Monografia Rodrigo Pereira (1) (1)

Prévia do material em texto

ASSOCIAÇÃO DE ENSINO E CULTURA PIO DÉCIMO 
FACULDADE PIO DÉCIMO 
CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA 
 
 
 
 
RODRIGO PEREIRA DE AZEVEDO 
 
 
 
 
DETOMIDINA POR VIA INTRAMUSCULAR PARA INDUZIR 
FARMACOLOGICAMENTE A EJACULAÇÃO EM GARANHÕES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ARACAJU 
2013 
 
Formatado: Centralizado
 
 
RODRIGO PEREIRA DE AZEVEDO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DETOMIDINA POR VIA INTRAMUSCULAR PARA INDUZIR 
FARMACOLOGICAMENTE A EJACULAÇÃO EM GARANHÕES 
 
 
 
 
 
 
Trabalho de conclusão de curso apresentado como 
requisito parcial para obtenção do grau de bacharel em 
Medicina Veterinária pela Faculdade Pio Décimo.. 
 
ORIENTADOR: PROF. MSc. HEDER NUNES FERREIRA 
 
 
 
 
 
ARACAJU 
 2013 
Comentado [U1]: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedico essa vitória primeiramente a Deus, 
a minha família e a todos que me 
auxiliaram na elaboração e execução 
desse projeto. 
 
 
 
 
Comentado [U2]: Tem que entrar antes a folha de aprovação. 
Veja o modelo no manual de tcc. 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
Agradeço antes de tudo a Deus, pois sem ele nada disso seria possível, agradeço 
também a meus pais e meu irmão que sempre me deram muito apoio, a minha 
namorada e a todos os meus amigos. Quero agradecer a todos os funcionários do 
Hotel Fazenda Boa Luz por todo o auxilio prestado e por terem liberado os animais 
para a execução desse projeto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Crê em ti mesmo. Age e verá os 
resultados. Quando te esforças, a vida 
também se esforça para te ajudar.” 
 (CHICO XAVIER) 
 
 
 
 
A coleta química é uma saída viável para garanhões que estão impossibilitados de 
cobrir éguas ou montar sobre manequim, seja por distúrbios de origem musculo 
esqueléticas ou neurológicos como dores lombo-sacras e articulares de origem 
diversas, seqüelassequelas de EPM (Encefalomielite por protozoário), disturbios 
circulatórios. e ósteo- musculares relacionados a idade avançada. 
 
 
Formatado: Recuo: Primeira linha: 0 cm
Comentado [U3]: Inverter a ordem. 
Comentado [U4]: objetivo 
Formatado: Recuo: Primeira linha: 0 cm, Não ajustar
espaço entre o texto latino e asiático, Não ajustar espaço
entre o texto asiático e números
 
 
Abstrac 
 
 
 
SUMÁRIO 
1. INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 1 
2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................. 2 
2.1. Anatomo-fisiologia do garanhão ......................................................................... 4 
2.1.1. Escroto ............................................................................................................ 9 
2.1.2. Testículos ...................................................................................................... 11 
2.1.3. Epidídimo ...................................................................................................... 11 
2.1.4. Ductos deferentes ........................................................................................ 12 
2.1.5. Glândulas Sexuais Acessórias ................................................................... 13 
2.1.6. Pênis .............................................................................................................. 15 
2.1.7. Prepúcio ........................................................................................................ 16 
4. MATURAÇÃO ESPERMÁTICA ........................................................................... 13 
5. EREÇÃO E EJACULAÇÃO PENIANA ................................................................ 13 
6. COLHEITA DE SÊMEN DE GARANHÕES ......................................................... 13 
6.1. Vagina Artificial .................................................................................................. 13 
6.2. Modelos de vagina artificial e coleta do sêmen ................................................. 13 
6.3. Eletroejaculação ................................................................................................ 13 
6.4. Colheita de espermatozoides da cauda do epidídimo ...................................... 13 
6.4.1. Técnica de fluxo retrógrado ........................................................................ 13 
6.4.2. Método de perfuração e cortes .................................................................. 13 
7. MATÉRIAL E METODOS .................................................................................. 13 
Formatado: Espaço Antes: 12 pt
Formatado: Espaço Antes: 12 pt
 
 
8. RESULTADO E DISCUSSÃO ............................................................................. 13 
REFERENCIAS ........................................................................................................ 13 
 
Formatado: Espaço Antes: 12 pt
Comentado [U6]: Corrigir paginação. 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
FIGURA1. APARATO UTILIZADO PARA COLETAR O SÊMEN ........................... 13 
FIGURA 2. CAPTAÇÃO DO SÊMEN DOS GARANHÕES ..................................... 13 
 
 
Comentado [U7]: Lista de abreviaturas tbm 
 
 
Introdução 
As primeiras referências sobre a utilização de práticas de reprodução nos 
animais vieram da Mesopotâmia e datam de 5000 anos Aa.C., estando diretamente 
ligadas à origem da domesticação dos animais, em especial dos bovinos (Dunlop; 
Williams, (1996) citado por Grunert, et al, 2005). 
O emprego do cavalo em várias práticas de guerra e transporte de militares e 
armamentos tornou esse animal fundamental para a sobrevivência dos povos e 
representativo do poderio militar. Por isso os egípcios tornaram-se líderes na criação 
e seleção de equinos da raça árabe, passando a utilizá-los nos seus exercícios a 
partir de 1730 a.C. Na dinastia de Ramsés III (1187-1156 a.C.) foi iniciado 
cruzamento de cavalos árabes com jumentas, visando ao aproveitamento do vigor 
híbrido dos produtos. (Grunert; Brigel; Vale, 2005) 
Em 1949, tornou-se possível a congelação de sêmen a -79ºC, pela 
descoberta de um excelente crio protetor – o glicerol. (Grunert; Brigel; Vale,Vale, 
2005) 
O Brasil possui o terceiro maior rebanho eqüinoequino do mundo, com 
aproximadamente 5,9 milhões de animais, que movimentaram, em 2005, em torno 
de R$ 7,3 bilhões e geraram mais de três milhões de empregos diretos e indiretos 
(Guerra; Medeiros, 2005). Segundo dados do relatório de 2006 da IETS (Sociedade 
Internacional de Transferência de Embriões) o Brasil ainda ocupa o terceiro lugar no 
cenário mundial em transferência de embriões, realizando 9300 lavados e 5700 
transferências de embriões. (Costa, A. L.F., et. al. ,2010) 
Nestas duas últimas décadas, o estudo da reprodução na espécie equina 
evoluiu bastante com o advento da coleta, refrigeração e congelamento de sêmen, 
da Inseminação Artificial (I.A.), da ultrassonografia, da transferência de embriões 
entre outros. 
Com o incremento da inseminação artificial, criopreservação e descongelação 
do sêmen equino, é possível minimizar perdas do material genético de garanhões de 
alto valor. No entanto, alguns processos patológicos podem dificultar a colheita de 
sêmen, para isso existem técnicas alternativascujo intuito e preservar de forma 
eficiente o material genético desses animais. As técnicas mais utilizadas para esse 
Comentado [U8]: inverter 
 
 
fim são: eletroejaculação, ejaculação química e colheita de espermatozóides da 
cauda do epidídimo. (Monteiro, G. A. 2011) 
O objetivo do trabalho foi verificar através da aplicação de Detomidina se 
ocorre à ejaculação induzida quimicamente em garanhões. 
2. REVISÃO DE LITERATURA 
As funções reprodutivas do macho envolvem a formação de espermatozóides 
e a sua deposição no interior da fêmea. Os espermatozóides são produzidos nos 
túbulos seminíferos dos testículos e são então transportados através da retetestis 
para os epidídimos, onde são amadurecidos e armazenados. A produção de 
espermatozóides é um processo contínuo, onde algumas vezes o ritmo pode ser 
alterado, dependendo do fotoperíodo. A introdução do pênis no aparelho reprodutivo 
da fêmea é precedida pela ereção peniana de forma que possa vencer a resistência 
física da genitália tubular da fêmea, realizando a penetração. Em seguida ocorre a 
emissão de espermatozóides juntamente com as secreções das glândulas 
acessórias. (Swenson, M.J., 1996) 
 O ato do transporte de sêmen através da uretra peniana para a região 
da cérvix ou para o interior do útero da fêmea é conhecido como ejaculação. O 
processo de reprodução masculina é controlado por hormônios e pelo sistema 
nervoso autônomo. (Swenson, M.J., 1996) 
2.1. Anatomo-fisiologia do Garanhão 
Para se realizar o manejo reprodutivo de garanhões é importante ter 
conhecimento de sua anatomia e fisiologia reprodutiva para que se faça o manejo de 
forma adequada, levando em conta suas particularidades e funcionamento. Esse 
conhecimento trás uma série de benefícios, pois ajuda no sucesso reprodutivo do 
animal impedindo que o criador tenha perdas de produtividade deste animal. (Costa, 
A.L.F. et al 2010.) 
2.1.1. Escroto 
O escroto é um saco cutâneo que contém os testículos. Contém uma lâmina 
subcutânea de fibras musculares lisas, a túnica dartos, que se contrai nos períodos 
frios e segura os testículos próximos à parede abdominal. O escroto está alinhado 
 
 
com a lâmina parietal da túnica vaginal que é uma continuação do peritônio parietal 
para o interior do escroto. (Swenson, M.J., 1996) 
Aloja os testículos, os protege e é importante na termorregulação juntamente 
com o músculo cremáster e com o plexo pampiniforme. (Costa, A.L.F., et al ,2010) 
2. 1. 2. Testículos 
Estão localizados na bolsa escrotal, posição horizontal, na região inguinal, 
tem formato oval, mede de 8 a 12 centímetros (cm) de largura. Tem a função de 
produzir enzimas e hormônios (especialmente testosterona), necessários a 
espermatogênese. (Costa, A.L.F., et al ,2010) 
Os dois testículos possuem a capacidade de produção espermática, os 
túbulos seminíferos estão enovelados e ocupam a maior porção de cada testículo, 
os espermatozóides são produzidos em seu interior, os testículos são envolvidos por 
uma cápsula de tecido conjuntivo chamada túnica albugínea. A sustentação dos 
túbulos seminíferos é fornecida por extensões do tecido conjuntivo que se originam 
da túnica albugínea e deslocam-se para o interior do órgão. (Swenson, M.J., 1996) 
 Associados aos espermatozóides em vários estágios de desenvolvimento, 
dois outros importantes tipos de células são as células de sertoli (células de 
sustentação) e as células de leydig (células intersticiais). Os processos das células 
de Sertoli envolvem as espermátides e espermatócitos e atingem contato íntimo com 
todos os estágios de produção de espermatozóides, de forma que, por essa razão, 
são conhecidas como células de sustentação. As células de Sertoli têm sua base na 
periferia dos túbulos e estendem-se em direção ao centro (Swenson, M.J., 1996). As 
células de leydig que são responsáveis pela produção de hormônios esteroides 
incluindo a testosterona, também compõem a maior parte do tecido intersticial. 
(Agne, G. F., 2011) 
2. 1. 3. Epidídimo 
O epidídimo é um tubo coletor e armazenador dos testículos, é 
anatomicamente divido em três regiões: cabeça, corpo e cauda. A cabeça é 
intimamente aderida ao testículo, se curva ao redor deste em aspecto lateral do 
cordão espermático e continua como o corpo do epidídimo. O corpo é uma estrutura 
 
 
cilíndrica e situa-se na superfície dorsal do testículo. Na porção proximal da cabeça 
do epidídimo, estão na ponta distal dos aproximadamente 13 a 15, altamente 
contorcidos, túbulos eferentes provenientes dos túbulos contorcidos 
extratesticulares. Estes se fundem em um único ducto, denominado ducto 
epididimário, que se estende através da cabeça, corpo e cauda do epidídimo 
continuando com o ducto deferente. (Swenson, M.J., 1996) Segundo Amann, (2011) 
citado por Agne, G. F., (2011) 
No garanhão, o trânsito dos espermatozóides através do epidídimo dá-se 
entre sete e onze dias. O sémen é concentrado enquanto se dá a absorção de fluido 
nos ductos eferentes e cauda do epidídimo. Os espermatozóides adquirem 
mobilidade e capacidade de fertilização até atingirem o final do epidídimo. Após 
maturação e capacitação, os espermatozóides são mantidos e protegidos em estado 
quiescente num ambiente favorável e temperatura adequada na cauda do epidídimo. 
(Soares, A. S. P., 2009) 
O número de espermatozóides viáveis está relacionado com o peso testicular 
e a produção diária de espermatozóides, entre outros factores No momento da 
ejaculação, o músculo liso envolvente do testículo contrai e conduz os 
espermatozóides, já maduros, para o ducto deferente (Chenier, 2007 citado por 
Soares, 2009). 
 2. 1. 4. Ductos deferentes 
Os dutos deferentes, algumas vezes chamados de vasos deferentes, são a 
continuação do sistema de dutos que vai da cauda do epidídimo até a uretra pélvica. 
Quando o duto deferente deixa o testículo em direção ao abdômen, coloca-se 
intimamente próximo à artéria, veia e nervo testiculares, vasos linfáticos e músculos 
cremáster no interior da lâmina visceral da túnica vaginal. Os dutos deferentes 
terminam numa área espessa e glandular, conhecida como ampola dos dutos 
deferentes. (Swenson, M.J., 1996) 
2. 1. 5. Glândulas sexuais acessórias 
As gândulas sexuais acessórias fornecem secreções que são coletadas no 
interior da uretra pélvica próximo a suas origens. As glândulas acessórias 
 
 
compreendem as ampolas dos dutos deferentes, as glândulas vesiculares (algumas 
vezes chamadas vesículas seminais), a glândula próstata e as glândulas 
bulbouretrais (algumas vezes chamadas glândulas de Cowper). (Costa, A.L.F. et al 
2010) 
A próstata é uma glândula ímpar que circunda a uretra pélvica, no cavalo é 
uma estrutura discreta em forma de noz, ela emite uma secreção opaca, odorífera e 
alcalina por ocasião da ejaculação. (Costa, A.L.F. et al 2010). 
As ampolas são alargamentos da porção terminal dos dutos deferentes onde 
sua secreção se deposita. (Zeppenfeld, C.C. 2007) 
As vesículas seminais são glândulas pares que depositam sua secreção no 
interior da uretra pélvica junto dos dutos deferentes. (Zeppenfeld, C.C. 2007) 
Durante o ato sexual, cada uma destas glândulas secreta o líquido seminal, 
um líquido viscoso e amarelado, rico em nutrientes. (Zeppenfeld, C.C. 2007). 
Múltiplos dutos dessas glândulas esvaziam-se diretamente no interior da uretra. 
(Reece W. O., 1996) 
As glândulas pares bulbouretrais são as mais caudais das glândulas 
acessórias. (Swenson, M.J., 1996) 
O plasma seminal fornece um ambiente conducente para a sobrevivência dos 
espermatozóides no interior do trato reprodutivo da fêmea. É rico em eletrólitos, 
frutose, ácido ascórbico e outras vitaminas. Embora a fertilidade possa ocorrerpelos 
espermatozóides sem a ajuda do plasma seminal, ele provoca um maior potencial 
de fertilização. A vantagem da frutose como fonte de energia pode ser o fato dela 
não requerer energia metabólica para penetrar no espermatozóide. (Swenson, M.J., 
1996) 
Diversas prostaglandinas estão presentes no plasma seminal. Auxiliam na 
fertilização de duas formas: 1- as prostaglandinas reagem com o muco cervical e o 
torna mais receptivo ao esperma; e 2- algumas das prostaglandinas presentes 
provocam contração da musculatura lisa, de forma que, acredita-se que seja 
formado um peristaltismo reverso no útero e ovidutos para facilitar o transporte dos 
espermatozóides em direção aos ovários. (Swenson, M.J., 1996) 
Comentado [U9]: Ponto é no final 
Comentado [U10]: Ponto no final 
 
 
A maior parte dos espermatozóides ejaculados nunca atinge o oviduto. De 
fato, somente poucas dúzias conseguem atingir a proximidade do óvulo, onde 
somente um é necessário para a fertilização. (Swenson, M.J., 1996) 
2. 1. 6. Pênis 
É do tipo bulbo esponjoso, está alojado na bainha prepucial, é comprido e 
muito erétil e sua uretra faz protrusão de alguns centímetros desde a superfície da 
glande. Ereção por enchimento do corpo cavernoso. (Zeppenfeld, C.C. 2007) (Costa, 
A.L.F. et al 2010.) 
 O pênis é o órgão copulatório do macho. As raízes (ramos) do pênis se 
iniciam na borda posterior do arco isquiático da pelve. A estrutura interna é ocupada 
em sua maior parte pelos tecidos cavernosos (conhecidos mais comumente como 
tecido erétil) O tecido cavernoso é uma coleção de sinusóides sanguíneos 
separados por bainhas de tecido conjuntivo. O garanhão tem uma grande 
quantidade de tecido erétil em relação ao tecido conjuntivo e desta forma, é possível 
um maior aumento de tamanho durante a ereção. A uretra posiciona-se na face 
ventral do corpo do pênis. (Swenson, M.J., 1996) 
2. 1. 7. Prepúcio 
O prepúcio é uma prega invaginada da pele que envolve a extremidade livre 
do pênis. O garanhão apresenta um prepúcio com duas pregas de pele. Acúmulos 
de cera conhecidos como “esmegma” algumas vezes se formam na prega externa e 
devem ser retirados manualmente. (Swenson, M.J., 1996) 
2.1.8. Cordão espermático 
O cordão espermático passa pelo canal inguinal abdominal ligando – se ao 
testículo. Tem função de sustentação do testículo além de servir como passagem 
para os ductos deferentes, nervos, vasos linfáticos, veias e artérias associados com 
o testículo. (Agne, G. F., 2011) 
O ducto deferente situa-se no aspecto caudal do cordão, enquanto que vasos 
linfáticos, sanguíneos e nervos, se encontram entremeados no aspecto anterior do 
cordão. (Agne, G. F., 2011) 
 
 
O musculo cremáster é uma estrutura notável no aspecto lateral do cordão 
espermático e tem importante função de sustentação, na retração e relaxamento 
testicular; entretanto, não faz parte do cordão, esse músculo traciona o testículo 
para cima, contra o anel inguinal externo, particularmente nos períodos frios. (Agne, 
G. F., 2011) 
O sangue é levado aos testículos pelas artérias testiculares. As veias 
testiculares são paralelas às artérias. As artérias e veias estão no interior do cordão 
espermático. Numa pequena distância acima dos testículos a veia testicular se 
enovela (o plexo pampiniforme) e está em íntima associação com a porção 
enovelada da artéria testicular. Sua proximidade e disposição enovelada, 
aumentando seu cumprimento linear, fornece um meio de resfriar o sangue que 
atinge o testículo pelo sangue venoso que deixa o testículo. As artérias e veias estão 
também próximas à superfície dos testículos, e assim a perda direta de calor dos 
testículos é favorecida. O sangue arterial é fornecido para o preenchimento dos 
tecidos cavernosos e nutrição dos tecidos do pênis. O suprimento exclusivo é feito 
pela artéria do pênis, um ramo terminal das artérias pudendas internas. (Swenson, 
M.J., 1996)(Zeppenfeld, C.C. 2007) 
Além das fibras nervosas autônomas que dirigem-se aos testículos, pênis e 
glândulas acessórias, o pênis é inervado por um nervo espinhal, o nervo pudendo. 
As terminações do nervo pudendo estão localizadas na glande. O estímulo sensorial 
da glande fornece a parte aferente para os reflexos associados com a ereção e 
ejaculação. Os outros reflexos à ereção e ejaculação estão localizados na região 
lombar do cordão umbilical. (Swenson, M.J., 1996) 
3. Espermatogênese 
 A espermatogênese é o fenômeno no qual os espermatozóides são 
produzidos pelos túbulos seminíferos através do processo de divisão e diferenciação 
celular. O epitélio seminífero é composto basicamente por dois tipos celulares, 
sendo elas as células de Sertoli e as células germinativas em desenvolvimento. 
Johnson et.al.,2000 citado por Kievitsbosch, T., (2011). O processo de multiplicação 
e diferenciação das células germinativas nos estágios mais avançados de seu 
 
 
desenvolvimento ocorre simultaneamente às mudanças morfológicas e à expressão 
gênica nas células de Sertoli e Leydig (Reece, W.O., 2006) 
As células de Sertoli sustentam as espermatogônias localizadas na porção 
basal do epitélio seminífero e que, por meio de sucessivas mitoses, dão origem aos 
espermatócitos. Estes, após o fenômeno de meiose seguida de mitose, originam 
quatro espermátides, que posteriormente darão origem aos espermatozóides. Essa 
última etapa, conhecida como espermiogênese, só ocorre após modificações 
progressivas nas espermátides. Ao final do processo de espermatogênese os 
espermatozóides são finalmente liberados no lúmen dos túbulos seminíferos, mas 
ainda imóveis e inférteis. (Johnson et.al.,2000 citado por Kievitsbosch, T., (2011) 
As três categorias de atividade biológica envolvidas na espermatogênese são 
a mitose, meiose e espermiogênese cada uma das quais preenche 
aproximadamente um terço da duração temporal da espermatogênese. Todo o 
processo é completado em torno de 64 dias. (Reece, W.O., 2006) 
4. MATURAÇÃO ESPERMÁTICA 
 Antigamente acreditava-se que para maturação espermática e capacidade 
fecundante ocorrerem, apenas um tempo específico era necessário. No entanto, 
Orgebim-Crist (1969) relatou que além do tempo demandado era indispensável a 
interação com diversas substâncias em diferentes regiões do epidídimo para que os 
espermatozoides adquirissem capacidade de fecundação. Para isso, os 
espermatozoides necessitam apresentar características morfofuncionais normais, 
adquiridas em sua formação nos túbulos seminíferos e completadas com a 
passagem pelo epidídimo e contato com secreções das glândulas anexas. Além do 
desenvolvimento da motilidade os espermatozoides no epidídimo sofrem 
estabilização da peça intermediária e acrossoma. (Monteiro, G.A., 2009) 
 Os efeitos fisiológicos da aquisição de macromoléculas no epidídimo não são 
completamente elucidados, mas são requeridos para o desenvolvimento de 
motilidade e capacidade fecundante. Esta hipótese é sustentada por estudos que 
apresentaram melhores taxas de fertilização, utilizando espermatozóides colhidos da 
cauda do epidídimo quando comparado a amostras colhidas da cabeça e do corpo 
epididimário. (Monteiro, G.A., 2009) 
 
 
Após a maturação os espermatozoides são armazenados na cauda do 
epidídimo. O número de espermatozoides armazenados varia de acordo com o 
padrão reprodutivo, acasalamento e comportamento social de uma determinada 
espécie. Os espermatozoides, ao saírem do epidídimo, recebem secreções das 
glândulas anexas que os confere capacidade de ligação à zona pelúcida e reação 
acrossômica. (Swenson, M.J., 1996)(Monteiro, G.A., 2009) 
O plasma seminal parece ser essencial na cobertura natural servindo como 
transportador e protetor de espermatozóides,no entanto sua função é questionável, 
visto que trabalhos utilizando sêmen da cauda do epidídimo acrescido ou não do 
plasma seminal não diferiram significativamente. (Monteiro, G.A., 2009) 
5. Ereção e ejaculação peniana 
A ereção do pênis é necessária à cópula e deposição do sêmen no trato 
reprodutivo da femea. Quando o garanhão é estimulado a realizar o ato de 
cobertura, inicia-se uma resposta humoral que atua na parte sacral do sistema 
nervoso parassimpático Esse processo envolve um aumento muito significativo do 
fluxo sanguíneo destinado ao pênis simultâneo com diminuição igualmente 
substancial no retorno venoso. O aprisionamento sanguíneo nos seios cavernosos 
proporciona contrações intermitentes dos músculos isquio cavernososcavernoso, 
com a compressão resultante das veias penianas. (Reece W. O., 2006) (FONSECA, 
C. W., 2006) 
Normalmente, para estimular a libido do garanhão e proporcionar o estímulo 
de ereção do pênis é utilizada uma égua em cio ou ovariectomizada e 
estrogenizada, devidamente contida. (FONSECA, C. W., Setembro – 2006) 
Em ereção, o garanhão realiza a monta sobre a égua ou manequim, e faz 
alguns movimentos de procura, para localizar a abertura vulvar, a fim de realizar a 
penetração na vagina. Após a penetração o garanhão executa em média sete a oito 
movimentos de fricção. Os movimentos estimulam a ejaculação que ocorre 
freqüentemente entre o 5o e o 8o movimento de fricção. (FONSECA, C. W., 2006) 
A ejaculação inicia-se com contrações peristálticas da musculatura lisa do 
pênis, do epidídimo, do ducto deferente e da uretra, causada por impulsos 
 
 
parassimpáticos, fazendo com que o sêmen se desloque para o interior da uretra. As 
contrações também ocorrem nas glândulas anexas da genitália masculina, 
determinando a expulsão de suas secreções. (ASHDOWN e HAFEZ, (1995) citado 
por FONSECA, C. W., (2006). 
A cópula culmina com dois eventos fisiológicos distintos, conhecidos como 
emissão e ejaculação. A emissão é a liberação dos espermatozóides e fluidos das 
glândulas sexuais acessórias no interior da uretra pélvica. A ejaculação é a expulsão 
forçada do sêmen para fora da uretra. O evento neurofisiológico correlato ao 
orgasmo ocorre sem dúvida na espécie animal, portanto parece razoável aceitar que 
os animais percebem alguma forma análoga de satisfação sensorial na cópula. A 
emissão na cópula se segue após um número e modo espécie-específica de 
movimento de fricção do pênis. No garanhão sete a nove movimentos de fricções 
precedem o desencadeamento da emissão. Verifica-se a seguir os eventos chaves 
na cópula e as inervações responsáveis pela ereção, emissão e ejaculação. 
MCDONNELL,(1994) citado por FONSECA, C. W., (2006). 
A ejaculação é o resultado da contração rítmica dos músculos 
isquiocavernoso, bulbo esponjoso, uretral e outros músculos estriados da pelve. 
Simultaneamente o esfíncter anal contrai ritmicamente. A emissão e o fechamento 
do colo da bexiga são primariamente mediados por estímulos alfa8 adrenérgicos. No 
garanhão a ejaculação ocorre como jatos (5 a 8) de sêmen, sendo que a pressão de 
expulsão decresce gradativamente do primeiro ao último jato. O reflexo da 
ejaculação é mediado via nervo pudendo e segmento sacral da coluna vertebral. 
Parece que o processo da emissão precede e age no desencadeamento do reflexo 
ejaculatório. MCDONNELL (1994) citado por FONSECA, C. W., (2006). 
Durante a ejaculação a primeira fração do sêmen é composta pelas 
secreções do epidídimo que se mistura com as secreções da glândula bulbo uretral 
e com o fluido prostático, que apresenta um aspecto fluido e translúcido, e contém 
muito pouco ou nenhum espermatozóide. Seguido esta fração, tem-se a fração rica 
em espermatozoides, composta pelas secreções do epidídimo, da glândula bulbo 
uretral, da próstata e um pouco de secreção da glândula vesicular. A última porção é 
composta principalmente pela secreção da vesícula seminal ou glândula vesicular, 
responsável pela produção da fração gelatinosa e pela secreção da ampola, 
Comentado [U11]: Tudo dentro de ( ) 
 
 
contendo ou não uma pequena quantidade de espermatozoides. (VARNER et al., 
1987, TISCHNER E KOSINIAK et al. 1992 e SANZ, E et al., (2002), citados por 
FONSECA, C. W., (2006). 
Segundo Alvarenga, M.A., (2009) volume ejaculado varia entre 20 á 100ml. 
Dependendo de alguns fatores como: idade, frequência de coleta, excitação do 
animal e da estação do ano esses valores podem variar em média de 40 a 80 ml 
sem a fração gelatinosa, que pode chegar a 40 ml no ejaculado. (FONSECA, C. W., 
2006) 
6. Colheita de sêmen de garanhões 
6.1. Vagina artificial 
Corresponde a melhor técnica de coleta de sêmen, pois simula a copula 
natural, a vagina artificial e composta por um tubo rígido com válvula, mucosa de 
borrachal e tubo coletor, recoberto por capa de térmica. Através da válvula do tubo 
coloca-se água com temperatura de aproximadamente 45-50°C e regula-se a 
pressão, a temperatura interna deve estar entre 39 e 42°C. As suas principais 
vantagens são: obtém sêmen com maior densidade e concentração, menor risco de 
contaminação ambiental. Sua limitação é a necessidade de treino para os machos 
doadores. (Leon, P.M.M., 2011) 
A vagina artificial precisa preencher, fundamentalmente, duas condições. A 
primeira é a aceitação por parte do garanhão e a segunda é não prejudicar o sêmen 
coletado. Estas condições variam de acordo com o material, a construção e a 
técnica de manuseio. (MOREL D., 1999) 
6.2. Modelos de vagina artificial e coleta do Sêmen 
O que se diferencia, basicamente, entre os diferentes modelos é o material 
utilizado na fabricação e a sua dimensão. O modelo de vagina artificial proposto por 
TISCHNER et al. (1986) diferencia-se dos modelos Missouri, Colorado, Hannover e 
Botucatu apenas pelo fato de ser mais curta, permitindo a exposição da glande do 
pênis do garanhão, que ao ejacular propicia uma coleta fracionada do sêmen por um 
segundo técnico que apanha os pulsos ejaculatórios em diversos copos. Este 
método de coleta é denominado coleta do tipo aberta, os métodos que utilizam as 
 
 
vaginas artificiais modelos Missouri, Colorado, Hannover e Botucatu geralmente são 
utilizados nas coletas denominadas de fechadas. Os modelos fechados são os mais 
utilizados, devido a sua praticidade durante a coleta. Nesta metodologia, coleta-se 
todo o ejaculado em um único recipiente. (Leon, M. M. P., 2011) 
O animal condicionado saltando sobre o manequim, deve ter o pênis desviado 
e introduzido na vagina artificial. A constatação da ejaculação pode ser verificada 
com as seguintes características: Movimento da cauda para cima e para baixo, 
contração dos músculos perianais, sapatear, fluxo pulsátil uretral da ejaculação. 
(Papa, F. O., 2011) 
6.3. Ejaculação química 
Essa técnica é indicada para animais com as mais diversas patologias que os 
impeçam de cobrir éguas. (Rowley, D.D.,1999) (Monteiro, G.A., 2009) 
Os distúrbios podem ter origem física ou psicológica. E importante ter em 
mente que os distúrbios de origem física podem predispor a distúrbios psicológicos 
por sucessivas tentativas frustradas de coleta ou mesmo montas naturais sem 
sucesso. (Alvarenga, M.A., 2009) 
Segundo Alvarenga, M.A., (2009) as principais causas de distúrbios de 
ejaculação relacionados ao fator psicológico são: 
 Mudanças na rotina diária (pessoal envolvido com a lida do reprodutor, 
rotina de exercícios, mudança de baia, piquete) 
 Mudanças na rotina de coleta de sêmen (Local de Coleta, Tipo de Vagina 
Artificial, temperatura e pressão da Vagina Artificial inadequadas, 
manequim inadequado) 
 Esgotamento físico em final de estação 
Já os problemas de origemfísica determinantes de disfunções ejaculatórias são 
 Dores lombo-sacras e articulares de origem diversas 
 Sequelas de EPM (Encefalomielite por protozoário) 
 Distúrbios circulatórios e ósteo- musculares relacionados a idade 
avançada. 
 
 
Os principais compostos utilizados incluem alfa-adrenérgicos e outros agentes 
ativos de músculo liso, comumente usado na prática da veterinária em equinos. 
Todos são conhecidos por afetar contrações do músculo liso genital no cavalo e são 
associados com efeitos colaterais ocasionais da ejaculação induzida. Compostos 
estudados até o momento incluem xilazina, imipramina, prostaglandina e detomidina. 
(McDonnel S.M., 2001) 
Características do ejaculado variaram significantemente entre os regimes de 
tratamento, aparentemente associados com contração variavelmente melhorada ou 
inibida do músculo liso da ampola e glândulas sexuais acessórias. Tratamento com 
detomidina parece melhorar a contração da ampola e inibir a contração da glândula 
sexual acessória com o resultado de ejaculados de menor volume, maior 
concentração espermática, maior número total de 
espermatozoódesespermatozoides e menor pH do que o ejaculados in copula. 
Tratamento com prostaglandina parece melhorar seletivamente a contração das 
glândulas sexuais acessórias, resultando em ejaculações de maior volume, menor 
concentração espermática, número total de espermatozóides similar, quantidades de 
gel e pH maior comparado com amostras in copula. (McDonnel S.M., 2001) 
 Efeitos colaterais significativos também variam de acordo com o regime de 
tratamento. Com os regimes com prostaglandina testados até o momento, a 
sudorese, cãibras abdominais e urina gotejando são importantes complicações dos 
efeitos colaterais. Além do desconforto para o garanhão, esses efeitos colaterais 
pois alguns desafios práticos para se obter uma amostra livre de contaminação da 
urina ou suor pingando do prepúcio. Para tratamento com xilazina, o maior efeito 
colateral adverso é a profunda sedação nos últimos 15 minutos. Para os tratamentos 
com imipramina intravenosa, o mais significativo efeito colateral adverso notado é 
leve hemólise após a injeção. O menor efeito colateral é o bocejo prolongado típico 
do tratamento com imipramina e prostaglandina. (McDonnel S.M., 2001) 
6.4. Colheita de espermatozoides da cauda do epidídimo 
A colheita de sêmen da cauda do epidídimo em garanhões mostrou-se 
eficiente em recuperar células espermáticas e esses 
espermatozóidesespermatozoides apresentam motilidade progressiva igual ou 
 
 
melhor que espermatozoides colhidos com vagina artificial, embora após a 
congelação e descongelação estes espermatozóides apresentam fertilidade 
inferiores quando comparado com o sêmen do ejaculado. 
Estudos realizados com sêmen epididimário de felinos, caninos, caprinos, suínos, 
eqüinos e bovinos, demonstraram que a maioria destas espécies possui melhor 
viabilidade seminal quando os testículos são armazenados entre 4 e 5°C, 
comparados com os mantidos à temperatura ambiente. (Monteiro, G.A. 2009) (Leon, 
P.M.M., 2011). 
Com o testículo armazenado a temperatura ambiente, observou-se um 
declínio da qualidade espermática com o aumento do tempo, tendo como limite de 
viabilidade próximo das 24 horas pós-orquiectomia. Este decréscimo pode não 
somente ser explicado devido ao envelhecimento e esgotamento metabólico dos 
espermatozóides, mas também inerente ao processo de degeneração tecidual pós-
morte. Temperaturas mais baixas retardam o processo de degeneração e diminui o 
metabolismo dos espermatozóides, mantendo-os vivos por mais tempo. (Leon, 
P.M.M., 2011) 
6.4.1. Técnica de fluxo retrógrado 
Imediatamente após a retirada dos testículos e epidídimos dos cavalos, o 
tecido conjuntivo que recobre cada epidídimo é removido e os contornos do ducto da 
cauda do epidídimo são desfeitos, e emm seguida, os ductos epididimários de 
ambos os epidídimos são lavados injetando-se 30 mL do diluente Botu-sêmen® 
intraluminal, proporcionando assim que os espermatozóides sejam carreados pelo 
diluente.(Monteiro G.A.2011) Em seguida, as amostras são distribuídas em tubos de 
centrífuga de 50mL e centrifugadas a 600 x g, durante 10 minutos. O sobrenadante 
é dispensado e o pellet ressuspendido. (Melo, C.M., 2008) 
 Para a obtenção dos espermatozóides do epidídimo o segmento deve ser 
estendido em posição vertical e o diluente injetado no lúmen até que os 
espermatozóides sejam carreados pelo diluente e recuperados na outra 
extremidade. (Leon, P.M.M., 2011) 
 
 
Essa técnica é a mais indicada, pois as amostras obtidas apresentam um 
menor nível de contaminação e são de melhor qualidade em relação aos outros 
métodos. Por outro lado, essa técnica possui a limitação de ser usada comumente 
para animais de produção devido ao tamanho do epidídimo e de ser mais complexa 
que as outras técnicas, Segundo Martinez-Pastor et al. (2006), citado por Filho, 
A.C.M, (2012). 
6.4.2. Método de perfuração e cortes 
Na técnica de perfuração, a cauda do epidídimo é colocada em uma placa de 
petri e com uma agulha os ductos epididimário são perfurados e posteriormente as 
amostras são filtradas e centrifugadas para diminuir detritos celulares. Esta técnica 
proporciona uma elevada taxa de recuperação de espermatozóides, entretanto a 
viabilidade espermática pode ser afetada devido à exposição à centrifugação e 
componentes sanguíneos. (Monteiro, G.A. 2009) 
Uma técnica similar consiste em fazer numerosos cortes na cauda do 
epidídimo e pressionar suavemente a cauda e coletar os espermatozoides por 
extravasamento do líquido epididimário. Segundo Kaabi et al., (2003), citado por 
Filho, A.C.M, (2012).0 
7. Matérial e metodos 
O presente trabalho foi realizado nas dependências do Hotel Fazenda Boa 
Luz, Laranjeiras-SE, sendo utilizado 3 garanhões ativos e sabidamente férteis com 
idades variando entre 10 a 19 anos, sendo um Pecheron pesando 620 quilogramas 
(kg) um Andaluz de 450 kg e um Mangalarga Machador com 460 kg, alojados em 
baias individuais submetidos a um manejo alimentar com 4 kg de concentrado 
dividido em duas refeições e volumoso a vontade. 
Os mesmos foram submetidos a três tentativas de ejaculação química com 
uma semana de intervalo. O tratamento consistiu em aplicação intra-muscular de 
Detomidina na dose de 0,02mg/kg, após 15minutos não obtendo o ejaculado foi feita 
uma nova aplicação de Detomidina 0,01mg/kg, os garanhões foram observados 
continuamente até a ocorrência da ejaculação ou 20 minutos após a segunda 
administração, seguindo a dosagem descrita por Rowley, D.D., et. al (1999). Com o 
Comentado [U12]: Entre ( ) 
 
 
termino do prazo estipulado, foi aplicado em todos os animais Ioimbina, na dose 
0,075mg/kg (VIANA, F.A.B., 2007), visando reverter o efeito sedativo da detomidina. 
O sêmen foi coletado em um aparato feito com uma garrafa pet cortada em funil e 
recoberta internamente com um saco plástico não espermicida que desemboca em 
um copo térmico 
 
. 
8. Resultado e discussão 
 Os resultados obtidos nas coletas foram, na primeira coleta dia 
12/11/2013, com o percheron com aplicação de detomidina nas doses preconizadas 
nesse estudo não obtivemos resultado satisfatório para a data em questão, ele 
apenas apresentou ereção e expulsão de algumas gotas de liquido seminal mas 
sem a presença de células espermática, o manga larga machador não ejaculou e 
nem esbouçou nenhuma indicativa sexual como a ereção, o andaluz chegou a 
ejaculação com o tempo de 11 minutos após a aplicação da detomidina na dose de 
0,02mg/kg ele expos o pênis que logo ficou ereto, masturbou um pouco e logo após 
ejaculou 3 jatos dando um volume de30ml sem a fração gel. 
 Na segunda coleta, dia 19/11/2013, o percheron chegou à ereção e realizou 
masturbou-seação, mas não ejaculou, o mangalarga-machador mesmo em sua baia 
fechada e ambiente controlado não esboçou nenhuma reação nenhuma a pós a 
administração da detomidina, nessa mesma data o terceiro garanhão havia sido 
transferido de baia e se apresentava agitado, diante desta condição o mesmo foi 
submetido ao protocolo de ejaculação química preconizado pelo trabalho em 
questão, não obtendo a ejaculação do mesmo.o anda luz , 
Nno terceiro dia do experimento, dia 26/11/2013, o percheron com 13 minutos 
após a aplicação da detomidina ele chegou a ereção e logo após masturbação 
houve r um pouco ele encapelou entumecimento da glande e ejaculou dois jatos 
dando um volume de ejaculado de 25ml sem a fração gelatinosa, o mangalarga-
machador não chegou a ejacular nem esboçou nenhuma reação , o anda-luz 
recebeu a aplicação da primeira dose de detomidina e após a segunda aplicação na 
 
 
dose de 0.01mg/kg ele chegou a ereção, se masturbou e encapelou entumeceu a 
glande antes de ejacular e aos 20 minutos ejaculou 3 jatos num total de 25 ml sem a 
fração do gel. 
Com os resultados obtidos nesse estudo chegamos a uma porcentagem de 
33,33% de ejaculação, sendo dessas 66,66% na primeira aplicação da detomidina. 
 Todos os animais após passar o tempo pré-determinado ou após a obtenção 
do ejaculado foram submetidos a aplicação de ioimbina na dose de 0,075mg/kg 
(VIANA, F.A.B., 2007) revertendo o efeito sedativo da detomidina em poucos 
minutos. 
A principal vantagem observada nessa técnica é a que os garanhões não 
precisam ser rufiados dispensando a necessidade de uma égua em cio, pode ser 
utilizada em animais com as mais variadas lesões ortopédicas e nervosas também é 
indicada para animais em competição, pois não sabem que estão montando e com 
isso não ficam mais agressivos, outra grande vantagem é a facilidade em reverter os 
efeitos colaterais da detomidina com o emprego da ioimbina após as coletas o q já 
não é possível quando se usa Imipramina, outra grande vantagem é a facilidade de 
obtenção das medicações, pois são vendidas com receituário simples, no caso da 
imipramina que é uma medicação controlada fica muito mais difícil sua aquisição, 
pois necessita de receituário profissional (VIANA, F.A.B., 2007). 
Todas as coletas que foram feitas realizadas seguindo um roteiro de o mínimo 
de estresse para os garanhões e os mantendo em suas baias fechadas sem 
influencias do meio externo chegaram a uma porcentagem de 66,66% de ejaculação 
num curto espaço de tempo media de 14,66 minutos. Com gasto de materiais e 
medicações próximo de R$48,00, relativamente barato e mais seguro que a 
utilização de vagina artificial onde o operador corre risco de coice ou queda do 
animal em cima do profissional ainda a o risco da vagina lesionar o pênis do animal, 
o aparato utilizado para coleta do sêmen é uma garrafa pet cortada em bisel 
formando um funil e recoberto internamente com uma plástica não espermicida q 
desemboca em copo térmico, investimento mais barato que o de uma vagina 
artificial. 
 
Comentado [U13]: Dividir este paragrafo. 
Comentado [U14]: LUVA 
Comentado [U15]: Discussão embutir junto com as demias e 
referenciar o que for possível. 
 
 
 
(Figura1) Aparato utilizado para coletar o sêmen. 
 (Figura 2) Captação do sêmen dos garanhões. 
 
 
9. Conclusão 
Diante do exposto, é possível concluir que a ejaculação induzida com 
Detomidina é uma alternativa boa a ser utilizada em garanhões, quando utilizada 
com manejo e ambiente controlados conseguimos uma boa resposta para essa 
técnica. 
 
 
 
Referencias: 
Agne, G. F., Ultrassonografia do Aparelho Genital Masculino do Equino, 
Universidade Federal do Rio Grande do sul, Porto Alegre, (2011). 
Alvarenga, M.A. et al. Principais distúrbios reprodutivos observados em garanhões 
no Brasil. Bras. Reprod. Anim. Supl., Belo Horizonte, n.6, p.204-209, dez. (2009). 
Costa, A.L.F. et. al., Manejo Reprodutivo em Eqüinos. Universidade Federal Rural do 
Semi-Árido Departamento de Ciências Animais, Mossoró, (2010). 
Filho, A.C.M, Lúcia Daniel Machado da Silva, Recuperação e Conservação de 
Espermatozoides Epididimários de Mamíferos, Acta Veterinaria Brasilica, v.6, n.1, 
p.1-8, (2012). 
FONSECA, C. W., Efeito de uma Nova Técnica de Coleta Fracionada Sobre a 
Composição do Plasma Seminal e Qualidade do Sêmen Eqüino Pós-
descongelamento, Universidade Estadual Do Norte Fluminense Darcy Ribeiro 
Campos Dos Goytacazes – Rj, (2006). 
Grunert, E., Birgel, E. H., Vale, W.G., Patologia e Clinica da Reprodução dos 
Animais Mamíferos Domésticos, São Paulo-SP, P.17 a 36, 2005. 
Leon, M. M. P., Coleta, Avaliação e Criopreservação de Sêmen, Pelotas-Rio Grande 
do Sul, (2011) 
McDonnel S.M., Oral imipramine and intravenous xylazine for pharmacologically-
induced ex copula ejaculation in stallions, University of Pensylvania, 382 West Street 
Road, Kennett Square, Pennsylvania, (2001) 
Melo, C.M., Frederico Ozanam Papa, Marco Antônio Alvarenga, Como colher e 
congelar sêmen de epidídimo de reprodutores terminais ou mortos, Departamento 
de Reprodução Animal e Radiologia Veterinária, FMVZ – UNESP, Botucatu – SP, 
(2008). 
Monteiro, G.A., et al. Colheita e preservação de células espermáticas de garanhões 
recuperadas da cauda do epidídimo. Vet. E Zootec.,p.448-458, v.16, n.3, set., 
(2009). 
 
 
Monteiro, G.A., Fertilidade de espermatozóides recuperados da cauda do epidídimo 
de garanhões subférteis. Vet. e Zootec. 2011 jun.; 18(2): 255-263. 
Kievitsbosch, T., Criopreservação de sêmen de epidídimo de garanhões, Botucatu, 
(2011). 
Leon, P. M. M., Coleta, Avaliação e Criopreservação de Sêmen, Universidade 
Federal de Pelotas, Graduacão em Biotecnologias, Manipulacao de Gametas e 
Embrioes, Pelotas, Setembro, (2011) 
Papa, F. O., et. al., MANUAL DE Andrologia E Manipulação De Sêmen Equino, 
Botucatu, (2011). 
Reece, W.O., Fisiologia dos animais domésticos, tradução Cid Figueiredo, Idilia 
Ribeiro Vanzellotti, Ronaldo Frias Zanon,P. 623 a 643, Rio de Janeiro, Guanabara 
Koogan, (2006). 
Rowley, D.D., et. al, Fertility of Detomidine HCl–Induced Ex Copula – Ejaculated 
Stallion Semen After Storage at 5°C, College of Veterinary Medicine, University of 
Illinois, 1008W. Hazelwood Drive, Urbana, IL 61802, (1999). 
Soares, A. S. P., Estudo de uma técnica de castração de cavalos por laparoscopia, 
Universidade Técnica de Lisboa, Lisboa, (2009) 
SWENSON, M.J., REECE, W.O., Dukes Fisiologia dos Animais Domésticos, 
11.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1996. 856p 
VIANA, F.A.B, Guia Terapêutico Veterinário, 2.ed.,editora CEM, Lagoa Santa, 2007. 
462p