Apostila Aulas Práticas Hematologia [SIGAA]

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Apostila Aulas Práticas Disciplina Hematologia Clínica – DACT - UFRN 
Agosto/2010 
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CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
DEPARTAMENTO DE ANÁLISES CLÍNICAS E TOXICOLÓGICAS 
DISCIPLINA HEMATOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NATAL 
2010 
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Apostila elaborada pelas professoras: 
Amora Abreu 
Mestre em Biologia 
Prof. Adjunto IV 
 
 
Cynthia Hatsue Kitayama Cabral 
Farmacêutica Bioquímica 
Prof. Substituto 
 
 
Tatiana Xavier da Costa 
Farmacêutica Bioquímica 
Prof. Substituto 
 
 
Tereza Maria Dantas de Medeiros 
Doutora em Farmácia (Área Análises Clínicas) 
Prof. Adjunto III 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Texto revisado em Agosto de 2010 pelas Profas. Ivanise Marina Moretti Rebecchi, Tereza Maria Dantas de 
Medeiros e Dulce Marta Schimieguel 
 
 
 
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 SUMÁRIO 
 
 
Coleta de sangue........................................................................................................ 04 
Anticoagulantes .......................................................................................................... 08 
Extensão sanguínea .................................................................................................... 11 
Corantes panópticos..................................................................................................... 13 
Técnicas hematológicas básicas .................................................................................... 16 
Contagem das células sanguíneas ................................................................................. 17 
Contagem de hemácias ................................................................................................ 19 
Determinação do hematócrito ....................................................................................... 21 
Dosagem de hemoglobina ............................................................................................ 23 
Alterações morfológicas dos eritrócitos .......................................................................... 25 
Contagem de reticulócitos ............................................................................................ 31 
Teste de fragilidade osmótica dos eritrócitos .................................................................. 34 
Teste de solubilidade ................................................................................................... 37 
Teste de falcização ...................................................................................................... 38 
Eletroforese de hemoglobina ........................................................................................ 39 
Determinação da velocidade de hemossedimentação ..................................................... 42 
Contagem global de leucócitos ..................................................................................... 45 
Contagem diferencial de leucócitos ............................................................................... 47 
Alterações morfológicas dos leucócitos .......................................................................... 52 
Contagem de plaquetas (sangue total) .......................................................................... 57 
Contagem de plaquetas (plasma) .................................................................................. 60 
Tempo de coagulação .................................................................................................. 62 
Tempo de sangramento ............................................................................................... 63 
Determinação da retração do coágulo ........................................................................... 65 
Prova de resistência capilar .......................................................................................... 67 
Determinação do tempo de protrombina ....................................................................... 68 
Determinação do tempo de tromboplastina parcial ativada ............................................. 70 
Hemograma ................................................................................................................ 74 
Controle de qualidade em hematologia .......................................................................... 83 
Automação em hematologia ......................................................................................... 84 
Pesquisa de células LE ................................................................................................. 93 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ASSUNTO: COLETA DE SANGUE 
 
 
A execução de um exame depende em primeiro lugar de uma coleta de sangue correta. Existem 
cuidados e normas que devem ser seguidos para o sucesso de uma coleta bem feita. 
As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas da SBPC – Sociedade brasileira de 
patologia clínica, que por sua vez segue as normas da NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory 
Standards), atualmente denominada CLSI. O CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) - é uma 
instituição sem fins lucrativos, reconhecida mundialmente por promover o desenvolvimento e o uso de 
padrões e diretrizes dentro da comunidade de clínica médica. A instituição fornece, mundialmente, diretrizes 
de boas práticas de manufatura de produtos, procedimentos técnicos laboratoriais e médicos que envolvem 
estes produtos, biossegurança laboratorial e médica, análises laboratoriais, equipamentos para diagnóstico. 
 
RECOMENDAÇÕES GERAIS 
 
1. LIMPEZA: os materiais devem estar perfeitamente limpos e secos, idealmente devem ser novos e 
estéreis. Qualquer tipo de resíduo do medicamento, soro fisiológico ou umidade podem contaminar o sangue 
coletado, falseando as dosagens. 
 
2. SERINGAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2.1 Seringas descartáveis de plástico: oferecem várias vantagens, pois são limpas e estéreis, 
proporcionando maior segurança para o paciente por não haver risco de contaminação por este material. 
 
2.2 Seringas de vidro: seu uso já foi quase completamente abandonado. A vantagem deste tipo de 
seringa é a facilidade com que seu êmbolo desliza e bolhas de ar não ficam presas nas paredes. Foi muito 
utilizada para coleta de sangue arterial. 
 
2.3 Coleta a vácuo: a maior vantagem deste tipo de coleta é quando se necessita de grande quantidade 
de amostra, neste caso, os tubos são trocados sem a manipulação da veia do paciente. A desvantagem é o 
calibre maior da agulha, que em determinados pacientes com veias muito finas inviabiliza sua utilização. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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3. AGULHAS 
Devem ser sempre descartáveis e estéreis. A agulha mais indicada é a 25X8 (25mm comprimento/8mm de 
diâmetro). Estas medidas colaboram para que o sangue flua sem que ocorra destruição celular ou demora 
na coleta. Para crianças e pessoas idosas com veias difíceis pode ser utilizada uma agulha de menor calibre 
como a 25X7, por exemplo. Cada agulha tem uma cor que identifica seu respectivo tamanho; agulhas de 
maior calibre não são indicadas para coletas venosas, mas simpara preparo e administração de 
medicamentos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.1 Agulhas do tipo Escalpe ou “Scalp”: Pacientes que necessitam de coletas seriadas, crianças ou 
pessoas com veias muito finas e difíceis podem utilizar as agulhas do tipo escalpe. São agulhas siliconizadas, 
contendo duas asas no mandril, para facilitar a fixação na pele depois de atingido o vaso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4. LOCAL DE PUNÇÃO: SANGUE VENOSO 
 
As veias mais indicadas para a coleta de sangue venoso são aquelas localizadas na dobra do cotovelo, onde 
a pele é mais fina e possui menos terminações nervosas, sendo assim o local menos doloroso para a 
punção. 
 
 
- Veia cefálica 
-Veia basílica 
-Veia mediana (ou intermédia) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VEIAS DO DORSO DA MÃO: São mais utilizadas em pacientes obesos. Estas veias são mais calibrosas do 
que as veias da dobra do cotovelo, porém são extremamente móveis em relação aos tecidos circunjacentes, 
o que dificulta a penetração da agulha no seu interior. Além disso, a perfuração da pele do dorso da mão é 
bem mais dolorosa e como a pele é mais grossa a dificuldade de penetração da agulha é maior. Após a 
punção do dorso da mão, a hemostasia deve ser bem mais demorada. Frequentemente há extravasamento 
de sangue e formação de hematomas. 
 
VEIAS JUGULARES: Especialmente em crianças realiza-se a coleta na jugular externa. O paciente deve ser 
imobilizado, enfaixando-o com um lençol, colocando a cabeça em posição inclinada, com a cabeça no nível 
inferior ao tronco. Roda-se a cabeça da criança para o lado oposto à punção para melhor visualização da 
veia. Pode-se também provocar o choro da criança, para aumentar a estase venosa. Se o paciente for 
adulto, deverá ficar sentado e fazer esforço respiratório, soprando com a boca e nariz fechados. A agulha 
deve penetrar diretamente sobre a veia, nessa região é bem superficial. Após a coleta, manter o paciente 
sentado e comprimir demoradamente o local puncionado. 
 
 
 
SANGUE CAPILAR (PERIFÉRICO): 
 
O uso de sangue capilar pode causar erros técnicos e só deve ser utilizado em crianças abaixo de 
um ano de idade e em casos de virtual impossibilidade na obtenção de sangue venoso. 
Em bebês, lactentes e adultos com veias difíceis, é freqüentemente necessária a obtenção de sangue 
através da punção capilar utilizando-se lanceta descartável. 
A punção pode ser feita na face plantar de um dos calcanhares (bebês com menos de 3 meses e 
lactentes), face plantar do grande artelho (crianças até dois anos) um dos dedos da mão ou lóbulo da orelha 
(crianças maiores e adultos). A punção deve causar fluxo espontâneo do sangue (só é tolerável uma pressão 
muito leve). Se for necessário espremer a área para obter sangue, os resultados não serão fidedignos. 
Após antissepsia do local com álcool a 70% deve-se secar a pele com gaze esterilizada (traços de 
álcool podem provocar hemólise). Após a punção, deve-se desprezar a primeira gota de sangue, 
absorvendo-a com gaze estéril, evitando-se que a amostra seja contaminada com o antisséptico usado ou 
diluída com líquido tissular. 
A punção deve ser realizada com lanceta de 1,5 mm de profundidade para que atravesse a junção 
derme-tecido subcutâneo, na qual a vascularização é maior, permitindo fluxo espontâneo do sangue. 
Devem ser evitadas regiões edemaciadas ou traumatizadas. O edema contamina a amostra, diluindo 
o soro ou plasma. 
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LOCAL DE COLETA 
O espaço físico adequado para uma coleta deve ser limpo, arejado e organizado. Deve conter uma cadeira 
confortável com apoiador de braço, cama ou maca, pia e lixeiros apropriados para descarte do material 
utilizado na coleta. Caso a coleta seja realizada no leito do paciente, é necessário cuidado com o manuseio 
do material de coleta e adequar-se às condições físicas do paciente. 
 
PREPARO DO PACIENTE 
O paciente deve ser informado de todos os procedimentos que serão realizados durante a coleta. É de 
extrema importância confirmar a identificação do paciente e tranquilizá-lo antes da punção. 
 
 
FASE PRÉ-ANALÍTICA PARA EXAMES DE SANGUE 
A fase imediatamente anterior à coleta de sangue para exames laboratoriais deve ser objeto de atenção por 
parte de todas as pessoas envolvidas no atendimento dos pacientes, com a finalidade de se prevenir a 
ocorrência de enganos ou a introdução de variáveis não controladas que poderão comprometer a exatidão 
dos resultados. 
Quaisquer que sejam os exames a serem realizados é muito importante a identificação positiva do paciente 
e dos tubos nos quais será colocado o sangue. Deve-se buscar uma forma de estabelecer um vínculo seguro 
e indissociável entre o paciente e o material colhido para que, ao final, seja garantida a rastreabilidade de 
todo o processo. 
 
 
OBSERVAÇÕES GERAIS: 
 
Qualquer que seja a origem do material a ser colhido para um exame hematológico, deve-se 
levar em consideração os seguintes itens: 
 O paciente deve estar bem acomodado. 
 O material a ser usado deve ser limpo, bem esterilizado, ou melhor ainda, deve-se preferir o 
descartável. 
 A escolha do local para se retirar sangue deve ser feita em função da quantidade necessária e 
calibre do vaso a ser puncionado. 
 O local a ser puncionado deve ser limpo com solução antisséptica (álcool a 70%). 
 O garroteamento para a estase venosa não deve ultrapassar um minuto, evitando-se congestão 
local e hemoconcentração. 
 O sangue deve fluir facilmente do local da punção. 
 Após a retirada do sangue, deve-se fazer a distribuição do mesmo para os tubos receptores, depois 
de retirar a agulha da seringa. 
 As extensões em lâminas devem ser feitas logo após a coleta, evitando-se a coagulação do material 
ou a ação dos anticoagulantes sobre as células. Caso não seja possível realizar a extensão 
sanguínea no ato da coleta (sem anticoagulante), fazê-la no máximo até duas horas após a coleta 
usando anticoagulante EDTA. 
 
PRECAUÇÕES DE BIOSSEGURANÇA: 
Ao coletar uma amostra de sangue, os operadores devem, sempre que possível, usar luvas 
descartáveis, especialmente se tiverem ferimentos ou lesões dermatológicas nas mãos. Deve-se tomar 
cuidado para evitar ferimentos ao manusear seringas, agulhas e lancetas. Todas devem ser descartáveis 
e nunca reutilizadas. Após o uso, devem ser colocadas em recipiente resistente apropriado para descarte 
ou descontaminação subsequentes. 
 
 
 
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ASSUNTO: ANTICOAGULANTES 
 
 Anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e retardar a deterioração do 
sangue. 
 Alguns anticoagulantes se prestam melhor à hematologia pelas suas propriedades conservadoras de 
morfologia celular e dos componentes do plasma, especialmente os fatores de coagulação. 
 O anticoagulante selecionado não deve alterar o tamanho dos eritrócitos, não produzir hemólise, 
reduzir ao mínimo a agregação das plaquetas e deve ser rapidamente solúvel no sangue. 
 
Anticoagulantes utilizados em hematologia: 
 EDTA (Na2EDTA, K2EDTA, K3EDTA) 
 Citrato trissódico 3,8 % (ou 3,2 %) 
 Heparina 
 Solução ACD (ácido cítrico-citrato de sódio-dextrose) 
 
 
EDTA 
 Os sais dissódico e dipotássico do EDTA agem como anticoagulantes por formar sais insolúveis de 
cálcio do sangue por quelação, ou seja, impede a coagulação ao formar quelatos com o cálcio. 
 O EDTA é considerado atualmente o anticoagulante de escolha em hematologia. 
 É usado na concentração de 1,5 mg de EDTA para 1mL desangue. 
EDTA K2 é o anticoagulante recomendado para hematologia por preservar melhor a integridade das 
células sangüíneas. Este anticoagulante é recomendado pelo ICSH – International Council for 
Standardization in Haematology. 
 
Solução empregada: 
EDTA dipotássico ........................10 g 
H2O dest. qsp ............................100 mL 
Usar 0,05 mL (1 gota) da solução de EDTA a 10 % para cada 5 mL de sangue. 
 Não é necessário o processo de secagem, uma vez que o pequeno volume não dilui 
significativamente a amostra de sangue, além de misturar-se mais facilmente. 
O Na2EDTA é menos solúvel que os sais de potássio. O K3EDTA causa desidratação e baixa o volume 
celular, o que se reflete em redução do micro-hematócrito. Excesso de EDTA provoca crenação das 
hemácias, causando resultados falsamente diminuídos do hematócrito e VHS. 
O EDTA previne a agregação plaquetária sendo portanto o anticoagulante de escolha para a 
contagem de plaquetas. Não é um anticoagulante satisfatório para os testes de coagulação em virtude de 
inibir a reação trombina-fibrinogênio e torna o fator V instável. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
EXAMES HEMATOLÓGICOS 
Sangue colhido com EDTA (TTuubboo ccoomm ttaammppaa RROOXXAA)) 
 
 Hemograma, hematócrito, Eritrograma 
 Leucograma 
 Hemograma 
 Determinação da VHS (velocidade de hemossedimentação) (*) 
 Contagem de reticulócitos 
 Contagem de plaquetas 
 Teste de fragilidade osmótica (*) 
 Eletroforese de hemoglobina 
 Testes de falcização e de solubilidade 
 Dosagem de Hb A2 e Hb Fetal 
 Pesquisa de corpos de Heinz 
 Determinação da atividade da G-6-PD (*) 
 Classificação ABO 
 Determinação do fator Rh e D fraco 
 Teste de Coombs Direto 
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CITRATO TRISSÓDICO 
 Os citratos agem como anticoagulantes por combinar com cálcio formando sal de cálcio insolúvel. 
 O citrato de sódio remove os íons cálcio ligando-se frouxamente a eles para formar um complexo de 
citrato de cálcio. 
 O citrato é um dos anticoagulantes mais usados para os testes de coagulação (por exemplo: tempo 
de protrombina, tempo de tromboplastina parcial ativada). 
As soluções mais usadas são as seguintes: 
 Citrato trissódico (2Na3C6H5O7.11H2O) ................... 3,8 g 
H2O dest. qsp ......................................................100 mL 
ou 
 Citrato trissódico (Na3C6H5O7.2H2O)......................3,2 g 
 H2O dest. qsp ....................................................100 mL 
 
 Essas soluções devem ser conservadas em geladeira, de preferência em ampolas estéreis, ou então 
filtradas antes do uso, já que facilmente apresentam contaminação por fungos. 
 A proporção que se usa do anticoagulante é de 1 parte da solução para 9 partes do sangue. 
 O citrato de sódio é também o anticoagulante utilizado para determinação da velocidade de 
hemossedimentação (VHS) na proporção de 1 volume de solução de citrato de sódio para 4 volumes de 
sangue. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
EXAMES HEMATOLÓGICOS 
Sangue colhido com citrato de sódio 9:1 (TTuubboo ccoomm ttaammppaa AAZZUULL)) 
 
 Tempo de Protrombina (TP) ou 
 Tempo de Atividade Protrombínica (TAP) 
 Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada (TTPA) 
 Dosagem de fibrinogênio 
 Agregação plaquetária
EXAMES HEMATOLÓGICOS 
Sangue colhido com citrato de sódio 4:1 (TTuubboo ccoomm ttaammppaa PPRREETTAA)) 
 Velocidade de Hemossedimentação (VHS) 
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HEPARINA 
 Age como uma antitrombina III e inibe as reações de todas as serina proteases da coagulação. 
Neutraliza a ação da trombina, impedindo a conversão do fibrinogênio em fibrina. 
 A concentração ótima é 15 a 20 U/mL de sangue. É utilizada na concentração de 1 gota de heparina 
na concentração de 5.000 U.I/mL para cada 5mL de sangue. 
 A heparina não é satisfatória para confecção de extensões sanguíneas e contagem de leucócitos 
(causa aglutinação de leucócitos). Além do mais as extensões de sangue colhido com heparina apresentam 
um fundo azulado após a coloração. A heparina pode também causar erro na contagem de células em 
contadores automáticos (p.ex. plaquetas de alguns indivíduos podem aglutinar na presença de heparina). 
 É o melhor anticoagulante para o teste de fragilidade osmótica dos eritrócitos. Entretanto, sangue 
heparinizado nunca deve ser utilizado para testes de coagulação em virtude do efeito inibidor da 
heparina sobre a trombina. 
 
 
SOLUÇÃO ACD 
 É um anticoagulante muito usado em bancos de sangue para conservação, impedindo hemólise dos 
glóbulos vermelhos. No laboratório, usa-se em coleta de exames para investigação de anemia hemolítica e 
de preferência para determinações de atividades enzimáticas (p.ex. determinação da atividade de G-6-PD e 
piruvato quinase) 
Composição da solução de ACD 
Citrato trissódico ......................1,32 g 
Ácido cítrico ..............................0,48 g 
Dextrose .................................. 1,47 g 
H2O dest. qsp .......................... 100 mL 
 É usada na proporção de 1 mL de ACD para 3 mL de sangue. 
 
 
EXAMES HEMATOLÓGICOS 
 
Sangue colhido sem anticoagulante 
 Pesquisa de anticorpos incompletos (P.A.I.) 
 Pesquisa de células LE 
 
BIBLIOGRAFIA 
Bain, B. J. – Células sanguíneas: um guia prático. 3. ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2004. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie e Lewis. 9.ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Rodak, B.F. Hematology: Clinical principles and Applications. Philadelphia: W.B.Saunders Company, 2002. 
Stiene-Martin, E.A., et al. Clinical Hematology. 2.ed. Philadelphia: Lippincott, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ASSUNTO: EXTENSÃO SANGUÍNEA 
 
 
 As extensões de sangue devem ser feitas em lâminas de vidro limpas e, de preferência, com sangue 
sem anticoagulante. Se realizadas com sangue anticoagulado com EDTA, as extensões devem ser realizadas 
no máximo até duas horas após a coleta para evitar a interferência da ação do anticoagulante sobre a 
morfologia das células. O sangue heparinizado não deve ser utilizado para extensão sanguínea, pois a 
heparina interfere com as colorações. 
As extensões de sangue podem ser feitas manualmente ou por equipamentos mecânicos, integrados 
a máquinas de coloração ou a contadores automatizados. 
 
 
FINALIDADE 
Estudo morfológico das células sanguíneas por meio da observação microscópica, após fixação e 
coloração por corantes especiais. 
 
 
MATERIAL 
- Lâminas de vidro para microscopia (limpas, desengorduradas e secas) 
- Lâmina Extensora (deve ter as extremidades cortadas para que a extensão seja mais estreita do que a lâmina) 
- Material para coleta de sangue ou sangue colhido em EDTA 
- Lápis grafite 
 
 
PROCEDIMENTO 
1. Colocar 1 gota de sangue (pequena) na lâmina a cerca de 1 cm da extremidade; 
2. Colocar a extensora em frente à gota, em ângulo de 30º, e recuá-la até tocar a gota de sangue. Esta se 
espalha pela linha de contato entre a extensora e a lâmina; 
3. Com um movimento suave e uniforme da mão, deslizar a extensora adiante e “distender” o sangue ao 
comprido da lâmina. A extensora não deve ser levantada até que os últimos traços de sangue sejam 
distendidos. Se o ângulo da extensora for muito obtuso, ou o movimento muito rápido, a extensão será 
demasiado curta. Com uma gota de tamanho certo, a película de sangue terá um comprimento de cerca 
de 3 cm e terminará ao menos 1cm antes do fim da lâmina.;Esperar secar ao ar (a secagem deve ser 
espontânea); 
4. Identificar a lâmina na parte fosca da lâmina ou na própria extensão (na parte mais espessa) 
 
Obs.: É importante limpar a extensora com gaze seca após cada utilização; caso contrário poderão ser 
transferidas células de uma extensão para outra. 
 
 
CARACTERÍSTICAS DE UMA BOA EXTENSÃO SANGUÍNEA 
1. Uniforme. Para obter uma extensão uniforme, o movimento da extensora sobre a lâmina deve ser 
constante e sem pressão sobre a lâmina. 
2. Homogênea. Não deve ter falhas, bolhas (buracos) ocasionadas por lâminas sujas (com poeira), 
engorduradas ou extensora com bordas irregulares. 
3. Fina. Quanto maior for a gota de sangue, mais espessa ficará a extensão. Portanto, é essencial uma 
gota de tamanho adequado para que se obtenha uma extensão fina. Numa extensão espessa as 
células se sobrepõem dificultando a observação da morfologia. 
4. Não deve cobrir toda a lâmina. Uma extensão adequada deve cobrir apenas 2/3 da lâmina. 
Quanto maior for o ângulo formado entre a extensora e a lâmina, menor o comprimento da 
extensão. Quanto menor o ângulo maior o comprimento. 
 
 
 
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Figura 1 – Técnica para confecção da extensão sanguínea 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2 – Extensão sanguínea satisfatória 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Bain, B. J. – Células sanguíneas: um guia prático. 3. ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2004. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie e Lewis. 9.ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Rodak, B.F. Hematology: Clinical principles and Applications. Philadelphia: W.B.Saunders Company, 2002. 
Carvalho, W. F. Técnicas de Hematologia e Imuno-hematologia. 6 ed. Belo Horizonte: Coopmed, 1994. 
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ASSUNTO: CORANTES PANÓPTICOS 
 
 
 Corantes são substâncias químicas que apresentam cor definida pela presença de radicais 
cromóforos na sua molécula. 
 Os corantes hematológicos universalmente empregados baseiam-se no de Romanowsky 
(protozoologista russo do final do século XIX). 
Portanto, os corantes hematológicos são derivados do corante de Romanowsky e se constituem em 
misturas de sais ácidos (eosina) e sais básicos (azul de metileno e produtos derivados da oxidação do azul 
de metileno, como o azur B). 
A eosina, por ser um corante ácido, tem afinidade por estruturas celulares básicas e o azul de 
metileno, por ser um corante básico, por estruturas celulares ácidas. Os corantes que têm na sua 
formulação a eosina-azul de metileno têm afinidade por estruturas celulares ácidas ou básicas 
citoplasmáticas e os corantes que tem a eosina-azul de metileno e derivados da oxidação do azul de 
metileno, apresentam afinidade por estruturas celulares citoplasmáticas e nucleares. 
Os componentes essenciais dos corantes de Romanowsky são um componente básico (catiônico) 
como o azur-B, que confere cor azul ou azul violeta aos ácidos nucléicos (DNA e RNA) e às nucleoproteínas, 
além de um corante ácido (aniônico), como a eosina, que confere cor laranja à hemoglobina e aos grânulos 
dos eosinófilos. 
O azur-B liga-se a moléculas aniônicas; e a eosina Y, a sítios catiônicos das proteínas. Assim, os 
grupamentos ácidos dos ácidos nucléicos e das proteínas do núcleo e do citoplasma primitivo determinam a 
tomada do corante básico azur-B; reciprocamente, a presença de grupamentos básicos na molécula de 
hemoglobina resulta em afinidade pelos corantes ácidos e a coloração pela eosina. 
A combinação de azur-B e eosina é um corante de Romanowsky, da mesma forma que a mistura de 
azur-B, azul-de-metileno e eosina. 
 
 
FINALIDADE 
Visualizar as células e avaliar a sua morfologia. 
 
 
TIPOS DE CORANTES 
Os corantes hematológicos são: 
- Leishmann 
- Wright 
- Giemsa 
- May Grünwald-Giemsa 
- Rosenfeld 
Além desses corantes, atualmente existem no comércio os corantes rápidos que também são 
derivados de Romanowsky por possuírem em sua formulação a eosina e o azul de metileno. 
 
 
FASES DA COLORAÇÃO 
 
1. Fixação: a preparação a ser corada deverá ser previamente fixada. O fixador rotineiro mais usado em 
hematologia é o metanol, que deve ser aplicado sobre a lâmina por 01 a 03 minutos. O corante, preparado 
em solução alcoólica, quando aplicado sobre a lâmina (nesse período de tempo) realiza esta etapa que é a 
de fixação. 
 
2. Coloração: adicionando-se água de coloração (água tamponada, pH=7,0 ou água destilada) sobre o 
corante, ionizam-se os sais contidos na solução. 
 
3. Lavagem: após a coloração, as lâminas são lavadas sob jato de água corrente e em seguida secas ao ar 
frio. 
 
 
 
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MÉTODOS DE COLORAÇÃO 
 
 LEISHMAN 
Usar o corante comercializado ou prepará-lo como segue: 
 
1. Preparo do corante: 
Leishmann em pó ............. 2 g 
Metanol P.A. .................. 1000 mL 
Transferir o pó (aos poucos e sob agitação) para um frasco contendo o metanol. Agitar várias vezes 
para haver completa dissolução (ou deixar em um misturador rotatório). 
Guardar em frasco âmbar. 
Agitar de 2 a 3 vezes ao dia durante 7 dias. Deixar em repouso por 1 mês antes do uso. Filtrar antes da 
sua utilização. 
 
 
2. Procedimento: 
1. Colocar a lâmina com a extensão sanguínea seca sobre o suporte para a coloração; 
2. Cobrir toda a lâmina com o corante e deixar por 2 minutos (fase de fixação); 
3. Adicionar igual volume de água destilada ou água tamponada (pH 6,8) tendo o cuidado de 
distribuir de forma homogênea e deixar por 6 a 8 minutos (fase de coloração). Ao colocar a 
água deve-se ter o cuidado de não deixar transbordar para não retirar o corante; 
4. Desprezar a solução corante-água e lavar em água corrente; 
5. Limpar a parte posterior da lâmina com gaze seca ou embebida em álcool; 
6. Deixar secar a temperatura ambiente na posição vertical; 
 
 
 MÉTODO DE WRIGHT 
 Usar o corante comercializado ou prepará-lo como segue: 
 
1. Preparo do corante: 
Wright em pó ........ 1 g 
Metanol P.A. ......... 600 mL 
Preparar como o anterior. 
 
2. Procedimento: 
1. Colocar a lâmina com a extensão sanguínea seca sobre o suporte para a coloração; 
2. Cobrir toda a lâmina com o corante e deixar por 1 minuto (fase de fixação); 
3. Adicionar igual volume de água destilada ou água tamponada (pH 6,8) tendo o cuidado de 
distribuir de forma homogênea e deixar por 3 a 5 minutos (fase de coloração). Ao colocar a 
água deve-se ter o cuidado de não deixar transbordar para não retirar o corante; 
4. Desprezar a solução corante-água e lavar em água corrente; 
5. Limpar a parte posterior da lâmina com gaze seca ou embebida em álcool; 
6. Deixar secar a temperatura ambiente na posição vertical; 
 
 
 MÉTODO DE LEISHMAN OU MAY-GRÜNWALD-GIEMSA, MOD. POR ROSENFELD (*) 
 
Fixação: sobre a extensão de sangue, dessecada ao ar, colocar um número x de gotas (por ex. 30 
gotas) do Corante de Leishmann ou de Rosenfeld e aguardar alguns minutos (tempo padronizado). 
 
Coloração: sem desprezar o corante, acrescentar igual número de gotas de água de coloração, 
homogeneizar e aguardar alguns minutos (tempo padronizado). Lavar sob jato de água corrente. Secar 
ao ar. 
 
Água de coloração (água tamponada – pH = 7,0) 
 KH2PO4................................................. 1 g 
 Na2HPO4. 2H2O.................................... 3 g 
 H2O destilada q.s.p................................1000 mL. 
 
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(*) Corante de May-Grünwald-Giemsa, mod. por Rosenfeld: 
 Giemsa................................................... 0,97 g 
 May-Grünwald....................................... 0,53 g 
 Mentanol (p.a).qsp....................................... 1000mL 
 
Homogeneizar. Armazenar em frasco âmbar. Filtrar antes do uso. 
 
 
CARACTERÍSTICAS DE UMA BOA COLORAÇÃO 
 Uma extensão sanguínea bem corada apresenta cor rosa mate. 
Microscopicamente, uma extensão sanguínea bem corada apresenta as seguintes características: 
hemácias em cor rosa; as plaquetas apresentam-se azuladas e os grânulos plaquetários em coloração 
púrpura; o núcleo dos leucócitos apresenta cor púrpura. O citoplasma dos neutrófilos cora-se em rosa, o dos 
linfócitos em azul e monócitos cinza-azulado. 
A coloração deve ser feita no pH correto uma vez que o pH da água ou tampão é muito importante. 
Quando o pH é muito baixo (ácido), favorece a ação da eosina e a coloração torna-se avermelhada 
ou vermelha, dependendo da acidez da água ou do tampão. Os componentes basófilos não se coram 
adequadamente; os citoplasmas dos leucócitos ficam pálidos, com grânulos eosinófilos de um vermelho 
brilhante. As hemácias coram-se em vermelho. 
 Quando o pH é muito alto (alcalino), a coloração torna-se basófila, com intensidade de azul 
proporcional ao aumento do pH. Há captação excessiva do corante básico, com uma coloração excessiva 
generalizada; os grânulos dos eosinófilos coram-se em azul-escuro ou cinza e os grânulos dos neutrófilos 
coram-se demais, simulando granulações tóxicas. As hemácias coram-se em azul e quase não há 
diferenciação de cores nos leucócitos. 
 
 
OBSERVAÇÕES 
- Filtrar o corante antes do uso, evitando a precipitação; 
- Efetuar a coloração logo após a extensão estar seca e identificada, uma vez que extensões “velhas” 
causam uma coloração de fundo azul; 
- O tempo de coloração deve ser padronizado para cada laboratório. 
 
BIBLIOGRAFIA 
Bain, B. J. Células sanguíneas: um guia prático. 3.ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2004. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie e Lewis. 9.ed. Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Silva, P.H. & Hashimoto, Y. Interpretação laboratorial do leucograma. São Pulo; Robe Editorial. 2003. 
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TÉCNICAS HEMATOLÓGICAS BÁSICAS 
 
 
 É possível usar métodos manuais, semi-automatizados ou totalmente automatizados para as 
determinações que compõem o hemograma. 
 As técnicas manuais geralmente têm baixo custo de equipamento e reagentes, porém consomem 
muitas horas de trabalho; as técnicas automatizadas exigem grandes investimentos de capital, mas 
permitem rápida execução de grande número de contagens com um corpo técnico muito menor. 
 Além disso, as técnicas automatizadas são mais reprodutíveis, desde que os equipamentos estejam 
corretamente calibrados. 
A maioria dos laboratórios atuais praticamente só usa técnicas automatizadas, porém as técnicas 
manuais são a base da prática laboratorial e ainda são ESSENCIAIS para a PADRONIZAÇÃO dos 
métodos laboratoriais. 
 A perfeita homogeneização da amostra é indispensável para resultados precisos. 
 Os exames hematológicos básicos (eritrograma, leucograma, hemograma, contagem de plaquetas, 
contagem de reticulócitos) devem ser realizados em sangue venoso colhido em EDTA. Idealmente os testes 
devem ser realizados até 6 horas após a coleta do sangue, já que alguns podem sofrer alterações se 
armazenados por mais tempo. Resultados satisfatórios para fins clínicos, entretanto, podem ser obtidos de 
sangue conservado por até 24 horas a 4ºC. 
 
 
ERITROGRAMA 
 O eritrograma é a parte do hemograma que avalia a série eritrocitária. Fazem parte do eritrograma: 
- Contagem de eritrócitos 
- Determinação do hematócrito 
- Dosagem de hemoglobina 
- Índices hematimétricos: 
VCM (volume corpuscular médio) 
HCM (hemoglobina corpuscular média) 
CHCM (concentração de hemoglobina corpuscular média) 
- RDW (red cell distribution width) ou amplitude de distribuição dos eritrócitos. Esse índice é 
calculado apenas por contadores automáticos. 
- Análises da morfologia eritrocitária por observação microscópica. 
 
LEUCOGRAMA 
O leucograma é a parte do hemograma que avalia os leucócitos. Fazem parte do leucograma: 
- Contagem global de leucócitos 
- Contagem diferencial de leucócitos 
- Análise da morfologia leucocitária 
 
HEMOGRAMA 
O hemograma é o exame laboratorial para a avaliação quantitativa e qualitativa das células 
sanguíneas (eritrócitos, leucócitos e plaquetas). 
Entretanto, na rotina laboratorial, a decisão de alguns laboratórios em incluir a contagem de 
plaquetas no laudo do hemograma se baseia nas tabelas da Classificação Brasileira Hierárquica de 
Procedimentos Médicos que repassa os valores referentes aos procedimentos realizados. Assim sendo, a 
inclusão ou não da contagem de plaquetas no hemograma tem sido decisão dos laboratórios de acordo com 
o repasse feito pelos seus procedimentos. 
 
 
Failace, R. Hemograma. Porto Alegre: Artes Médicas, 1995. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
 
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ASSUNTO: CONTAGEM DAS CÉLULAS SANGUÍNEAS 
 
 
 A contagem das células sanguíneas pode ser efetuada através de métodos manuais de 
contagem utilizando microscópio e câmaras de contagem e por intermédio de equipamentos 
automatizados (contadores eletrônicos). 
 Os métodos manuais de contagem embora satisfatórios, produzem erros de 7 a 14%. Os 
laboratórios tendem atualmente a utilizarem contadores eletrônicos, que reduzem este erro para cerca de 
4% (sem contar com erros grosseiros dos operadores). Entretanto, a contagem manual é ainda um 
procedimento necessário não somente para os pequenos laboratórios, como também para a calibração dos 
contadores eletrônicos podendo ser usada como método de referência. 
 Nos últimos anos muitos tipos diferentes de equipamentos eletrônicos foram desenvolvidos para a 
contagem automática das células sanguíneas. Há inúmeros modelos (do mais simples aos altamente 
sofisticados), importados, montados ou fabricados no Brasil. 
 
 
MÉTODOS MANUAIS DE CONTAGEM DAS CÉLULAS SANGUÍNEAS 
 
 Os métodos manuais para a contagem das células sanguíneas consistem geralmente em diluir o 
sangue, em proporção conhecida, com um líquido diluidor, permitindo a conservação das células em estudo. 
Em seguida o material diluído é colocado numa câmara de contagem especial (câmara de Neubauer) e após 
sedimentação, as células são visualizadas e contadas no microscópio utilizando objetiva de aumento 40x ou 
10x. 
 
 
 Câmara de Neubauer 
 A câmara consiste em uma lâmina retangular de vidro espesso, contendo dois retículos na porção 
central, separados por um sulco. Transversalmente, quatro sulcos limitam três plataformas. A central onde 
estão os retículos é deprimida 0,1 mm em relação às laterais, dando a profundidade da câmara. Sobre as 
plataformas laterais é colocada uma lamínula especial (quartzo), opticamente plana. 
 O retículo é um quadrado de 3 mm de lado e 9 mm2 de superfície dividido em nove quadrados de 1 
mm2. Os quatro quadrados externos são subdivididos em 16 quadrados de 1/16 mm2 de área, onde são 
contados os leucócitos. O quadrado central está subdividido em 25 quadrados menores de 1/25 mm2 de 
área, sendo cada um deles subdivididos em 16 quadrados de 1/400 mm2 de área. A contagem de hemácias 
é feita em 5 dos 25 quadrados do retículo central (1/5 da área) enquanto que asplaquetas são contadas 
em todo o retículo central (1 mm2). 
 
 
 
 Enchimento da câmara 
1. Fixar a lamínula às plataformas da câmara. Isso é conseguido umedecendo levemente as plataformas 
(evitar excesso) e em seguida comprimindo levemente a lamínula sobre as mesmas com o auxílio dos 
polegares. Lembrar que a compressão no centro da lamínula pode quebrá-la em virtude da depressão do 
retículo (profundidade da câmara), além de deixar impressões digitais que podem prejudicar a 
visualização do retículo. 
2. Encher a câmara com o auxílio da pipeta automática, colocando o sangue diluído entre o retículo e a 
lamínula. Deve-se ter o cuidado de não deixar transbordar líquido para os lados ou para o outro retículo. 
Não deve haver formação de bolhas de ar na preparação. 
3. Deve-se observar a distribuição das células sobre o retículo. Na contagem de hemácias a diferença entre 
os quadrados (grupo de 16 quadradinhos) não deve ultrapassar 20 células. Para a contagem de 
leucócitos essa diferença deve ser no máximo de 12 células. 
 
 
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 Limpeza da câmara e lamínula 
1. Logo após o uso lavar a câmara e a lamínula em água corrente. 
2. Lavar com água e sabão. 
3. Enxaguar com água corrente. 
4. Secar com tecido macio ou papel absorvente (não esfregar). 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Carvalho, W.F. Técnicas Médicas de Hematologia e Imuno-hematologia. 6.ed. Belo Horizonte: Coopmed 
Editora, 1994. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Rodak, B.F. Hematology: clinical principles and applications. 2.ed. Philadelphia: W.B. Saunders Company, 
2002. 
 
 
 
 
 
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ASSUNTO: CONTAGEM DE HEMÁCIAS 
 
 
FUNDAMENTO 
 Consiste na determinação do número de hemácias por 1 mm3 (1 L) de sangue. O sangue é diluído 
na proporção de 1:200 com o líquido diluidor isotônico contendo um fixador para conservação da forma 
celular. 
 
 
MATERIAL E REAGENTES 
 1. Sangue colhido com anticoagulante (EDTA) 
 2. Pipeta automática de 20 L 
 3. Pipeta graduada de 5 mL 
 4. Tubo de ensaio 
 5. Câmara de Neubauer 
 6. Microscópio 
 7. Gaze ou papel absorvente 
 
Solução diluidora (solução de Gower) ou Solução formol-citrato: 
Na2S04 anidro 12,5 g Citrato de sódio 3,2 g 
Ácido acético glacial 33,3 mL Formol a 40% 1,0 mL 
Água destilada qsp 200 mL Água destilada qsp 100 mL 
Filtrar anteriormente ao uso 
 
 
PROCEDIMENTO 
1. Pipetar 4 mL do líquido diluidor no tubo de ensaio. 
2. Homogeneizar o sangue suavemente por inversão. Pipetar 20 L de sangue tendo o cuidado de 
limpar externamente a ponteira com papel absorvente ou gaze. Transferir para o tubo de ensaio que 
contém o líquido diluidor, lavando com ele o interior da ponteira por aspiração e expulsão do líquido. 
A diluição é de 1:200. 
3. Vedar o tubo e homogeneizar suavemente por inversão durante dois minutos. 
4. Fazer a montagem da câmara de Neubauer fixando a lamínula. 
5. Com o auxílio de uma pipeta Pasteur ou com a própria pipeta encher os retículos da câmara de 
contagem evitando excesso de líquido e bolhas de ar sob a lamínula. 
6. Deixar em repouso por 2 a 3 minutos para a sedimentação dos glóbulos. 
7. Focalizar a preparação com aumento 10x no microscópio, para observar a distribuição das células no 
retículo central. Fazer a contagem das hemácias com objetiva 40x. 
8. Contar todas as hemácias nos 5 quadrados menores do quadrado central (1/5 de mm2). Sistematizar 
a contagem de modo que sejam contadas todas as hemácias do interior do quadrado e as que estão 
sobre as linhas externas à esquerda e superior. 
 
Ex. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CÁLCULOS 
 
Nº hemácias contadas x Inverso da diluição x Inverso da profundidade da câmara x inverso da área 
contada = Hemácias por mm3 de sangue (hemácias por L de sangue) 
 
Ou 
 
Nº hemácias contadas x 200 x 10 x 5 = Hemácias por mm3 de sangue (hemácias por L de sangue) 
 
Exemplo: 
Nº de hemácias contadas nos 5 quadrados = 450 
Diluição = 1/200 
Profundidade da câmara = 0,1 mm (1/10) 
Área contada = 1/5 mm2 
 
450 x 200 x 10 x 5 = 4.500.000/mm3 
 
Obs.: 4.500.000/mm3 = 4,5 x 106/mm3 = 4,5 x 106/L = 4,5 x 1012/L 
 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Homens 4.500.000 a 5.500.000/mm3 (4,5 a 5,5 x 1012/L) 
Mulheres 4.000.000 a 5.000.000/mm3 (4,0 a 5,0 x 1012/L) 
Recém-nascidos 5.000.000 a 6.500.000/mm3 (5,0 a 6,5 x 1012/L) 
 
 
 
CAUSAS DE ERROS 
 1. Homogeneização insuficiente do sangue antes de efetuar a diluição. 
 2. Diluição do sangue incorreta. 
 3. Colocação incorreta da lamínula. 
 4. Pipeta descalibrada. 
 5. Homogeneização insuficiente do liquido diluidor com o sangue. 
 6. Contaminação do líquido diluidor com fungos (leveduras). 
 7. Enchimento incorreto da câmara por falta ou excesso do líquido ou com bolhas de ar. 
Obs: O erro permitido é de 12% (200.000 a 300.000/mm3) quando a contagem é feita várias vezes 
na mesma preparação. 
 
INTERPRETAÇÃO 
 . Variações fisiológicas 
Correspondem a uma oscilação de 5% em torno dos valores normais: exercícios, altitude, idade, 
sexo. 
 . Anemias 
As anemias são caracterizadas por uma redução do número de hemácias. Associam-se com 
frequência, alterações da morfologia das hemácias e baixa concentração de hemoglobina. 
 . Policitemias ou poliglobulias 
Correspondem a um aumento do número de hemácias. 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Carvalho, W.F. Técnicas Médicas de Hematologia e Imuno-hematologia. 6.ed. Belo Horizonte: Coopmed 
Editora, 1999. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
 
 
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ASSUNTO: DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
 
 
 
 O método original de determinação do hematócrito foi proposto por Maxwell Wintrobe e denominado 
macrométodo ou hematócrito de Wintrobe. Durante muito tempo foi considerado o método de referência, 
porém foi substituído pelo micro-método ou micro-hematócrito que utiliza tubos capilares. 
O hematócrito pode ser usado como um método de referência na calibração dos contadores 
automáticos de células sanguíneas. 
 
 
FUNDAMENTO: 
 Consiste na determinação do volume de eritrócitos em relação ao do plasma, isto é, o volume de 
eritrócitos existentes em 100 mL de sangue. 
 Portanto, o hematócrito é o volume de eritrócitos que ocupa um determinado volume de sangue. 
É expresso como percentagem ou fração decimal (volume/volume). 
 
 
MATERIAL 
1. Sangue venoso colhido com anticoagulante (EDTA) ou sangue capilar (punção capilar) 
2. Tubos capilares de 1 x 75mm heparinizados ou não 
3. Centrífuga para microhematócrito 
4. Escala para leitura 
5. Massa para selagem dos tubos 
6. Gaze ou papel absorvente 
 
Obs.: Os tubos capilares heparinizados são usados para a coleta direta de sangue capilar. Não devem ser 
usados com sangue venoso anticoagulado com EDTA ou outro anticoagulante. 
 
 
PROCEDIMENTO 
1. Homogeneizar o sangue suavemente por inversão. 
2. Encher o tubo capilar com o sangue até dois terços de seu volume (até mais ou menos 15 mm da 
extremidade). 
3. Selar o tubo, introduzindo a extremidade vazia na massa própria. 
4. Colocar o tubo na centrífuga com a extremidade selada voltada para fora. Observar a numeração dos 
tubos na centrífuga para evitar troca de resultados. 
5. Tampar a centrífugae ligar por 5 minutos. 
Obs.: A centrífuga para micro-hematócrito (microcentrífuga) tem rotação fixa de aproximadamente 
12.000g (11.500 rpm) 
6. Desligar a centrífuga. Retirar os tubos e fazer a leitura utilizando escala própria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Tubo capilar após centrifugação 
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Leitura do hematócrito: 
1. Colocar o tubo sobre a escala, fazendo coincidir a extremidade inferior das dos eritrócitos com a linha 
zero (desprezar a cera) 
2. Deslocar o tubo paralelamente às linhas verticais fazendo coincidir o menisco superior do plasma com a 
linha 100. 
3. Ler a coluna de eritrócitos (volume de eritrócitos) excluindo a camada de leucócitos e plaquetas (buffy 
coat). A leitura é expressa em percentagem. 
 
VALORES DE REFERÊNCIA: (Lewis et al., 2006) 
Homens 40 a 50 % (0,40 a 0,50 L/L) 
Mulheres 36 a 46 % (0,36 a 0,46 L/L) 
Recém-nascidos 45 a 75 % (0,45 a 0,75 L/L) 
2 a 6 anos 34 a 40 % (0,34 a 0,40 L/L) 
6 a 12 anos 35 a 45 % (0,35 a 0,45 L/L) 
 
 
CAUSAS DE ERROS 
1. Homogeneização insuficiente do sangue 
2. Excesso de anticoagulante (causa retração dos eritrócitos com hematócrito falsamente diminuído) 
3. Tempo e velocidade de centrifugação insuficientes 
4. Leitura incorreta (inclusão da camada de leucócitos e plaquetas) 
5. Variação no diâmetro interno dos tubos capilares 
6. Vedação insuficiente do tubo capilar 
 
 
INTERPRETAÇÃO 
 
Valores elevados Valores diminuídos 
Policitemias Anemias 
Hemoconcentração: Hemorragias agudas 
- Queimaduras Hidremia: 
- Desidratação Gravidez 
 Hiperhidratação 
 
 
OBSERVAÇÕES 
1. A espessura da camada de leucócitos e plaquetas depende do número dessas células, sendo 
reduzida em casos de leucopenia e bastante espessa nas leucocitoses. 
2. A cor amarela da coluna de plasma indica icterícia e avermelhada indica hemólise. 
3. A quantidade de plasma retido na coluna de eritrócitos costuma ser de 1 a 3%. 
4. O ICSH (Conselho Internacional de Padronização em Hematologia) estabeleceu um tempo de 
centrifugação de 5 minutos para o microhematócrito; se a amostra for policitêmica recomenda mais 
3 minutos de centrifugação. 
5. Vantagens do microhematócrito: utilização de pequeno volume de sangue, duração mínima para 
execução, precisão e exatidão. 
6. O K3EDTA causa retração dos eritrócitos. Portanto a leitura do micro-hematócrito de sangue colhido 
com K3EDTA como anticoagulante apresenta valores inferiores (cerca de 2% menor) em relação ao 
sangue colhido com K2EDTA ou Na2EDTA. 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Carvalho, W.F. Técnicas Médicas de Hematologia e Imuno-hematologia. 6.ed. Belo Horizonte: Coopmed 
Editora, 1999. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Stiene-Martin, E.A. et al. Clinical Hematology. Philadelphia: Lippincott. 2.ed., 1998 
 
 
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ASSUNTO: DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 
(Método da cianometemoglobina) 
 
 
É o método recomendado pelo Conselho Internacional de Padronização em Hematologia (ICSH). É 
também o método recomendado pela Organização Mundial da Saúde. 
 
 
FUNDAMENTO 
A base do método é a diluição do sangue em solução contendo cianeto e ferricianeto de potássio. 
A hemoglobina, a metehemoglobina (Hi) e a carboxihemoglobina (HbCO) são convertidas em 
cianometehemoglobina (HiCN). A absorbância da solução é, então, medida em espectrofotômetro em 
comprimento de onda de 540 nm ou em fotocolorímetro com filtro verde-amarelo. 
Apenas a sulfemoglobina (SHb) não é convertida. 
 
 
MATERIAL 
Sangue colhido com EDTA 
Tubo de ensaio 
Estante para tubos de ensaio 
Pipeta graduada de 5 mL 
Pipeta automática de 20 L 
Espectrofotômetro 
 
REAGENTE 
Solução de Drabkin 
Bicarbonato de sódio ................................ 1,0 g 
Cianeto de potássio .................................. 0,05 g 
Ferricianeto de potássio ............................ 0,2 g 
Água destilada q.s.p. ................................ 1000 mL 
Armazenar em frasco âmbar e ao abrigo da luz. 
Tempo de validade: Dois meses. 
 
 
PROCEDIMENTO 
1. Homogeneizar o sangue suavemente por inversão; 
2. Em um tubo de ensaio pipetar 5 mL de solução diluidora de Drabkin; 
3. Adicionar 20 L de sangue, tendo o cuidado de limpar externamente a ponteira. Lavar a ponteira por 
aspiração e expulsão do líquido sobrenadante até que fique totalmente limpa. 
4. Homogeneizar e aguardar por 10 minutos a temperatura ambiente (para conversão da hemoglobina em 
cianometehemoglobina). 
5. Ler a absorbância em espectrofotômetro a 540 nm ajustando o zero com água destilada ou solução de 
Drabkin. 
6. Ler a absorbância de um padrão comercial de cianometehemoglobina. Seguir as instruções do fabricante. 
 
Obs.: A leitura do teste deve ser realizada até 6 horas após a diluição. 
Se o padrão estiver guardado em refrigerador deve deixá-lo a temperatura ambiente antes da 
diluição e leitura. 
 
 
CÁLCULO DA CONCENTRAÇÃO DE HEMOGLOBINA 
 A concentração de hemoglobina pode ser obtida na própria curva de calibração ou através do fator de 
calibração. 
O Fator de calibração (Fc) é obtido a partir da absorbância de um padrão de concentração conhecida 
(seguir as instruções do fabricante). 
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Fator de calibração (Fc) = concentração do padrão 
ABS do padrão 
ABS = absorbância 
 
 
Concentração de hemoglobina (g/dL) = Fc x ABS da amostra 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA (Lewis et al., 2006). 
Homens 13 a 17 g/dL 
Mulheres 12 a 15 g/dL 
Recém-nascidos 14 a 22 g/dL 
2 a 6 anos 11 a 14 g/dL 
6 a 12 anos 11,5 a 15 g/dL 
 
De acordo com a Organização Mundial de Saúde (OMS, 1972), os valores mínimos aceitáveis de 
hemoglobina para adultos e crianças são: 
Adultos: 
Homens = 13 g/dL 
Mulheres = 12 g/dL 
Mulheres (gestantes) = 11 g/dL 
Crianças: 
6 meses a 6 anos = 11 g/dL 
7 a 14 anos = 12 g/dL 
 
 
INTERPRETAÇÃO 
- A concentração de hemoglobina varia conforme a idade, sexo e altitude. 
- Valores abaixo do normal indicam anemia, e acima indicam poliglobulias. 
 
 
CAUSAS DE ERROS 
- Homogeneização insuficiente do sangue 
- Leitura antes do tempo de espera (10 min); 
- Sangue hemolisado; 
- Pipeta com ponta quebrada (graduada) ou descalibrada (automática); 
- Padrão de hemoglobina e solução de Drabkin fora do prazo de validade 
 
 
OBSERVAÇÕES 
- Resultados muito baixo ou muito elevado, deverão ser repetidos 
- A coleta por punção capilar deve ser realizada sem pressionar o local para não haver hemólise. Além 
disso, realizar a coleta da amostra em duplicata. 
- As proteínas plasmáticas anormais ou grandes leucocitoses podem causar turvação quando o 
sangue é diluído no reagente de Drabkin. A turvação pode ser evitada pela centrifugação da 
amostra diluída. 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Carvalho.W.F. Técnicas Médicas, de Hematologia e Imuno –hematologia. 6. ed., Belo Horizonte: Coopmed 
Editora,1994. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Mckenzie, T.B. Textbook of Hematology. 2. ed. Philadelphia: Williams & Wilkins, 1996. 
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ASSUNTO: 
ALTERAÇÕES MORFOLÓGICAS DOS ERITRÓCITOS 
 
 A observação da morfologia dos eritrócitos é de grande importância para o diagnóstico do tipo de 
anemia. 
 As alterações morfológicas dos eritrócitospodem ser agrupadas segundo as variações de tamanho 
(anisocitose), cor (anisocromia), forma (poiquilocitose) e quanto à presença de inclusões eritrocitárias. 
 A morfologia normal do eritrócito pode ser alterada por várias condições patológicas intrínsecas ou 
extrínsecas à célula. A observação criteriosa da extensão sangüínea pode revelar estas alterações. 
 
1. Alterações de tamanho (ANISOCITOSE) 
 O termo anisocitose corresponde a variação no tamanho dos eritrócitos. Os eritrócitos de tamanho 
normal são denominados normócitos. Quando alterados em relação ao tamanho são denominados: 
 
 
a) MICRÓCITOS: diâmetro inferior a 7 , e um volume corpuscular 
médio (VCM) menor que 80 fL sendo encontrados nas anemias por 
deficiência de ferro, nas talassemias, na anemia das doenças crônicas e em 
algumas anemias hemolíticas. Os micrócitos estão normalmente associados 
com síntese deficiente de hemoglobina. 
 
 
 
 
 
 b) MACRÓCITOS: apresentam-se maiores que o normal com 
diâmetro acima de 8  e volume corpuscular médio (VCM) maior que 100 
fL. A célula normalmente contém uma quantidade adequada de 
hemoglobina, resultando numa concentração de hemoglobina corpuscular 
média (CHCM) normal. Os macrócitos estão associados com doença 
hepática crônica, anemia aplástica, endocrinopatias e mielodisplasia. 
 Eles também estão associados com síntese deficiente de DNA tal 
como ocorre nas anemias megaloblásticas por deficiência de vitamina B12 e 
ácido fólico. Nestes casos apresentam-se bem maiores que o normal e 
geralmente de forma ovalada, recebendo o nome de megalócitos. 
 A macrocitose é vista normalmente no recém-nascido e na criança. O uso de drogas tais como: AZT, 
ciclofosfamida e metotrexato induzem o aparecimento de macrócitos no sangue periférico. 
 
 
 
2. Alterações de cor (ANISOCROMIA) 
 Normalmente, quando coradas por corantes panópticos, as hemácias normais apresentam uma 
coloração rósea, com uma halo central mais claro, aproximadamente 1/3 do diâmetro da célula. 
 
 
 
Hemácias normais 
 
 
 
 
Os únicos eritrócitos que contêm mais hemoglobina que o normal em relação ao seu volume são os 
esferócitos, os quais coram uniformemente sem apresentar a região central mais clara, sendo portanto mais 
densamente corados. 
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Agosto/2010 
 26 
 
 
 
a) HIPOCROMIA: as hemácias contêm menor quantidade de 
hemoglobina, com um aumento da palidez central e geralmente são 
microcíticas. Ocorre nas anemias por deficiência de ferro, anemias 
sideroblásticas, anemias das doenças crônicas e nas talassemias. 
 
 
 
 
 
 
 b) POLICROMASIA ou POLICROMATOFILIA: a hemácia quando 
corada por corante panóptico apresenta uma basofilia (devido a presença 
de RNA) e uma acidofilia (devido a presença da hemoglobina) mistas. Na 
realidade aparece uma coloração ligeiramente azulada ou acinzentada. Os 
eritrócitos policromatófilos ou eritrócitos policromáticos, geralmente maiores 
que os eritrócitos normais, correspondem a reticulócitos e constituem um 
sinal de hiperprodução de eritrócitos. Por conseguinte, podem ser 
observados em pacientes com sangramento agudo, processos hemolíticos, 
neoplasias malignas e anemia carencial que responde à terapia. Algumas 
vezes, pode-se verificar a presença de eritrócitos policromatófilos sem 
qualquer etiologia definida. 
 
 
3. Alterações de forma (POIQUILOCITOSE) 
 O termo poiquilocitose se refere a uma variação na forma dos eritrócitos, podendo ser leve, 
moderada ou acentuada dependendo do número de formas anormais vistas. 
 
 
 a) ESFERÓCITOS: são eritrócitos com forma esférica, diâmetro 
bastante reduzido, porém mais espessos que o eritrócito normal em 
virtude da perda de sua biconcavidade. Estas células não possuem a 
área de palidez central. Os esferócitos têm menor superfície em relação 
ao volume que os eritrócitos normais, têm elasticidade diminuída, 
perdem porções da membrana e hemolisam precocemente. Resultam 
de defeitos genéticos na membrana da hemácia (síntese da espectrina, 
principal proteína da membrana) como acontece na esferocitose 
hereditária. São ainda encontrados na anemia hemolítica auto-imune, 
anemia hemolítica microangiopática, incompatibilidade ABO, 
hiperesplemismo, metaplasia mielóide, pós-esplenectomia, malária e 
como artefato (área fina do esfregaço). Pequeno número de esferócitos 
pode ser visto no esfregaço sanguíneo após transfusões. 
 Os esferócitos são os únicos eritrócitos que podem ser classificados como hipercrômicos em virtude 
do aumento da concentração de hemoglobina corpuscular média (CHCM). Eles têm uma fragilidade osmótica 
aumentada, com hemólise iniciando em concentrações de NaCl em torno de 0,6%. 
 
 b) DREPANÓCITOS ou HEMÁCIA FALCIFORME: os eritrócitos são 
alongados e pontiagudos em uma ou em ambas as extremidades com 
um aspecto característico de foice ou meia lua. Os drepanócitos são 
hemácias que contém uma hemoglobina anormal, a hemoglobina S, que 
em baixas tensões de oxigênio se polimeriza e distorce a forma da 
hemácia. O encontro dessa forma de hemácia caracteriza a anemia 
falciforme e outras hemoglobinopatias (hemoglobinopatia SC e 
interação HbS-talassemia). 
 
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 27 
 
 c) HEMÁCIAS EM ALVO (“TARGET CELLS”): também chamadas 
codócitos ou células em chapéu de Mexicano. Nesses eritrócitos a 
hemoglobina se dispõe no centro e na periferia deixando uma parte 
concêntrica descorada, o que dá o aspecto “em alvo”. As hemácias em 
alvo aparecem em grande número nos indivíduos homozigotos para Hb 
C (doença da Hb C) e em menor quantidade em algumas outras 
hemoglobinopatias (anemia falciforme, doença Hb SC e estigma AC). 
Ocorre também nas talassemias (talassemia “major” ou anemia de 
Cooley e talassemia “minor”), nas doenças hepáticas crônicas, 
deficiência moderada de ferro e após esplenectomia. Podem ainda 
aparecer como artefato somente em uma porção da extensão 
sanguínea (soprar uma extensão sanguínea, ainda úmida). 
 
 
 
 
 
d) OVALÓCITOS: Também denominados eliptócitos. São eritrócitos 
com forma ovalada, elípticos ou em forma de charuto. O ovalócito 
(eliptócito) possui uma agregação bipolar de hemoglobina. Ocorrem em 
grande quantidade (90% ou mais) na anemia hemolítica hereditária 
denominada ovalocitose hereditária ou eliptocitose hereditária. Estão 
presentes também nas anemias megaloblásticas (macroovalócitos), nas 
anemias por deficiência de ferro, nas talassemias, na anemia associada 
com leucemia. Em condições normais podem ser vistos ovalócitos ( 
1%). 
 
 
 
 
 e) ESTOMATÓCITOS: são eritrócitos cuja palidez central esférica é 
substituída por uma área de palidez em formato de fenda, dando 
aspecto de boca. Caracteriza um tipo de anemia hemolítica hereditária 
rara - estomatocitose hereditária. São ocasionalmente vistos no 
alcoolismo agudo, nas doenças hepáticas, nas leucemias agudas em 
tratamento e em condições que alteram a permeabilidade de sódio da 
membrana do eritrócito. São também vistos no sangue do recém-
nascido. Pode aparecer no esfregaço sanguíneo decorrente de um 
artefato, o qual é produzido por um pH diminuído e exposição a 
compostos semelhantes a detergentes catiônicos. Sua formação pode 
ser induzida por drogas; o tratamento com asparaginase causa 
acentuada estomatocitose. 
 
 
 
 
f) ACANTÓCITOS (“Spurr Cells”): apresentam forma arredondada 
com proeminências pontiagudas (espículas) irregulares e em pequeno 
número (algumas com ponta alongada). Os acantócitos têm membrana 
com conteúdo lipídico alterado. São característicos de uma deficiência 
congênita de beta lipoproteína (abetalipoproteinemia), também 
denominada de acantocitose congênita. Podem ser observadostambém 
nas doenças hepáticas, nas anemias hemolíticas (anemia hemolítica 
microangiopática, anemia sideroblástica, anemia de Cooley), nas 
queimaduras graves, após esplenectomia, nas doenças renais e 
deficiência enzimática. 
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 g) EQUINÓCITOS (hemácias crenadas ou “burr cell”) - refere-se a 
eritrócitos de tamanho normal porém com pequenas projeções 
triangulares uniformes, dispostas de modo regular em torno da 
circunferência da célula, como a borda externa de uma engrenagem. 
Podem ser encontrados numa variedade de condições tais como: 
doenças hepáticas, deficiência de piruvato quinase, doença renal, úlcera 
péptica e em pacientes recebendo terapia com heparina. 
 
 Quando a maioria das células exibe este aspecto, trata-se mais comumente de um artefato por 
contaminação do corante com água ou em virtude do efeito do vidro da lâmina na qual foi feita a extensão 
sanguínea; o vidro libera certas substâncias básicas, elevando o pH do meio que circunda a célula induzindo 
a formação do equinócito. 
 Os equinócitos aparecem também no sangue estocado por vários dias a 4ºC. Consequentemente, o 
sangue de pacientes que receberam transfusões pode apresentar equinócitos, se examinado logo após a 
transfusão. 
 
 
 
 h) ESQUIZÓCITOS: são eritrócitos fragmentados causados por 
danos mecânicos à célula. Apresentam formas triangulares, distorcidas, 
em virtude da fragmentação. São vistos mais frequentemente em 
pacientes com hemólise maciça. Podem ocorrer na anemia hemolítica 
microangiopática, hiperesplenismo, metaplasia mielóide, anemia 
megaloblástica, anemia de Cooley, após terapia da leucemia aguda, 
queimaduras graves e síndrome hemolítica urêmica. 
 
 
 
 
 
 i) DACRIÓCITOS (hemácia em lágrima): são eritrócitos alongados 
em uma das extremidades dando um aspecto de “gota” ou “lágrima”. 
Ocorrem em número aumentado na metaplasia mielóide (mielofibrose). 
Observados também no hiperesplenismo, talassemia maior e talassemia 
menor ( beta talassemia homozigota e heterozigota, respectivamente), 
anemias hemolíticas adquiridas, anemias megaloblásticas e nas 
metástases da medula óssea. 
 
 
 
 
 
 
4. Inclusões eritrocitárias 
 
 
 a) CORPÚSCULOS DE HOWELL-JOLLY: são pequenos corpos 
basofílicos esféricos, geralmente não maior que 1 de diâmetro. Tem 
localização excêntrica e em número de 1 a 2 por célula. Correspondem 
a restos nucleares e são constituídos de DNA. Aparecem comumente 
após esplenectomia, nas anemias hemolíticas, na anemia 
megaloblástica e no hipoesplenismo. 
 
 
 
 
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 29 
 
 
 b) ANEL DE CABOT: corresponde a restos de fuso mitótico 
resultante de mitose anormal. Apresenta cor púrpura e aparece como 
um anel em forma de oito ou torcido e enovelado sob diversas formas. 
Pode ocupar a periferia inteira do eritrócito, porém freqüentemente é 
menor. Comumente é visto nas células em associação com ponteado 
grosseiro. É encontrado em pacientes com anemia severa, 
especialmente, anemia perniciosa não tratada, após espelenectomia, na 
leucemia e nos casos de envenenamento por chumbo. 
 
 
 
 
 
 
 
 c) PONTEADO BASÓFILO (ou pontilhado basófilo): refere-se à 
presença nos eritrócitos de grânulos basófilos, geralmente puntiformes, 
que variam em tamanho, forma e distribuição. O ponteado basófilo ou 
pontilhado basófilo reflete imaturidade celular e a persistência de 
material ribossômico (RNA) no eritrócito. Resulta, portanto, da 
precipitação de RNA. Ponteado basófilo fino e difuso é visto em vários 
tipos de anemias incluindo a anemia ferropriva, enquanto que ponteado 
basófilo grosseiro aparece após exposição ao chumbo e outros metais, 
nas talassemias, e está também associado com síntese anormal do 
heme. 
 
 
 
 
 d) CORPOS DE HEINZ: são pequenas inclusões redondas (0.3 a 2 
de diâmetro) e refráteis que consistem de agregados de hemoglobina 
desnaturada devido à injúria oxidativa. Encontram-se na periferia das 
hemácias unidos à membrana eritrocitária. São observados somente 
com coloração supravital. Jamais são encontrados nos reticulócitos. 
São proeminentes nas anemias hemolíticas produzidas por agentes 
tóxicos aos eritrócitos (p. e. fenilhidrazina) e ocorrem também em 
indivíduos com deficiência enzimática hereditária (deficiência de G-6-
PD), em portadores de hemoglobinas instáveis (Hb Zurich, Hb Koln), na 
alfa talassemia e em pacientes esplenectomizados. 
 
 
 
 
 e) GRÂNULOS SIDERÓCITOS (corpúsculos de Pappenheimer): são 
pequenas inclusões basofílicas irregulares vistas no eritrócito. São 
constituídos de agregados de ferro sérico, Nas preparações coradas por 
Wright aparecem como grânulos azuis e são denominados corpos de 
Pappenheimer. Quando vistos em colorações com azul da Prússia 
recebem o nome de grânulos siderócitos ou siderossomos. Eritrócitos 
nucleados contendo grânulos siderócitos são chamados sideroblastos, 
enquanto que os eritrócitos maduros contendo estas inclusões são 
denominados siderócitos. 
Os grânulos siderócitos podem ser encontrados nos eritroblastos, em alguns reticulócitos e em 
pequeno número de eritrócitos do adulto normal. Provavelmente eles representam ferro intraeritrocitário em 
excesso ou ainda não incorporado à hemoglobina. 
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 30 
A microscopia eletrônica mostrou que estas inclusões em estados patológicos são constituídas de 
mitocôndrias contendo micelas de ferro, ao contrário de agregados de ferritina os quais caracterizam os 
siderócitos normais. 
Ocorrem na anemia hemolítica severa, atrofia esplênica, após esplenectomia, na anemia 
sideroblástica, talassemia e ocasionalmente na deficiência da vitamina B12 e ácido fólico. 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
Beutler, E. et al. Williams Hematology. 6.ed. New York: McGraw-Hill, 2001. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Mckenzie, S.B. Textbook of Hematology. 2. ed. Philadelphia: Williams & Wilkins, 1996. 
http://medocs.ucdavis.edu/ 
http://www.bloodline.net/ 
 
 
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Agosto/2010 
 31 
ASSUNTO: CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
 
 
INTRODUÇÃO 
Os reticulócitos são eritrócitos jovens e contêm restos de RNA ribossômico. Os ribossomos reagem 
com certos corantes básicos (azul de cresil brilhante e novo azul de metileno) denominados corantes 
supravitais, formando precipitados de cor azul ou púrpura na forma de grânulos e filamentos. 
No seu processo maturativo normal, os reticulócitos passam de 2 a 3 dias na medula óssea e 1 dia 
no sangue periférico, quando, então, se tornam eritrócitos maduros. 
O valor dos reticulócitos no sangue periférico reflete a atividade eritropoética da medula óssea; 
portanto, o valor da contagem de reticulócitos indica a velocidade de produção da série vermelha na medula 
óssea. 
 
 
 
FUNDAMENTO 
 Baseia-se na capacidade que têm os corantes supravitais (azul de cresil brilhante e novo azul de 
metileno) de corar e precipitar o RNA residual da célula em forma de retículo de cor púrpura-azulado. 
 Nessa coloração os eritrócitos coram-se em azul-esverdeado claro; os reticulócitos têm a mesma cor, 
porém apresentam o retículo-filamentoso corado em cor azul escuro ou púrpura azulado. A quantidade de 
retículo varia em função da maturidade do reticulócito (os reticulócitos mais imaturos têm grande 
quantidade de material precipitado; nos menos imaturos, só são vistos pequenos pontos ou curtos 
filamentos). 
 
 
 
MATERIAL 
Sangue colhido com EDTA 
Tubo deensaio (12 x 75 mm) 
Lâminas de vidro 
Banho-maria a 37ºC 
Pipeta automática, ponteiras 
Óleo de imersão 
Microscópio 
 
REAGENTE 
Solução de azul de cresil brilhante 
Azul de cresil brilhante ................................ 1,0 g 
Citrato de sódio .......................................... 0,4 g 
Cloreto de sódio ......................................... 0,9 g 
Água destilada qsp ..................................... 100 mL 
Acondicionar em frasco âmbar em geladeira. 
Filtrar antes do uso 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
1. Em um tubo de ensaio colocar 100 L de sangue anticoagulado com EDTA 
2. Adicionar 100 L da solução de azul de cresil brilhante. 
3. Misturar e colocar em banho-maria a 37ºC por 15 a 20 minutos. 
4. Retirar do banho-maria, misturar e fazer extensões em lâminas de vidro (2 ou três extensões). Deixar 
secar. 
5. Examinar ao microscópio com objetiva de imersão (x100) sem corar. 
Obs.: Deve ser usada uma proporção maior de sangue para amostras com valores baixos de hematócrito e 
uma proporção menor de sangue nos casos de policitemia 
 
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 32 
 Contagem 
- Escolher uma área da extensão onde os eritrócitos estejam íntegros, bem corados e não haja 
sobreposição dos mesmos. 
- Contar o nº de hemácias e de reticulócitos presentes em cada campo (escolhidos ao acaso) num 
total de aproximadamente 1.000 eritrócitos (pelo menos 10 campos). 
Obs.: Os reticulócitos encontrados estão inclusos nos 1.000 eritrócitos. 
 
 
 Cálculo 
O valor de reticulócitos é expresso em % (valor relativo) ou número absoluto (/mm3 ou /L). 
 
Cálculo do valor relativo (%): 
Para calcular o valor relativo usa-se a seguinte fórmula: 
 
 
 
 
 
 
Por exemplo: se foram contados 10 reticulócitos em 1.000 eritrócitos, a percentagem de 
reticulócitos é: 
 
 
 
 
 
 
 
Cálculo do valor absoluto (/mm3): 
O valor absoluto reflete o número de reticulócitos em cada mm3 de sangue (ou litro de sangue). 
Para calcular o valor relativo usa-se a seguinte fórmula: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Por exemplo: se a contagem de reticulócitos de um paciente é 4% e a contagem de eritrócitos é 
3.300.000/mm3, o valor absoluto de reticulócitos é: 
 
 
 
 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Adultos = 0,5 a 1,5 % (25.000 a 75.000/mm3) 
Recém-nascidos = 2,0 a 6,0 % (70.000 a 330.000/mm3) 
 
Reticulócitos (%) = 
10 
1.000 
X 100 = 1 % 
Reticulócitos (%) = 
Nº de reticulócitos 
1.000 eritrócitos observados 
X 100 
Reticulócitos /mm3 = 
100 
= 132.000 
4 x 3.300.000 
Reticulócitos /mm3 = 
100 
Nº reticulócitos (%) x nº eritrócitos (mm3) 
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 33 
INTERPRETAÇÃO 
a) Reticulocitose (MO hiperativa) 
- Anemias hemolíticas (p. ex. anemia falciforme, esferocitose hereditária, anemia hemolítica auto-
imune) 
- Anemia aguda pós-hemorragia 
- Doença hemolítica do recém-nascido 
- Durante terapia com ferro (após duas semanas de tratamento) 
 
b) Reticulopenia (MO hipoativa) 
- Anemia aplástica 
- Anemia megaloblástica 
 
 
 
IMPORTÂNCIA CLÍNICA 
Diagnóstico e orientação terapêutica. 
 
 
 
CAUSAS DE ERROS 
- Falta de homogeneização do sangue 
- Extensões malfeitas (muito delgadas ou muito espessas) 
- Má preparação do corante, ou má conservação (não filtrar antes do uso) 
 
 
OBSERVAÇÕES 
- As extensões não devem ser muito delgadas (poucos eritrócitos) nem muito espessas (eritrócitos se 
sobrepõem dificultando a contagem). 
- É essencial que as lâminas sejam bem distendidas para garantir uma distribuição homogênea das células 
nos campos sucessivos. 
- Contagens satisfatórias podem ser feitas em sangue conservado por pelo menos 24 horas a 4ºC embora 
a contagem tenda a cair discretamente após 6 a 8 horas. 
- Níveis elevados de glicose no sangue podem inibir a coloração de reticulócitos. 
- A contagem de reticulócitos deve ser corrigida em função da anemia. 
 
 
Correção dos reticulócitos nos casos de anemia 
 Nos casos de anemia em que o hematócrito é muito baixo, a percentagem de reticulócitos pode ser 
falsamente elevada em virtude do número diminuído de eritrócitos no sangue. Nesses casos é utilizado um 
fator de correção, considerando o valor médio normal de hematócrito (45 %). 
Cálculo: 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
 
Carvalho, W.F. Técnicas Médicas de Hematologia e Imuno-hematologia. 6.ed. Belo Horizonte: Coopmed 
Editora, 1999. 
Lewis, S.M. et al. Hematologia Prática de Dacie & Lewis. 9.ed., Porto Alegre: Artmed Editora, 2006. 
Contagem de reticulócitos corrigida (%) = 
45 
Hto. do paciente 
Reticulócitos x 
(%) 
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 34 
ASSUNTO: 
TESTE DE FRAGILIDADE OSMÓTICA DOS ERITRÓCITOS 
(CURVA DE FRAGILIDADE OSMÓTICA) 
(Temperatura ambiente) 
 
 
PRINCÍPIO: 
 O teste determina a resistência dos eritrócitos à hemólise em várias concentrações de solução salina 
hipotônica a temperatura ambiente. 
 Pequenos volumes de sangue são misturados com um excesso de solução salina tamponada de 
várias concentrações. A percentagem de hemólise em cada concentração de solução salina é determinada 
colorimetricamente. 
 
MATERIAL: 
Sangue colhido em heparina (de preferência) ou EDTA 
Tubos de ensaio 13x100 mm 
Balão volumétrico de 100 mL 
Pipeta graduada de 10 mL 
Pipeta automática de 100 L 
Centrífuga 
Espectrofotômetro 
 
REAGENTES: 
 Solução estoque de NaCl a 10% - pH 7,4 (*) 
 Cloreto de sódio 90 g 
 Na2HPO4 (0,096M) 13,65 g 
 NaH2PO4.H20 (0,017M) 2,82 g 
 Água destilada q.s.p. 1.000 mL 
 (*) Esta solução é osmoticamente equivalente à NaCl 10% 
 
PROCEDIMENTO: 
1. Colher o sangue em heparina (de preferência) ou EDTA. Evitar trauma na coleta. O teste deve ser 
realizado até 2 horas após a coleta se o sangue é deixado a temperatura ambiente, e até 6 horas após a 
coleta se o sangue for guardado a 4ºC. 
2. Em um balão volumétrico preparar solução de NaCl a 1% a partir da solução estoque. 
3. Em tubos de ensaio preparar diluições de NaCl com concentrações de 0,10, 0,20, 0,30, 0,35, 0,40, 0,45, 
0,50, 0,55, 0,60, 0,65, 0,70, 0,75, 0,80 e 0,85% a partir da solução de NaCl 1% (volume final de 10 ml). 
Homogeneizar cada tubo vedando com parafilme. 
Ex.: Tubo 0,10% = 1 mL de NaCl 1% + 9 mL de água destilada 
Tubo 0,20% = 2 mL de NaCl 1% + 8 mL de água destilada 
4. Homogeneizar o sangue cuidadosamente e pipetar 100 L em cada tubo tendo o cuidado de limpar 
externamente a ponteira e ao desprezar o sangue, aspirar (3x) com a solução para que todo o sangue 
seja desprezado. 
5. Homogeneizar cuidadosamente por inversão vedando o tubo com parafilme. 
6. Deixar em repouso à temperatura ambiente por 30 minutos. 
7. Homogeneizar novamente os tubos e centrifugar a 1500 rpm por 10 minutos. 
8. Ler o sobrenadante dos tubos em 540nm ajustando o 100% com o sobrenadante do tubo (0,85% de 
NaCl). 
9. Considerar a leitura do tubo (0,10% NaCl) como 100% de hemólise e proceder o cálculo para os demais 
tubos conforme fórmula a seguir. 
10. Cálculo: 
% Hemólise = D.O da diluição / D.O do tubo 100% de hemólise x 100 
 
Exemplo: D.O. do tubo 0.10% NaCl = 0,620 = 100 % hemólise 
D.O. do tubo 0.20% NaCl = 0,620 = 100 % hemólise 
D.O. do tubo 0.30% NaCl = 0,620 = 100 % hemólise 
D.O. do tubo 0.35% NaCl = 0,602 = 97 % hemólise 
D.O. do tubo 0.40% NaCl = 0,387 = 62 % hemólise 
Apostila Aulas Práticas Disciplina Hematologia Clínica – DACT - UFRN 
Agosto/2010 
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D.O. do tubo 0.45% NaCl = 0,046 = 7 % hemólise 
D.O. do tubo 0.50% NaCl = 0,000 = 0