Orgexp I - Cromatografia - UFRJ

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Química Orgânica 
Experimental I
Relatório de aula prática II
Cromatografia
Docente: Débora de Almeida Azevedo
Discente: Carolina Batista Tavares
Rio de Janeiro
Agosto/2017
1 – Introdução
A cromatografia consiste em métodos físico-químicos de separação de componentes de uma mistura. Esse método é largamente utilizado na química e na bioquímica, variando entre técnicas de extrema simplicidade e de alta sofisticação. A separação de componentes ocorre por meio da distribuição dos componentes em duas fases. Uma das fases permanece estacionária enquanto a outra se move através dela. Durante essa transição, cada um dos componentes é seletivamente retido pela fase estacionária, resultando em migrações diferenciais dos componentes (COLLINS et al., 1995). A cromatografia pode ser classificada de acordo com a figura abaixo:
Figura 1 – Tipos de Cromatografia
* CCD (Cromatografia em camada delgada), CP (cromatografia em papel), CSG (cromatografia supercrítica), CG (cromatografia gasosa) e CGAR (cromatografia gasosa de alta resolução)
São muitos os critérios usados para classificar as técnicas cromatográficas, os mais comuns são os relacionados à técnica empregada, aos tipos de fases, à polaridade relativa das fases e ao mecanismo de separação.
Dentre os tipos apresentados, a cromatografia em camada delgada (CCD) se destaca pelas vantagens que ela oferece: fácil execução, rápida execução, grande reprodutibilidade e baixo custo. A CCD é amplamente utilizada para análise de substâncias orgânicas e inorgânicas, reações de síntese e processos de purificação (COLLINS et al., 1995).
A CCD consiste em uma fase estacionária constituída por uma camada delgada de sólido finamente dividido (nesse caso, sílica gel – SiO2.xH2O) revestindo um material de suporte rígido e inerte (folha de alumínio – Al2O3) de modo que o processo de separação ocorre numa superfície plana. Ao conjunto, denomina-se placa de cromatografia. A cromatografia se desenvolve com a fase móvel migrando através da fase estacionária por ação da capilaridade, processo denominado corrida.
Como a amostra interage com as duas fases, à medida que o solvente vai ascendendo na placa a amostra vai sendo carreada pelo solvente a velocidades diferentes. A partir de uma mancha seria obtido um cromatograma com várias manchas, que correspondem à quantidade de componentes da mistura. O processo de separação é a adsorção, que consiste em um aumento da concentração de uma substância na superfície de um sólido (AQUINO NETO e NUNES, 2003). A seguir é apresentado um exemplo de cromatograma:
Figura 2 – Cromatograma em desenvolvimento
Fonte: AQUINO NETO e NUNES (2003, p. 33)
O solvente escolhido depende do material que será separado: um solvente que move os componentes para frente de solvente é polar demais e um que não move qualquer parte da mistura da mancha não é polar suficiente. Diclorometano e tolueno são solventes de polaridade intermediária. Para misturas com hidrocarbonetos, podem ser usados hexano, benzina ou tolueno são os solventes mais indicados. Misturas polares podem requisitar acetato de etila, acetona ou metanol como solvente. Para determinar rapidamente um solvente, é necessário aplicar diversas amostras com solventes diferentes e avaliar o desempenho do solvente (PAVIA et al., 2007), como determinado na figura a seguir:
Figura 3 – Cromatografia de camada fina: determinação do solvente escolhido. (a) Bom desenvolvimento. (b) Superdesenvolvimento (c) Subdesenvolvimento.
FONTE: Adaptado de SHRINER et al. (1980, p. 61)
Com o experimento montado e executado, é necessário detectar os compostos na mistura. Para isso, é possível utilizar uma lâmpada ultravioleta, já que os compostos normalmente possuem manchas com brilho na placa. 
Isso sugere a estrutura do composto, porque certos tipos de composto tem um brilho intenso sob ação de luz ultravioleta, porque eles ficam fluorescentes. Outra forma é adicionar um indicador de fluorescência no adsorvente utilizado. Uma mistura muito usada é de sulfetos de zinco e cálcio. Quando esse método é utilizado, a placa toda fica fluorescência. Contudo, pontos escuros aparecem na placa (PAVIA et al., 2007). Os pontos escuros aparecem porque eles bloqueiam a ação do indicador fluorescente. Esses pontos devem ser marcados com um círculo acima deles, identificando os diferentes componentes da mistura (SHRINER et al., 1980).
Após a visualização, muitos experimentos podem ser considerados finalizados. Se a documentação for apurada, o cromatograma pode ser avaliado de diversas formas. O fator de retenção é o meio mais conveniente para expressar a posição da substância no cromatograma desenvolvido (DOBBINS e TOUCHSTONE, 1978). Ele pode ser calculado da seguinte maneira:
	RF = Distância percorrida pelo composto Distância percorrida pelo solvente
Figura 4 – Fator de retenção (RF)
Fonte: Adaptado de DOBBINS e TOUCHSTONE (1978, p.9)
2 – Objetivos
Realizar testes com os três padrões e as amostras A, B e C criadas previamente no laboratório na placa de sílica gel;
Comparar os resultados das amostras com os padrões, identificando as substâncias encontrados em cada amostra;
Calcular o fator de retenção (RF) para cada padrão e amostra;
Avaliar a relação entre a polaridade dos padrões e o valor de RF;
3 - Material e Métodos
	Ácido Acetilsalicílico 
	
 Acetato de etila 
	Cafeína 
	 Paracetamol
Tabela 1 – Compostos utilizados no experimento
3.1 Material
Béquer
Vidro de relógio
4 placas de sílica gel 
6 capilares
Grafite
Régua
Solvente: acetato de etila
Amostras A, B e C
Padrões: cafeína, paracetamol e ácido acetilsalicílico (AAS)
Câmara de luz ultravioleta
3.2 Métodos
Primeiramente, as placas de sílica e alumina preparadas previamente no laboratório foram selecionadas e os instrumentos foram separados para o experimento. A primeira placa selecionada foi colocada na bancada do laboratório e foi medida, marcando-se 0,5 centímetros acima e abaixo do limite da placa com o grafite. Os padrões e amostras a serem utilizados em cada placa foram selecionados, mantendo uma proporção de três amostras/padrões por placa. Na placa, com o auxílio de um capilar, cada amostra ou padrão foi aplicada na placa com uma margem para ambos os lados, de acordo com o esquema a seguir:
Figura 2 – Marcação da placa e aplicação da amostra
Em seguida, no béquer marcou-se cerca de 0,5 centímetros a partir do fundo dele. No béquer foi adicionado acetato de etila e a placa foi colocada verticalmente com as amostras na sua parte inferior. A placa foi apoiada na beira do béquer e o vidro de relógio foi colocado acima do béquer com o lado côncavo para cima, de acordo com o esquema abaixo:
Figura 3 – Esquema do béquer
Quando o solvente atingiu a marcação de cima na placa, o vidro de relógio foi removido e a placa foi retirada e apoiada na parte côncava para que o solvente secasse. Quando o solvente secou, a placa foi colocada dentro do equipamento com luz ultravioleta e as manchas que apareceram foram marcadas com grafite e as alturas das marcas foram devidamente anotadas e comparadas às alturas originais (descontando os 0,5 centímetros de cima e de baixo marcados no início do experimento). 
A primeira placa feita tinha todos os padrões: ácido acetilsalicílico, cafeína e paracetamol. As três últimas placas possuíam amostras a serem comparadas. Todas as placas seguiram a mesma metodologia, uma de cada vez.
Ao final do experimento, as medidas de RF das amostras foram comparadas com as dos padrões e as marcações com grafite permitiram a descoberta dos padrões que haviam sido utilizados para cada uma das amostras.
4 – Resultados
Os fatores de retenção (RF) seguem a seguinte equação:
	RF = Distância percorrida pelo composto = Dc Distância percorrida pelo solvente Ds
Fonte: Adaptado de DOBBINS e TOUCHSTONE (1978, p.9)
As quatro placas utilizadas no experimento e seus respectivos fatores de retençãoencontram-se nas tabelas abaixo: 
Tabela 2 – Resultado da placa 1
Placa 1 - Dimensões 4,8 x 2,2cm
	Padrões
	AAC
	Cafeína
	Paracetamol
	Pontos
	1
	1
	1
	Dc
	3,1
	1,0
	2,4
	Ds
	3,8
	3,8
	3,8
Tabela 3 – Resultado da placa 2
Placa 2 – Dimensões 5,2 x 2,3cm
	
	A
	AAS
	Cafeína
	Pontos
	3
	1
	1
	Dc
	1,0/2,3/3,3
	3,4
	1,0
	Ds
	4,2
	4,2
	4,2
Tabela 4 – Resultado da placa 3
Placa 3 – Dimensões 4,6 x 2,2cm
	
	AAS/Cafeína/
Paracetamol
	B
	C
	Pontos
	3
	2
	1
	Dc
	0,7/2,1/3,1
	0,8/3,1
	3,1
	Ds
	3,6
	3,6
	3,6
PLACA EXTRA: CONFIRMAÇÃO DAS AMOSTRAS A E C
Nos testes anteriores, as amostras A e C obtiveram problemas ao serem testadas. À luz ultravioleta, na amostra A, os padrões AAS e paracetamol não estavam muito bem definidos, já na amostra C, obteve-se uma mancha irregular. Para evitar resultados falsos, os testes de A e C foram refeitos em uma nova placa.
Tabela 5 – Resultado da placa 4
Placa 4 – Dimensões 4,6 x 2,2cm
	
	AAS/Cafeína/
Paracetamol
	A
	C
	Pontos
	3
	3
	1
	Dc
	1,0/2,2/3,2
	0,9/2,2/3,2
	3,1
	Ds
	3,6
	3,6
	3,6
De acordo com os experimentos realizados os fatores de retenção encontrados estão representados na tabela abaixo:
	
	A
	B
	C
	AAS
	Cafeína
	Paracetamol
	
	Placa 1
	-
	-
	-
	-
	-
	-
	0,81
	0,26
	0,63
	RF
	Placa 2
	0,19
	0,55
	0,79
	-
	-
	-
	0,80
	0,23
	-
	RF
	Placa 3
	-
	-
	-
	0,22
	0,86
	0,86
	0,86
	0,19
	0,58
	RF
	Placa 4
	0,25
	0,61
	0,76
	-
	-
	0,86
	0,88
	0,27
	0,61
	RF
Tabela 6 – Fatores de retenção
 
Por meio da análise dos fatores de retenção, foi possível encontrar os padrões usados em cada uma das amostras:
	
	A
	B
	C
	AAS
	
	
	
	Cafeína
	
	
	
	Paracetamol
	
	
	
Tabela 7 – Resultados das amostras
Por meio da tabela acima é notável que as amostras A e B são misturas de mais de dois padrões. Enquanto a A possui todos eles, a B é uma mistura de AAS e cafeína. A amostra C possui apenas um dos padrões, AAS.
5 – Discussão
O experimento consistiu na avaliação de 4 placas de sílica gel e alumina. A escolha do solvente foi determinada pela alta polaridade dos compostos envolvidos nas misturas avaliadas. Os padrões selecionados possuem valores de RF bem diferentes, o que facilitou a visualização dos resultados das amostras A, B e C.
Pela distância dos componentes foi possível avaliar que as amostras A e B são compostas por uma mistura de substâncias, já que havia mais de uma mancha escura na placa durante a avaliação por raios ultravioleta. Na amostra C, havia apenas uma mancha, logo havia apenas uma substância. 
Houve problemas na definição de A e C, mas a realização da placa 4 permitiu a conclusão da presença e ausência dos padrões. Logo, o experimento obteve êxito na identificação das amostras. O método de cromatografia em camada delgada é satisfatório para a avaliação de substâncias orgânicas e na sua separação.
6 – Conclusão
Utilizando a cromatografia em camada delgada, foi possível identificar os padrões existentes em cada uma das amostras. Os fatores de retenção (RF) foram devidamente calculados por meio das dimensões das placas e analisados. Apesar da necessidade da realização de um teste extra para confirmação das amostras A e C, é notável que o objetivo da aula prática foi alcançado com sucesso e o método empregada obteve êxito.
7 - Referências 
DOBBINS, M. F.; TOUCHSTONE, J. C. Practice of Thin Layer Chromatography. 3. ed. Michigan: Wiley, 1978.
COLLINS, C.H.; BRAGA, G.L.; BONATO, P.S. Introdução a Métodos
Cromatográficos. 6. ed. Campinas: Editora Unicamp, 1995.
AQUINO NETO F. R.; NUNES, D.S.E.S. Cromatografia - Princípios básicos e técnicas afins. 1. ed. Rio de Janeiro: Editora Interciência, 2003. 
PAVIA, D. L.; LAMPMAN, G. M.; KRIZ, G. S; ENGEL, R. G. Introduction to Organic Laboratory Techniques: A Microscale Approach. 4. ed. Belmont: Brooks/Cole, 2007.
SHRINER, R. L. et al. The Systematic Identification of Organic Compounds: A Laboratory Guide. 6. ed. New York: Wiley, 1980.
ZUBRICK, J. W. Manual de Sobrevivência no Laboratório de Química
Orgânica. 6.ed. Editora LTC, 2005.