Roteiro de aula prática - Micro Clínica Professor Lucas Alves

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PONTIFÍCIA UNIVERSIDADE CATÓLICA DE MINAS GERAIS 
PUC/MG 
 
 
DISCIPLINA DE MICROBIOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aluno:___________________________________________________________ 
 
 
 
 
Professor Lucas Ferreira Alves 
Campus Lourdes 
 
ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS 
http://www.pucminas.br/
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NORMAS GERAIS PARA TRABALHOS PRÁTICOS EM MICROBIOLOGIA 
 
 
OBJETIVO: informar ao estudante os princípios e os métodos utilizados em um laboratório de 
Microbiologia. 
 
1. Observar o horário e estar sempre munido de material solicitado. 
2. É obrigatório o uso de jaleco (de preferência longo) e vestimentas adequadas nos laboratórios. 
3. O laboratório deve ser um recinto calmo. 
4. Deve-se manter sobre a mesa apenas o material que será utilizado na execução do trabalho. 
5. Durante todo o período de sua permanência no laboratório o estudante será avaliado quanto à 
assiduidade, pontualidade, participação, criatividade, iniciativa, organização e domínio da 
matéria. 
6. Fazer a desinfecção da bancada antes e depois da execução da prática utilizando álcool 70%. 
7. Sempre lavar as mãos ao entrar e sair do laboratório. 
8. Mantenha os cabelos sempre presos. 
9. Usar sapatos fechados. 
10. Não falar em voz alta. 
11. Não sair, desnecessariamente, de seus lugares. 
12. Não comer ou ingerir líquidos dentro do laboratório. 
13. Não retirar cultivo do laboratório. 
14. Ao usar o bico de Bunsen, primeiramente acender o fogo e só então, abrir a torneira do gás. 
15. As alças, pinças, pipetas, meios em tubos, etc., devem ser colocados nos suportes e não 
abandonados sobre a mesa. 
16. Manter o bico de gás aceso somente quando necessário. 
17. Ler o roteiro de prática antes de iniciar o trabalho. 
18. Após o uso do microscópio, limpar as lentes com lenço de papel umedecido com álcool. 
19. Terminado o exercício prático, guardar o microscópio e deixar a mesa em ordem. 
20. Colocar os materiais contaminados em recipientes apropriados. 
21. Após o término da aula, o estudante deverá retirar o jaleco e acondicioná-lo apropriadamente, 
pois não será permitido que o estudante circule pelas dependências da instituição com o avental 
utilizado na aula prática. 
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CONFECÇÃO DOS RELATÓRIOS DE AULA PRÁTICA 
 
 Relatórios são documentos preparados com o objetivo de estabelecer um balanço dos 
resultados obtidos em um programa de trabalho. Para tal um relatório completo deverá ser 
composto de: 
 
Título: Deve indicar precisamente o conteúdo do relatório e havendo necessidade poderá ser 
desdobrado em subtítulos. 
Objetivo: Informar o que será realizado, o que se pretende. 
Introdução: Cabe aqui apresentar o tema em questão, a sua relevância esclarecendo o interesse do 
trabalho. Evitar apresentação precipitada dos resultados e discursos extensos. Deve ser sintética e 
versar exclusivamente sobre a temática do trabalho. Fazer citação. 
Material e Métodos: A descrição da metodologia usada deve ser breve, porém suficiente para 
possibilitar que outro possa repetir a investigação. 
Resultados: Devem ser apresentados diretamente sem discussão ou interpretação. Podem-se 
utilizar desenhos ou tabelas demonstrativas. 
Discussão: Deve conter a interpretação dos resultados restrita aos dados demonstrados nos 
resultados devendo aliar os achados com os conhecimentos anteriores sobre o assunto. 
Conclusões: Deve conter as conclusões que puderam ser tiradas dos experimentos. Pode-se utilizar 
a forma de tópicos para facilitar a compreensão. 
Referências: Deve conter as referências de todos os livros, apostilas e artigos que foram incluídos 
no relatório. Deve-se manter um padrão único para todas as referências (olhar modelo PUC - 
ABNT). 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
PUC MINAS 
 
Curso: _________ 
RELATÓRIO MICROBIOLOGIA CLÍNICA 
TURMA: ____ Bancada:______________________ 
NOME: 
1. 
2. 
3._______________________________ 
4. 
5. 
1- TÍTULO: 
2- OBJETIVO: 
 
 
 
 
3- INTRODUÇÃO: 
 
 
 
MATERIAL e MÉTODOS (Parte Experimental): 
 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 
 
 
 
CONCLUSÃO: 
 
 
 
REFERÊNCIAS: 
14 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AULA PRÁTICA I 
 
TÍTULO: MICROBIOTA NORMAL 
Demonstração da diversidade e distribuição dos microrganismos no corpo humano. 
 
1. OBJETIVOS: 
- Demonstrar a presença e distribuição dos microrganismos do corpo humano. 
- Observar a diversidade dos microrganismos. 
- Observar a morfologia das bactérias presentes no corpo através da Coloração de gram. 
 
2. INTRODUÇÃO: 
A microbiota normal humana varia de acordo com o sexo, a idade, a dieta, nutrição, níveis de 
estresse entre outros fatores. A microbiota normal do corpo humano tem início no momento do 
nascimento*, devido à passagem pelo canal do parto ou contato do mesmo com o ambiente, momento 
em que recebe os primeiros componentes de sua microbiota (TRABULSI; ALTERTHUM, 2015). 
Cada região habitada do corpo humano possui uma microbiota com características próprias. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS: 
 
• 1 placa de BHI por aluno; 
• Swabs. 
Método – realizar a marcação da placa em dois setores; escolher dois locais do corpo, passar o swab e 
semear em placa (cada local um swab diferente), incubar a 37ºC, 24/48h. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4. RESULTADOS: 
Anotar os resultados obtidos na tabela abaixo: 
Local de coleta Nº colônias em ágar BHI Descrição das colônias 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- Escolher duas colônias, fazer coloração de Gram e anotar o resultado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AULA PRÁTICA II 
 
TÍTULO – TÉCNICA DE SEMEADURA POR ESGOTAMENTO (ESTRIAS) 
 
1 - OBJETIVO: 
 Desenvolver a técnica de semeadura por esgotamento em placa (treinamento). 
 
2 - INTRODUÇÃO: 
 Uma população microbiana, sob condições naturais, contém muitas espécies diferentes. Os 
microbiologistas devem ser capazes de isolar, enumerar, e identificar os microrganismos em uma amostra, 
para então classificá-los e caracterizá-los (TRABULSI; ALTERTHUM, 2015). 
 A técnica de semeadura é o método pelo qual se transfere inóculos bacterianos de um meio de 
cultura ou material a ser analisado para outro meio de cultura. O objetivo é obtenção de colônias puras, 
isoladas para realização de provas bioquímicas, identificação bacteriana dentre outros objetivos (BARBOSA 
et al., 2015). 
• técnica de esgotamento por meio de estrias superficiais - a amostra é semeada na superfície do meio 
solidificado com uma alça de semeadura para esgotar a população, assim em algumas regiões do meio, células 
individuais estarão presentes. 
 
3 – MATERIAL E MÉTODOS: 
• Placas com meios de cultura sólido (uma por aluno); 
• Alças de semeadura; 
• Culturas bacterianas para as respectivas placas. 
 
Método: 
Identificar a placa de meio de cultura com nome, turma, data, curso e, em seguida realizar a técnica de 
semeadura por esgotamento em placa. Incubar a 37ºC 24/48h. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4 – RESULTADOS: 
Verificar a presença de colônias isoladas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AULA PRÁTICA III 
 
TÍTULO: TESTES DE DIFERENCIAÇÃO PARA STAPHYLOCOCCUS AUREUS 
 
1- OBJETIVO: 
 Diferenciar através de testes laboratoriais S. aureus das outras espécies. 
 
2 – INTRODUÇÃO 
 
Os Staphylococcus são cocos Gram-positivos medindo 0,5 a 1,5 mm de diâmetro; imóveis; 
catalase positiva; não esporulados; anaeróbicos facultativos; usualmente ocorrem em aglomerados 
característicos. De todas as espécies do gênero, o S. aureus é o mais importante para a clínica (TRABULSI; 
ALTERTHUM, 2015). 
O Staphylococcus aureus é considerado um patógeno humano oportunista e frequentemente está 
associado a infecções adquiridas na comunidade e no ambientehospitalar. As infecções mais comuns 
envolvem a pele e feridas em sítios diversos. (TORTORA, 2012). 
Algumas infecções por S. aureus são agudas e podem disseminar para diferentes tecidos. Episódios 
mais graves, como bacteremia, pneumonia, osteomielite, endocardite, miocardite, pericardite e meningite, 
também podem ocorrer (TORTORA, 2012). 
3 – MATERIAL E MÉTODOS: 
• Placas de Ágar BHI com S. aureus e S. epidermidis (ou suspensão líquida em BHI líquido); 
• Água Oxigenada; 
• Lâminas de vidro; 
• Pipeta automática e ponteira (ou Pipeta Pasteur) para utilizar a água oxigenada. 
• Ágar Manitol (2 para cada teste); 
• Ágar DNAse ( 2 para cada teste); 
• Tubos com plasma de coelho (2 para cada teste); 
• Alças de semeadura; 
• HCl; 
 
 Método: 
I. Identificar o material – Escrever na placa. (E as informações da bancada) 
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II. Inocular/Estriar no meio Ágar Manitol as duas espécies em suas respectivas placas. Incubar as 
placas 37oC por mais ou menos 24/48 horas. 
III. Fazer um esfregaço circular e denso na placa de Ágar DNAse. Incubar à 37ºC durante 24 horas. 
IV. Inocular uma alçada no meio plasma de coelho para as duas espécies. Incubar à 37oC por cerca 
de 2 horas. Se não coagular deixar mais 20h, totalizando 24h verificar novamente. 
 
4 – RESULTADOS: 
 
I. Plasma de Coelho – coagulase: Se o plasma coagular, a espécie é indicativo de S. aureus. 
 
II. Ágar Manitol - A degradação do manitol com a produção de ácido muda a cor do meio de rosado a 
amarelo. Confirmando presença de S. aureus. 
 
III. Ágar DNAse - É utilizado para a determinação da atividade enzimática desoxirribonuclease. Esta 
enzima hidrolisa o ácido desoxirribonucleico (DNA) contido no meio de cultura após um período de 
incubação. 
- Acidificar o meio com HCl para a revelação da prova. Presença de halo teste positivo para S. 
aureus. 
S. Aureus 
DNAse 
S. Epidermidis 
DNAse 
S. Aureus 
Manitol 
S. Epidermidis 
Manitol 
S. Aureus 
Plasma 
S. Epidermidis 
Plasma 
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IV. Anotar os resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
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 AULA PRÁTICA IV 
 
 TÍTULO: TESTES DE IDENTIFICAÇÃO PARA STREPTOCOCCUS 
 
1. OBJETIVO: 
Diferenciar através de testes laboratoriais as espécies de Streptococcus. 
 
2. INTRODUÇÃO: 
O gênero Streptococcus é composto por bactérias Gram-positivas, esféricas 
(cocos), podem se apresentar em pares ou cadeias (diplococos). As colônias são discóides, 
mucóides, opacas ou brilhantes. Esses microrganismos são considerados fastidiosos. Os 
estreptococos são imóveis, não esporulados, grande maioria anaeróbios facultativos. Além 
disso são fermentadores de carboidratos e apresentam perfil negativo para o teste da 
catalase, diferenciando-os dos Staphylococcus (MURRAY et al., 2009). 
Trata-se de importantes patógenos humanos, com diferentes espécies dentro do 
grupo, sendo responsável por diversas patologias, como fasciíte necrosante (gangrena 
estreptocócica), impetigo, escarlatina, erisipela, síndrome do choque tóxico estreptocócico 
entre outras. Há três formas de diferenciar e classicar as bactérias desse gênero. A primeira 
é por propriedades sorológicas que são os grupos de Lancefield. A segunda é por perfil 
hemolítico (hemólise), podendo ser hemólise completa (beta-β), hemólise incompleta 
(alfa-α) e ausência de hemólise (gama-γ). E a terceira classicação se baseia em 
características bioquímicas (MURRAY et al., 2009). 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS: 
 
• Ágar Sangue uma por aluno; 
• Tioglicolato meio líquido; 
• Swabs; 
• Alças de semeadura; 
• Pipeta automática e ponteira (ou Pipeta Pasteur); 
• Coloração de gram. 
 
 
 
 
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1º DIA 
 
I. Identificar o material. 
II. Colher material da orofaringe (tonsilas palatinas/amígdalas) com o auxílio de swab previamente 
umedecido em solução salina estéril e inocular o meio de Tioglicolato e incubar a 37oC por 
24 horas. 
2º DIA 
III. Inocular uma alçada por esgotamento o crescimento do meio Tioglicolato na placa 
de Ágar sangue e incubar a 37oC por 24 horas. 
 
3º DIA (próxima aula) 
IV. Logo após o crescimento das bactérias, observar o padrão hemolítico ao redor das colônias. 
V. Realizar a coloração de gram com uma pequena quantidade da colônia e observar ao 
microscópio. 
 
3. RESULTADOS: 
 
I. Bacterioscopia: A observação na coloração de gram, os estreptococos são observados 
em formas de cocos gram positivos aos pares (Lanceolados) e/ou em cadeias (estrepto). 
 
II. Padrão Hemolítico: Em relação ao padrão hemolítico, as bactérias podem comportar 
como β- hemolíticas, apresentando hemólise total das células sanguíneas (halo claro 
ao redor das colônias). O padrão α-hemolítico, apresenta hemólise parcial e forma-se 
um halo esverdeado ao redor das colônias, enquanto o γ-hemolítico não apresenta perfil 
de hemólise. 
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III. Anotar os resultados
Padrão Hemolítico 
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AULA PRÁTICA V 
 
TÍTULO: UROCULTURA 
 
1. Introdução 
 
Essa técnica tem como o princípio o isolamento, identicação e quanticação de 
bactérias presentes na urina. A urocultura deve ser realizada quando há suspeita de infecção 
do trato urinário. As principais bactérias causadoras de infecção do trato urinário são: 
enterobactérias como, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus spp. e cocos 
Gram-positivos como Staphylococcus spp. e Enterococcus spp. Nesse tipo de infecção 
geralmente apresenta grandes quantidades de leucócitos na amostra (piúria). Para o 
diagnóstico é preciso analisar tanto a quantidade elevada de leucócitos como a presença de 
bactérias na amostra (bacteriúria) (OPLUSTIL, et al., 2004). 
Há várias opções de meios para urocultura. Classicamente, os meios recomendados 
são o Ágar Sangue e um meio seletivo para bacilos Gram negativos. Embora possa ser 
usado o Ágar Eosina Azul de Metileno ou mais comumente o Ágar MacConkey. Visando 
a otimizar custos, pode- se optar pelo Ágar Cystine Lactose Electrolyte Deficient 
(conhecido como Ágar CLED), pois permite o crescimento de bactérias Gram-positivas e 
Gram-negativas (SBPC, 2015). 
 
2. Objetivos 
 
• Compreender os princípios da técnica de urocultura; 
 
• Descrever as bactérias mais frequentes encontradas nas infecções urinárias. 
 
3. Materiais e Métodos 
 
• Ágar Cled 
• Alças de platina 
• Lâminas 
• Pipeta automática e ponteira (10 µL) 
• Kit coloração de gram 
• Amostra de urina 
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I. Identificar o material. 
 
II. A cultura pode ser realizada de duas formas, por meio de semeadura semiquantitativa 
em placa e lâmina-cultivo. 
 
III. Homogeneizar a amostra sem centrifugar; 
 
IV. Imergir a alça calibrada de 0,01 mL ou 0,001 mL na urina na vertical; 
 
V. Semear quantitativamente em placa com Cled; 
 
VI. Incubar em temperaturas entre 37°C por 18 a 24 horas. 
 
IX. Fazer a leitura. 
 
4. Resultados 
 
• Crescimento com alça de 0,001 mL ou 1 μL (1:1000) = 1 colônia = 1.000 UFC/mL. 
• Crescimento com alça de 0,01 mL ou 10 μL (1:100) = 1 colônia = 100 UFC/mL 
• Cultura negativa = Se nenhum microrganismo foi observado nos meios inoculados, 
reportar: negativo ou sem crescimento de uropatógenos ou não houve crescimento de 
micro-organismos na amostra analisada; 
• Cultura positiva = >100.000 UFC/mL. Reportar a identificação e as UFC/mL de cada 
patógeno separadamente. Se houver três ou mais microrganismos: reportar crescimento 
de múltiplos microrganismos sugestivos de contaminação durante a coleta ou reportar 
a UFC/mL de cada microorganismo sem identificação ou reportar a UFC/mL de cada 
microrganismo e as suas identificações presuntivas. Em todos os casos, deve ser 
incluída a observação: “Sugere-se nova amostra, a critério do médico-assistente” (a 
observação deve ser colocada também em caso da aceitação de amostras coletadas fora 
dos critérios de aceitação padronizados pelo laboratório) (SBPC, 2015). As linhasde 
orientação actuais indicam que para um único isolado uma densidade de >105 CFU/mL 
indica infecção, 19 µg/mL >50 µg/mL >25 µg/mL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AULA PRÁTICA VII 
 
TÍTULO: IDENTIFICAÇÃO DE ENTEROBACTERIAS 
 * Coprocultura 
 
1. Objetivo 
 
Utilização de meios de cultura e provas bioquímicas para a identificação de Enterobactérias. 
 
2. Introdução 
 
A maioria dos estudos de bactérias geralmente envolve uma etapa de isolamento e 
sua identificação. A etapa de isolamento exige a obtenção de colônias bacterianas, de 
forma isolada, pois a partir de uma delas, será feita a identificação (TORTORA, 2012). 
A etapa de identificação geralmente envolve o cultivo da bactéria, a partir da 
colônia isolada, em meios de cultivo cujos componentes reagem com substâncias 
produzidas pela bactéria, de modo a permitir a distinção das propriedades bioquímicas do 
microrganismo estudado e sua identificação (TRABULSI; ALTERTHUM, 2015). 
 
3. Materiais 
 
• Bactérias fornecidas pelo laboratório ou amostra clínica 
• Placa de Ágar MacConkey 
• Placa de Ágar Salmonella - Shigella 
• Placa de EMB 
• Provas bioquímicas por bancada/grupo 
1. Citrato de Simmons; 
2. Meio SIM; 
3. Meio Uréia; 
4. Tríplice ágar; 
5. Rugai com Lisina. 
 
• Alças de platina e agulha bacteriológica 
• Coloração de gram 
 
 
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4. Métodos: 
 
Primeiro dia: 
 
I. Identificar o material (Escrever na placa as informações do amostra, data, meio, 
nome, período e turma). 
 
 
 
II. Com o auxílio de uma alça fazer a técnica de esgotamento, na sequência de placas: 
1. Placa de Ágar MacConkey 
2. Placa de Ágar Salmonella - Shigella 
3. Placa de Ágar EMB 
 
Segundo dia: 
 
III. Nos meios semi-sólidos, com o auxílio de uma agulha bacteriológica tocar uma porção 
da colônia isolada e inocular no meio fazendo picada central até o fundo do tubo e 
depois estriar a parte inclinada do mesmo. 
 
IV. Nos meios líquidos com o auxílio de uma agulha bacteriológica tocar uma porção da 
colônia isolada e inocular no meio homogeneizando até semear totalmente no mesmo. 
 
IV. Realizar coloração de gram para confirmar bacilos gram negativos. 
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V. Incubar a 37ºC durante 24 horas. 
 
3. Resultados (Placas) 
 
Ágar MacConkey 
 
I. Lac + 
As bactérias fermentados de lactose utilizam a lactose disponível no meio e produzem 
ácidos como produto final. Este ácido diminui o pH do meio para valores inferiores a 6.8, 
resultando na observação de colônias rosa choque / vermelhas. 
 
II. Lac - 
As bactérias que não fermentam lactose (Salmonella, Shigella, Proteus, Yersinia) utilizam 
a peptona. Isto forma amônia, que eleva o pH do ágar, levando a formação de colônias 
brancas / sem cor. 
III. Anotar os resultados na tabela abaixo. 
 
Ágar MacConkey 
Cor da colônia 
Fermentação da lactose 
 
 
Ágar Eosina - Azul de Metileno (EMB) 
 
I. Lac + 
As bactérias fermentados de lactose utilizam a lactose disponível no meio resultando na 
observação de colônias pretas-azuladas (Enterobacter / Klebsiella) ou verde metalizado 
(Escherichia coli). 
 
II. Lac - 
As bactérias que não fermentam lactose são geralmente observadas em colônias incolores a âmbar. 
 
III. Anotar os resultados na tabela abaixo. 
 
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Ágar EMB 
Cor da colônia 
Fermentação da lactose 
 
Ágar Salmonella - Shigella 
 
É designado como um meio moderadamente seletivo com base no grau de inibição dos 
microrganismos gram-positivos e outras Enterobacteriaceae que não a Salmonella e a 
Shigella, este inibe devido ao seu teor de sais biliares, brilliant green e citratos. Utilizado 
para isolamento primário de Salmonella. 
 
I. Lac + 
As bactérias fermentados de lactose utilizam a lactose disponível no meio, que na presença 
do vermelho neutro, resulta na observação de colônias vermelhas (Enterobacter, 
Klebsiella, Escherichia coli) possuindo inibição parcial. 
 
II. Lac - 
As bactérias que não fermentam lactose são geralmente observadas em colônias incolores 
a cor-de- rosa (Shigella, Pseudomonas spp.). 
 
III. H2S + 
O tiosulfato de sódio e o citrato férrico no meio permitem a detecção da produção de 
sulfureto de hidrogêniopodendo observar pelas colônias com centros pretos 
(Salmonella e Proteus). 
 
 Anotar os 
resultados na 
tabela abaixÁgar 
SS 
Cor da colônia 
Fermentação da lactose 
 
 
 
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3. Resultados (Provas Bioquímicas) 
 
Citrato de Simmons 
 
Utilizado para identificar se a bactéria é capaz de utilizar o Citrato de sódio como única 
fonte de carbono. Reação: Citrato de sódio - Hidróxido de amônia = aumenta o pH, muda 
a cor do meio pelo indicador azul de bromofenol (Cor Verde: Citrato negativo / Cor 
Púrpura: Citrato positivo). 
 
Citrato de Simmons 
Cor do meio inicial 
Cor do meio final 
Reação (+ ou -) 
 
Meio SIM 
 
Meio semi-sólido utilizado para a diferenciação de bactérias entéricas através da produção 
de sulfeto, formação de indol e motilidade. O teste de redução do enxofre é útil para a 
diferenciação de organismos entéricos, especialmente Salmonella e Shigella. O teste do 
indol é útil para a diferenciação de enterobactérias, enquanto o teste de motilidade é útil 
para avaliar uma ampla variedade de organismos. (Escurecimento do meio: H2S positivo 
/ Turbidez difusa na linha de inoculação: Motilidade / Cor púrpura: Indo positivo na adição 
do Reagente de Kovacs). 
 
Meio SIM 
Cor do meio inicial 
H2S 
Motilidade 
Indol 
 
 
 
 
 
 
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Uréia 
Verifica a capacidade de um microorganismo em produzir uréia. Quando os 
microrganismos usam ureia, a amônia é formada durante incubação que torna a reação 
destes meios alcalina, produzindo uma cor vermelho-rosa. (Cor vermelho-rosa: Uréia 
positivo / Cor amarela: Uréia negativo). 
Uréia 
Cor domeio inicial 
 
 
 
 
 
Tríplice ágar (TSI) 
 
Permite a diferenciação dos fermentadores da glucose, lactose, e/ou sacarose e a detecção 
da produção de sulfureto de hidrogénio. (Cor avermelhada: negativo / Cor amarela: 
fermentação da glicose, lactose e/ou sacarose/ Bolhas: gás a partir da glicose / 
Escurecimento: Produção de H2S). 
 
 
Rugai com Lisina 
O meio de Rugai com Lisina apresenta uma série bioquímica contendo nove provas 
que são agrupados em um único tubo, sendo elas: reação de indol (IND), desaminação do 
aminoácido L- triptofano (LTD), fermentação da sacarose (SAC), produção de sulfeto de 
hidrogênio (H2S), produção de gás (GAS), hidrólise da ureia (URE), fermentação da 
glicose (GLI), descarboxilação da lisina (LIS) e motilidade (MOT). 
 
Obs.: Avaliar pela tabela de diferenciação ou pela bula do fabricante. 
Rugai 
Série Bioquímica IND LTD SAC H2S GAS URE GLI LIS MOT 
Reação (+ ou -) 
 
Cor do meio final 
Reação (+ ou -) 
TSI 
Cor do meio inicial 
Cor do meio final 
H2S 
Reação (+ ou -)