de calor dos produtos é menor do que o dos reagentes, e 
DH possui, por convenção, um valor negativo. Os siste-
mas reagentes que captam calor do meio são endotérmi-
cos e possuem valores positivos de DH.
Entropia, S, é uma expressão quantitativa da alea-
toriedade ou desordem de um sistema (ver Quadro 1-3). 
Quando os produtos de uma reação são menos comple-
xos e mais desordenados do que os reagentes, a reação 
ocorre com ganho de entropia.
As unidades de DG e DH são joules/mol ou calorias/mol 
(lembre que 1 cal 5 4,184 J); a unidade de entropia é jou-
les/mol · Kelvin (J/mol · K) (Tabela 13-1).
Sob as condições existentes nos sistemas biológicos (in-
cluindo temperatura e pressão constantes), as variações de 
energia livre, entalpia e entropia estão quantitativamente 
relacionadas pela equação
 DG 5 DH 2 TDS (13-1)
em que DG é a variação da energia livre denão é 
possível no PEP e, assim, os produtos da hidrólise 
são estabilizados em relação aos reagentes. Tam-
bém ocorre a estabilização por ressonância do Pi, 
como mostrado na Figura 13-11.
Ácido 3-fosfoglicérico
Hidrólise
CHOH
CH2
O
P
O
C
O2O
OH
O2
H1
H2O
Pi
Ionização
3-Fosfoglicerato
P
O2
2O
O2
O
O
CHOH
CH2
O
P
O
C
O
3
1
2
2O
Estabilização por
ressonância
CHOH
CH2
O
P
O
C
O2O
O2
OO
dd2 2
1,3-Bifosfoglicerato 42 1 H2O 3-fosfoglicerato32 1 HPO4
22 1 H1
DG98 5 249,3 kJ/mol 
FIGURA 1314 Hidrólise do 1,3-bi-
fosfoglicerato. O produto direto da 
hidrólise do 1,3-bifosfoglicerato é o 
ácido 3-fosfoglicérico, o qual apresenta 
um grupo ácido carboxílico não disso-
ciado. Sua dissociação favorece as es-
truturas de ressonância que estabilizam 
o produto, em relação aos reagentes. A 
estabilização por ressonância do Pi re-
presenta uma contribuição adicional à 
variação de energia livre negativa.
COO2
Estabilização
por ressonânciaPi
Hidrólise
CH2H2O
CH3
Creatina
H2N
C N
1NH2
NH2N
COO2
CH2
CH3C2O
1NH2
COO2
P
CH2
N
H
C CH3
O
N
O2
Fosfocreatina
H2N
d1
d1
d1
creatina 1 HPO4
22Fosfocreatina 22 1 H2O
DG98 5 243,0 kJ/mol 
FIGURA 1315 Hidrólise da fosfo-
creatina. A quebra da ligação P¬N 
da fosfocreatina gera creatina, a qual é 
estabilizada pela formação de um híbri-
do de ressonância. O outro produto, o Pi, 
também é estabilizado por ressonância.
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negativa. A Tabela 13-6 apresenta a energia livre padrão de 
hidrólise para alguns compostos fosforilados de importân-
cia biológica.
Os tioésteres, em que um átomo de enxofre substi-
tui o oxigênio na ligação éster, também têm energia livre 
padrão de hidrólise elevada e negativa. A acetil-coenzima 
A, ou acetil-CoA (Figura 13-16), é um dos muitos tio-
ésteres importantes no metabolismo. O grupo acil nesses 
compostos é ativado por reações de transacilação, con-
densação ou oxidação-redução. Os tioésteres sofrem mui-
to menos estabilização por ressonância do que os ésteres 
de oxigênio; consequentemente, a diferença de energia 
livre entre o reagente e os seus produtos de hidrólise que 
são estabilizados por ressonância é maior para os tioés-
teres do que para os ésteres de oxigênio relacionados 
(Figura 13-17). Em ambos os casos, a hidrólise do éster 
gera um ácido carboxílico que pode ionizar e assumir vá-
rios estados de ressonância. Somados, esses fatores re-
sultam em um DG9° de hidrólise da acetil-CoA (231,4 kJ/
mol) elevado e negativo.
Em resumo, para as reações de hidrólise com variações 
de energia livre padrão elevadas e negativas, os produtos 
são mais estáveis do que os reagentes por uma, ou mais, 
das seguintes razões: (1) a tensão de ligação dos reagentes 
devido à repulsão eletrostática é aliviada pela separação de 
cargas, como para o ATP; (2) os produtos são estabilizados 
por ionização, como no ATP, nos acil-fosfatos e nos tioés-
TABELA 136 Valores de energia livre padrão de hidrólise de alguns 
compostos fosforilados e da acetil-CoA (um tioéster)
DG9°
(kJ/mol) (kcal/mol)
Fosfoenolpiruvato 1,3-bifosfoglicerato 261,9 214,8
1,3-Bifosfoglicerato (S3-fosfoglicerato 1 Pi) 249,3 211,8
Fosfocreatina 243,0 210,3
ADP (S AMP 1 Pi) 232,8 27,8
ATP (S ADP 1 Pi) 230,5 27,3
ATP (S AMP 1 PPi) 245,6 210,9
AMP (S adenosina 1 Pi) 214,2 23,4
PPi (S 2Pi) 219,2 24,0
Glicose-3-fosfato 220,9 25,0
Frutose-6-fosfato 215,9 23,8
Glicose-6-fosfato 213,8 23,3
Glicerol-3-fosfato 29,2 22,2
Acetil-CoA 231,4 27,5
Fonte: Dados extraídos, na maior parte, de Jencks, W. P. (1976), Handbook of 
Biochemistry and Molecular Biology, 3rd ed. (Fasman, G.D., ed., Physical 
and Chemical Data, vol. 1, p. 296-304, CRC Press, Boca Raton, FL. O valor 
da energia livre para a hidrólise de PPi foi extraído de Frey, P.A. & Arabshahi, 
A. (1995) Standard free-energy change for the hydrolysis of the a-b-phosphoa-
nhydride in ATP. Biochemistry 34, 11, 307-11, 310.
CH3
acetato2 1 CoA
C
O
OH
Acetato
Acetil-CoA
H2O
Estabilização
por ressonância
CoASH
Hidrólise
Ionização
S-CoA
CH3 C
O
CH3 C
O
Acetil-CoA
Ácido acético
H1
O
1 H2O 1 H1
d2
d2
DG98 5 231,4 kJ/mol 
FIGURA 1316 Hidrólise da acetil-coenzima A. A acetil-CoA é um tio-
éster com energia livre padrão de hidrólise elevada e negativa. Os tioésteres 
contêm um átomo de enxofre na posição ocupada por um átomo de oxigê-
nio nos ésteres. A estrutura completa da coenzima A (CoA ou CoASH) está 
representada na Figura 8-38.
O
CH3 C
CH3
O
C
Tioéster
O
R
OH
Estabilização extra do éster
do oxigênio por ressonância
CH3 C
O
O
R
1 R OH
CH3 C
O
S
SH
En
er
gi
a 
liv
re
, G
Estabilização
por ressonância
Éster de
oxigênio
CH3 C
O
OH
1 R
R
DG para a hidrólise
do éster de oxigênio
DG para
a hidrólise
do tioéster
d2
d1
FIGURA 1317 Energia livre de hidrólise 
para tioésteres e ésteres de oxigênio. Os 
produtos de ambos os tipos de reação de hidró-
lise têm aproximadamente o mesmo conteúdo 
de energia livre (G), mas o tioéster tem conteúdo 
de energia livre maior que o éster de oxigênio. A 
sobreposição de orbitais entre os átomos de O e 
C possibilita a estabilização por ressonância dos 
ésteres de oxigênio; a sobreposição de orbitais 
entre os átomos de S e C é pouco expressiva e 
gera pouca estabilização por ressonância.
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teres; (3) os produtos são estabilizados por isomerização 
(tautomerização), como para o PEP; e/ou (4) os produtos 
são estabilizados por ressonância, como para a creatina li-
berada da fosfocreatina, o íon carboxilato liberado do acil-
-fosfato e dos tioésteres, e o fosfato (Pi) liberado das liga-
ções anidrido ou éster.
O ATP fornece energia por transferência de grupos e não 
por simples hidrólise
Ao longo deste livro você encontrará reações ou processos 
para os quais o ATP fornece energia. A contribuição do ATP 
para essas reações é comumente indicada como na Figura 
13-18a, com uma seta simples mostrando a conversão de 
ATP em ADP e Pi (ou, em alguns casos, de ATP em AMP e 
pirofosfato, PPi). Quando representadas dessa forma, essas 
reações de ATP parecem ser reações de hidrólise simples, 
na qual a água desloca Pi (ou PPi), e somos tentados a dizer 
que a reação dependente de ATP é “impulsionada pela hi-
drólise do ATP”. Entretanto, este não é o caso. A hidrólise 
de ATP por de per si geralmente realiza nada mais do que 
a liberação de calor, que não pode impulsionar um processo 
químico em um sistema isotérmico. As reações represen-
tadas por setas simples, como aquela da Figura 13-18a, 
quase sempre indicam um processo em duas etapas (Figu-
ra 13-18b) em que parte da molécula de ATP, ou seja, um 
grupo fosforil ou pirofosforil ou a porção adenilato (AMP), 
é primeiro transferida para uma molécula de substrato ou 
para um resíduo de aminoácido de uma enzima, tornando-
-se covalentemente acoplada ao substrato ou à enzima, 
aumentando, dessa forma, seu conteúdo de energia livre. 
Em seguida, em uma segunda etapa, a porção com fosfato 
transferida na primeira etapa é deslocada, gerando Pi, PPi 
ou AMP. Assim, o ATP participa covalentemente da reação 
enzimática, para a qual ele fornece energia livre.
No entanto, alguns processos envolvem a hidrólise dire-
ta do ATP (ou GTP). Por exemplo, a ligação não covalente 
de ATP (ou GTP), seguida da sua hidrólise a ADP (ou GDP) 
e Pi, pode fornecer a energia para promover a alternância 
de algumas proteínas entre duas conformações, produzindo 
movimento mecânico. Isso ocorre na contração muscular 
(ver Figura 5-31) e no movimento de enzimas ao longo do 
DNA (ver Figura 25-31) ou no deslocamento dos ribosso-
mos ao longo do RNA mensageiro (ver Figura 27-31). As 
reações dependentes de energia catalisadas por helicases, 
proteína RecA e algumastopoisomerases (Capítulo 25) 
também envolvem a hidrólise direta de ligações fosfoanidri-
do. As AAA1 ATPases envolvidas na replicação do DNA e 
em outros processos descritos no Capítulo 25 usam a hidró-
lise do ATP para ciclar proteínas associadas entre as formas 
ativa e inativa. As proteínas ligadoras de GTP, que agem em 
vias de sinalização, hidrolisam GTP diretamente para im-
pulsionar mudanças conformacionais que extinguem sinais 
desencadeados por hormônios ou por outros fatores extra-
celulares (Capítulo 12).
Os compostos de fosfato encontrados em organismos vi-
vos podem ser, um tanto arbitrariamente, divididos em dois 
grupos com base em suas energias livres padrão de hidrólise 
(Figura 13-19). Os compostos de “alta energia” têm DG9° 
de hidrólise mais negativo do que 225 kJ/mol; os compos-
tos de “baixa energia” têm DG9° menos negativo. Com base 
nesse critério, ATP, com DG9° de hidrólise de 230,5 kJ/mol 
(27,3 kcal/mol), é um composto de alta energia; glicose-6-
-fosfato, com DG9° de hidrólise de 213,8 kJ/mol (23,3 kcal/
mol), é um composto de baixa energia.
O termo “ligação de fosfato de alta energia”, por muito 
tempo usado pelos bioquímicos para descrever a ligação 
P¬O quebrada em reações de hidrólise, é incorreto e en-
ganoso, já que sugere erroneamente que a ligação por si 
mesma contém a energia. De fato, a quebra de todas as 
ligações químicas requer um fornecimento de energia. A 
energia livre liberada pela hidrólise de compostos de fos-
fato não vem da quebra da ligação especificamente; ela 
resulta dos produtos da reação com menor conteúdo de 
energia livre do que os reagentes. Para simplificar, algu-
mas vezes será utilizado o termo “composto de fosfato de 
alta energia” em referência ao ATP ou a outro composto 
de fosfato com energia livre padrão de hidrólise elevada 
e negativa.
Como as variações de energia livre das reações se-
quenciais são aditivas (ver Seção 13.1), qualquer com-
posto fosforilado pode ser sintetizado acoplando-se a 
reação de síntese à quebra de outro composto fosforila-
do com uma energia livre de hidrólise mais negativa. Por 
exemplo, como a clivagem de Pi a partir de fosfoenolpi-
ruvato libera mais energia do que a necessária para im-
pulsionar a condensação de Pi com ADP, a doação direta 
i
(a) Escrita como reação de uma etapa
➊ ➋
NH2
ATP
ADP
O
NH3
NH3
O2
ATP ADP 1 P
P
2O
Pi
Glutamato
Glutamil fosfato
ligado à enzima
Glutamina
(b) Reação de duas etapas
1
CH2
CH
CH
H3N
C
O
2
COO2
1
CH2
H3N
1
1
CH2
CHH3N
C
O
CH2
COO2
C
O O
O2
CH
CH2
COO2
FIGURA 1318 A hidrólise de ATP em duas etapas. (a) A contribuição 
do ATP para uma reação frequentemente é representada como etapa única, 
mas ela é quase sempre um processo em duas etapas. (b) É representada 
aqui a reação catalisada pela enzima dependente de ATP, a glutamina-sinte-
tase. ➊ Um grupo fosforil é transferido do ATP para a glutamina; então, ➋ o 
grupo fosforil é deslocado pelo NH3 e liberado como Pi.
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de um grupo fosforil de PEP para ADP é termodinamica-
mente possível:
Note que, enquanto a reação global está representada 
como a soma algébrica das duas primeiras reações, na reali-
dade essa é uma terceira reação distinta que não envolve Pi; 
o PEP doa um grupo fosforil diretamente ao ADP. Os com-
postos fosforilados são dotados de alto ou baixo potencial 
de transferência de grupo fosforil com base em sua energia 
livre padrão de hidrólise (como listado na Tabela 13-6). O 
potencial de transferência do grupo fosforil do PEP é muito 
elevado, o do ATP é elevado, e o da glicose-6-fosfato é baixo 
(Figura 13-19).
Uma grande parte do catabolismo é direcionada para a 
síntese de compostos de fosfato de alta energia, mas sua 
formação não é um objetivo em si; eles são os meios para 
ativação de uma ampla variedade de compostos utilizados 
nas reações químicas subsequentes. A transferência de um 
grupo fosforil a um composto agrega, efetivamente, energia 
livre a este composto, de modo que ele passa a ter mais 
energia livre para liberá-la durante as transformações quí-
micas subsequentes. Antes foi descrito como a síntese de 
glicose-6-fosfato está associada à transferência de grupo 
fosforil do ATP. O próximo capítulo mostra como essa fos-
forilação da glicose ativa, ou “prepara”, a glicose para as 
reações catabólicas que ocorrem em praticamente todas as 
células vivas. Devido à sua posição intermediária na escala 
de potencial de transferência de grupo, o ATP é capaz de 
transferir energia dos compostos de fosfato de alta energia, 
produzidos pelo catabolismo, para compostos como a gli-
cose, convertendo-os em espécies mais reativas. Assim, o 
ATP serve como a moeda universal de energia em todas as 
células vivas.
Uma característica mais química do ATP é crucial para 
sua função no metabolismo: embora em solução aquosa o 
ATP seja termodinamicamente instável, sendo, portanto, 
um bom doador de grupos fosforil, ele é cineticamente 
estável. Devido à enorme energia de ativação (200 a 400 
kJ/mol) necessária para a clivagem não enzimática de sua 
ligação fosfoanidrido, o ATP não é capaz de doar esponta-
neamente grupos fosforil para a água ou para as centenas 
de outras potenciais moléculas aceptoras na célula. A trans-
ferência dos grupos fosforil do ATP ocorre somente quando 
estão presentes enzimas específicas para reduzir a energia 
de ativação. A célula é, portanto, capaz de regular a dispo-
nibilidade de energia transportada pelo ATP por meio da 
regulação das várias enzimas que atuam sobre ele.
O ATP doa grupos fosforil, pirofosforil e adenilil
As reações do ATP geralmente são substituições nucleofíli-
cas SN2 (ver Seção 13.2) em que o nucleófilo pode ser, por 
exemplo, o oxigênio de um álcool ou de um carboxilato, ou 
um nitrogênio da creatina ou da cadeia lateral de arginina 
ou histidina. Os três fosfatos do ATP são suscetíveis ao ata-
que nucleofílico (Figura 13-20), e cada posição de ataque 
resulta em um tipo diferente de produto.
O ataque nucleofílico por um álcool sobre o g-fosfato 
(Figura 13-20a) desloca ADP e produz um novo éster-fos-
fato. Estudos realizados com reagentes marcados com 18O 
mostraram que a ligação de oxigênio no novo composto é 
Fosfocreatina
1
2
210
Fosfoenolpiruvato2 70
1,3-Bifosfoglicerato
2 60
2 30
2 50
2 40
2 20
ATP
Compostos de
baixa energia
Compostos de
alta energia
0 Pi
P
O
CHOH
C
CH2
3
2
1
P PRib
Glicerol-
P
P
PGlicose 6-
Adenina
COO2
C
CH2
P
P
P
O O
O
NH2
COO
CH2
N
H
C CH3N
FIGURA 1319 Classificação dos compostos de fosfato biológicos 
por energia livre padrão de hidrólise. A figura apresenta os grupos fos-
foril, representados por , partindo de doadores de grupo fosforil de alta 
energia, passando por ATP, até moléculas receptoras (como glicose e glice-
rol) formando seus derivados fosfatados de baixa energia (a localização de 
cada grupo fosforil do composto doador ao longo da escala indica apro-
ximadamente a DG9° de hidrólise). Este fluxo de grupos fosforil, catalisado 
pelas cinases, ocorre com uma perda global de energia livre em condições 
intracelulares. A hidrólise de compostos de fosfato de baixa energia libera Pi, 
que apresenta um potencial de transferência de grupo fosforil ainda menor 
(conforme definido no texto).
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derivada do álcool, e não do ATP; o grupo transferido do 
ATP é, consequentemente, um fosforil (¬PO3
22), e não um 
fosfato (¬OPO3
22). A transferência de grupos fosforil do 
ATP para o glutamato (Figura 13-18) ou para a glicose (p. 
219) envolve um ataque na posição g da molécula de ATP.
O ataque ao fosfato b do ATP desloca AMP e transfere 
um grupo pirofosforil (não pirofosfato) ao nucleófilo ata-
cante (Figura 13-20b). Porexemplo, a formação de 5-fos-
foribosil-1-pirofosfato (p. 892), um intermediário-chave na 
síntese dos nucleotídeos, é resultante do ataque de uma 
¬OH da ribose sobre um fosfato b.
O ataque nucleofílico na posição a do ATP desloca PPi e 
transfere adenilato (59-AMP) como um grupo adenilil (Figu-
ra 13-20c); a reação é uma adenililação (uma das palavras 
mais truncadas da linguagem bioquímica). Note que a hi-
drólise da ligação a-b fosfoanidrido libera consideravelmen-
te mais energia (,46 kJ/mol) do que a hidrólise da ligação 
b-g (,31 kJ/mol) (Tabela 13-6). Além disso, o PPi formado 
como subproduto da adenililação é hidrolisado a dois Pi pela 
enzima ubíqua pirofosfatase inorgânica, liberando 19 kJ/
mol e fornecendo, portanto, energia adicional de “arranque” 
para a reação de adenililação. De fato, as duas ligações fosfo-
anidrido do ATP são rompidas na reação global. As reações 
de adenililação são, portanto, termodinamicamente muito 
favoráveis. Quando a energia do ATP é utilizada para promo-
ver uma reação metabólica particularmente desfavorável, a 
adenililação com frequência é o mecanismo de acoplamento 
de energia. A ativação de ácidos graxos é um bom exemplo 
dessa estratégia de acoplamento de energia.
A primeira etapa na ativação de um ácido graxo – seja 
para a oxidação com geração de energia ou para o uso na 
síntese de lipídeos mais complexos – é a formação de seu 
éster tiol (ver Figura 17-5). A condensação direta de um 
ácido graxo com a coenzima A é endergônica, mas a for-
mação da acil-CoA graxo torna-se exergônica pela remoção 
sequencial de dois grupos fosforil do ATP. Primeiramen-
te, o adenilato (AMP) é transferido do ATP para o grupo 
carboxil do ácido graxo, formando um anidrido misto (acil 
graxo-adenilato) e liberando PPi. O grupo tiol da coenzima 
A, então, desloca o grupo adenilil e forma um tioéster com o 
ácido graxo. A soma dessas duas reações é energeticamen-
te equivalente à hidrólise exergônica do ATP em AMP e PPi 
(DG9° 5 245,6 kJ/mol) e à formação endergônica de acil-
-CoA graxo (DG9° 5 231,4 kJ/mol). A formação de acil-CoA 
graxo torna-se energeticamente favorável pela hidrólise do 
PPi pela pirofosfatase inorgânica. Assim, na ativação de um 
ácido graxo, as duas ligações fosfoanidrido do ATP são rom-
pidas. O DG9° resultante é a soma dos valores de DG9° para 
a quebra dessas ligações, ou seja, 245,6 kJ/mol 1 (219,2) 
kJ/mol:
ATP 1 2H2O S AMP 1 2Pi DG9º 5 264,8 kJ/mol
A ativação de aminoácidos que precede sua polimeriza-
ção em proteínas (ver Figura 27-19) é realizada por um gru-
po análogo de reações em que a coenzima A é substituída 
por uma molécula de RNA de transferência. Uma utilização 
interessante da clivagem de ATP em AMP e PPi ocorre no 
vaga-lume, que utiliza ATP como fonte de energia para a 
produção de lampejos de luz (Quadro 13-1).
A montagem de macromoléculas informacionais requer 
energia
Quando precursores simples se reúnem formando polí-
meros de alta massa molecular com sequências definidas 
(DNA, RNA, proteínas), como descrito em detalhe na Par-
te III, é necessário energia tanto para a condensação das 
unidades monoméricas quanto para a criação de sequên-
cias ordenadas. Os precursores para a síntese de DNA e 
RNA são os nucleosídeos-trifosfato, e a polimerização é 
acompanhada pela clivagem da ligação fosfoanidrido entre 
os fosfatos a e b, com a liberação de PPi (Figura 13-20). 
As unidades monoméricas transferidas para o polímero em 
crescimento nessas reações são adenilato (AMP), guanilato 
(GMP), citidilato (CMP) ou uridilato (UMP) para a sínte-
se de RNA, e seus análogos desóxi (com TMP no lugar de 
UMP) para a síntese de DNA. Como mencionado anterior-
mente, a ativação dos aminoácidos para a síntese de pro-
FIGURA 1320 Reações de deslocamento nucleofílico 
do ATP. Qualquer um dos três átomos de P (a, b ou g) pode 
servir como o alvo eletrofílico para o ataque nucleofílico – 
neste caso, pelo nucleófilo marcado R¬
18O:. O nucleófilo 
pode ser um álcool (ROH), um grupo carboxil (RCOO2) ou um 
fosfoanidrido (p. ex., um nucleosídeo mono- ou difosfato). (a) 
Quando o oxigênio do nucleófilo ataca a posição g, a ligação 
de oxigênio do produto está marcada, indicando que o gru-
po transferido do ATP é um fosforil (¬PO3
22) e não um fosfa-
to (¬OPO3
22). (b) O ataque na posição b desloca AMP e leva 
à transferência de um grupo pirofosforil (não pirofosfato) para 
o nucleófilo. (c) O ataque na posição a desloca PPi e transfere 
o grupo adenilil para o nucleófilo.
Três posições no ATP atacáveis pelo nucleófilo R18Ö
O
OP
O2
Rib Adenina2O
Transferência
de pirofosforil
(b)
Transferência
de fosforil
(a)
Transferência
de adenilil
(c)
Rib Adenina
g b a
R18O R18O R18O
R18O R18OR18O
1 1 1
ADP AMP PPi
O
OP
O2
O
OP
O2
O
O2P
O2
O
OP
O2
O
OP
O2
O
O2P
O2
: : :
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teínas envolve a doação de grupos adenilil do ATP, e o Ca-
pítulo 27 mostra que várias etapas da síntese de proteínas 
no ribossomo também são acompanhadas pela hidrólise de 
GTP. Em todos esses casos, a quebra exergônica de um nu-
cleosídeo-trifosfato está acoplada ao processo endergônico 
de sintetizar um polímero de sequência específica.
O ATP fornece energia para o transporte ativo e a 
contração muscular
O ATP é capaz de fornecer energia para transportar um 
íon ou uma molécula, por uma membrana, para outro com-
partimento aquoso, onde sua concentração é mais elevada 
(ver Figura 11-38). Os processos de transporte são os prin-
cipais consumidores de energia; nos rins e no cérebro hu-
mano, por exemplo, dois terços da energia consumida quan-
do em repouso são usados para bombear Na1 e K1 através 
da membrana plasmática por meio da Na1K1 – ATPase. O 
transporte de Na1 e K1 é movido por fosforilação e desfos-
forilação cíclica da proteína transportadora, sendo o ATP o 
doador de grupo fosforil. A fosforilação dependente de Na1 
da Na1K1-ATPase induz uma alteração na conformação da 
proteína, e a desfosforilação dependente de K1 favorece o 
retorno à conformação original. Cada ciclo no processo de 
transporte resulta na conversão de ATP em ADP e Pi, sendo 
a variação da energia livre da hidrólise do ATP responsável 
pelas alterações cíclicas na conformação da proteína que re-
sultam no bombeamento eletrogênico de Na1 e K1. Note que, 
nesse caso, o ATP interage covalentemente pela transferên-
cia de grupo fosforil para a enzima, e não para o substrato.
QUADRO 131 Lampejos dos vaga-lumes: indicadores incandescentes de ATP
A bioluminescência requer consideráveis quantidades de 
energia. No vaga-lume, o ATP é utilizado em um grupo 
de reações que convertem energia química em energia 
luminosa. Em 1950, a partir de milhares de vaga-lumes 
coletados por crianças em Baltimore e arredores, William 
McElroy e seus colaboradores da Universidade Johns 
Hopkins isolaram os principais componentes bioquími-
cos: a luciferina (ácido carboxílico complexo) e a luci-
ferase (enzima). A geração de um lampejo de luz requer 
a ativação de luciferina por uma reação enzimática en-
volvendo a clivagem de pirofosfato do ATP para formar 
luciferil-adenilato (Figura Q-1). Na presença de oxigênio 
molecular e luciferase, a luciferina sofre descarboxilação 
oxidativa, um processo em várias etapas, formando oxi-
luciferina. Esse processo é acompanhado pela emissão 
de luz. A cor do lampejo de luz difere de acordo com a 
espécie de vaga-lume e parece ser determinada por di-
ferenças na estrutura da luciferase. A luciferina é rege-
nerada a partir da oxiluciferina, em uma série de reações 
subsequentes.
No laboratório, a luciferina e a luciferase purificadas 
de vaga-lume são utilizadas para medir quantidades mui-
to pequenas de ATP através da intensidade de luz produ-
zida. Quantidades tão pequenas quanto alguns picomoles 
(10–12 mol) de ATP podem ser detectados dessa forma. 
A técnica de pirossequenciamentode DNA é baseada 
em flashes de luz originários da reação da luciferina-
-luciferase para detectar a presença de ATP após a adi-
ção de nucleotídeos a uma fita de DNA em crescimento 
(Ver Figura 9-25).
Vaga-lume, besouro da família Lampyridae.
S
P OO
O2
N
HO S
C
OxiluciferinaReações de
regeneração
CO2 1 AMP
Luciferase
luz
O2
AMP
N
H
H
ATP
S
N
HO S
COO2N
Adenina
O
Rib
PPi
Luciferina
Adenilato de luciferil
O
H
H
H
H
S
N
HO S
N O
FIGURA Q1 Componentes importantes no ciclo de bioluminescência do vaga-lume.
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No sistema contrátil das células do músculo esquelético, 
a miosina e a actina são proteínas especializadas em trans-
duzir a energia química do ATP em movimento (ver Figura 
5-31). O ATP liga-se fortemente, mas não covalentemente, 
a uma determinada conformação da miosina, mantendo a 
proteína nessa conformação. Quando a miosina catalisa a 
hidrólise do ATP ligado, ADP e Pi se dissociam, permitindo 
o relaxamento da proteína em uma segunda conformação 
até que outra molécula de ATP se ligue. A ligação e a subse-
quente hidrólise do ATP (pela miosina-ATPase) fornecem 
a energia que impulsiona as mudanças cíclicas na confor-
mação da cabeça de miosina. A variação na conformação de 
muitas moléculas de miosina individuais resulta no desliza-
mento das fibras de miosina ao longo dos filamentos de ac-
tina (ver Figura 5-30), o que leva à contração macroscópica 
da fibra muscular. Como mencionado anteriormente, essa 
produção de movimento mecânico com o gasto de ATP é 
um dos poucos casos em que a hidrólise de ATP por si, e 
não a transferência de grupos do ATP, é a fonte da energia 
química em um processo acoplado.
As transfosforilações entre nucleotídeos ocorrem em 
todos os tipos celulares
Embora o ATP tenha sido focalizado como a moeda energé-
tica da célula e o doador de grupos fosforil, todos os outros 
nucleosídeos-trifosfato (GTP, UTP e CTP) e todos os deso-
xinucleotídeos-trifosfato (dATP, dGTP, dTTP e dCTP) são 
energeticamente equivalentes ao ATP. As variações de ener-
gia livre padrão associadas à hidrólise de suas ligações fos-
foanidrida são praticamente idênticas àquelas do ATP, mos-
tradas na Tabela 13-6. Na preparação para as suas diferentes 
funções biológicas, esses outros nucleotídeos são gerados 
e mantidos na forma de nucleosídeos-trifosfato (NTP) por 
transferência de grupo fosforil aos nucleosídeos-difosfato 
correspondentes (NDP) e nucleosídeos-monofosfato (NMP).
O ATP é o principal composto de fosfato de alta ener-
gia produzido pelo catabolismo nos processos de glicólise, 
fosforilação oxidativa e, nas células fotossintéticas, foto-
fosforilação. Diversas enzimas são capazes de transportar 
grupos fosforil do ATP para outros nucleosídeos. A nucle-
osídeo-difosfato-cinase, encontrada em todas as células, 
catalisa a reação
Embora essa reação seja totalmente reversível, a relação 
[ATP]/[ADP] relativamente alta nas células em geral im-
pulsiona a reação para a direita, com a formação líquida 
de NTP e dNTP. Na realidade, a enzima catalisa a transfe-
rência de grupo fosforil em duas etapas, constituindo um 
exemplo clássico de um mecanismo de deslocamento du-
plo (pingue-pongue) (Figura 13-21; ver também Figura 
6-13b). Primeiramente, a transferência de um grupo fosfo-
ril do ATP ao resíduo de His do sítio ativo gera um interme-
diário fosfoenzima; a seguir, o grupo fosforil é transferido 
do resíduo de His para um receptor NDP. Como a enzima 
não é específica para a base do NDP e funciona igualmente 
bem sobre dNDP e NDP, ela pode sintetizar todos os NTP e 
dNTP, desde que sejam fornecidos os NDP corresponden-
tes e uma fonte de ATP.
A transferência de grupos fosforil do ATP resulta em 
um acúmulo de ADP; por exemplo, quando o músculo está 
contraindo vigorosamente, ADP se acumula e interfere 
com a contração dependente de ATP. Durante períodos de 
intensa demanda por ATP, a célula reduz a concentração 
de ADP e, ao mesmo tempo, repõe ATP pela ação da ade-
nilato-cinase:
Esta reação é totalmente reversível, de modo que, após o 
término da demanda intensa por ATP, a enzima pode reci-
clar AMP convertendo-o em ADP, que pode ser, então, fos-
forilado a ATP na mitocôndria. Uma enzima semelhante, a 
guanilato-cinase, converte GMP em GDP com gasto de ATP. 
Por meio de vias como essas, a energia conservada na pro-
dução catabólica de ATP é utilizada para suprir a célula com 
todos os NTP e dNTP necessários.
A fosfocreatina (PCr; Figura 13-15), também chamada 
de creatina-fosfato, atua como uma fonte imediata de gru-
pos fosforil para a síntese rápida de ATP a partir de ADP. 
A concentração de PCr no músculo esquelético é de cerca 
de 30 mM, quase 10 vezes a concentração de ATP, e em 
outros tecidos como músculo liso, cérebro e rins a [PCr] é 
de 5 a 10 mM. A enzima creatina-cinase catalisa a reação 
reversível
Quando uma súbita demanda por energia esgota o ATP, o 
reservatório de PCr é utilizado para a reposição de ATP a 
uma velocidade consideravelmente maior do que a síntese 
PP PAdenosina
(ATP)
P PAdenosina
(ADP)
PP P
P
Enz His
Enz His
Pingue Pongue
Nucleosídeo
(qualquer NTP ou dNTP)
P PNucleosídeo
(qualquer NDP ou dNDP)
FIGURA 1321 O mecanismo pingue-pongue da nucleosídeo-difosfato-cinase. A enzima liga 
seu primeiro substrato (ATP em nosso exemplo), e um grupo fosforil é transferido para a cadeia lateral de 
um resíduo de His. O ADP sai, e outro nucleosídeo (ou desoxinucleosídeo) difosfato o substitui, sendo 
convertido ao trifosfato correspondente por transferência do grupo fosforil do resíduo fosfo-histidina.
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 527
de ATP pelas vias catabólicas. Quando a demanda por ener-
gia diminui, o ATP produzido por catabolismo é utilizado 
para reconstituir o reservatório de PCr pela reação inversa 
da creatina-cinase (ver Quadro 23-2). Os organismos infe-
riores utilizam outras moléculas semelhantes à PCr (coleti-
vamente chamadas de fosfágenos) como reservatórios de 
grupos fosforil.
O polifosfato inorgânico é um doador potencial de grupo 
fosforil
O polifosfato inorgânico, poliP (ou [poliP]n, no qual n é o 
número de resíduos ortofosfatos) é um polímero linear, 
composto de dezenas ou centenas de resíduos de Pi li-
gados por meio de ligações fosfoanidrido. Esse polímero, 
presente em todos os organismos, pode acumular-se em 
níveis elevados em algumas células. Em leveduras, por 
exemplo, a quantidade de poliP acumulada nos vacúolos 
representaria, se distribuída uniformemente por toda cé-
lula, uma concentração de 200 mM! (Compare com as con-
centrações de outros doadores de grupos fosforil listados 
na Tabela 13-5.)
Uma função potencial do poliP é atuar como fosfáge-
no, um reservatório de grupos fosforil que pode ser usado 
para gerar ATP, assim como a creatina-fosfato é utilizada 
no músculo. O poliP tem, aproximadamente, o mesmo 
potencial de transferência de grupo fosforil que o PPi. 
O polifosfato mais curto, PPi (n 5 2), pode atuar como 
fonte de energia para o transporte ativo de H1 através 
da membrana do vacúolo em células vegetais. O PPi é o 
doador de grupo fosforil para pelo menos uma forma da 
enzima fosfofrutocinase em plantas, uma função exercida 
por ATP em animais e micróbios (p. 550). A descoberta 
de altas concentrações de poliP em condensados vulcâni-
cos e em fontes de vapor sugere que ele pode ter servido 
como fonte de energia em tempos prebióticos e na evolu-
ção celular inicial.
Em bactérias, a enzima polifosfato-cinase-1 (PPK-1) 
catalisa a reação reversível
(poliP) (poliP)
por um mecanismo envolvendo um intermediário fosfo-
-histidina ligado à enzima (lembre-se do mecanismo da nu-
cleosídeo-difosfato-cinase, descrito na Figura 13-21). Uma 
segunda enzima, a polifosfato-cinase-2 (PPK-2), catalisaa síntese reversível de GTP (ou ATP) a partir de polifosfato 
e GDP (ou ADP):
(poliP) (poliP)
Imagina-se que a PPK-2 atue principalmente no sentido da 
síntese de GTP e ATP, e que a PPK-1 atue no sentido da 
síntese do polifosfato. PPK-1 e PPK-2 estão presentes em 
uma ampla variedade de bactérias, incluindo muitas espé-
cies patogênicas.
Em bactérias, os níveis elevados de poliP têm sido re-
lacionados com a indução da expressão de genes envolvi-
dos na adaptação do organismo às condições de inanição 
ou outras ameaças à sobrevivência. Em Escherichia coli, 
por exemplo, ocorre o acúmulo de poliP quando as células 
estão carentes de aminoácidos ou Pi, e esse acúmulo con-
fere uma vantagem de sobrevivência. A deleção dos genes 
que codificam as polifosfato-cinases reduz a capacidade de 
certas bactérias patogênicas de invadir os tecidos animais. 
Essas enzimas podem, portanto, ser alvos adequados no de-
senvolvimento de novos antibióticos.
Nenhum gene de levedura codifica uma proteína se-
melhante à PPK; todavia, quatro genes – não relacionados 
aos genes da PPK de bactérias – são necessários para a 
síntese do polifosfato. O mecanismo de síntese do polifos-
fato em eucariotos parece ser bem diferente daquele em 
bactérias.
RESUMO 13.3 Transferência de grupos fosforil e ATP
 c O ATP é a conexão química entre catabolismo e ana-
bolismo. Ele é a moeda energética das células vivas. A 
conversão exergônica de ATP em ADP e Pi, ou em AMP 
e PPi, está acoplada a muitas reações e processos en-
dergônicos.
 c A hidrólise direta de ATP é a fonte de energia em al-
guns processos impulsionados por mudanças conforma-
cionais, mas em geral não é a hidrólise de ATP e sim a 
transferência de um grupo fosforil, pirofosforil ou adeni-
lil do ATP a um substrato ou a uma enzima que acopla a 
energia da quebra do ATP às transformações endergôni-
cas de substratos.
 c Por meio dessas reações de transferência de grupo, 
o ATP fornece energia para as reações anabólicas, in-
cluindo a síntese de macromoléculas informacionais, 
e para o transporte de moléculas e íons através das 
membranas contra gradientes de concentração e de 
potencial elétrico.
 c Para manter seu elevado potencial de transferência de 
grupos, a concentração de ATP deve ser mantida muito 
acima da concentração de equilíbrio das reações gera-
doras de energia do catabolismo.
 c As células contêm outros metabólitos com energia livre 
de hidrólise elevada e negativa, incluindo fosfoenolpi-
ruvato, 1,3-bifosfoglicerato e fosfocreatina. Esses com-
postos de alta energia, como o ATP, possuem elevado 
potencial de transferência de grupos fosforil. Os tioéste-
res também possuem elevada energia livre de hidrólise.
 c O polifosfato inorgânico, presente em todas as células, 
pode atuar como um reservatório de grupos fosforil com 
elevado potencial de transferência de grupos.
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13.4 Reações biológicas de oxidação-redução
A transferência de grupos fosforil é uma característica cen-
tral do metabolismo. Igualmente importante é outro tipo de 
transferência, a de elétrons nas reações de oxidação-redu-
ção. Essas reações envolvem a perda de elétrons por uma 
espécie química, que é oxidada, e o ganho de elétrons por 
outra espécie, que é reduzida. O fluxo de elétrons nas rea-
ções de oxidação-redução é responsável, direta ou indire-
tamente, por todo trabalho realizado por organismos vivos. 
Em organismos não fotossintéticos, as fontes de elétrons são 
os compostos reduzidos (alimentos); em organismos fotos-
sintéticos, o doador de elétrons inicial é uma espécie quími-
ca excitada pela absorção de luz. O caminho do fluxo de elé-
trons no metabolismo é complexo. Os elétrons movem-se de 
diferentes intermediários metabólicos para transportadores 
de elétrons especializados, em reações catalisadas enzima-
ticamente. Os transportadores, por sua vez, doam elétrons 
para receptores com afinidade maior por elétrons, com a li-
beração de energia. As células contêm uma grande varieda-
de de transdutores moleculares de energia, que convertem 
a energia do fluxo de elétrons em trabalho útil.
Inicialmente será discutido como o trabalho pode ser 
realizado por uma força eletromotriz, considerando em se-
guida as bases teóricas e experimentais para medir as va-
riações de energia em reações de oxidação, em termos de 
força eletromotriz, e a relação entre essa força, expressa 
em volts, e a variação de energia livre, expressa em joules. 
Para finalizar, serão descritas as estruturas e a química da 
oxidação-redução dos transportadores especializados de 
elétrons mais comuns, os quais você encontrará repetida-
mente nos capítulos seguintes.
O fluxo de elétrons pode realizar trabalho biológico
Sempre que se usa um motor elétrico, uma lâmpada ou um 
aquecedor elétrico, ou ainda quando uma faísca promove a 
combustão da gasolina em um motor de automóveis, usa-se o 
fluxo de elétrons para realizar trabalho. No circuito que forne-
ce energia a um motor, a fonte de elétrons pode ser uma bate-
ria contendo duas espécies químicas com afinidades diferen-
tes por elétrons. Os fios elétricos proporcionam um caminho 
para o fluxo dos elétrons entre as espécies químicas localiza-
das em um polo da bateria, por meio do motor, até as espécies 
químicas localizadas no outro polo da bateria. Como as duas 
espécies químicas diferem em suas afinidades por elétrons, 
eles fluem espontaneamente ao longo do circuito, impulsiona-
dos por uma força proporcional à diferença de afinidade por 
elétrons, a força eletromotriz (fem). A fem (geralmente al-
guns volts) é capaz de realizar trabalho caso um transdutor de 
energia apropriado – nesse caso um motor – seja incluído no 
circuito. O motor pode ser acoplado a uma grande variedade 
de equipamentos mecânicos para realizar trabalho útil.
As células vivas têm um “circuito” biológico análogo, 
com compostos relativamente reduzidos, por exemplo a gli-
cose, como fonte de elétrons. À medida que a glicose é enzi-
maticamente oxidada, os elétrons liberados fluem de modo 
espontâneo por uma série de intermediários transportado-
res de elétrons para outras espécies químicas, como o O2. 
Esse fluxo de elétrons é exergônico, já que o O2 tem maior 
afinidade por elétrons do que os intermediários transpor-
tadores de elétrons. A fem resultante fornece energia para 
uma grande variedade de transdutores moleculares de 
energia (enzimas e outras proteínas) que realizam trabalho 
biológico. Na mitocôndria, por exemplo, enzimas ligadas à 
membrana acoplam o fluxo de elétrons à produção de uma 
diferença de pH transmembrana, além de um potencial elé-
trico transmembrana, realizando trabalho osmótico e elé-
trico. O gradiente de prótons assim formado tem energia 
potencial, algumas vezes chamada de força próton-motriz, 
em analogia à força eletromotriz. Outra enzima, a ATP-
-sintetase localizada na membrana interna da mitocôndria, 
usa a força próton-motriz para realizar trabalho químico: a 
síntese de ATP a partir de ADP e Pi à medida que os prótons 
fluem espontaneamente através da membrana. Similarmen-
te, enzimas localizadas na membrana em E. coli convertem 
fem em força próton-motriz, que é posteriormente utiliza-
da para impulsionar o movimento flagelar. Os princípios da 
eletroquímica que governam as variações de energia nos 
circuitos macroscópicos, como um motor elétrico e uma ba-
teria, se aplicam com a mesma validade para processos mo-
leculares associados ao fluxo de elétrons em células vivas.
As reações de oxidação-redução podem ser descritas 
como semirreações
Embora a oxidação e a redução ocorram em conjunto, para 
descrever a transferência de elétrons é conveniente consi-
derar as duas metades de uma reação de oxidação-redução 
separadamente. Por exemplo, a oxidação do íon ferro pelo 
íon cobre,
Fe21 1 Cu21 ∆ Fe31 1 Cu1
pode ser descrita nos termos de duas semirreações:
(1) Fe21 ∆ Fe31 1 e2
(2) Cu211 e2 ∆ Cu1
A molécula doadora de elétrons em uma reação de oxida-
ção-redução é chamada de agente redutor, ou simplesmen-
te redutor; a molécula receptora de elétrons é o agente 
oxidante, ou simplesmente oxidante. Determinado agente, 
como um íon ferro, que existe no estado ferroso (Fe21) ou 
férrico (Fe31), atua como par conjugado oxidante-redutor 
(par redox), assim como um ácido e a base correspondente 
atuam como par conjugado ácido-base. Lembre-se do Capí-
tulo 2 que existe uma equação geral das reações acidobá-
sicas: doador de próton ∆ H1 1 aceptor de próton. Nas 
reações redox existe uma equação geral similar: doador de 
elétrons (redutor) ∆ e2 1 aceptor de elétrons (oxidan-
te). Na semirreação reversível acima (1), Fe21 é o doador 
de elétrons e Fe31 é o aceptor de elétrons: juntos, Fe21 e 
Fe31 constituem um par conjugado redox.
As transferências de elétrons nas reações de oxidação-
-redução de compostos orgânicos não são fundamental-
mente diferentes daquelas das espécies inorgânicas. Consi-
dere a oxidação de um açúcar redutor (um aldeído ou uma 
cetona) pelo íon cobre:
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Esta equação global pode ser expressa como duas se-
mirreações:
Como são removidos dois elétrons do carbono do aldeído, 
a segunda metade da reação (a redução por um elétron do 
íon cúprico a cuproso) deve ser multiplicada por dois para 
equilibrar a equação global.
As oxidações biológicas frequentemente envolvem 
desidrogenação
Nas células vivas, o carbono encontra-se em diferentes es-
tados de oxidação (Figura 13-22). Quando um átomo de 
carbono compartilha um par de elétrons com outro átomo 
(normalmente H, C, S, N ou O), o compartilhamento é de-
sigual, em favor do átomo mais eletronegativo. A ordem 
crescente de eletronegatividade é H , C , S , N , O. De 
forma muito simplificada, porém útil, o átomo mais eletro-
negativo “possui” os elétrons da ligação que ele comparti-
lha com o outro átomo. Por exemplo, no metano (CH4), o 
carbono é mais eletronegativo que os quatro hidrogênios 
ligados a ele, portanto o átomo de carbono “possui” os oito 
elétrons da ligação (Figura 13-22). No etano, os elétrons 
da ligação C¬C são igualmente compartilhados, portanto 
cada átomo de carbono “possui” apenas sete dos seus oito 
elétrons de ligação. No etanol, C-1 é menos eletronegativo 
que o oxigênio ao qual ele está ligado, e assim o átomo de 
O “possui” os dois elétrons da ligação C¬O, deixando C-1 
com apenas cinco elétrons de ligação. Com a perda formal 
de cada um dos elétrons “possuídos”, o átomo de carbono 
sofre oxidação – mesmo quando o oxigênio não está envol-
vido, como na conversão de um alcano (¬CH2¬CH2¬) 
em um alceno (¬CH“CH¬). Neste caso, a oxidação 
(perda de elétrons) coincide com a perda de hidrogênio. 
Em sistemas biológicos, como mencionado anteriormen-
te neste capítulo, a oxidação muitas vezes é sinônimo de 
desidrogenação, e muitas enzimas que catalisam reações 
de oxidação são desidrogenases. Note que os compostos 
mais reduzidos na Figura 13-22 (superior) são mais ricos 
em hidrogênio do que em oxigênio, enquanto os compos-
tos mais oxidados (inferior) contêm mais oxigênios e me-
nos hidrogênios.
Nem todas as reações de oxidação-redução envolvem 
carbono. Por exemplo, na conversão de nitrogênio mole-
cular em amônia, 6H1 1 6e2 1 N2 S 2NH3, os átomos de 
nitrogênio são reduzidos.
Os elétrons são transferidos de uma molécula (doadora 
de elétrons) para outra (aceptora de elétrons) por meio de 
uma das quatro vias:
 1. Diretamente como elétrons. Por exemplo, o par re-
dox Fe21/Fe31 pode transferir um elétron para o par 
redox Cu1/Cu21:
Fe21 1 Cu21 ∆ Fe31 1 Cu1
Metano 8
H
H
H HC
Etano
(alcano)
7
H
H
H C
H
H
HC
Etanol
(álcool)
5
H
H
H C
H
H
C HO
Acetileno
(alcino) 5H HC C
Eteno
(alceno)
6C C
H H
H H
Acetaldeído
(aldeído) 3
H
H
H C
O
C
H
Formaldeído 4
H
H
C O
Monóxido
de carbono
2C O
Dióxido de
carbono
0O C O
Ácido fórmico
(ácido carboxílico) 2
H
H C
O
O
Ácido acético
(ácido carboxílico) 1
H
H
H CC
H
O
O
Acetona
(cetona)
2
H
H
H C
H
H
C
O
C H
FIGURA 1322 Diferentes níveis de oxidação dos compostos de car-
bono na biosfera. Para aproximar o nível de oxidação desses compostos, 
concentre-se no átomo de carbono em vermelho e em seus elétrons de liga-
ção. Quando este carbono estiver ligado a um átomo de H, menos eletrone-
gativo, os dois elétrons da ligação (em vermelho) serão cedidos ao carbono. 
Quando o carbono estiver ligado a outro carbono, os elétrons da ligação se-
rão igualmente compartilhados, de modo que um dos dois elétrons é cedido 
ao carbono em vermelho. Quando o carbono em vermelho estiver ligado a 
um átomo de O, mais eletronegativo, os elétrons da ligação são cedidos ao 
oxigênio. O número à direita de cada composto é o número de elétrons “per-
tencentes” ao carbono em vermelho, uma expressão aproximada do grau de 
oxidação de cada composto. À medida que o carbono em vermelho sofre 
oxidação (perde elétrons), o número torna-se menor. Assim, o estado de oxi-
dação aumenta da parte superior para a inferior da lista.
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 2. Como átomos de hidrogênio. Lembre-se que o áto-
mo de hidrogênio consiste em um próton (H1) e um 
único elétron (e2). Neste caso, a equação geral é
AH2 ∆ A 1 2e2 1 2H1
onde AH2 é o doador de hidrogênio/elétron. (Não 
confunda a reação acima com a dissociação de um 
ácido que envolve um próton e nenhum elétron.) 
AH2 e A juntos constituem um par conjugado redox 
(A/AH2), o qual é capaz de reduzir outro composto 
B (ou par redox, B/BH2) por transferência de áto-
mos de hidrogênio:
AH2 1 B ∆ A 1 BH2
 3. Como um íon hidreto (:H2), o qual contém dois 
elétrons. Isso ocorre no caso de desidrogenases li-
gadas à NAD, descritas posteriormente.
 4. Pela combinação direta com oxigênio. Neste 
caso, o oxigênio combina com um redutor orgânico 
e é covalentemente incorporado no produto, como 
na oxidação de um hidrocarboneto em um álcool:
R¬CH3 1 O2 ¡ R¬CH2¡OH
O hidrocarboneto é o doador de elétrons e o átomo 
de oxigênio é o aceptor de elétrons.
Todos os quatro tipos de transferência de elétrons ocor-
rem nas células. O termo equivalente redutor é comu-
mente usado para designar um único equivalente eletrôni-
co que participa de uma reação de oxidação-redução, não 
importando se este equivalente é um elétron em si, parte 
de um átomo de hidrogênio ou mesmo um íon hidreto, ou 
ainda se a transferência do elétron ocorre em uma rea-
ção com oxigênio gerando um produto oxigenado. Como 
as moléculas combustíveis biológicas geralmente sofrem 
desidrogenação enzimática perdendo dois equivalentes 
redutores de cada vez, e já que cada átomo de oxigênio é 
capaz de receber dois equivalentes redutores, os bioquí-
micos, por convenção, referem-se à unidade de oxidação 
biológica como dois equivalentes redutores que passam do 
substrato para o oxigênio.
Os potenciais de redução medem a afinidade por 
elétrons
Quando dois pares conjugados redox estão juntos em so-
lução, a transferência de elétrons do par doador para o par 
aceptor pode ocorrer espontaneamente. A tendência para 
que a reação ocorra depende da afinidade relativa do acep-
tor de elétrons de cada par redox pelos elétrons. O poten-
cial de redução padrão, E°, a medida (em volts) dessa 
afinidade, pode ser determinado em um experimento como 
o descrito na Figura 13-23. Os eletroquímicos escolheram 
como um padrão de referência a semirreação
H1 1 e2 ¡ H2
Ao eletrodo em que essa semirreação ocorre (chamado 
semicélula) é atribuído arbitrariamente um potencial de 
redução padrão E° 5 0,00 V. Quando esse eletrodo de hi-
drogênio está conectado por meio de um circuito exter-
no a outra semicélula em que as espécies oxidadas e suas 
espécies reduzidas correspondentesestão presentes em 
concentrações-padrão (25°C, cada soluto a 1 M, e cada gás 
a 101,3 kPa), os elétrons tendem a fluir pelo circuito ex-
terno, partindo da semicélula de menor valor de E° para 
a semicélula de maior valor de E°. Por convenção, a uma 
semicélula que retira elétrons de uma célula padrão de hi-
drogênio é designado um valor positivo de E°, e àquela que 
doa elétrons para a célula de hidrogênio, um valor negati-
vo. Quando duas semicélulas estão conectadas, aquela com 
maior valor de E° (mais positiva) será reduzida; ela tem o 
maior potencial de redução.
O potencial de redução de uma semicélula não depen-
de apenas das espécies químicas presentes, mas também 
de suas atividades, estimadas por suas concentrações. 
Há aproximadamente um século, Walther Nernst derivou 
uma equação que relaciona o potencial de redução pa-
drão (E°) ao potencial de redução real (E) em qualquer 
Ponte salina
(solução de KCl)
Aparelho para
medir a fem
Célula de referência com fem 
conhecida: o eletrodo de 
hidrogênio com H2 gasoso a 
pressão de 101,3 kPa está em 
equilíbrio com o eletrodo 
contendo H11 M.
Célula de teste contendo 
concentrações de 1 M das 
espécies oxidadas e 
reduzidas do par redox a 
ser examinado.
H2 gás
(pressão
padrão)
12
FIGURA 1323 Medida do potencial de redução padrão (E9°) de um 
par redox. Os elétrons fluem do eletrodo de teste para o eletrodo de refe-
rência, ou vice-versa. A semicélula de referência é o eletrodo de hidrogênio, 
como representado aqui, a pH zero. A força eletromotriz (fem) deste eletrodo 
é designada 0,00 V. Em pH 7,0 (25°C) na célula de teste, o E9° do eletrodo de 
hidrogênio é 20,414 V. O sentido do fluxo dos elétrons depende da “pressão” 
relativa dos elétrons ou do potencial das duas células. Uma ponte salina con-
tendo uma solução de KCl saturada fornece um caminho para o movimento 
dos íons entre a célula de teste e a célula de referência. A partir da fem ob-
servada e a fem conhecida da célula de referência, o aparelho é capaz de 
medir a fem da célula de teste contendo o par redox. A célula que recebe os 
elétrons tem, por convenção, o potencial de redução mais positivo.
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concentração das espécies oxidadas e reduzidas em uma 
célula viva:
 
[elétron aceptor]
[elétron doador] 
(13-5)
onde R e T têm seus significados usuais, n é o número de 
elétrons transferidos por molécula, e é a constante de 
Faraday (Tabela 13-1). A 298 K (25°C), essa expressão 
reduz-se a
 
[elétron aceptor]
[elétron doador] 
(13-6)
CONVENÇÃOCHAVE: Muitas semirreações de interesse dos bio-
químicos envolvem prótons. Como na definição de DG9°, 
os bioquímicos definem o estado-padrão para as reações 
de oxidação-redução como pH 7 e expressam como poten-
cial de redução padrão transformado, E9°, o potencial de 
redução padrão a pH 7 e 25°C. Por convenção, o DE9° para 
qualquer reação redox é dado pelo valor de E9° do aceptor 
de elétrons menos o valor de E9° do doador de elétrons. ■
Os potenciais de redução padrão apresentados na Tabe-
la 13-7 e utilizados ao longo deste livro são valores de E9°, 
sendo assim válidos apenas para sistemas em pH neutro. 
Cada valor representa a diferença de potencial quando o 
par conjugado redox, em concentrações de 1 M, 25°C e pH 
7, está conectado com o eletrodo-padrão de hidrogênio (pH 
0). Note na Tabela 13-7 que, quando o par conjugado 2H1/
H2 em pH 7 está conectado com o eletrodo-padrão de hidro-
gênio (pH 0), os elétrons tendem a fluir partindo da célula 
com pH 7 para a célula-padrão (pH 0); o valor de E9° para o 
par 2H1/H2 é 20,414 V.
Os potenciais de redução padrão podem ser usados para 
calcular a variação de energia livre
Por que os potenciais de redução são tão úteis para os bioquí-
micos? Quando os valores de E são determinados para duas 
semicélulas quaisquer, em relação ao eletrodo-padrão de hi-
drogênio, também são conhecidos os potenciais de redução 
de uma semicélula em relação à outra. Assim, é possível pre-
dizer o sentido em que os elétrons tenderão a fluir quando as 
duas semicélulas estão conectadas por um circuito externo 
ou quando os componentes das duas semicélulas estão pre-
sentes na mesma solução. Os elétrons tendem a fluir para a 
célula com o valor de E mais positivo, e a intensidade dessa 
tendência é proporcional à diferença no potencial de redu-
ção, DE. A energia que se torna disponível por esse fluxo de 
elétrons espontâneo (a variação de energia livre, DG, para a 
reação de oxidação-redução) é proporcional ao DE:
 DG 5 2n DE ou DG9° 5 2n DE9° (13-7)
onde n é o número de elétrons transferidos na reação. Essa 
equação permite calcular a variação de energia livre real 
para qualquer reação de oxidação-redução a partir dos va-
lores de E9° apresentados em uma tabela de potenciais de 
redução (Tabela 13-7) e das concentrações das espécies 
envolvidas na reação.
TABELA 137 Potenciais de redução padrão de algumas semirreações de 
importância biológica
Semirreação E9°(V)
½O2 1 2H1 1 2e2 ¡ H2O 0,816
Fe31 1 e2 ¡ Fe21 0,771
NO3
2 1 2H1 1 2e2 ¡ NO2
2 1 H2O 0,421
Citocromo ƒ (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo ƒ (Fe21)
0,365
Fe (CN)6
32 (ferricianeto) 1 e2 ¡ Fe (CN)6
42 0,36
Citocromo a3 (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo a3 (Fe21)
0,35
O2 1 2H1 1 2e2 ¡ H2O2
0,295
Citocromo a (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo a (Fe21)
0,29
Citocromo c (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo c (Fe21)
0,254
Citocromo c1 (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo c1 (Fe21)
0,22
Citocromo b (Fe31) 1 e2 ¡
citocromo b (Fe21)
0,077
Ubiquinona 1 2H1 1 2e2 ¡ ubiquinol 1 H2
0,045
Fumarato22 1 2H1 1 2e2 ¡ succinato22 0,031
2H1 1 2e2 ¡ H2 (em condições padrão, pH 0) 0,000
Crotonil-CoA 1 2H1 1 2e2 ¡ butiril-CoA 20,015
Oxaloacetato22 1 2H1 1 2e2 ¡ malato22 20,166
Piruvato2 1 2H1 1 2e2 ¡ lactato2 20,185
Acetaldeído 1 2H1 1 2e2 ¡ etanol 20,197
FAD1 2H1 1 2e2 ¡ FADH2 20,219*
Glutationa 1 2H1 1 2e2 ¡
2 glutationas reduzidas
20,23
S 1 2H1 1 2e2 ¡ H2S 20,243
Ácido lipoico 1 2H1 1 2e2 ¡
ácido di-hidrolipoico
20,29
NAD1 1 2H1 1 2e2 ¡ NADH 20,320
NADP1 1 H1 1 2e2 ¡ NADPH 20,324
Acetoacetato 1 2H1 1 2e2 ¡
b-hidroxibutirato
20,346
a-cetoglutarato 1 CO2 1 2H1 1 2e2 ¡
isocitrato
20,38
2H1 1 2e2 ¡ H2 (em pH 7) 20,414
Ferredoxina (Fe31) 1 e2 ¡ ferredoxina (Fe21) 20,432
Fonte: Dados extraídos na maior parte de Loach, R. A. (1976), Handbook of 
Biochemistry and Molecular Biology, 3rd ed. (Fasman, G.D., ed.), Physical 
and Chemical Data, vol. 1, p. 122-130, CRC Press, Boca Raton, FL.
* Este é o valor para FAD livre; FAD ligado a uma flavoproteína específica (p. ex., 
succinato-desidrogenase) possui um E9° diferente que depende do ambiente em 
que a proteína está.
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532 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
PROBLEMA RESOLVIDO 133 Cálculo de DG9° e DG de uma reação 
redox
Calcule a variação de energia livre padrão, DG9°, para a rea-
ção em que o acetaldeído é reduzido pelo transportador de 
elétron biológico NADH:
Acetaldeído 1 NADH 1 H1 ¡ etanol 1 NAD1
Em seguida, calcule a variação de energia livre real, DG, 
quando a [acetaldeído] e a [NADH] forem de 1 M, e a [etanol] 
e a [NAD1] forem de 0,1 M. As semirreações relevantes e 
seus valores de E9° são:
(1) Acetaldeído 1 2H1 1 2e2 ¡ etanol
 E9º 5 20,197 V
(2) NAD1 1 2H1 1 2e2 ¡ NADH 1 H1
 E9º 5 20,320 V
Lembre-se que, por convenção, DE9° é o valor de E9° do 
aceptor de elétrons menos o E9° do doador de elétrons.
Solução: Como o acetaldeído é o aceptor dos elétrons (n 5 2) 
vindos do NADH, DE9° 5 20,197 V 2 (20,320 V) 5 0,123 
V. Portanto,
DG9º 5 2n DE9º 5 22(96,5 kJ/V · mol)(0,123 V)
5 223,7 kJ/mol
Esta é a variação de energia livre para a reação de oxidação-
-redução a 25°C e pH 7, quando acetaldeído, etanol, NAD1 
e NADH estão presentes em concentrações de 1,0 M.
Para calcular o DG quando a [acetaldeído] e a [NADH] 
forem de 1 M e a [etanol]e a [NAD1] forem de 0,1 M, utili-
zam-se a Equação 13-4 e a variação de energia livre padrão 
calculada acima:
[acetaldeído]
Esta é a variação de energia livre real dos pares redox nas 
concentrações especificadas.
A oxidação celular da glicose em dióxido de carbono 
requer transportadores de elétrons especializados
Os princípios da energética da oxidação-redução descritos 
anteriormente aplicam-se às muitas reações metabólicas 
que envolvem a transferência de elétrons. Por exemplo, em 
muitos organismos, a oxidação da glicose fornece energia 
para a síntese de ATP. A oxidação completa da glicose:
C6H12O6 1 6O2 ¡ 6CO2 1 6H2O
apresenta um DG9° de 22.840 kJ/mol. Esse valor indica 
uma liberação de energia livre muito maior do que a ne-
cessária para a síntese de ATP nas células (50 a 60 kJ/mol; 
ver Problema Resolvido 13-2). As células não convertem 
glicose em CO2 em uma única reação com elevada liberação 
de energia, mas sim por meio de uma série de reações con-
troladas, sendo que algumas delas são oxidações. A energia 
livre liberada nessas etapas de oxidação é da mesma ordem 
de magnitude que a necessária para a síntese de ATP a par-
tir de ADP, com alguma energia extra. Os elétrons removi-
dos nessas etapas de oxidação são transferidos para coenzi-
mas especializadas em transportar elétrons, como NAD1 e 
FAD (descritos a seguir).
Alguns tipos de coenzimas e proteínas servem como 
transportadores universais de elétrons
O grande número de enzimas que catalisam as oxida-
ções celulares direciona os elétrons das suas centenas de 
substratos diferentes para apenas alguns poucos tipos de 
transportadores de elétrons universais. A redução desses 
transportadores em processos catabólicos resulta na con-
versão de energia livre liberada pela oxidação do substrato. 
NAD, NADP, FMN e FAD são coenzimas solúveis em água 
que sofrem oxidações e reduções reversíveis em muitas das 
reações de transferência de elétrons do metabolismo. Os 
nucleotídeos NAD e NADP movem-se facilmente de uma 
enzima para outra; os nucleotídeos de flavina FMN e FAD 
em geral são fortemente ligados às enzimas, chamadas de 
flavoproteínas, para as quais eles servem de grupos pros-
téticos. As quinonas lipossolúveis como a ubiquinona e a 
plastoquinona atuam como transportadores de elétrons e 
doadores de prótons no meio não aquoso das membranas. 
As proteínas ferro-enxofre e citocromos, as quais têm gru-
pos prostéticos fortemente ligados e que sofrem oxidação e 
redução reversíveis, também atuam como transportadores 
de elétrons em muitas reações de oxidação-redução. Algu-
mas dessas proteínas são hidrossolúveis, enquanto outras 
são periféricas ou integrais de membrana (ver Figura 11-7).
Arremata este capítulo uma descrição de algumas ca-
racterísticas químicas das coenzimas nucleotídicas e de al-
gumas das enzimas (desidrogenases e flavoproteínas) que 
as utilizam. A química de oxidação-redução das quinonas, 
das proteínas ferro-enxofre e dos citocromos será discutida 
no Capítulo 19.
NADH e NADPH atuam com as desidrogenases como 
transportadores solúveis de elétrons
O dinucleotídeo de nicotinamida-adenina (NAD, de nicoti-
namide adenine dinucleotide; NAD1 na sua forma oxida-
da) e seu análogo dinucleotídeo de nicotinamida-adenina-
-fosfato (NADP, de nicotinamide adenine dinucleotide 
phosphate; NADP1 quando oxidado) são constituídos de 
dois nucleotídeos cujos grupos fosfato são unidos por uma 
ligação fosfoanidrido (Figura 13-24a). Como o anel de 
nicotinamida lembra a piridina, algumas vezes esses com-
postos são chamados de nucleotídeos de piridina. A 
vitamina niacina é a fonte da porção nicotinamida dessas 
moléculas.
As duas coenzimas sofrem redução reversível do anel 
de nicotinamida (Figura 13-24). Enquanto uma molécula 
do substrato sofre oxidação (desidrogenação), liberando 
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dois átomos de hidrogênio, a forma oxidada do nucleotídeo 
(NAD1 ou NADP1) recebe um íon hidreto (:H2, o equiva-
lente a um próton e dois elétrons) e é reduzida (a NADH 
ou NADPH). O segundo próton retirado do substrato é li-
berado para o solvente aquoso. As semirreações para esses 
cofatores nucleotídicos são
NAD1 1 2e2 1 2H1 ¡ NADH 1 H1
NADP1 1 2e2 1 2H1 ¡ NADPH 1 H1
A redução de NAD1 ou NADP1 converte o anel benzenoi-
de da porção nicotinamida (com uma carga positiva fixa 
no nitrogênio do anel) na forma quinoide (nitrogênio sem 
carga). Os nucleotídeos reduzidos absorvem luz a 340 nm, 
mas as formas oxidadas não (Figura 13-24b); essa diferença 
na absorção é utilizada pelos bioquímicos para analisar rea-
ções envolvendo essas coenzimas. Note que o sinal positivo 
nas abreviações NAD1 e NADP1 não indica a carga líquida 
dessas moléculas (na realidade, ambas são negativamente 
carregadas), mas sim que o anel de nicotinamida está em 
sua forma oxidada, com uma carga positiva no átomo de 
nitrogênio. Nas abreviações NADH e NADPH, o “H” indica o 
íon hidreto adicionado. Para referir-se a esses nucleotídeos 
sem especificar seu estado de oxidação, utilizam-se NAD e 
NADP.
A concentração total de NAD1 e NADH na maioria dos 
tecidos é de cerca de 10-5 M; a de NADP1 1 NADPH é em 
torno de 10-6 M. Em muitas células e tecidos, a relação en-
tre NAD1 (oxidado) e NADH (reduzido) é elevada, favore-
cendo a transferência do íon hidreto de um substrato para 
o NAD1, formando NADH. Por outro lado, NADPH geral-
mente está presente em maior concentração que NADP1, 
favorecendo a transferência do íon hidreto do NADPH 
para um substrato. Isso reflete as funções metabólicas 
especializadas das duas coenzimas: NAD1 geralmente 
atua em oxidações – como parte de uma reação catabó-
lica; NADPH é a coenzima comum em reduções – quase 
sempre como parte de uma reação anabólica. Algumas en-
zimas são capazes de utilizar ambas as coenzimas, mas a 
maioria demonstra uma forte preferência por uma em rela-
ção à outra. Além disso, os processos nos quais esses dois 
cofatores atuam são segregados em células eucarióticas: 
por exemplo, a oxidação de combustíveis como piruvato, 
ácidos graxos e a-cetoácidos derivados dos aminoácidos 
ocorre na matriz mitocondrial, enquanto os processos 
biossintéticos redutores, como a síntese de ácidos graxos, 
ocorrem no citosol. Essa especialização funcional e de lo-
calização permite que a célula mantenha dois grupos dis-
tintos de transportadores de elétrons com duas funções 
também distintas.
São conhecidas mais de 200 enzimas que catalisam rea-
ções em que NAD1 (ou NADP1) recebem um íon hidreto 
de um substrato reduzido, ou reações em que NADPH (ou 
NADH) doam um íon hidreto a um substrato oxidado. As 
reações gerais são:
AH2 1 NAD1 ¡ A 1 NADH 1 H1
A 1 NADPH 1 H1 ¡ AH2 1 NADP1
H
?
2H1
H
H1
C
A
1
N
NH2
H
?
N
C
NH2
B
O
H
C
A
NH2
N
B
O
H B
H HH
O
RR
Oxidado
(NAD 1)
Reduzido
(NADH)
CH2
POP
OH
H
O
H
H
OH
NH2
PO
O2
O
O O
P
O
CH2
OH
H
H
H
H
OH
O
O2O
Lado B
N
(b)
N
N
H
N
ou
NADH
(reduzido)
1
No NADP1 este grupo hidroxil
é esterificado com fosfato.
2e2
A
b
so
rb
ân
ci
a
NAD1
Lado A
(oxidado)
1,0
Comprimento de onda (nm)
0,0
220 240 260 280 300 320 340 360 380(a)
0,6
0,4
0,2
0,8
Adenina
FIGURA 1324 NAD e NADP. (a) O dinucleotídeo de nicotinamida-
-adenina, NAD1, e seu análogo fosforilado NADP1 sofrem redução a NADH 
e NADPH, recebendo um íon hidreto (dois elétrons e um próton) de um 
substrato oxidável. O íon hidreto é adicionado tanto à porção anterior (lado 
A) quando à porção posterior (lado B) do anel planar da nicotinamida (ver 
Tabela 13-8). (b) Espectro de absorção no UV de NAD1 e NADH. A redução 
do anel de nicotinamida gera uma banda de absorção ampla, com máximo 
em 340 nm. A produção de NADH durante uma reação enzimática pode ser 
convenientemente monitorada observando-se o aparecimento da banda de 
absorção em 340 nm (coeficiente de extinção molar: «340 5 6.200 M21cm21).
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534 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
nas quais AH2 é o substrato reduzido, e A é o substrato oxi-
dado. A nomenclatura geral para as enzimas desse tipo é 
oxidorredutase, também comumente chamadas de desi-
drogenases. Por exemplo, a álcool-desidrogenase catalisa a 
primeira etapa do catabolismo do etanol, em que o etanol é 
oxidado a acetaldeído:
Note que um dos átomos de carbono do etanol perdeu um 
hidrogênio; o composto foi oxidado de álcool a aldeído (ve-
rifique novamente na Figura 13-22 os estados de oxidação 
do carbono).
Quando NAD1 ou NADP1 estiver reduzido, em princí-
pio o íon hidreto poderia ser transferido para qualquer um 
dos lados do anel de nicotinamida: para a parte da frente 
(lado A) ou para a parte de trás (lado B), como represen-
tado na Figura 13-24a. Estudos com substratos marcados 
isotopicamente demonstraram que uma dada enzima pode 
catalisar transferências do tipo A ou do tipo B, mas nunca 
ambas. Por exemplo, a álcool-desidrogenase de leveduras e 
a lactato-desidrogenase de coração de vertebrados transfe-
rem um íon hidreto para o (ou removem um íon hidreto do) 
lado A do anel de nicotinamida; elas são classificadas como 
desidrogenases do tipo A, para distingui-las de outro grupo 
de enzimas que transferem um íon hidreto para o (ou remo-
vem um íon hidreto do) lado B do anel de nicotinamida (Ta-
bela 13-8). A especificidade por um lado ou por outro pode 
ser muito expressiva; por exemplo, a lactato-desidrogenase 
prefere o lado A, por um fator de 5 3 107! Os princípios para 
essa preferência têm como base a posição exata dos grupos 
enzimáticos envolvidos na ligação de hidrogênio com o gru-
po ¬CONH2 da nicotinamida.
A maioria das desidrogenases que utilizam NAD ou 
NADP liga o cofator em um domínio proteico conservado 
chamado de estrutura de Rossmann (de Michael Rossmann, 
que deduziu a estrutura da lactato-desidrogenase e foi o pri-
meiro a descrever esse motivo estrutural). A estrutura de 
Rossmann consiste, geralmente, em uma folha b com seis fi-
tas paralelas e quatro hélices a associadas (Figura 13-25).
A associação entre a desidrogenase e NAD ou NADP é 
relativamente fraca; a coenzima difunde-se facilmente de 
uma enzima para a outra, atuando como transportador hi-
drossolúvel de elétrons de um metabólito para outro. Por 
(a)
(b)
Estrutura de 
Rossmann 2
Estrutura de 
Rossmann 1
NAD
FIGURA 1325 A estrutura de Rossmann. Este motivo estrutural é en-
contrado no sítio de ligação a NAD de muitas desidrogenases. (a) Consiste 
em um par de motivos estruturalmente semelhantes (apenas um deles está 
mostrado aqui), cada um contendo três folhas b paralelas e duas hélices 
a (b-a-b-a-b). (b) Domínio de ligação ao nucleotídeo da enzima lactato-
-desidrogenase (derivado do PDB ID 3LDH) com NAD (estrutura em esfera-e-
-bastão) ligado, em uma conformação estendida, por ligações de hidrogênio 
e pontes salinas aos motivos b-a-b-a-b pareados da estrutura de Rossmann 
(sombras em vermelho e azul).
TABELA 138 Estereoespecificidade das desidrogenases que utilizam NAD
1
 ou NADP
1
 como coenzimas
Enzima Coenzima
Especificidade
estereoquímica para o anel
de nicotinamida (A e B) Página do texto
Isocitrato-desidrogenase NAD1 A 643
a-Cetoglutarato-desidrogenase NAD1 B 644
Glicose-6-fosfato-desidrogenase NADP1 B 577
Malato-desidrogenase NAD1 A 647
Glutamato-desidrogenase NAD1 ou NADP1 B 702
Gliceraldeído-3-fosfato-desidrogenase NAD1 B 553
Lactato-desidrogenase NAD1 A 563
Álcool-desidrogenase NAD1 A 565
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 535
exemplo, na produção de álcool durante a fermentação da 
glicose pelas células de leveduras, um íon hidreto é remo-
vido do gliceraldeído-3-fosfato por uma enzima (a gliceral-
deído-3-fosfato-desidrogenase, uma enzima tipo B) e trans-
ferido para NAD1. O NADH produzido deixa a superfície da 
enzima e difunde-se para outra enzima (a álcool-desidro-
genase, uma enzima tipo A), que transfere um íon hidreto 
para o acetaldeído, produzindo etanol:
Gliceraldeído-3-fosfato
Gliceraldeído-3-fosfato
fosfoglicerato
fosfoglicerato etanol
Acetaldeído etanol
acetaldeídoSoma:
Note que na reação global não existe produção ou consumo 
líquido de NAD1 ou NADH; as coenzimas atuam catalitica-
mente e são repetidamente recicladas sem variação líquida 
na concentração de NAD1 1 NADH.
A deficiência de niacina na dieta, a forma vitamínica de 
NAD e NADP, causa pelagra
Como mencionado no Capítulo 6, e ainda a ser esmiu-
çado nos capítulos seguintes, a maioria das coenzimas 
é derivada de substâncias chamadas de vitaminas. Os anéis 
semelhantes à piridina de NAD e NADP são derivados da 
vitamina niacina (ácido nicotínico; Figura 13-26), sinteti-
zada a partir do triptofano. Os humanos geralmente são in-
capazes de sintetizar quantidades suficientes de niacina, 
em especial as pessoas com dieta pobre em triptofano (p. 
ex., o milho tem baixo conteúdo de triptofano). A deficiên-
cia de niacina, que afeta todas as desidrogenases depen-
dentes de NAD(P), causa uma patologia humana grave cha-
mada de pelagra (“pele áspera”, em italiano) e uma doença 
relacionada, em caninos, chamada de língua negra. Essa 
patologia é caracterizada pelos “três D”: dermatite, diarreia 
e demência, em muitos casos, seguidas de morte. Há um 
século, a pelagra era uma doença comum entre humanos; 
no sul dos Estados Unidos, onde 
o milho era a base da dieta, 
aproximadamente 100.000 pes-
soas foram afetadas e em torno 
de 10.000 morreram em razão 
dessa doença, entre 1912 e 
1916. Em 1920, Joseph Goldber-
ger demonstrou que a pelagra é 
causada por uma deficiência na 
dieta, e em 1937, Frank Strong, 
D. Wayne Woolley e Conrad 
Elvehjem identificaram a niaci-
na como o agente curativo para 
a língua negra. A suplementação 
da dieta humana com esse pro-
duto de baixo custo erradicou a 
pelagra nas populações do mun-
do desenvolvido, com uma ex-
ceção significativa: as pessoas 
que sofrem de alcoolismo, ou as 
que ingerem quantidades signi-
ficativas de álcool. Nesses indi-
víduos, a absorção intestinal de 
niacina é muito reduzida, e as 
necessidades calóricas com fre-
quência são supridas pelo álcool 
contido nas bebidas destiladas, 
praticamente destituídas de vi-
taminas, inclusive niacina. Em 
algumas partes do mundo, in-
cluindo o Deccan Plateau na Ín-
dia, a pelagra ainda ocorre na 
população em geral, especial-
mente entre pessoas que vivem 
na pobreza. ■
Os nucleotídeos de flavina 
são fortemente ligados às 
flavoproteínas
As flavoproteínas (Tabela 13-
9) são enzimas que catalisam 
reações de oxidação-redução 
utilizando como coenzima tanto os mononucleotídeos de 
flavina (FMN, de flavin mononucleotides) quanto os di-
nucleotídeos de flavina-adenina (FAD, de flavin adenine 
dinucleotides) (Figura 13-27). Essas coenzimas, os nu-
cleotídeos de flavina, são derivadas da vitamina ribo-
flavina. A estrutura de anéis fusionados dos nucleotídeos 
de flavina (anel de isoaloxazina) sofre redução reversível, 
recebendo um ou dois elétrons na forma de um ou dois 
átomos de hidrogênio (cada átomo: um elétron mais um 
próton) de um substrato reduzido. As formas totalmen-
te reduzidas são abreviadas FADH2 e FMNH2. Quando um 
nucleotídeo de flavina totalmente oxidado recebe apenas 
um elétron (um átomo de hidrogênio), é produzida a for-
ma semiquinona do anel de isoaloxazina, abreviado como 
FADH• e FMNH•. Como os nucleotídeos de flavina possuem 
características químicas ligeiramente diferentes daquelas 
das coenzimas nicotinamidas – a capacidade de participar 
O
O2
N
C
O
N
NH2
1NH3
CH3
CH2 CH COO2C
N
N
N
H
Niacina
(ácido nicotínico)
Nicotina
Nicotinamida Triptofano
FIGURA 1326 Niacina (ácido nicotínico) e seu derivado nicotinami-
da. O precursor biossintético desses compostos é o triptofano. No labora-
tório, o ácido nicotínico foi produzido,pela primeira vez, por oxidação do 
produto natural, a nicotina – daí seu nome. Tanto o ácido nicotínico quanto 
a nicotinamida são capazes de curar a pelagra, mas a nicotina (do cigarro ou 
de outras fontes) não tem atividade curativa.
Frank Strong, 1908-1993
D. Wayne Woolley, 1914-1966
Conrad Elvehjem, 1901-1962
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536 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
na transferência de um ou dois elétrons – as flavoproteínas 
estão envolvidas em uma diversidade maior de reações do 
que as desidrogenases ligadas a NAD(P).
Assim como as coenzimas nicotinamidas (Figura 13-24), 
a redução dos nucleotídeos de flavina é acompanhada por 
uma mudança da sua principal banda de absorção de luz 
(mais uma vez útil aos bioquímicos que desejam monitorar 
reações envolvendo essas coenzimas). As flavoproteínas 
completamente reduzidas (que receberam dois elétrons) 
geralmente possuem um máximo de absorção em 360 nm. 
Quando parcialmente reduzidas (um elétron), elas apresen-
tam outro máximo de absorção em cerca de 450 nm; quan-
do totalmente oxidadas, a flavina tem um máximo em 370 
nm e 440 nm.
Na maioria das flavoproteínas, o nucleotídeo de flavina 
encontra-se fortemente ligado à proteína, e em algumas 
enzimas, como na succinato-desidrogenase, ele está liga-
do covalentemente. Essas coenzimas fortemente ligadas 
são apropriadamente chamadas de grupos prostéticos. 
Elas não transferem elétrons por difusão de uma enzima 
para a outra; em vez disso, elas fornecem um meio pelo 
qual as flavoproteínas podem reter os elétrons tempora-
riamente enquanto catalisam a transferência do elétron 
de um substrato reduzido para um aceptor de elétrons. 
Uma característica importante das flavoproteínas é a 
variabilidade do potencial de redução padrão (E9°) do 
nucleotídeo de flavina ligado. A forte associação entre a 
enzima e o grupo prostético confere ao anel de flavina 
um potencial de redução típico da flavoproteína em par-
ticular, algumas vezes bastante diferente do potencial de 
redução do nucleotídeo de flavina livre. O FAD ligado à 
succinato-desidrogenase, por exemplo, tem um valor de 
E9° próximo de 0,0 V, comparado com 20,219 V para o 
FAD livre; o valor de E9° para outras flavoproteínas varia 
de 20,40 V a 10,06 V. As flavoproteínas frequentemen-
te são muito complexas; algumas possuem, além de um 
nucleotídeo de flavina, íons inorgânicos fortemente liga-
dos (p. ex., ferro ou molibdênio) capazes de participar da 
transferência de elétrons.
Certas flavoproteínas têm funções bastante diferentes, 
como receptores de luz. Os criptocromos, família de fla-
voproteínas amplamente distribuídas nos filos eucarióticos, 
são responsáveis por mediar os efeitos da luz azul sobre o 
desenvolvimento das plantas e, nos mamíferos, os efeitos da 
luz sobre o ritmo circadiano (oscilações fisiológicas e bio-
TABELA 139 Algumas enzimas (flavoproteínas) que utilizam coenzimas 
de nucleotídeos de flavina
Enzima
Nucleotídeo 
de flavina
Página do 
texto
Acil-CoA-desidrogenase FAD 673
Di-hidrolipoil-desidrogenase FAD 637
Succinato-desidrogenase FAD 646
Glicerol-3-fosfato-desidrogenase FAD 759
Tiorredoxina-redutase FAD 917
NADH-desidrogenase (Complexo I) FMN 738–739
Glicolato-oxidase FMN 813
OH
N
H
H
OH
R
H
NH
HCOH
N
O
O
N
HCOH
HCOH
P
O
O
O
P O
O
H
N
N N
O
NH
N
NN O
R
NH
N
NN O
H O
H
H
FAD
FMN
1
•
2O
2O
Dinucleotídeo de flavina-adenina (FAD) e
mononucleotídeo de flavina (FMN)
CH2
NH2
CH2
CH2
CH3
CH3
Anel de isoaloxazina
H1 e2 1H1 e2CH3
CH3
N1
O2
FADH• (FMNH•)
(semiquinona)
CH3
CH3
FADH2 (FMNH2)
completamente reduzido
FIGURA 1327 Formas oxidadas e reduzidas de FAD e FMN. O FMN é 
a estrutura que está acima da linha pontilhada na estrutura do FAD (forma 
oxidada). Os nucleotídeos de flavina recebem dois átomos de hidrogênio 
(dois elétrons e dois prótons), ambos aparecem no sistema de anel da flavi-
na. Quando o FAD ou o FMN recebe apenas um átomo de hidrogênio, forma-
-se a semiquinona, um radical livre estável.
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 537
químicas em um período de 24 horas). Os criptocromos são 
homólogos de outra família de flavoproteínas, as fotoliases. 
Encontradas em bactérias e em eucariotos, as fotoliases 
utilizam a energia absorvida da luz para reparar defeitos 
químicos no DNA.
No Capítulo 19, serão estudadas as funções das flavo-
proteínas como transportadoras de elétrons, bem como 
suas funções na fosforilação oxidativa (em cloroplastos). As 
reações da fotoliase serão descritas no Capítulo 25.
RESUMO 13.4 Reações biológicas de oxidação-redução
 c Em muitos organismos, o processo central de conserva-
ção de energia é a oxidação gradual da glicose em CO2, 
de forma que parte da energia de oxidação é conservada 
no ATP à medida que os elétrons passam para o O2.
 c As reações biológicas de oxidação-redução podem ser 
descritas em termos de duas semirreações, cada uma 
com um potencial de redução padrão, E9°, característico.
 c Quando duas semicélulas eletroquímicas estão conecta-
das, cada uma contendo os componentes de uma semir-
reação, os elétrons tendem a fluir para a semicélula com 
o maior potencial de redução. A força dessa tendência 
é proporcional à diferença entre os dois potenciais de 
redução (DE), sendo uma função das concentrações das 
espécies oxidadas e reduzidas.
 c A variação de energia livre padrão para uma reação de 
oxidação-redução é diretamente proporcional à diferen-
ça dos potenciais de redução padrão das duas semicélu-
las: DG9° 5 2n DE9°.
 c Muitas reações biológicas de oxidação são desidroge-
nações em que um ou dois átomos de hidrogênio (H1 1 
e2) são transferidos de um substrato para um aceptor 
de hidrogênio. Reações de oxidação-redução em célu-
las vivas envolvem transportadores especializados de 
elétrons.
 c NAD e NADP são as coenzimas livremente difusíveis 
de muitas desidrogenases. Tanto NAD1 quanto NADP1 
aceitam dois elétrons e um próton.
 c FAD e FMN, os nucleotídeos de flavina, atuam como 
grupos prostéticos fortemente ligados às flavoproteínas. 
Eles são capazes de aceitar um ou dois elétrons e um ou 
dois prótons. As flavoproteínas também servem como 
receptores de luz em criptocromos e fotoliases.
Termos-chave
Os termos em negrito estão definidos no glossário.
autotrófico 501
heterotrófico 501
metabolismo 502
vias metabólicas 502
metabólito 502
metabolismo 
intermediário 502
catabolismo 502
anabolismo 502
constantes-padrão 
aparentes 507
clivagem homolítica 512
radical 512
clivagem heterolítica 512
nucleófilo 512
eletrófilo 512
carbânion 512
carbocátion 512
condensação aldólica 513
condensação de 
Claisen 513
cinases 516
potencial de fosforilação 
(DGp) 518
tioéster 521
adenilação 524
pirofosfatase 
inorgânica 524
nucleosídeo-difosfato-
cinase 526
adenilato-cinase 526
creatina-cinase 526
fosfágenos 527
polifosfato-cinase-1, 
-cinase-2 527
força eletromotriz 
(fem) 528
par conjugado redox 528
desidrogenação 529
desidrogenases 529
equivalente redutor 530
potencial de redução 
padrão (E9°) 530
nucleotídeo de 
piridina 532
oxidorredutase 534
flavoproteína 535
nucleotídeos de 
flavina 535
criptocromo 536
fotoliase 537
Leituras adicionais
Bioenergética e termodinâmica
Atkins, P.W. (1984) The Second Law, Scientific American Books, 
Inc., New York.
Discussão bem ilustrada e elementar da segunda lei e suas 
implicações.
Atkinson, D.E. (1977) Cellular Energy Metabolism and Its 
Regulation, Academic Press, Inc., New York.
Clássico tratamento do papel de ATP, ADP e AMP no controle da 
taxa do metabolismo.
Bergethon, P.R. (1998) The Physical Basis of Biochemistry, 
Springer Verlag, New York.
Os capítulos 11 ao 13 deste livro, e os livros de Tinoco e 
colaboradores e van Holde e colaboradores (listados na sequência), 
são excelentes referências gerais sobreGibbs do siste-
ma reagente, DH é a variação da entalpia do sistema, T é 
a temperatura absoluta, e DS é a variação na entropia do 
sistema. Por convenção, DS possui sinal positivo quando a 
entropia aumenta e DH, como mencionado anteriormente, 
possui sinal negativo quando o sistema libera calor para o 
meio. Qualquer uma dessas condições, típicas de processos 
 Nelson_6ed_book.indb 506 Nelson_6ed_book.indb 506 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 507
energeticamente favoráveis, tendem a tornar negativo o va-
lor de DG. De fato, o valor de DG de um sistema reagente 
espontâneo é sempre negativo.
A segunda lei da termodinâmica afirma que a entropia 
do universo aumenta durante todos os processos químicos 
e físicos, embora o aumento da entropia não ocorra necessa-
riamente no próprio sistema reagente. A organização pro-
duzida dentro das células, à medida que elas crescem e se 
dividem, é mais do que compensada pela desordem gerada 
no meio no curso do crescimento e da divisão (ver Quadro 
1-3, caso 2). Em resumo, os organismos vivos preservam sua 
organização interna por captarem a energia livre do meio 
na forma de nutrientes ou luz solar, e devolverem a ele uma 
quantidade de energia igual, na forma de calor e entropia.
As células necessitam de fontes de energia livre
As células são sistemas isotérmicos – elas funcionam es-
sencialmente em temperaturas constantes (e também em 
pressão constante). O fluxo de calor não é uma fonte de 
energia para as células, já que o calor é capaz de realizar 
trabalho somente quando passa por uma região ou por um 
objeto com temperatura inferior. A energia que as células 
podem e devem utilizar é a energia livre, descrita como uma 
função da energia livre de Gibbs, G, que permite predizer o 
sentido das reações químicas, sua posição de equilíbrio exa-
ta, e a quantidade de trabalho que elas podem (em teoria) 
realizar em temperatura e pressão constantes. As células 
heterotróficas adquirem energia livre a partir das moléculas 
de nutrientes, e as células fotossintetizantes adquirem ener-
gia livre da radiação solar absorvida. Os dois tipos de células 
tranformam essa energia livre em ATP e em outros com-
postos ricos em energia, capazes de fornecer energia para a 
realização de trabalho biológico em temperatura constante.
A variação da energia livre padrão está diretamente 
relacionada à constante de equilíbrio
A composição de um sistema reagente (uma mistura de 
reagentes e produtos químicos) tende à variação contínua 
até que o equilíbrio seja atingido. Nas concentrações de 
equilíbrio dos reagentes e dos produtos, as velocidades das 
reações direta e inversa são exatamente as mesmas, e não 
ocorre variação líquida adicional do sistema. As concentra-
ções dos reagentes e dos produtos no equilíbrio definem 
a constante de equilíbrio, Keq (p. 25). Na reação geral aA 1 
bB ∆ cC 1 dD, onde a, b, c e d são o número de molécu-
las de A, B, C e D que participam da reação, a constante de 
equilíbrio é dada por
 
(13-2)
onde [A], [B], [C] e [D] são as concentrações molares dos 
componentes da reação no ponto de equilíbrio.
Quando o sistema reagente não está em equilíbrio, a 
tendência em direção ao equilíbrio representa uma força 
motriz cuja intensidade pode ser expressa como a variação 
de energia livre para a reação, DG. Em condições-padrão 
(298 K 5 25°C), quando os reagentes e os produtos estão 
presentes em concentração igual a 1 M ou, para os gases, 
em pressão parcial de 101,3 quilopascais (kPa), ou 1 atm, a 
força que move o sistema na direção do equilíbrio é definida 
como a variação de energia livre padrão, DG°. Por esta de-
finição, o estado-padrão para as reações que envolvem íons 
hidrogênio é [H1] 5 1 M, ou pH 0. A maior parte das reações 
bioquímicas, no entanto, ocorre em soluções aquosas devi-
damente tamponadas em valores de pH próximos a 7; tanto 
o pH como a concentração da água (55,5 M) são essencial-
mente constantes.
CONVENÇÃOCHAVE: Para conveniência dos cálculos, os bio-
químicos definem o estado-padrão como diferente daquele 
utilizado por químicos e físicos: no estado-padrão bioquími-
co, [H1] é 1027 M (pH 7) e [H2O] é 55,5 M. Para as reações 
que envolvem Mg21 (que inclui a maioria daquelas nas quais 
o ATP é um reagente), a [Mg21] em solução é comumente 
considerada constante em 1 mM. ■
As constantes físicas com base nesse estado-padrão bio-
químico são chamadas de constantes-padrão aparentes 
e são escritas com uma apóstrofe (como DG9° e K9eq) para 
distingui-las das constantes não aparentes utilizadas pelos 
químicos e físicos. (Note que a maioria dos outros livros-
-texto usa o símbolo DG°9 em vez de DG9°. O uso de DG9°, 
recomendado por um comitê internacional de químicos e 
bioquímicos, visa enfatizar que a energia livre aparente, 
DG9, é o critério para o equilíbrio.) Por simplicidade, daqui 
por diante essas constantes aparentes serão chamadas de 
variações de energia livre padrão.
CONVENÇÃOCHAVE: Em uma outra convenção para simpli-
ficação utilizada pelos bioquímicos, quando H2O, H1 e/ou 
Mg21 são reagentes ou produtos, as suas concentrações não 
são incluídas nas equações, como na Equação 13-2, mas es-
tão incorporadas nas constantes K9eq e DG9°. ■
Assim como a K9eq é uma constante física característica 
para cada reação, DG9° também é uma constante. Conforme 
TABELA 131 Algumas constantes físicas e unidades utilizadas na 
termodinâmica
Constante de Boltzmann, k 5 1,381 3 10223 J/K
Número de Avogadro, N 5 6,022 3 1023 mol21
Constante de Faraday, 5 96.480 J/V · mol
Constante dos gases, R 5 8,315 J/mol · K
(5 1,987 cal/mol · K)
A unidade de DG e DH é J/mol (ou cal/mol)
A unidade de DS é J/mol · K (ou cal/mol · K)
1 cal 5 4,184 J
A unidade de temperatura absoluta, T, é o grau Kelvin, K
25°C 5 298 K
A 25°C, RT 5 2,478 kJ/mol
(5 0,592 kcal/mol)
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508 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
foi mencionado no Capítulo 6, existe uma relação simples 
entre K9eq e DG9°:
 DG9° 5 2RT ln K9eq (13-3)
A variação de energia livre padrão de uma reação quí-
mica é simplesmente uma forma matemática alternati-
va para expressar sua constante de equilíbrio. A Tabela 
13-2 mostra a relação entre DG9° e K9eq. Se a constante de 
equilíbrio para uma determinada reação for igual a 1,0, a 
variação de energia livre padrão dessa reação é igual a zero 
(o logaritmo natural de 1,0 é zero). Se a K9eq de uma reação 
for maior que 1,0, seu DG9° é negativo. Se K9eq for menor que 
1,0, seu DG9° é positivo. Como a relação entre DG9° e K9eq 
é exponencial, variações relativamente pequenas em DG9° 
correspondem a uma grande mudança em K9eq.
Pode ser útil pensar na variação de energia livre de ou-
tra forma. DG9° é a diferença entre o conteúdo de energia 
livre dos produtos e o conteúdo de energia livre dos rea-
gentes, em condições-padrão. Quando DG9° é negativo, os 
produtos contêm menos energia livre do que os reagen-
tes e a reação ocorrerá espontaneamente em condições-
-padrão; todas as reações químicas tendem a seguir no 
sentido que resulta em um decréscimo na energia livre do 
sistema. Um valor positivo de DG9° significa que os produ-
tos da reação contêm mais energia livre do que os reagen-
tes, e essa reação tenderá a seguir no sentido inverso, se 
iniciarmos com concentrações iguais a 1,0 M para todos os 
componentes (condições-padrão). A Tabela 13-3 resume 
esses pontos.
PROBLEMA RESOLVIDO 131 Cálculo de DG9°
Calcule a variação de energia livre padrão da reação catali-
sada pela enzima fosfoglicomutase:
Glicose-1-fosfato ∆ glicose-6-fosfato
sendo que, iniciando a reação com 20 mM de glicose-1-
-fosfato e ausência de glicose-6-fosfato, o equilíbrio final da 
mistura a 25°C e pH 7,0 contém 1,0 mM de glicose-1-fosfato 
e 19 mM de glicose-6-fosfato. A reação no sentido da for-
mação de glicose-6-fosfato ocorre com perda ou ganho de 
energia livre?bioquímica física, com boas 
discussões das aplicações da termodinâmica em bioquímica.
Edsall, J.T. & Gutfreund, H. (1983) Biothermodynamics: The 
Study of Biochemical Processes at Equilibrium, John Wiley & Sons, 
Inc., New York.
Hammes, G. (2000) Thermodynamics and Kinetics for the 
Biological Sciences, John Wiley & Sons, Inc., New York.
Claramente escrita, bem ilustrada com exemplos e problemas 
excelentes.
Harold, F.M. (1986) The Vital Force: A Study of Bioenergetics, W. 
H. Freeman and Company, New York.
Bela e clara discussão sobre a termodinâmica em processos 
biológicos.
Harris, D.A. (1995) Bioenergetics at a Glance, Blackwell Science, 
Oxford.
Haynie, D.T. Biological Thermodynamics, Cambridge University 
Press, Cambridge.
Loewenstein, W.R. The Touchstone of Life: Molecular 
Information, Cell Communication, and the Foundations of Life, 
Oxford University Press, New York.
Discussão primorosamente escrita sobre relação entre a entropia 
e a informação.
Nicholls, D.G. & Ferguson, S.J. (2002) Bioenergetics 3, Academic 
Press, Inc., New York.
Discussão clara, bem ilustrada, de nível intermediário sobre a 
teoria da bioenergética e os mecanismos das transduções de energia.
Tinoco, I., Jr., Sauer, K., Wang, J.C., & Puglisi, J.D. (2002) 
Physical Chemistry: Principles and Applications in Biological 
Sciences, 4th ed, Prentice-Hall, Inc., Upper Saddle River, NJ.
Os capítulos 2 ao 5 envolvem termodinâmica.
 Nelson_6ed_book.indb 537 Nelson_6ed_book.indb 537 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
538 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
van Holde, K.E., Johnson, C., & Ho, P.S. (2006) Principles of 
Physical Biochemistry, 2nd ed, Prentice-Hall, Inc., Upper Saddle 
River, NJ.
Os capítulos 2 e 3 são especialmente relevantes.
Lógica química e reações bioquímicas comuns
Frey, P.A. (2001) Radical mechanisms of enzymatic catalysis. Annu. 
Rev. Biochem. 70, 121–148.
Uma pesquisa muito útil sobre as reações que ocorrem via radical 
livre.
Frey, P.A. & Hegeman, A.D. (2006) Enzymatic Reaction 
Mechanisms, Oxford University Press, New York.
Uma fonte oficial e atualizada sobre as reações que ocorrem em 
sistemas vivos.
Gutteridge, A. & Thornton, J.M. (2005) Understanding nature’s 
catalytic toolkit. Trends Biochem. Sci. 11, 622–629.
Kraut, D.A., Carroll, K.S., & Herschlag, D. (2003) Challenges 
in enzyme mechanism and energetics. Annu. Rev. Biochem. 72, 
517–571.
Um bom resumo sobre os princípios da catálise enzimática, tal 
como atualmente entendida e o que ainda não é compreendido.
Transferência de grupos fosforil e ATP
Alberty, R.A. (1994) Biochemical thermodynamics. Biochim. 
Biophys. Acta 1207, 1–11.
Explica a diferença entre as equações bioquímicas e químicas, 
além do cálculo e do significado das propriedades termodinâmicas 
transformadas para o ATP e outros campostos fosforilados.
Bridger, W.A. & Henderson, J.F. (1983) Cell ATP, John Wiley & 
Sons, Inc., New York.
A química do ATP, seu papel na regulação do metabolismo e suas 
funções catabólicas e anabólicas.
Brown, M.R.W. & Kornberg, A. (2004) Inorganic polyphosphate 
in the origin and survival of species. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101, 
16,085–16,087.
Fraley, C.D., Rashid, M.H., Lee, S.S.K., Gottschalk, R., 
Harrison, J., Wood, P.J., Brown, M.R.W., & Kornberg, A. 
(2007) A polyphosphate kinase 1 (ppk1) mutant of Pseudomonas 
aeruginosa exhibits multiple ultrastructural and functional defects. 
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104, 3526–3531.
Frey, P.A. & Arabshahi, A. (1995) Standard free-energy change 
for the hydrolysis of the a-b-phosphoanhydride bridge in ATP. 
Biochemistry 34, 11,307–11,310.
Hanson, R.W. (1989) The role of ATP in metabolism. Biochem. 
Educ. 17, 86–92.
Resumo excelente da química e da biologia do ATP.
Kalckar, H.M. (1991) Fifty years of biological research: from 
oxidative phosphorylation to energy requiring transport regulation. 
Annu. Rev. Biochem. 60, 1–37.
Uma discussão em nível intermediário sobre a história dos 
estudos do ATP, em que o autor era o personagem principal.
Kornberg, A. (1999) Inorganic polyphosphate: a molecule of many 
functions. Annu. Rev. Biochem. 68, 89–125.
Lipmann, F. (1941) Metabolic generation and utilization of 
phosphate bond energy. Adv. Enzymol. 11, 99–162.
Clássica discussão sobre o papel dos compostos de fosfato de alta-
energia na biologia.
Pullman, B. & Pullman, A. (1960) Electronic structure of energy-
rich phosphates. Radiat. Res., Suppl. 2, 160–181.
Discussão avançada sobre a química do ATP e outros compostos 
ricos em energia.
Rees, D.C. & Howard, J.B. (1999) Structural bioenergetics and 
energy transduction mechanisms. J. Mol. Biol. 293, 343–350.
Discussão sobre as bases estruturais para o acoplamento eficiente 
de dois processos energéticos através de mudanças em estados 
conformacionais.
Veech, R.L., Lawson, J.W.R., Cornell, N.W., & Krebs, H.A. 
(1979) Cytosolic phosphorylation potential. J. Biol. Chem. 254, 
6538–6547.
Determinação experimental das concentrações de ATP, de ADP 
e de Pi no cérebro, no músculo e no fígado, e também uma discussão 
sobre as dificuldades em determinar a real variação de energia para a 
síntese de ATP nas células.
Westheimer, F.H. (1987) Why nature chose phosphates. Science 
235, 1173–1178.
Uma descrição química sobre a adequação química única dos 
ésteres de fosfato e dos anidridos nas reações metabólicas.
Reações biológicas de oxidação-redução
Cashmore, A.R., Jarillo, J.A., Wu, Y.J., & Liu, D. (1999) 
Cryptochromes: blue light receptors for plants and animals. Science 
284, 760–765.
Dolphin, D., Avramovic, O., & Poulson, R. (eds). (1987) 
Pyridine Nucleotide Coenzymes: Chemical, Biochemical, and 
Medical Aspects, John Wiley & Sons, Inc., New York.
Excelente coleção com dois volumes de revisões oficiais. Entre as 
mais úteis estão os capítulos do Kaplan, Westheimer, Veech e Ohno e 
Ushio.
Fraaije, M.W. & Mattevi, A. (2000) Flavoenzymes: diverse 
catalysts with recurrent features. Trends Biochem. Sci. 25, 126–132.
Hosler, J.P., Ferguson-Miller, S., & Mills, D.S. (2006) Energy 
transduction: proton transfer through the respiratory complexes. 
Annu. Rev. Biochem. 75, 165–187.
Massey, V. (1994) Activation of molecular oxygen by flavins and 
flavoproteins. J. Biol. Chem. 269, 22,459–22,462.
Breve revisão sobre a química das interações entre flavina-
oxigênio em flavoproteínas.
Rees, D.C. (2002) Great metalloclusters in enzymology. Annu. Rev. 
Biochem. 71, 221–246.
Uma revisão avançada sobre os tipos de aglomerados de íons 
metálicos encontrados em enzimas e seus modos de ação.
Roehm, K.-H. (2001) Electron carriers: proteins and cofactors in 
oxidative phosphorylation. In Encyclopedia of Life Sciences, John 
Wiley & Sons, Inc./Wiley InterScience, www.els.net.
Uma boa visão global sobre as diferentes classes de 
transportadores de elétrons que participam da respiração.
Williams, R.E. & Bruce, N.C. (2002) New uses for an old en-
zyme—the old yellow enzyme family of flavoenzymes. Microbiology 
148, 1607–1614.
Problemas
1. Variações na entropia durante o desenvolvimento 
do ovo. Considere um sistema consistindo em um ovo em 
uma incubadora. A clara e a gema do ovo contêm proteínas, 
carboidratos e lipídeos. Se fertilizado, o ovo é transformado 
de uma única célula em um organismo complexo. Discuta esse 
processo irreversível em termos da variação de entropia do sis-
tema, do meio e do universo. Não esqueça de definir primeiro, 
claramente, o sistema e o meio.
2. Cálculo do DG9° de uma constante de equilíbrio. Cal-
cule a variação de energia livre padrão para cada uma das se-
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guintes reações enzimáticas, metabolicamente importantes, 
utilizando as constantes de equilíbrio dadas para as reações a 
25°C e pH 7,0.
3. Cálculo da constante de equilíbrio a partir do DG9°. 
Calcule a constante de equilíbrio K9eq para cada uma das rea-
çõesseguintes a pH 7,0 e 25°C, usando os valores de DG9° na 
Tabela 13-4.
4. Determinação experimental de K9eq e DG9°. Se uma so-
lução de glicose-1-fosfato de 0,1 M a 25°C é incubada com uma 
quantidade catalítica de fosfoglicomutase, a glicose-1-fosfato é 
transformada em glicose-6-fosfato. No equilíbrio, as concentra-
ções dos componentes da reação são
Calcule K9eq e DG9° para essa reação.
5. Determinação experimental de DG9° para a hidrólise 
de ATP. Uma medida direta da variação da energia livre pa-
drão associada com a hidrólise de ATP é tecnicamente difícil, já 
que é complicado medir com precisão a quantidade mínima de 
ATP remanescente no equilíbrio. No entanto, o valor de DG9° 
pode ser calculado indiretamente, a partir das constantes de 
equilíbrio de duas outras reações enzimáticas com constantes 
de equilíbrio menos favoráveis:
Glicose-6-fosfato 1 H2O ¡ glicose 1 Pi K9eq 5 270
ATP 1 glicose ¡ ADP 1 glicose-6-fosfato K9eq 5 890
Usando essa informação para as constantes de equilíbrio deter-
minadas a 25°C, calcule a energia livre padrão para a hidrólise 
de ATP.
6. Diferença entre DG9° e DG. Considere a seguinte inter-
conversão, que ocorre na glicólise (Capítulo 14):
Frutose-6-fostato ∆ glicose-6-fosfato
 K9eq 5 1,97
(a) Qual é o DG9° para a reação (K9eq medido a 25°C)?
(b) Se a concentração de frutose-6-fosfato é ajustada para 
1,5 M e a da glicose-6-fosfato é ajustada para 0,5 M, qual é o DG?
(c) Por que DG9° e DG são diferentes?
7. Energia livre de hidrólise do CTP. Compare a estrutu-
ra do nucleosídeo trifosfato CTP com a estrutura do ATP.
Trifosfato de adenosina (ATP)
OH
N
H
H
OH
H
O
OP O
O2
H
N
N NO
O
P
O2
O
O
P
O2
2O CH2
NH2
Trifosfato de citidina (CTP)
O
OH
H
H
OH
H
O
OP O
O2
H
NH
N
O
O
P
O2
O
O
P
O2
2O CH2
NH2
Agora prediga os valores de K9eq e DG9° para a seguinte reação:
ATP 1 CDP ¡ ADP 1 CTP
8. Dependência de DG em relação ao pH. A energia livre 
liberada pela hidrólise do ATP em condições-padrão é 230,5 
kJ/mol. Se ATP é hidrolisado em condições-padrão, porém em 
pH 5,0, a energia livre liberada é maior ou menor? Explique. 
Use o gráfico interativo para explorar essa relação. 
9. O DG9° para reações acopladas. Glicose-1-fosfato é con-
vertida em frutose-6-fosfato em duas reações sucessivas:
Glicose-1-fosfato ¡ glicose-6-fosfato
Glicose-6-fosfato ¡ frutose-6-fosfato
Usando os valores de DG9° da Tabela 13-4, calcule a constante 
de equilíbrio, K9eq, para a soma das duas reações:
Glicose-1-fosfato S frutose-6-fosfato
10. Efeito da relação [ATP]/[ADP] sobre a energia livre 
de hidrólise do ATP. Utilizando a Equação 13-4, construa o 
gráfico DG contra ln Q (razão da ação das massas) a 25°C para 
as concentrações de ATP, ADP e Pi dadas na tabela abaixo. 
DG9° para a reação é 230,5 kJ/mol. Use o resultado do gráfico 
para explicar por que o metabolismo é regulado para manter 
alta a razão [ATP]/[ADP].
Concentração (mM)
ATP 5 3 1 0,2 5
ADP 0,2 2,2 4,2 5,0 25
Pi 10 12,1 14,1 14,9 10
11. Estratégia para superar reações desfavoráveis: aco-
plamento químico dependente de ATP. A fosforilação da gli-
cose a glicose-6-fosfato é a etapa inicial no catabolismo da glico-
se. A fosforilação direta da glicose por Pi é descrita pela equação
Glicose 1 Pi ¡ glicose-6-fosfato 1 H2O
 DG9° 5 13,8 kJ/mol
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540 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
(a) Calcule a constante de equilíbrio para a reação a 37°C. 
No hepatócito de rato, as concentrações fisiológicas de glicose 
e Pi são mantidas a 4,8 mM, aproximadamente. Qual é a con-
centração de equilíbrio de glicose-6-fosfato obtida pela fosfori-
lação direta da glicose por Pi? Esta reação representa um passo 
metabólico aceitável para o catabolismo da glicose? Explique.
(b) Em princípio, pelo menos uma forma de aumentar a 
concentração de glicose-6-fosfato é direcionar o equilíbrio da 
reação para a direita elevando as concentrações intracelula-
res de glicose e Pi. Assumindo uma concentração fixa de Pi em 
4,8 mM, quão elevada teria que ser a concentração de glicose 
intracelular para gerar uma concentração de equilíbrio de gli-
cose-6-fosfato de 250 mM (a concentração fisiológica normal)? 
Esse caminho seria fisiologicamente aceitável, dado que a solu-
bilidade máxima da glicose é menor que 1 M?
(c) A fosforilação da glicose na célula está acoplada à hi-
drólise de ATP; isto é, parte da energia livre da hidrólise de 
ATP é usada para fosforilar a glicose:
Calcule K9eq a 37°C para a reação global. Para a fosforilação 
da glicose dependente de ATP, qual é a concentração de gli-
cose necessária para atingir uma concentração intracelular de 
250 mM de glicose-6-fosfato quando as concentrações de ATP 
e ADP são de 3,38 mM e 1,32 mM, respectivamente? Esse pro-
cesso de acoplamento produz uma rota adequada, pelo menos 
em princípio, para a fosforilação da glicose na célula? Explique.
(d) Embora o acoplamento da hidrólise de ATP à fosforila-
ção de glicose faça sentido termodinamicamente, ainda não foi 
especificado como esse acoplamento ocorre. Dado que o aco-
plamento requer um intermediário comum, uma rota possível 
é o uso da hidrólise do ATP para elevar a concentração intrace-
lular de Pi e assim impulsionar a fosforilação desfavorável da 
glicose por Pi. Essa rota é viável? (Pense sobre a solubilidade 
dos intermediários metabólicos.)
(e) A fosforilação da glicose acoplada ao ATP é catalisa-
da em hepatócitos pela enzima glicocinase. Essa enzima liga 
ATP e glicose formando um complexo glicose-ATP-enzima, e o 
grupo fosforil é transferido diretamente do ATP para a glicose. 
Explique as vantagens dessa rota.
12. Cálculos de DG9° para as reações acopladas ao 
ATP. A partir dos dados na Tabela 13-6, calcule o valor de 
DG9° para as seguintes reações.
(a) Fosfocreatina 1 ADP ¡ creatina 1 ATP
(b) ATP 1 frutose ¡ ADP 1 frutose-6-fosfato
13. Acoplamento da hidrólise de ATP a uma reação 
desfavorável. Para explorar as consequências do acoplamen-
to da hidrólise de ATP a uma reação bioquímica termodinami-
camente desfavorável, em condições fisiológicas, considere a 
transformação hipotética X S Y, em que DG9° 5 20,0 kJ/mol.
(a) Qual é a razão [Y]/[X] no equilíbrio?
(b) Suponha que X e Y participem de uma sequência de rea-
ções durante a hidrólise de ATP em ADP e Pi. A reação global é
X 1 ATP 1 H2O ¡ Y 1 ADP 1 Pi
Calcule a relação [Y]/[X] para essa reação no equilíbrio. Assuma 
que a temperatura é de 25°C e as concentrações no equilíbrio 
de ATP, ADP e Pi são de 1 M.
(c) Sabe-se que [ATP], [ADP] e [Pi] não são 1 M em condi-
ções fisiológicas. Calcule [Y]/[X] para a reação acoplada ao ATP 
quando os valores de [ATP], [ADP] e [Pi] são aqueles encontra-
dos nos miócitos de ratos (Tabela 13-5).
14. Cálculos de DG em concentrações fisiológicas. Cal-
cule o DG real fisiológico para a reação
Fosfocreatina 1 ADP ¡ creatina 1 ATP
a 37°C, como ocorre no citosol dos neurônios, com 4,7 mM de 
fosfocreatina, 1,0 mM de creatina, 0,73 mM de ADP e 2,6 mM 
de ATP.
15. Energia livre necessária para a síntese de ATP em 
condições fisiológicas. No citosol de hepatócitos de ratos, a 
temperatura é de 37°C e a razão da ação das massas, Q, é
Calcule a energia livre necessária para a síntese de ATP em um 
hepatócito de rato.
16. Lógica química. Na via glicolítica, um açúcar de seis 
carbonos (frutose-1,6-bifosfato) é clivado para formar dois 
açúcares de três carbonos, que sofrem metabolismo adicional 
(ver Figura 14-6). Nesta via, ocorre isomerização da glicose-6-
-fosfato a frutose-6-fosfato (mostrada abaixo) dois passos an-
tes da reação de clivagem (o passo seguinte é a fosforilação de 
frutose-6-fosfato a frutose-1,6-bifosfato [p. 549]).
OH H
C
C
O
C
C
C
H
HHO
OH H
OH H
22
CH2OPO3
H
C
C
OH HC
H
C
C
O
HO
OH H
OH H
22
CH2OPO3
Glicose-6-fosfato Frutose-6-fosfato
Fosfoexose-
-isomerase
O que a isomerização faz a partir de uma perspectiva bioquí-
mica? (Dica: considere o quepoderia acontecer se a ligação de 
clivagem C¬C procedesse sem a isomerização.)
17. Mecanismos de reação enzimática I. A lactato-
-desidrogenase é uma das muitas enzimas que necessitam de 
NADH como coenzima. Ela catalisa a conversão de piruvato 
em lactato:
NADH 1 H1 NAD1
HCHO
C
O2O
C
O O2
C O lactato-
-desidrogenase
CH3CH3
Piruvato L-Lactato
Represente o mecanismo dessa reação (mostre setas da 
trajetória dos elétrons). (Dica: esta é uma reação comum por 
todo o metabolismo; o mecanismo é semelhante àquele ca-
talisado por outras desidrogenases que usam NADH, como a 
álcool-desidrogenase.)
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 541
18. Mecanismos de reação enzimática II. As reações 
bioquímicas frequentemente parecem mais complicadas do 
que elas realmente são. Na via das pentoses-fosfato (Capítulo 
14), sedoeptulose-7-fosfato e gliceraldeído-3-fosfato reagem 
formando eritrose-4-fosfato e frutose-6-fosfato em uma reação 
catalisada pela transaldolase.
1
Gliceraldeído-3-
-fosfato
Eritrose-4-
-fosfato
Frutose
6-fosfato
Transaldolase
O
C
1
H
C
CH2OPO3
22
H OH
CH OH
C
CH2OPO3
22
H OHC
CH2OPO3
22
H OH
C
O H
CH OH
CHO H
Sedoeptulose-7-
-fosfato
CH OH
CH OH
C
CH2OPO3
22
H OH
CHO H
CH2OH
C O
CH2OH
C O
Represente um mecanismo para essa reação (mostre setas da 
trajetória dos elétrons). (Dica: olhe mais uma vez as condensa-
ções aldólicas, e então considere o nome dessa enzima.)
19. A utilização diária de ATP por humanos adultos.
(a) Um total de 30,5 kJ/mol de energia livre é necessário 
para sintetizar ATP a partir de ADP e Pi quando os reagentes 
e produtos estão a concentrações de 1 M e a temperatura é 
de 25°C (estado-padrão). Como as concentrações fisiológicas 
reais de ATP, ADP e Pi não são de 1 M, e a temperatura é de 
37°C, a energia livre necessária para sintetizar ATP em con-
dições fisiológicas é diferente do DG9°. Calcule a energia livre 
necessária para sintetizar ATP no hepatócito humano quando 
as concentrações fisiológicas de ATP, ADP e Pi são de 3,5, 1,5 e 
5,0 mM, respectivamente.
(b) Um adulto de 68 kg requer uma ingesta calórica de 
2.000 kcal (8.360 kJ) de alimento por dia (24 horas). O alimen-
to é metabolizado e a energia livre é utilizada para sintetizar 
ATP, que por sua vez fornece energia para o trabalho quími-
co e mecânico diário do corpo. Assumindo que a eficiência de 
conversão da energia do alimento em ATP é de 50%, calcule a 
massa de ATP usada por um humano adulto em 24 horas. Qual 
a porcentagem da massa corporal que esse valor representa?
(c) Embora indivíduos adultos sintetizem uma grande 
quantidade de ATP diariamente, sua massa corporal, estrutu-
ra e composição não varia significativamente durante esse pe-
ríodo. Explique essa aparente contradição.
20. Taxas de reciclagem dos fosfatos g e b do ATP. Se 
uma quantidade pequena de ATP marcado com fósforo radiati-
vo na posição terminal, [g32P]ATP, for adicionada a um extrato 
de levedura, cerca de metade da radioatividade do 32P é encon-
trada no Pi em poucos minutos, mas a concentração de ATP 
permanece inalterada. Explique. Se o mesmo experimento é 
realizado utilizando ATP marcado com 32P na posição central, 
[b32P]ATP, o 32P não aparece em Pi em tão curto período de 
tempo. Por quê?
21. A clivagem de ATP em AMP e PPi durante o meta-
bolismo. A síntese da forma ativada do acetato (acetil-CoA) é 
realizada em um processo dependente de ATP:
Acetato 1 CoA 1 ATP ¡ acetil-CoA 1 AMP 1 PPi
(a) O DG9° para a hidrólise de acetil-CoA em acetato e CoA 
é 232,2 kJ/mol e o para a hidrólise de ATP em AMP e PPi é 
230,5 kJ/mol. Calcule o DG9° para a síntese dependente de 
ATP de acetil-CoA.
(b) Quase todas as células contêm a enzima pirofosfata-
se inorgânica, que catalisa a hidrólise de PPi em Pi. Qual o 
efeito da presença dessa enzima na síntese de acetil-CoA? 
Explique.
22. Energia para o bombeamento de H1. As células pa-
rietais que recobrem o estômago contêm “bombas” na mem-
brana que transportam íons hidrogênio do citosol (pH 7,0) 
para o estômago, contribuindo para acidificar o suco gástrico 
(pH 1,0). Calcule a energia livre necessária para transportar 
1 mol de íons hidrogênio por essas bombas. (Dica: consultar 
Capítulo 11.) Assuma uma temperatura de 37°C.
23. Potenciais de redução padrão. O potencial de redu-
ção padrão, E9°, de qualquer par redox é definido para a reação 
da semicélula:
agente oxidante 1 n elétrons ¡ agente redutor
Os valores de E9° para os pares conjugados redox NAD1/NADH 
e piruvato/lactato são 20,32 V e 20,19 V, respectivamente.
(a) Qual par redox apresenta a maior tendência em perder 
elétrons? Explique.
(b) Qual é o agente oxidante mais forte? Explique.
(c) Iniciando com reagentes e produtos em concentrações 
iguais a 1 M, em pH 7,0 e a 25°C, em qual sentido a reação se-
guinte ocorrerá?
Piruvato 1 NADH 1 H1 ∆ lactato 1 NAD1
(d) Qual é a variação de energia livre padrão (DG9°) para a 
conversão de piruvato em lactato?
(e) Qual a constante de equilíbrio (K9eq) para essa reação?
24. Extensão da energia da cadeia respiratória. A 
transferência de elétrons na cadeia respiratória mitocondrial 
pode ser representada pela equação da reação global
(a) Calcule DE9° para a reação global da transferência de 
elétrons mitocondrial. Use os valores de E9° da Tabela 13-7.
(b) Calcule DG9° para essa reação.
(c) Quantas moléculas de ATP podem teoricamente ser 
geradas por essa reação se a energia livre para a síntese de ATP 
nas condições celulares é de 52 kJ/mol?
25. Dependência da força eletromotriz sobre as con-
centrações. Calcule a força eletromotriz (em volts) regis-
trada por um eletrodo imerso em uma solução contendo as 
seguintes misturas de NAD1 e NADH em pH 7,0 e 25°C, com 
relação à semicélula de E9° 0,0 V.
(a) 1,0 mM NAD1 e 10 mM NADH
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(b) 1,0 mM NAD1 e 1,0 mM NADH
(c) 10 mM NAD1 e 1,0 mM NADH
26. A afinidade por elétrons dos compostos. Relacione 
as seguintes substâncias em ordem crescente de tendência em 
receber elétrons: (a) a-cetoglutarato 1 CO2 (gerando isocitra-
to); (b) oxaloacetato; (c) O2; (d) NADP1.
27. Sentido das reações de oxidação-redução. Qual das 
reações a seguir você esperaria que ocorresse no sentido re-
presentado, em condições-padrão, na presença das enzimas 
apropriadas?
(a) Malato 1 NAD1 ¡ oxaloacetato 1 NADH 1 H1
(b) Acetoacetato 1 NADH 1 H1 ¡
 b-hidroxibutirato 1 NAD1
(c) Piruvato 1 NADH 1 H1 ¡ lactato 1 NAD1
(d) Piruvato 1 b-hidroxibutirato ¡
 actato 1 acetoacetato
(e) Malato 1 piruvato ¡ oxaloacetato 1 lactato
(f) Acetaldeído 1 succinato ¡ etanol 1 fumarato
Problema de análise de dados
28. A termodinâmica pode ser complicada. A termodi-
nâmica é uma área de estudo desafiadora e com muitas opor-
tunidades para confusão. Um exemplo interessante é encon-
trado em um artigo dos pesquisadores Robinson, Hampson, 
Munro e Vaney, publicado no periódico Science em 1993. Ro-
binson e colaboradores estudaram o movimento de pequenas 
moléculas entre células vizinhas do sistema nervoso, por meio 
de canais entre as células (junções tipo fenda). Eles demons-
traram que o corante amarelo Lucifer (pequena molécula car-
regada negativamente) e a biocitina (pequena molécula zwit-
teriônica) movem-se em apenas um sentido entre dois tipos 
particulares de células da glia (célula não neuronal do sistema 
nervoso). O corante injetado em astrócitos passaria rapida-
mente para astrócitos, oligodendrócitos ou células de Müller 
adjacentes, mas o corante injetado em oligodendrócitos ou 
em células de Müller passaria lentamente, se passasse, para 
os astrócitos. Todos esses tipos celulares estão conectados por 
junções tipo fenda.
Embora este não tenha sido o ponto central do artigo, os 
autores apresentaram um modelo molecular de como esse 
transporteem sentido único deve ocorrer, como demonstrado 
em sua Figura 3:
Astrócito
Astrócito
Oligodendrócito
Oligodendrócito
(A)
(B)
Lê-se na legenda da figura: “Modelo de difusão do coran-
te em sentido único entre oligodendrócitos e astrócitos aco-
plados, com base nas diferenças de diâmetro dos poros de 
conexão. Como um peixe em uma armadilha, as moléculas de 
corante (círculos pretos) passam de um astrócito para um oli-
godendrócito (A), mas não são capazes de voltar no sentido 
oposto (B)”.
Embora esse artigo tenha passado pela revisão de uma re-
vista científica muito respeitada, foram enviadas várias cartas 
ao editor (1994), mostrando que o modelo de Robinson e cola-
boradores violara a segunda lei da termodinâmica.
(a) Explique como o modelo viola a segunda lei. Dica: con-
sidere o que aconteceria com a entropia do sistema com con-
centrações iniciais iguais de corante nos astrócitos e oligoden-
drócitos, conectados pelas junções tipo fenda semelhantes à 
“armadilha de peixe”.
(b) Explique por que esse modelo não funciona para molé-
culas pequenas, embora permita apanhar peixes.
(c) Explique por que uma armadilha de peixe funciona 
para peixes.
(d) Forneça dois mecanismos plausíveis para o transporte 
em sentido único das moléculas de corante entre as células que 
não violem a segunda lei da termodinâmica.
Referências
Letters to the editor. (1994) Science 265, 1017–1019.
Robinson, S.R., Hampson, E.C.G.M., Munro, M.N., & 
Vaney, D.I. (1993) Unidirectional coupling of gap junctions 
between neuroglia. Science 262, 1072–1074. 
 Nelson_6ed_book.indb 542 Nelson_6ed_book.indb 542 03/04/14 07:4303/04/14 07:43Solução: Primeiro calcula-se a constante de equilíbrio:
[glicose-6-fosfato]
[glicose-1-fosfato]
Agora, é possível calcular a variação de energia livre padrão:
Como a variação de energia livre padrão é negativa, a con-
versão de glicose-1-fosfato em glicose-6-fosfato ocorre com 
perda (liberação) de energia livre. (Para a reação inversa, 
o DG9° contém a mesma magnitude, mas o sinal oposto.)
A Tabela 13-4 fornece a variação de energia livre padrão 
para algumas reações químicas representativas. Note que a 
hidrólise de ésteres simples, amidas, peptídeos e glicosíde-
os, assim como os rearranjos e as eliminações, ocorre com 
variações relativamente pequenas de energia livre padrão, 
enquanto a hidrólise de anidridos ácidos é acompanhada 
pelo decréscimo relativamente grande da energia livre pa-
drão. A oxidação completa de compostos orgânicos como a 
glicose ou o palmitato em CO2 e H2O, reações que requerem 
muitas etapas nas células, resulta em um decréscimo muito 
grande da energia livre padrão. No entanto, as variações de 
energia livre padrão, como aquelas da Tabela 13-4, indicam 
o quanto de energia livre está disponível a partir de uma 
reação em condições-padrão. Para descrever a energia li-
berada sob as condições existentes nas células, é essencial 
uma expressão para a variação de energia livre real.
TABELA 132 Relação entre as constantes de equilíbrio e as variações de 
energia livre das reações químicas
K9eq
DG9°
(kJ/mol) (kcal/mol)*
103
217,1 24,1
102
211,4 22,7
101
25,7 21,4
 1 0,0 0,0
1021 5,7 1,4
1022 11,4 2,7
1023 17,1 4,1
1024 22,8 5,5
1025 28,5 6,8
1026 34,2 8,2
* Embora joules e quilojoules sejam as unidades padrão de energia e as utilizadas 
neste texto, algumas vezes os bioquímicos e nutricionistas expressam os valores 
de DG9° em quilocalorias por mol. Consequentemente, foram incluídos valores 
tanto em quilojoules como em quilocalorias nesta tabela e nas Tabelas 13-4 e 
13-6. Para converter quilojoules em quilocalorias, divida o número de quilojoules 
por 4,184.
TABELA 133 Relação entre os valores de K9eq e DG9° e o sentido das 
reações químicas
Quando K9eq é... DG9° é...
Iniciando com 1 M de todos os 
componentes, a reação...
. 1,0 negativo ocorre no sentido direto
1,0 zero está no equilíbrio
, 1,0 positivo ocorre no sentido inverso
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 509
A variação de energia livre real depende das 
concentrações dos reagentes e dos produtos
É preciso ter cuidado ao distinguir entre duas grandezas 
diferentes: a variação de energia livre real, DG, e a varia-
ção de energia livre padrão, DG9°. Cada reação química 
possui uma variação de energia livre padrão característi-
ca, que pode ser positiva, negativa ou nula, dependendo 
da constante de equilíbrio da reação. A variação de ener-
gia livre padrão nos diz em que sentido e até onde uma 
dada reação deve seguir para atingir o equilíbrio quando 
a concentração inicial de cada componente é 1,0 M, 
em pH 7,0, temperatura de 25°C e pressão de 101,3 kPa 
(1 atm). Assim, DG9° é constante, tendo um valor carac-
terístico e imutável para uma dada reação. No entanto, 
a variação da energia livre real, DG, é uma função das 
concentrações dos reagentes e produtos e da tempera-
tura que prevalece durante a reação, e nenhum desses 
parâmetros será necessariamente igual às condições-pa-
drão, como definidas anteriormente. Além disso, o DG de 
qualquer reação que ocorra espontaneamente em direção 
ao seu equilíbrio é sempre negativo, torna-se menos ne-
gativo ao longo da reação, e é zero no ponto de equilíbrio, 
indicando que não pode mais ser realizado trabalho pela 
reação.
DG e DG9° para uma determinada reação aA 1 bB ∆ 
cC 1 dD estão relacionados pela equação
 
(13-4)
na qual os termos em vermelho são aqueles que realmente 
prevalecem no sistema em observação. A concentração dos 
termos nessa equação expressa o efeito comumente cha-
mado de ação das massas, e o termo [C]c[D]d/[A]a[B]b é cha-
mado de razão da ação das massas, Q. Assim, a Equação 
13-4 pode ser expressa como DG 5 DG9° 1 RT ln Q. Como 
exemplo, supõe-se que a reação A 1 B ∆ C 1 D esteja 
TABELA 134 Variações de energia livre padrão de algumas reações químicas
Tipo de reação
DG9°
(kJ/mol) (kcal/mol)
Reações de hidrólise
Anidridos de ácidos
Anidrido acético 1 H2O ¡ 2 acetato
ATP 1 H2O ¡ ADP 1 Pi
ATP 1 H2O ¡ AMP 1 PPi
PPi 1 H2O ¡ 2Pi
UDP-glicose 1 H2O ¡ UMP 1 glicose-1-fosfato
291,1
230,5
245,6
219,2
243,0
221,8
27,3
210,9
24,6
210,3
Ésteres
Acetato de etila 1 H2O ¡ etanol 1 acetato
Glicose-6-fosfato 1 H2O ¡ glicose 1 Pi
219,6
213,8
24,7
23,3
Amidas e peptídeos
Glutamina 1 H2O ¡ glutamato 1 NH1
4
Glicilgliena 1 H2O ¡ 2 glicina
214,2
29,2
23,4
22,2
Glicosídeos
Maltose 1 H2O ¡ 2 glicose
Lactose 1 H2O ¡ glicose 1 galactose
215,5
215,9
23,7
23,8
Rearranjos
Glicose-1-fosfato ¡ glicose-6-fosfato
Frutose-6-fosfato ¡ glicose-6-fosfato
27,3
21,7
21,7
20,4
Eliminação de água
Malato ¡ fumarato 1 H2O 3,1 0,8
Oxidação com oxigênio molecular
Glicose 1 6O2 ¡ 6CO2 1 6H2O
Palmitato 1 23O2 ¡ 16CO2 1 16H2O
22.840
29.770
2686
22.338
 Nelson_6ed_book.indb 509 Nelson_6ed_book.indb 509 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
510 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
ocorrendo em condições-padrão de temperatura (25°C) e 
pressão (101,3 kPa), mas que as concentrações de A, B, C 
e D não sejam iguais e nenhum dos componentes esteja 
presente na concentração-padrão de 1,0 M. Para determi-
nar a variação de energia livre real, DG, nessa condição não 
padrão de concentração à medida que a reação ocorre da 
esquerda para a direita, simplesmente aplicam-se as con-
centrações reais de A, B, C e D na Equação 13-4; os valo-
res de R, T e DG9° são os valores-padrão. DG é negativo e 
se aproxima do zero à medida que a reação evolui, já que 
as concentrações reais de A e B diminuem e as concentra-
ções de C e D aumentam. Note que quando a reação está 
no equilíbrio – quando não há mais força que estimule a 
reação em nenhum dos sentidos e DG é zero – a Equação 
13-4 reduz-se a
ou
DG9° 5 2RT ln K9eq
que é a equação que relaciona a variação de energia livre 
padrão e a constante de equilíbrio (Equação 13-3).
O critério para avaliar a espontaneidade de uma reação 
é o valor de DG, e não de DG9°. Uma reação com DG9° po-
sitivo pode ocorrer no sentido direto se o DG for negativo. 
Isto é possível se o termo RT ln ([produtos]/[reagentes]) na 
Equação 13-4 for negativo e possuir valor absoluto maior 
que DG9°. Por exemplo, a remoção imediata dos produtos 
de uma reação pode manter a relação [produtos]/[reagen-
tes] muito abaixo de 1, de forma que o termo RT ln ([produ-
tos]/[reagentes]) apresenta um grande valor negativo. DG9° 
e DG são expressões da quantidade máxima de energia li-
vre que uma dada reação pode teoricamente liberar – uma 
quantidade de energia que poderia ser utilizável apenas me-
diante a presença de um dispositivo muito eficiente para 
captá-la ou dirigi-la. Já que tal dispositivo não é factível 
(parte da energia sempre é perdida para a entropia durante 
qualquer processo), a quantidade de trabalho realizada pela 
reação a temperatura e pressão constantes é sempre menor 
que a quantidade teoricamente disponível.
Outro ponto importante é que algumas reações termo-
dinamicamente favoráveis (ou seja, reações em que o DG9° 
é grande e negativo) não ocorrem em velocidades mensu-
ráveis. Por exemplo, a combustão da lenha em CO2 e H2O é 
muito favorável termodinamicamente, mas a lenha perma-
nece estável por anos já que a energia de ativação (ver Fi-
guras 6-2 e 6-3) para a reação de combustão é maior do que 
a energia disponível à temperatura ambiente. Se a energia 
de ativação necessária é fornecida (p. ex., por um fósforo 
aceso), a combustão terá início, convertendo a madeira nos 
produtos mais estáveis CO2 e H2O, e liberando energia nasformas de calor e luz. O calor liberado por essa reação exo-
térmica fornece a energia de ativação para a combustão das 
regiões vizinhas à lenha; o processo é autopropagável.
Em células vivas, as reações que seriam extremamente 
lentas, caso não fossem catalisadas, prosseguem não pelo 
fornecimento de calor adicional, mas sim pela redução da 
energia de ativação pelo uso de enzimas. Uma enzima for-
nece uma via de reação alternativa com energia de ativação 
menor do que a reação não catalisada, de tal forma que, à 
temperatura ambiente, uma grande fração das moléculas 
de substrato possui energia térmica suficiente para supe-
rar a barreira de ativação, aumentando drasticamente a 
velocidade da reação. A variação de energia livre para 
uma reação é independente da via pela qual a reação 
ocorre; ela depende apenas da natureza e das concentra-
ções dos reagentes iniciais e produtos finais. Portanto, as 
enzimas não podem alterar as constantes de equilíbrio; 
mas o que elas fazem é aumentar a velocidade pela qual a 
reação ocorre no sentido determinado pela termodinâmica 
(ver Seção 6.2).
As variações de energia livre padrão são aditivas
No caso de duas reações químicas sequenciais, A ∆ B 
e B ∆ C, cada reação possui sua própria constante de 
equilíbrio e cada uma possui sua variação de energia livre 
padrão característica, DG91° e DG92°. Como as duas reações 
são sequenciais, B é cancelado, resultando na reação geral 
A ∆ C, que possui sua própria constante de equilíbrio 
e, consequentemente, sua própria variação de energia livre 
padrão, DG9°total. Os valores de DG9° de reações químicas 
sequenciais são aditivos. Para a reação geral A ∆ C, o 
DG9°total é a soma das variações de energia livre padrão indi-
viduais, DG91° e DG92°, das duas reações separadas: DG9°total 5 
DG91° 1 DG92°.
Este princípio da bioenergética explica como uma reação 
termodinamicamente desfavorável (endergônica) pode 
ocorrer no sentido direto, acoplando-a a uma reação alta-
mente exergônica, por meio de um intermediário comum. 
Por exemplo, a síntese de glicose-6-fosfato é o primeiro 
passo na utilização de glicose em muitos organismos:
Glicose 1 Pi ¡ glicose-6-fosfato 1 H2O
 DG9º 5 13,8 kJ/mol
O valor positivo de DG9° indica que, em condições-padrão, a 
reação não tenderá a ocorrer espontaneamente no sentido 
representado. Outra reação celular, a hidrólise de ATP em 
ADP e Pi, é muito exergônica:
ATP 1 H2O S ADP 1 Pi DG9º 5 230,5 kJ/mol
Essas duas reações compartilham os intermediários co-
muns, Pi e H2O, e podem ser expressas como reações se-
quenciais:
 Nelson_6ed_book.indb 510 Nelson_6ed_book.indb 510 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 511
A variação de energia livre padrão global é obtida pelo so-
matório dos valores de DG9° para as reações individuais:
DG9º 5 13,8 kJ/mol 1 (230,5 kJ/mol) 5 2 16,7 kJ/mol
A reação global é exergônica. Neste caso, a energia arma-
zenada no ATP é utilizada para promover a síntese de gli-
cose-6-fosfato, ainda que sua formação a partir de glicose e 
fosfato inorgânico (Pi) seja endergônica. A via de formação 
de glicose-6-fosfato a partir de glicose pela transferência de 
grupo fosforil do ATP é diferente das reações (1) e (2) des-
critas anteriormente, embora o resultado final seja equiva-
lente ao somatório das duas reações. Nos cálculos termodi-
nâmicos, tudo o que importa é o estado do sistema no início 
e no final do processo; o caminho entre os estados inicial e 
final é irrelevante.
Foi mencionado que DG9° é uma forma de expressar a 
constante de equilíbrio para uma reação. Para a reação (1) 
anterior,
Note que a H2O não está incluída nessa expressão, e assu-
me-se que a sua concentração (55,5 M) mantém-se inalte-
rada durante a reação. A constante de equilíbrio para a hi-
drólise de ATP é
Portanto, a constante de equilíbrio para as duas reações 
acopladas é
Este cálculo ilustra um ponto importante sobre as cons-
tantes de equilíbrio: embora os valores de DG9° para duas 
reações cujo somatório resulte em uma terceira sejam adi-
tivos, o K9eq para a reação global é o produto dos valores 
dos K9eq individuais das duas reações. As constantes de 
equilíbrio são multiplicativas. Devido ao acoplamento da 
hidrólise de ATP à síntese de glicose-6-fosfato, o K9eq para 
a formação de glicose-6-fosfato a partir de glicose aumenta 
na ordem de 2 3 105.
Esta estratégia envolvendo intermediários comuns é 
utilizada por todas as células vivas na síntese de interme-
diários metabólicos e de componentes celulares. Obviamen-
te, a estratégia funciona apenas se compostos como o ATP 
estiverem continuamente disponíveis. Nos capítulos se-
guintes, serão consideradas algumas das mais importantes 
vias celulares para a produção de ATP.
RESUMO 13.1 Bioenergética e termodinâmica
 c As células vivas realizam trabalho constantemente. 
Elas necessitam de energia para manter suas estru-
turas altamente organizadas, sintetizar componentes 
celulares, gerar correntes elétricas e muitos outros 
processos.
 c A bioenergética é o estudo quantitativo das relações de 
energia e conversões energéticas em sistemas biológi-
cos. As transformações biológicas de energia obedecem 
às leis da termodinâmica.
 c Todas as reações químicas são influenciadas por duas 
forças: a tendência de atingir o estado de ligação mais 
estável (para o qual a entalpia, H, é uma expressão útil) 
e a tendência de atingir o mais alto grau de desordem, 
expresso pela entropia, S. A força motriz líquida de uma 
reação é o DG, a variação de energia livre, que represen-
ta o efeito líquido desses dois fatores: DG 5 DH 2 TDS.
 c A variação de energia livre padrão aparente, DG9°, é 
uma constante física característica para uma dada rea-
ção e pode ser calculada a partir da constante de equilí-
brio da reação: DG9° 5 2RT ln K9eq.
 c A variação de energia livre real, DG, é uma variável 
que depende de DG9° e das concentrações dos reagen-
tes e dos produtos: DG 5 DG9° 1 RT ln([produtos]/
[reagentes]).
 c Quando DG é elevado e negativo, a reação tende a se-
guir no sentido direto; quando DG é elevado e positivo, a 
reação tende a seguir no sentido inverso; quando DG 5 
zero, o sistema está em equílibrio.
 c A variação de energia livre de uma reação é independen-
te da via pela qual a reação ocorre. As variações de ener-
gia livre são aditivas; a reação química final resultante 
de sucessivas reações que compartilham intermediários 
comuns possui uma variação de energia livre global que 
é a soma dos valores de DG para as reações individuais.
13.2 Lógica química e reações bioquímicas comuns
As transduções biológicas de energia abordadas neste 
livro são reações químicas. A química celular não abran-
ge todo tipo de reação estudada em um curso típico de 
química orgânica. Quais reações ocorrem em sistemas 
biológicos e quais não é algo determinado por (1) sua re-
levância para um sistema metabólico em particular e (2) 
sua velocidade. As duas considerações são importantes no 
formato das vias metabólicas que serão estudadas ao longo 
deste livro. Uma reação relevante é aquela que faz uso de 
um substrato disponível e o converte em um produto útil. 
No entanto, mesmo uma reação potencialmente relevante 
pode não ocorrer. Algumas transformações químicas são 
muito lentas (possuem energias de ativação muito altas) 
para contribuir com os sistemas vivos, mesmo com a ajuda 
de poderosos catalisadores enzimáticos. As reações que 
ocorrem nas células representam uma “caixa de ferra-
mentas” que a evolução teria utilizado para construir as 
vias metabólicas que contornam as reações “impossíveis”. 
Aprender a reconhecer as reações plausíveis pode ser uma 
ótima ajuda para desenvolver um conhecimento profundo 
em bioquímica.
 Nelson_6ed_book.indb 511 Nelson_6ed_book.indb 511 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
512 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
Mesmo assim, o número de reações metabólicas que ocor-
rem em uma célula típica pode parecerexagerado. A maior 
parte das células tem a capacidade de realizar milhares de 
reações específicas, catalisadas por enzimas: por exemplo, 
a transformação de um nutriente simples como a glicose em 
aminoácidos, nucleotídeos ou lipídeos; a extração de energia 
a partir da oxidação de combustíveis; ou a polimerização de 
subunidades monoméricas em macromoléculas.
Para estudar essas reações, é essencial alguma organi-
zação. Existem padrões na química da vida; você não preci-
sa estudar todas as reações individuais para compreender a 
lógica molecular da bioquímica. A maior parte das reações 
nas células vivas pertence a uma das cinco categorias ge-
rais: (1) reações que criam ou quebram ligações carbono-
-carbono; (2) rearranjos internos, isomerizações e elimina-
ções; (3) reações com radicais livres; (4) transferência de 
grupos; e (5) oxidação-redução. A seguir, cada uma dessas 
categorias será discutida em maior detalhe. Nos capítulos 
posteriores, serão citados alguns exemplos de cada tipo de 
reação. Note que os cinco tipos de reações não são mutua-
mente excludentes; por exemplo, uma reação de isomeri-
zação pode envolver um intermediário do tipo radical livre.
No entanto, antes de dar continuidade, é preciso revi-
sar dois princípios químicos básicos. Primeiro, uma ligação 
covalente consiste em um par de elétrons compartilhados, 
e a ligação pode ser rompida, em geral, de duas formas (Fi-
gura 13-1). Na clivagem homolítica, cada átomo deixa 
a ligação na forma de um radical, carregando um elétron 
desemparelhado. Na clivagem heterolítica, que é a mais 
comum, um átomo retém os dois elétrons da ligação. As 
espécies mais frequentemente geradas quando as ligações 
C¬C e C¬H são clivadas estão ilustradas na Figura 13-1. 
Carbânions, carbocátions e íons hidreto são altamente ins-
táveis; como será visto, essa instabilidade caracteriza a quí-
mica desses íons.
O segundo princípio básico é que muitas reações bio-
químicas envolvem interações entre nucleófilos (grupos 
funcionais ricos em elétrons e capazes de doá-los) e ele-
trófilos (grupos funcionais deficientes em elétrons e que 
os procuram). Os nucleófilos doam elétrons e combinam-
-se com os eletrófilos. Nucleófilos e eletrófilos comuns em 
biologia estão representados na Figura 13-2. Note que 
um átomo de carbono pode agir tanto como um nucleófilo 
quanto um eletrófilo, dependendo das ligações e dos grupos 
funcionais que o rodeiam.
Reações que criam ou quebram ligações carbono-carbono. A cliva-
gem heterolítica de uma ligação C¬C gera um carbânion e 
um carbocátion (Figura 13-1). Inversamente, a formação 
de uma ligação C¬C envolve a combinação de um carbâ-
C C
Radicais de carbono
C 1 C
C H
PrótonCarbânion
C 1 HClivagem
heterolítica
C H
Radical
de carbono
C 1 HClivagem
homolítica
C H
HidretoCarbocátion
C 1
C C
CarbocátionCarbânion
C 1 C
Átomo de H
H
–
–
–
+
+
+
:
:
:
. .
. .
FIGURA 131 Dois mecanismos para a clivagem de uma ligação C¬C 
ou C¬H. Em uma clivagem homolítica, cada átomo mantém um dos elé-
trons da ligação, resultando na formação de radicais de carbono (carbonos 
contendo elétrons não pareados) ou átomos de hidrogênio não carregados. 
Em uma clivagem heterolítica, um dos átomos retém os dois elétrons da li-
gação. Isso pode resultar na formação de carbânions, carbocátions, prótons 
ou íons hidreto.
Nucleófilos Eletrófilos
NHN ::
S–:
C–:
O–H :
O–: C
O
R:
N
+
C
H
R:
H+
R:
P
R:
Fósforo de um
grupo fosfato
Próton
Sulfidril carregada
negativamente
Carbânion
Grupo amino
descarregado
Imidazol
Íon hidróxido
O–
O–
–O O
Oxigênio negativamente 
carregado (como em um 
grupo hidroxil 
desprotonado ou um 
ácido carboxílico ionizado)
Átomo de carbono de 
um grupo carbonil (o 
oxigênio mais 
eletronegativo do grupo 
carbonil retira elétrons 
do carbono)
Grupo imino protonado 
(ativado devido ao ataque 
nucleofílico ao carbono 
pela protonação da imina)
N
:
FIGURA 132 Nucleófilos e eletrófilos comuns em reações bioquími-
cas. Os mecanismos de reações químicas, que descrevem a formação e a 
quebra de ligações covalentes, estão representados por pontos e setas cur-
vas, uma convenção informalmente conhecida como “trajetória do elétron”. 
Uma ligação covalente consiste em um par de elétrons compartilhado. Os 
elétrons importantes para o mecanismo da reação, que não participam da li-
gação, estão representados por pontos (:). As setas curvas ( ) representam 
o movimento do par de elétrons. Para o movimento de um único elétron 
(como em uma reação com radical livre), é usada uma seta de ponta única 
(tipo anzol) ( ). A maioria dos passos da reação envolve um par de elé-
trons não compartilhado.
 Nelson_6ed_book.indb 512 Nelson_6ed_book.indb 512 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 513
nion nucleofílico e um carbocátion eletrofílico. Carbânions 
e carbocátions geralmente são tão instáveis que a sua for-
mação como intermediários de reação pode ser energetica-
mente inacessível, mesmo com catálise enzimática. Para a 
finalidade da bioquímica celular, essas reações impossíveis 
– a não ser que seja fornecido um auxílio químico na forma 
de grupos funcionais contendo átomos eletronegativos (O 
e N) que podem alterar a estrutura eletrônica dos átomos 
de carbonos adjacentes, de modo a estabilizar e facilitar a 
formação dos intermediários carbânion e carbocátion.
Os grupos carbonil são particularmente importantes 
nas transformações químicas das vias metabólicas. O áto-
mo de carbono de um grupo carbonil possui uma carga 
positiva parcial devido à propriedade de retirar elétrons 
do oxigênio carbonílico, sendo portanto um carbono ele-
trofílico (Figura 13-3a). Um grupo carbonil pode então 
facilitar a formação de um carbânion em um carbono adja-
cente por deslocar as cargas negativas do carbânion (Figu-
ra 13-3b). Um grupo imino (ver Figura 1-16) pode ter uma 
função similar (Figura 13-3c). A capacidade de deslocar 
elétrons dos grupos carbonil e imino pode ainda ser poten-
cializada por catálise ácida ou por um íon metálico, como o 
Mg21 (Figura 13-3d).
A importância do grupo carbonil é evidente nas três 
principais classes de reações em que ligações C¬C são for-
madas ou quebradas (Figura 13-4): condensações aldóli-
cas, condensação de Claisen e descarboxilações. Em cada 
tipo de reação, um intermediário carbânion é estabilizado 
por um grupo carbonil, e em muitos casos outro grupo car-
bonil fornece o eletrófilo com o qual o carbânion nucleofí-
lico reage.
A condensação aldólica é uma rota comum para a 
formação de ligações C¬C; a reação da aldolase na glicó-
lise, que converte um composto de seis átomos de carbono 
em dois compostos de três átomos de carbono, é o inverso 
de uma condensação aldólica (ver Figura 14-6). Em uma 
condensação de Claisen, o carbânion é estabilizado pelo 
carbonil de um tioéster adjacente; um exemplo é a sínte-
se de citrato no ciclo do ácido cítrico (ver Figura 16-9). A 
descarboxilação também envolve, geralmente, a geração 
de um carbânion estabilizado por um grupo carbonil; um 
exemplo é a reação da acetoacetato-descarboxilase, que 
leva à formação de corpos cetônicos durante o catabolismo 
dos ácidos graxos (ver Figura 17-19). Todas as vias meta-
bólicas estão organizadas em torno da introdução de um 
grupo carbonil em uma localização particular, de modo que 
uma ligação carbono-carbono adjacente possa ser formada 
ou clivada. Em algumas reações, uma imina ou um cofator 
especializado, como piridoxal-fosfato, exerce a função de 
retirar elétrons do grupo carbonil.
O intermediário carbocátion que ocorre em algumas 
reações que formam ou clivam ligações C¬C é gerado pela 
eliminação de um grupo de saída muito bom, como o pi-
rofosfato (ver as reações de transferência de grupos, a se-
guir). Um exemplo é a reação da preniltransferase (Figura 
13-5), uma etapa inicial na via de biossíntese do colesterol.
Rearranjos internos, isomerizações e eliminações. Outro tipo co-
mum dereação celular é um rearranjo intramolecular em 
que a redistribuição de elétrons resulta em alterações de 
muitos tipos diferentes, sem alterar o estado de oxidação 
global da molécula. Por exemplo, grupos diferentes em 
uma molécula podem sofrer oxidação-redução, sem variar 
o estado líquido de oxidação da molécula; grupos conten-
do ligação dupla podem sofrer um rearranjo cis-trans; ou 
as posições das ligações duplas podem ser mudadas. Um 
exemplo de uma isomerização envolvendo oxidação-redu-
ção é a formação de frutose-6-fosfato a partir de glicose-6-
C(a)
O
C C C· C(b)
O O
(c) C CC
NH2
C C C
NH2
·
Me2
(d) C
O
HA
C
O
FIGURA 133 Propriedades químicas do grupo carbonil. (a) O átomo 
de carbono de um grupo carbonil é um eletrófilo devido à capacidade de 
retirar elétrons do átomo de oxigênio eletronegativo, resultando em uma 
estrutura em que o carbono tem carga positiva parcial. (b) No interior de 
uma molécula, o deslocamento dos elétrons para um grupo carbonil facilita 
e estabiliza a formação de um carbânion em um carbono adjacente. (c) As 
iminas atuam como os grupos carbonil, facilitando a retirada dos elétrons. 
(d) Os grupos carbonil não atuam sempre sozinhos; sua capacidade como 
escoadouro de elétrons frequentemente é potencializada pela interação 
com um íon metálico (Me21, como Mg21) ou com um ácido (HA).
1
2R1 C
Condensação aldólica
C
O R2
H
C
R3
R4
O
H1
R1 C C
O R2
H
C
R3
R4
OH
CoA-S C
Condensação de Claisen
C
O H
H
C
R1
S — R2
S — R2H
O
H1
CoA-S C C
O H
H
C
R1
O
R C
Descarboxilação de um b-ceto ácido
C
O H
H
C
O
O2
H1
R C C
O H
H
H CO2
2
FIGURA 134 Algumas reações comuns de formação e quebra de li-
gações C¬C em sistemas biológicos. Tanto para a condensação aldólica 
como para a condensação de Claisen, um carbânion atua como nucleófilo 
e o carbono de um grupo carbonil atua como eletrófilo. O carbânion é es-
tabilizado em cada caso por outro grupo carbonil no carbono adjacente ao 
carbânion. Na reação de descarboxilação, um carbânion é formado no car-
bono sombreado em azul quando o CO2 é liberado. A reação não ocorreria 
em velocidade adequada sem o efeito estabilizador do carbonil adjacente 
ao carbânion. Em qualquer lugar em que um carbânion é mostrado, assume-
-se também a presença de uma ressonância estabilizadora com o carbonil 
adjacente, como representado na Figura 13-3b. Uma imina (Figura 13-3c) ou 
outro grupo removedor de elétrons (incluindo certos cofatores enzimáticos 
como o piridoxal) pode substituir o grupo carbonil na estabilização dos car-
bânions.
 Nelson_6ed_book.indb 513 Nelson_6ed_book.indb 513 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
514 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
-fosfato na glicólise (Figura 13-6; esta reação é discutida 
em detalhes no Capítulo 14): C-1 é reduzido (aldeído para 
álcool) e C-2 é oxidado (álcool para cetona). A Figura 13-
6b mostra os detalhes dos movimentos dos elétrons neste 
tipo de isomerização. Um rearranjo cis-trans está ilustrado 
na reação da prolil-cis-trans-isomerase no enovelamento 
de certas proteínas (ver Figura 4-8). Uma simples mudan-
ça de uma ligação C“C ocorre durante o metabolismo do 
ácido oleico, um ácido graxo comum (ver Figura 17-10). 
Alguns exemplos espetaculares de reposicionamento de 
duplas ligações ocorrem na biossíntese do colesterol (ver 
Figura 21-33).
Um exemplo de uma reação de eliminação que não afeta 
o estado de oxidação global é a perda de água por um ál-
cool, resultando na introdução de uma ligação C“C:
R C C
H H
OH
R1
H2O
H
H
C
H2O H
R
C
R1
Reações similares podem resultar de eliminações em aminas.
Reações envolvendo radicais livres. Antigamente considerada 
rara, a clivagem homolítica de ligações covalentes com ge-
ração de radicais livres é, atualmente, encontrada em uma 
ampla gama de processos bioquímicos. Alguns exemplos 
são: isomerizações que fazem uso de adenosilcobalamina 
(vitamina B12) ou S-adenosilmetionina, que são iniciadas 
com um radical 59-desoxiadenosil (ver a reação da metil-
malonil-CoA-mutase no Quadro 17-2); certas reações de 
descarboxilação iniciadas por radicais (Figura 13-7); al-
gumas reações da redutase, como a catalisada pela ribonu-
PPiIsopentenil-
-pirofosfato
P2O
O
O2
PO O C
O
O2
Dimetilalil-pirofosfato
C
CH3
CH3
”≈
≈C ≈
H2
H
H1
”
C
C
CH3
CH3
” ≈
HP2O
1C
O
O2
PO O C
O
O2
Isopentenil-pirofosfato Carbocátion dimetil-alílico
C
CH3
H2
CH2
≈ ≈≈C
≈H2
HH
C ≈≈
Geranil-pirofosfato
P2O
O
O2
PO O
O
O2
FIGURA 135 Os carbocátions na formação da ligação carbono-car-
bono. Em uma das primeiras etapas da biossíntese do colesterol, a enzima 
preniltransferase catalisa a condensação de isopentenil-pirofosfato e dimetil-
-pirofosfato, formando geranil-pirofosfato (ver Figura 21-36). A reação é ini-
ciada pela eliminação do pirofosfato do dimetil-pirofosfato para gerar um 
carbocátion, estabilizado por ressonância com a ligação C“C adjacente.
H 1C 2C
B1
H
O OH
Glicose-6-fosfato
B2
H
C C
H
O OH
C
OH
H
C
H
OH
C
H
OH
C
H
H
O P
O2
O
O2 H 1C 2C
OH O
Frutose-6-fosfato
Intermediário enediol
H
C
OH
H
C
H
OH
C
H
OH
C
H
H
O P
O2
O
O2
(a)
(b)
Fosfoexose-
-isomerase
➊ B1 retira
um próton.
➍ B2 retira um próton,
possibilitando a
formação de uma
ligação C“O.
➋ Isso possibilita a
formação de uma
ligação dupla C“C.
➌ Elétrons do grupo
carbonil formam
uma ligação O¬H
com o íon hidrogênio
doado por B2.
➎ Um par de elétrons é deslocado
da ligação C“C para formar
uma ligação C¬H com o
próton doado por B1.C
B1
H H
C
H
OO
H
C
OH
H
C
O
B1
B2
B2
:
:
:
FIGURA 136 As reações de isomerização e eliminação. (a) Conversão 
de glicose-6-fosfato a frutose-6-fosfato, reação do metabolismo de açúcares 
catalisada pela fosfoexose-isomerase. (b) Esta reação ocorre por meio de um 
intermediário enediol. Os quadros em cor salmão indicam a via de oxidação 
da esquerda para a direita. B1 e B2 são grupos ionizáveis da enzima; eles são 
capazes de doar e receber prótons (atuando como ácidos ou bases) à medi-
da que a reação ocorre. 
 Nelson_6ed_book.indb 514 Nelson_6ed_book.indb 514 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 515
cleotídeo-redutase (ver Figura 22-41); e algumas reações 
de rearranjo, como as catalisadas pela DNA-fotoliase (ver 
Figura 25-26).
Reações de transferência de grupos. A transferência de grupos 
acil, glicosil e fosforil de um nucleófilo para outro é comum 
em células vivas. A transferência de grupo acil geralmente 
envolve a adição de um nucleófilo ao carbono do carbonil 
de um grupo acil para formar um intermediário tetraédrico:
R
C
Intermediário
tetraédrico
O
Y
X
R C
O2
Y
X
R
C
O
Y
X2: :
A reação da quimotripsina é um exemplo de transfe-
rência de grupo acil (ver Figura 6-22). A transferência de 
grupos glicosil envolve a substituição nucleofílica no C-1 
do anel de um açúcar, que é o átomo central de um ace-
tal. Em princípio, a substituição poderia prosseguir por via 
SN1 ou SN2, como descrito na Figura 6-28 para a enzima 
lisozima.
A transferência de grupos fosforil exerce função espe-
cial em vias metabólicas, e essas reações de transferência 
são discutidas em detalhes na Seção 13.3. Um tema geral 
no metabolismo é a ligação de um bom grupo de saída a 
um intermediário metabólico a fim de “ativá-lo” para as 
reações subsequentes. Entre os melhores grupos de saída 
em reações de substituição nucleofílica estão o ortofosfato 
inorgânico (a forma ionizada de H3PO4 em pH neutro, uma 
mistura de H2PO4
2 e HPO4
22, geralmente abreviado como 
Pi) e o pirofosfato inorgânico (P2O7
42, abreviado como PPi); 
os ésteres e os anidridos do ácido fosfórico são efetiva-
mente ativados para reação. A substituição nucleofílica 
torna-se mais favorável pela ligação de um grupo fosforil a 
um grupo de saída pobre, como o hidroxil ¬OH. As subs-
tituições nucleofílicas, nas quais o grupo fosforil (¬PO3
22)atua como um grupo de saída, ocorrem em centenas de 
reações metabólicas.
O fósforo pode formar cinco ligações covalentes. A re-
presentação convencional de Pi (Figura 13-8a), com três 
e2
CO2
Coproporfirinogênio III
H
R
R
NH
1
H3C
X
•
2OOC
•
Radical
coproporfirinogenil III
12XH H3C
R
R
NH
2OOC
Protoporfirinogênio IX
H3C
R
R
NH
FIGURA 137 Uma reação de descarboxilação iniciada por radicais 
livres. A biossíntese do heme (ver Figura 22-26) em Escherichia coli inclui 
uma etapa de descarboxilação em que a cadeia lateral propionil do inter-
mediário coproporfirinogênio III é convertida na cadeia lateral vinil do pro-
toporfirinogênio IX. Quando a bactéria está crescendo anaerobiamente, a 
enzima independente de oxigênio coproporfirinogênio III-oxidase, também 
chamada de proteína HemN, promove a descarboxilação pelo mecanismo 
de radical livre mostrado aqui. O receptor do elétron liberado não é conheci-
do. Para simplificar, são mostradas apenas as porções relevantes das grandes 
moléculas de coproporfirinogênio III e protoporfirinogênio; as estruturas 
completas são mostradas na Figura 22-26. Quando E. coli está crescendo na 
presença de oxigênio, esta reação é uma descarboxilação oxidativa, sendo 
catalisada por uma enzima diferente.
O
O
O
32
PO
(b)
O
P
O
O
O
O2
OP
O2 O2
2O
O
O2P2O
O2
O2P
O O2
O2
2O O2PO
(a)
(c)
Adenina Ribose O
O
P O P O2 HO R
O2
P O
O2 O2
O O
Glicose
ATP
Adenina Ribose O
O
P O 2O P OO2 1
O2
P R
O2 2O
OO
ADP Glicose-6-fosfato,
um éster-fosfato
O
O O
P WZ
(d)
OHZ 5 R 
W 5 ADP 
FIGURA 138 Transferência de grupos fosforil: alguns dos participan-
tes. (a) Em uma representação (inadequada) de Pi, três oxigênios estão liga-
dos ao fósforo por ligações simples, e o quarto está ligado por ligação dupla, 
possibilitando as quatro estruturas de ressonância diferentes mostradas aqui. 
(b) As estruturas de ressonância de Pi podem ser representadas mais acurada-
mente mostrando todas as quatro ligações fósforo-oxigênio com caráter de 
ligação dupla parcial; os orbitais híbridos assim representados estão arranja-
dos em um tetraedro com o P na posição central. (c) Quando um nucleófilo Z 
(neste caso, a ¬OH do C-6 da glicose) ataca o ATP, ele desloca ADP (W). Nesta 
reação SN2, um intermediário pentacovalente (d) é formado transitoriamente.
 Nelson_6ed_book.indb 515 Nelson_6ed_book.indb 515 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
516 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
ligações P¬O e uma ligação P“O, é conveniente, mas não 
é acurada. No Pi, quatro ligações fósforo-oxigênio equiva-
lentes compartilham parcialmente o caráter de ligação du-
pla, e o ânion tem uma estrutura tetraédrica (Figura 13-
8b). Como o oxigênio é mais eletronegativo que o fósforo, o 
compartilhamento dos elétrons é desigual: o fósforo central 
fica com uma carga positiva parcial e, portanto, atua como 
um eletrófilo. Em um número muito grande de reações me-
tabólicas, um grupo fosforil (¬PO3
22) é transferido do ATP 
para um álcool, formando um éster fosfato (Figura 13-8c), 
ou para um ácido carboxílico, formando um anidrido misto. 
Quando um nucleófilo ataca o átomo de fósforo eletrofíli-
co do ATP, forma-se um intermediário de reação com uma 
estrutura pentacovalente relativamente estável (Figura 13-
8d). Com a partida do grupo de saída (ADP), a transferên-
cia de um grupo fosforil está completa. A grande família de 
enzimas que catalisam a transferência de grupos fosforil, 
com o ATP como doador, é chamada de cinase (do grego, 
kinein, “mover”). A hexocinase, por exemplo, “move” um 
grupo fosforil do ATP para a glicose.
Os grupos fosforil não são os únicos grupos que ativam 
moléculas para reação. Os tioálcoois (tióis), em que o áto-
mo de oxigênio de um álcool é substituído por um átomo de 
enxofre, também são bons grupos de saída. Os tióis ativam 
os ácidos carboxílicos pela formação de tioésteres (ou tiol 
ésteres). Em capítulos posteriores serão discutidas diversas 
reações, inclusive aquelas catalisadas pela acil graxo-sinte-
tase na síntese de lipídeos (ver Figura 21-2), em que a subs-
tituição nucleofílica no carbono do carbonil de um tioéster 
resulta na transferência do grupo acil para outra região.
Reações de oxidação-redução. Os átomos de carbono podem 
existir em cinco estados de oxidação, dependendo dos ele-
mentos com que eles compartilham os elétrons (Figura 
13-9), e as transições entre esses estados de oxidação são 
de importância crucial no metabolismo (as reações de oxi-
dação-redução são o tópico da Seção 13.4). Em muitas oxi-
dações biológicas, um composto perde dois elétrons e dois 
íons hidrogênio (ou seja, dois átomos de hidrogênio); essas 
reações são comumente chamadas de desidrogenações, e 
as enzimas que as catalisam são chamadas de desidrogena-
ses (Figura 13-10). Em algumas oxidações biológicas, mas 
não em todas, um átomo de carbono é covalentemente liga-
do a um átomo de oxigênio. As enzimas que catalisam essas 
oxidações geralmente são chamadas de oxidases ou, se o 
átomo de oxigênio é derivado diretamente de um oxigênio 
molecular (O2), oxigenases.
Cada oxidação deve ser acompanhada por uma re-
dução, em que um receptor de elétrons recebe os elé-
trons removidos na oxidação. As reações de oxidação 
geralmente liberam energia (pense em uma fogueira: os 
compostos na madeira são oxidados por moléculas de 
oxigênio do ar). A maioria das células vivas obtém ener-
gia necessária para o trabalho celular pela oxidação de 
combustíveis metabólicos como carboidratos ou gorduras 
(os organismos fotossintéticos também podem captar e 
usar a energia da luz solar). As vias catabólicas (que libe-
ram energia) descritas nos Capítulos 14 a 19 são sequên-
cias de reações oxidativas que resultam na transferência 
de elétrons das moléculas combustíveis para o oxigênio 
por meio de uma série de transportadores de elétrons. A 
alta afinidade do O2 por elétrons torna o processo global 
de transferência de elétrons altamente exergônico, for-
necendo energia que leva à síntese de ATP – o objetivo 
central do catabolismo.
Muitas das reações dessas cinco classes são facilitadas 
por cofatores, na forma de coenzimas e metais (vitamina 
B12, S-adenosilmetionina, folato, nicotinamida e ferro são 
alguns exemplos). Os cofatores ligam-se às enzimas – em 
alguns casos reversivelmente, em outros casos quase irre-
versivelmente – e conferem a elas a capacidade de promo-
ver um tipo particular de reação química (p. 190). A maior 
parte dos cofatores participa em uma estreita faixa de 
reações diretamente relacionadas. Os capítulos seguintes 
apresentam e discutem cada cofator biologicamente im-
portante. Os cofatores fornecem outra forma de organizar 
o estudo dos processos bioquímicos, já que as reações fa-
cilitadas por um determinado cofator costumam ser meca-
nisticamente relacionadas.
CH2 AlcanoCH3
CH2
CH2
Álcool
Aldeído (cetona)
Ácido carboxílico
Dióxido de carbono
CH2OH
O
H(R)
C
CH2
O
OO
OH
C
C
FIGURA 139 Os níveis de oxidação do carbono em biomolécu-
las. Cada composto é formado por oxidação do carbono em vermelho no 
composto mostrado imediatamente acima. O dióxido de carbono é a forma 
de carbono mais altamente oxidado encontrada em sistemas vivos.
CH3
Lactato PiruvatoLactato-
-desidrogenase
CH3CH
OH
C C C
O O
O2
2H1 2e21
2H1 2e21
O
O2
FIGURA 1310 Uma reação de oxidação-redução. Está representada 
aqui a oxidação do lactato a piruvato. Nesta desidrogenação, dois elétrons 
e dois íons hidrogênio (o equivalente a dois átomos de hidrogênio) são re-
movidos do C-2 do lactato, um álcool, formando piruvato, uma cetona. Nas 
células, a reação é catalisada pela lactato-desidrogenase, e os elétrons são 
transferidos para o cofator dinucleotídeo de nicotinamida-adenina (NAD). 
Esta reação é totalmente reversível; o piruvato pode ser reduzido pela trans-
ferência dos elétrons do cofator.
 Nelson_6ed_book.indb 516 Nelson_6ed_book.indb 516 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
P R I N C Í PI O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 517
As equações bioquímicas e químicas não são idênticas
Os bioquímicos representam as equações metabólicas de 
forma simplificada, e isso é particularmente evidente para 
as reações envolvendo ATP. Os compostos fosforilados po-
dem existir em vários estados de ionização e, conforme já 
mencionado, as diferentes espécies podem ligar Mg21. Por 
exemplo, em pH 7,0 e 2 mM de Mg21, o ATP existe na forma 
de ATP42, HATP32, H2ATP22, MgHATP2 e Mg2ATP. Conside-
rando a função biológica do ATP, no entanto, nem sempre 
há interesse em todos esses detalhes e, assim, considera-
-se o ATP como uma entidade constituída pela soma des-
sas espécies e representa-se sua hidrólise como a equação 
bioquímica
ATP 1 H2O ¡ ADP 1 Pi
na qual ATP, ADP e Pi correspondem ao somatório das es-
pécies. A constante de equilíbrio padrão aparente corres-
pondente, K9eq 5 [ADP][Pi]/[ATP], depende do pH e da con-
centração de Mg21 livre. Note que H1 e Mg21 não aparecem 
na equação bioquímica, pois são mantidos constantes. Por-
tanto, uma equação bioquímica não inclui necessariamente 
o equilíbrio de H, Mg ou de cargas, embora ela inclua o equi-
líbrio entre todos os outros elementos envolvidos na reação 
(C, N, O e P na equação acima).
É possível escrever uma equação química que inclui 
o equilíbrio de todos os elementos e cargas. Por exemplo, 
quando o ATP é hidrolisado em valores de pH acima de 
8,5 na ausência de Mg21, a reação química é representada 
por
ATP42 1 H2O S ADP32 1 HPO4
22 1 H1
A constante de equilíbrio correspondente, K9eq 5 [ADP32]
[HPO4
22][H1]/[ATP42], depende apenas da temperatura, da 
pressão e da força iônica.
As duas formas de representar uma reação metabólica 
são relevantes em bioquímica. As equações químicas são 
utilizadas quando se quer levar em consideração todos os 
átomos e cargas em uma reação, como quando se estuda 
o mecanismo de uma reação química. As equações bioquí-
micas são utilizadas para determinar em qual sentido uma 
reação ocorrerá espontaneamente, dado um valor de pH e 
[Mg21] específicos, ou para calcular a constante de equilí-
brio da reação.
Ao longo deste livro serão utilizadas equações bioquí-
micas, a não ser quando o foco for o mecanismo químico 
envolvido, sendo utilizados os valores de DG9° e K9eq deter-
minados em pH 7 e 1 mM de Mg21.
RESUMO 13.2 Lógica química e reações bioquímicas comuns
 c Os sistemas vivos fazem uso de um grande número de 
reações químicas que podem ser classificadas em cinco 
tipos gerais.
 c Os grupos carbonil exercem função especial nas reações 
que formam ou clivam ligações C¬C. Os intermediários 
carbânions são comuns e estabilizados por grupos car-
bonil adjacentes ou, menos frequentemente, por grupos 
imino e certos cofatores.
 c A redistribuição dos elétrons pode produzir rearranjos 
internos, isomerizações e eliminações. Essas reações 
incluem oxidação-redução intramolecular, alteração do 
arranjo cis-trans de ligações duplas e transposições de 
ligações duplas.
 c A clivagem homolítica de ligações covalentes com a ge-
ração de radicais livres ocorre em algumas vias, como 
em certas reações de isomerização, descarboxilação, re-
dutase e rearranjos.
 c As reações de transferência de grupos fosforil são um 
tipo especialmente importante de transferência de gru-
pos nas células, necessário para a ativação de moléculas 
para as reações que de outra forma seriam altamente 
desfavoráveis.
 c As reações de oxidação-redução envolvem a perda ou o 
ganho de elétrons: um reagente ganha elétrons e é re-
duzido, enquanto outro perde elétrons e é oxidado. As 
reações de oxidação geralmente liberam energia e são 
importantes no catabolismo.
13.3 Transferência de grupos fosforil e ATP
Uma vez tendo sido apresentados alguns princípios fun-
damentais da variação de energia em sistemas químicos, 
sendo revisadas as classes comuns de reações, agora é 
possível examinar o ciclo de energia nas células e a fun-
ção especial do ATP como a moeda energética que re-
laciona catabolismo e anabolismo (ver Figura 1-29). As 
células heterotróficas obtêm energia livre de forma quí-
mica pelo catabolismo de moléculas de nutrientes, e elas 
usam essa energia para fazer ATP a partir de ADP e Pi. O 
ATP, então, doa parte da sua energia química para pro-
cessos endergônicos como a síntese de intermediários 
metabólicos e de macromoléculas a partir de precursores 
menores, para o transporte de substâncias por meio de 
membranas contra gradientes de concentração, e para o 
movimento mecânico. Essa doação de energia do ATP ge-
ralmente envolve a sua participação covalente na reação, 
com a eventual conversão de ATP em ADP e Pi, ou, em 
algumas reações, em AMP e 2 Pi. Serão discutidas aqui 
as bases químicas para a grande variação de energia livre 
que acompanha a hidrólise de ATP e de outros compos-
tos de fosfato altamente energéticos, e será mostrado que 
a maior parte dos casos de doação de energia por ATP 
envolve a transferência de grupo, e não simplesmente a 
hidrólise de ATP. Para ilustrar a gama de transduções de 
energia em que o ATP fornece a energia, será abordada a 
síntese de macromoléculas ricas em informação, o trans-
porte de solutos através das membranas e o movimento 
produzido pela contração muscular.
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518 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
A variação de energia livre para a hidrólise do ATP é 
grande e negativa
A Figura 13-11 resume as bases químicas da energia livre 
padrão da hidrólise de ATP, relativamente grande e nega-
tiva. A hidrólise da ligação do anidrido do ácido fosfórico 
(fosfoanidrido) terminal do ATP separa um dos três fos-
fatos negativamente carregados, aliviando assim parte da 
repulsão eletrostática no ATP; o Pi liberado é estabilizado 
pela geração de formas de ressonância que não são possí-
veis no ATP.
A variação de energia livre para hidrólise de ATP é 230,5 
kJ/mol em condições padrão, mas a energia livre real da hi-
drólise do ATP (DG) em células vivas é muito diferente: as 
concentrações celulares de ATP, ADP e Pi não são idênticas 
e são muito mais baixas do que 1,0 M das condições-padrão 
(Tabela 13-5). Além disso, o Mg21 no citosol liga ATP e ADP 
(Figura 13-12), e, para a maioria das reações enzimáticas 
que envolve ATP como doador de grupo fosforil, o verda-
deiro substrato é MgATP22. O DG9° relevante é, portanto, 
aquele da hidrólise de MgATP22. Pode-se calcular o DG 
para a hidrólise de ATP usando os dados da Tabela 13-5. 
A energia livre real para a hidrólise de ATP em condições 
intracelulares frequentemente é chamada de potencial de 
fosforilação, DGp.
FIGURA 1311 Bases químicas para a grande variação de energia 
livre associada à hidrólise de ATP. ➊ A separação de cargas resultante 
da hidrólise atenua a repulsão eletrostática entre as quatro cargas negativas 
do ATP. ➋ O fosfato inorgânico liberado (Pi) é estabilizado pela formação de 
um híbrido de ressonância, em que cada uma das quatro ligações fósforo-
-oxigênio apresenta o mesmo grau do caráter de ligação dupla e os íons 
hidrogênio não se encontram permanentemente associados a nenhum dos 
átomos de oxigênio. (Certo grau de estabilização por ressonância também 
ocorre nos fosfatos envolvidos nas ligações éster ou anidrido, mas em me-
nor quantidade que no Pi.). Um terceiro fator (não mostrado) que favorece a 
hidrólise de ATP é o maior grau de solvatação (hidratação) dos produtos Pi 
e ADP em relação ao ATP, que proporciona uma estabilização adicional dos 
produtos em relação aos reagentes.
ADP32 1 HPO4
22 1 H1
DG98 5 230,5 kJ/mol 
ATP42 1 H2O
ƒ
‘
P¬ P
2
¬
O
‘
ƒ
2O
O ¬¬
O
¬ Rib AdeninaO
O
¬HO
ƒ
‘
2O
¬
O
O ¬¬ Rib AdeninaP¬P¬2O ¬
‘
ƒ
2
O
O
O
H1 1
¬P
‘
ƒ
O2
¬
O
P¬2O ¬
‘
ƒ
2O
O
O
ƒ
¬
‘
P
2O
O ¬
O
O ¬¬ Rib Adenina
ATP42
ADP22
ADP32
H
OH
Pi
2
P¬O ¬
ƒ
O
O
O
P¬O ¬
‘
ƒ
2O
O
32
OH
Estabilização
por ressonância
ƒ
H1
Ionização
Hidrólise
comalívio
da repulsão
entre as cargas
➊
➋
d2
d2
d2 d2
TABELA 135 Concentrações de nucleotídeos de adenina, fosfato inorgânico e fosfocreatina em 
algumas células
Concentração (mM)*
ATP ADP** AMP Pi PCr
Hepatócito de rato 3,38 1,32 0,29 4,8 0
Miócito de rato 8,05 0,93 0,04 8,05 28
Neurônio de rato 2,59 0,73 0,06 2,72 4,7
Eritrócito humano 2,25 0,25 0,02 1,65 0
E. coli 7,90 1,04 0,82 7,9 0
*Para os eritrócitos, as concentrações são aquelas do citosol (eritrócitos humanos não possuem nú-
cleo e mitocôndria). Nos outros tipos celulares, os dados são para o conteúdo total da célula, embora 
o citosol e a mitocôndria possuam concentrações muito diferentes de ADP. PCR é fosfocreatina, dis-
cutida na p. 526.
**Este valor reflete a concentração total; o valor real de ADP livre deve ser muito menor (p. 519).
¬P
Mg21
ƒ
2
¬PO ¬
‘
ƒ
O
O
O ¬¬ Rib Adenina
¬P
‘
Mg21
ƒ
O2
¬
O
P¬2O ¬
‘
ƒ
2O
O
O ¬
‘
P
2O
O ¬
O
O ¬¬ Rib Adenina
Á Á
Á Á
O2
O2
¬
O
‘
ƒ
MgATP22
MgADP2
FIGURA 1312 Mg21 e ATP. A formação dos comple-
xos com o Mg21 isola parcialmente as cargas negativas 
e influencia a conformação dos grupos fosfato em nu-
cleotídeos como ATP e ADP.
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P R I N C Í P I O S D E B I O Q U Í M I C A D E L E H N I N G E R 519
Como as concentrações de ATP, ADP e Pi diferem de 
um tipo de célula para a outra, os valores de DGp para a hi-
drólise do ATP também são diferentes. Além disso, em uma 
célula específica, DGp pode variar com o tempo, dependen-
do das condições metabólicas da célula e de como elas in-
terferem nas concentrações de ATP, ADP, Pi e H1 (pH). É 
possível calcular a variação de energia livre real para qual-
quer reação metabólica, nas condições em que ela ocorre 
na célula, desde que sejam conhecidas as concentrações de 
todos os reagentes e produtos da reação, além de outros 
fatores (como pH, temperatura e [Mg21]) que podem afetar 
a variação de energia livre real.
Para complicar ainda mais o assunto, as concentrações 
totais de ATP, ADP, Pi e H1 em uma célula podem ser subs-
tancialmente maiores que as concentrações livres, que são 
os valores termodinamicamente relevantes. A diferença se 
deve à ligação forte de ATP, ADP e Pi a proteínas celulares. 
Por exemplo, a [ADP] livre no músculo em repouso tem sido 
alternadamente estimada entre 1 e 37 mM. Utilizando o va-
lor de 25 mM do Problema Resolvido 13-2, obter-se-ia um 
valor de DGp de 264 kJ/mol. O cálculo do valor exato de 
DGp, no entanto, talvez seja menos instrutivo do que a pos-
sível generalização sobre as variações de energia livre real: 
in vivo, a energia liberada pela hidrólise do ATP é maior do 
que a variação de energia livre padrão, DG9°.
Nas discussões seguintes será usado o valor de DG9° 
para a hidrólise de ATP, já que esse valor permite a compa-
ração, na mesma base, com os valores energéticos de outras 
reações celulares. No entanto, sempre tenha em mente que 
em células vivas o DG é a quantidade relevante – para a 
hidrólise do ATP e todas as outras reações – e pode ser bem 
diferente do DG9°.
Agora, é preciso fazer uma observação importante so-
bre os níveis de ATP. É mostrado (e discutido adiante) 
como as propriedades químicas do ATP o tornam uma 
forma conveniente de moeda de energia nas células. Con-
tudo, não são meramente as propriedades químicas in-
trínsecas da molécula que dão ao ATP essa capacidade de 
direcionar as reações metabólicas e outros processos que 
requerem energia. Ainda mais importante é que, ao longo 
da evolução, ocorreu uma pressão de seleção muito forte 
a favor de mecanismos regulatórios que mantenham as 
concentrações de ATP muito abaixo das concentrações 
de equilíbrio da reação de hidrólise. Quando o nível de 
ATP diminui, não apenas a quantidade de combustível 
diminui, mas o combustível por si só perde seu potencial: 
o DG da sua hidrólise (ou seja, seu potencial de fosforila-
ção, DGp) está diminuído. Como as discussões sobre as 
vias metabólicas que produzem e consomem ATP mostra-
rão, as células vivas desenvolveram mecanismos elabora-
dos – o que frequentemente pode nos parecer à custa de 
eficiência e de bom senso – para manter altas concentra-
ções de ATP.
PROBLEMA RESOLVIDO 132 Cálculo do DGp
Calcule a energia livre real para a hidrólise de ATP, DGp, em eritrócitos humanos. A energia livre 
padrão para a hidrólise do ATP é 230,5 kJ/mol, e as concentrações de ATP, ADP e Pi em eritróci-
tos estão mostradas na Tabela 13-5. Assuma que o pH é 7,0 e a temperatura é 37°C (temperatura 
corporal). O que isso revela sobre a quantidade de energia necessária para sintetizar ATP sob as 
mesmas condições celulares?
Solução: As concentrações de ATP, ADP e Pi em eritrócitos humanos são de 2,25, 0,25 e 1,65 mM, 
respectivamente. A energia livre real para a hidrólise do ATP sob essas condições é dada pela re-
lação (ver Equação 13-4)
 
Substituindo os valores apropriados, obtém-se
(Note que a resposta final foi arredondada para o número correto de dígitos significativos [52,5 
arredondado para 52], de acordo com regras de arredondamento de números que terminam em 5 
para o dígito inferior mais próximo.) Assim, a variação de energia livre real, DGp, para hidrólise de 
ATP em eritrócitos intactos (252 kJ/mol) é muito maior do que a variação de energia livre padrão 
(230,5 kJ/mol). Da mesma forma, a energia livre necessária para sintetizar ATP a partir de ADP 
e Pi, sob as condições que prevalecem nos eritrócitos, seria de 52 kJ/mol.
 Nelson_6ed_book.indb 519 Nelson_6ed_book.indb 519 03/04/14 07:4303/04/14 07:43
520 DAV I D L . N E L S O N & M I C H A E L M . COX
Outros compostos fosforilados e tioésteres também 
apresentam energia livre de hidrólise elevada
O fosfoenolpiruvato (PEP; Figura 13-13) contém uma liga-
ção éster-fosfato que sofre hidrólise para gerar a forma enó-
lica do piruvato, e esse produto direto pode tautomerizar-se 
gerando a forma cetônica mais estável. Como o reagente 
(PEP) tem apenas uma forma (enol) e o produto (piruvato) 
contém duas formas possíveis, o produto é estabilizado em 
relação ao reagente. Este é o fator que mais contribui para 
a elevada energia livre padrão de hidrólise do fosfoenolpiru-
vato: DG9° 5 261,9 kJ/mol.
Outro composto de três átomos de carbono, o 1,3-bi-
fosfoglicerato (Figura 13-14), tem uma ligação anidrido 
entre o C-1 do grupo carboxil e um ácido fosfórico. A hi-
drólise desse acil-fosfato é acompanhada por uma variação 
de energia livre elevada e negativa (DG9° 5 249,3 kJ/mol) 
que pode, mais uma vez, ser explicada nos termos da estru-
tura dos reagentes e produtos. Quando H2O é adicionada 
à ligação anidrido do 1,3-bifosfoglicerato, um dos produtos 
diretos, o ácido-3-fosfoglicérico, pode perder um próton ge-
rando um íon carboxilato, o 3-fosfoglicerato, o qual contém 
duas formas de ressonância igualmente prováveis (Figura 
13-14). A remoção do produto direto (ácido-3-fosfoglicéri-
co) e a formação do íon estabilizado por ressonância favore-
cem a reação no sentido direto.
Na fosfocreatina (Figura 13-15), a ligação P¬N pode 
ser hidrolisada para gerar creatina livre e Pi. A liberação 
de Pi e a estabilização por ressonância da creatina favore-
cem a reação no sentido direto. A variação de energia livre 
padrão da hidrólise da fosfocreatina também é elevada, 
243,0 kJ/mol.
Em todas essas reações em que ocorre a liberação de 
fosfato, as várias formas de ressonância disponíveis para o 
Pi (Figura 13-11) estabilizam esse produto em relação ao 
reagente, contribuindo para uma variação de energia livre 
Tautomerização
Piruvato
(forma cetônica)
PEP32 1 H2O
PEP
piruvato 2 1 HPO4
22
Piruvato
(forma enólica)
C OH
O
2O
C
CH2
C O2O
C
CH3
O
Hidrólise
2O
P
C
O
2O
CH2
O
O
C
O2
H2O
Pi
DG98 5 261,9 kJ/mol 
FIGURA 1313 Hidrólise do fosfoenolpiruva-
to (PEP). Catalisada pela piruvato-cinase, esta 
reação é seguida pela tautomerização espontânea 
do produto, o piruvato. A tautomerização