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Universidade Federal de Itajubá Ciências Biológicas Fisiologia Vegetal Relatório de Aula Prática Respiração Giovana Cabral Giulia Camerini Leandra Pio Maria Laura Motta Profª. Vanessa da Fontoura Custódio Monteiro Itajubá, 2019 Introdução A respiração é essencial para realização dos processos de um metabolismo. Na presença de oxigênio, ocorre a respiração aeróbia, comum a quase todos organismos eucarióticos. Nela, os compostos orgânicos reduzidos são oxidados de modo controlado, a energia livre é liberada e armazenada transitoriamente em uma molécula de adenosina trifosfato (ATP). O ATP armazenado será usado pelas reações celulares para manutenção e desenvolvimento (TAIZ et al , 2012). O principal substrato envolvido nesse processo é a glicose. Mas, além desses, o carbono também pode ser reduzido à partir de sacarose, outros açúcares, ácidos orgânicos, trioses fosfato da fotossíntese e metabólitos da degradação lipídica e proteica (TAIZ et al, 2012). Quimicamente, o processo pode ser descrito como: A respiração ocorre em três etapas distintas: glicólise, ciclo de Krebs e cadeia transportadora de elétrons. Localizada no citosol e nos plastídeos, a glicólise utiliza um açúcar, parcialmente oxidado por hexoses e trioses fosfato para produzir um ácido orgânico, como o piruvato TAIZ et al, 2012). Esse processo resulta em uma pequena quantidade de energia em forma de ATP e executa capacidade redutora pelo nucleotídeo nicotinamida reduzido (NADH). No ciclo de Krebs, o ácido orgânico formado é oxidado completamente a CO2, por meio de oxidações graduais na matriz mitocondrial. Essa etapa resulta em 16 moléculas de NADH, 4 moléculas de FAH2 e quantidade pequena de energia. Por fim, a cadeia transportadora de elétrons catalisa o fluxo de elétrons do NADH ao O2. Assim, os resultados final da respiração aeróbica são: oito moléculas de ATP, quatro moléculas de NADH no citosol e dezesseis moléculas de NADH + FADH2 na matriz mitocondrial (TAIZ et al, 2012). Além da respiração aeróbia, em situações de déficit de oxigênio, os vegetais podem produzir energia por meio da respiração anaeróbia. Nessas condições, a fermentação degenera o NAD+ e metabolizam o piruvato (OLIVEIRA, 2015). Objetivo Analisar os fatores que intervém na respiração das plantas e identificar situações em que ocorrem respiração aeróbica e anaeróbica. Material e métodos Experimento I: Demonstração da respiração pelo método do indicador. Para o primeiro experimento, foram utilizados os seguintes materiais: ● Fermento biológico; ● Folhas recém coletadas de qualquer espécie; ● Sementes de feijão embebidas e secas; ● Solução de azul de bromotimol; ● Oito tubos de ensaio grandes (2,5 x 12,5 cm); ● Três tubos de ensaio pequenos (1,0 x 8,0 cm); ● Suporte para os tubos; ● Papel alumínio; ● Cinco arames pequenos encapados; ● Conta-gotas; ● Fonte de luz (lâmpada de 200W). Primeiramente, enumerou-se os oito tubos de ensaio grandes e adicionou-se cinco gotas de azul de bromotimol. Em seguida, colocou-se no fundo de cinco tubos (tubos 2, 3, 4, 5 e 6) que estavam já com as gotas de azul de bromotimol os arames encapados, na forma que os mesmos impedissem que o material que seria colocado em seguida tivesse contato com a solução. Dentre os tubos com o suporte de arame encapado, colocou-se um tubo pequeno em três deles (tubos 2, 3 e 4). Utilizou-se o tubo 1 como referência da coloração inicial do indicador. No tubo 2, adicionou-se até a metade do tubo pequeno que estava dentro do tubo grande, a mistura de fermento + sacarose (5g de fermento + 5g de sacarose em 25 mL de água). Logo após, no tubo 3, adicionou-se no tubo pequeno a mistura de fermento em água (5g de fermento e 25mL de água). No tubo 4, adicionou-se até a metade do tubo pequeno, a mistura fervida de fermento e água (5g de fermento e 25 mL de água). No tubo 5, adicionou-se dez sementes de feijão embebidas e no tubo 6, dez sementes de feijão secas. No tubo 7, colocou-se uma folha recém-coletada acima do indicador, bem em cima do tubo para que a folha não tivesse contato com o indicador. E após, manteve-se esse tubo próximo a uma de luz. Posteriormente, no tubo 8, colocou-se uma folha recém-coletada acima do indicador, enrolou-se nesse tubo de ensaio, papel-alumínio para que simulasse o escuro. Após todos os oito tubos estarem prontos, vedou-se com alumínio todos os tubos. Aguardou-se cerca de uma hora para que fosse vista as mudanças em cada um dos tubos, que serão discutidas nos tópicos a seguir. Experimento II: Atividade da catalase em tubérculos de batata. Utilizou-se os seguintes materiais para a realização do segundo experimento: ● Peróxido de hidrogênio; ● Duas placas de Petri; ● Tubérculos de batata inglesa. Inicialmente, cortou-se duas fatias transversais de batata com aproximadamente 1 cm de espessura. Colocou-se uma fatia em cada uma das placas de Petri. Logo após, em uma das placas, cobriu-se uma das fatias com a solução diluída (30:1) de peróxido de hidrogênio, e na outra placa adicionou-se somente água. Resultados e discussão Experimento 1: Demonstração da respiração pelo método do indicador Neste experimento, foram encontrados os seguintes resultados: Nos tubos 2, 3 e 4 houve respiração anaeróbica, e nos tubos 5, 6, 7 e 8 houve respiração aeróbica. ● Tubo 2: Neste tubo, havia sacarose e a mistura de fermento. O esperado era o indicador de pH ter ficado amarelo, indicando presença de conteúdo ácido, devido à alta concentração de CO 2. Como a sacarose serve de substrato para a reação de fermentação, há bastante formação de CO 2 e álcool, mudando a coloração do indicador. Entretanto, o nosso experimento não deu certo pois caiu um pouco da mistura no tubo maior que continha o indicador, alterando sua coloração. ● Tubo 3: Neste tubo também ocorreu fermentação, entretanto, em menor escala, devido à falta de sacarose, ou seja, o ideal era que o indicador ficasse amarelo, mas nem tanto, devido à baixa concentração de CO2. ● Tubo 4: Neste tubo não aconteceu fermentação. A água fervendo, que foi adicionada ao tubo, desnaturou as proteínas da levedura, portanto, sem levedura não houve fermentação, nem produção de CO 2, mantendo a coloração inicial do indicador. ● Tubo 5: Neste tubo, devido às sementes de feijão estarem embebidas, o metabolismo foi ativado rapidamente dando início à respiração e à alta produção de CO2, dando coloração amarela ao indicador. Lembrando que esta coloração ocorre devido à presença de uma substância ácida, no caso, o CO2,que é produto da reação de respiração. ● Tubo 6: Neste tubo, a respiração ocorreu em menor proporção em relação ao tubo 5, isso se deve ao fato de as sementes estarem secas, não ativando rapidamente o metabolismo e, portanto, produzindo menos CO 2. O indicador deveria ter ficado levemente amarelo. ● Tubos 7 e 8: O tubo 7 ficou exposto à uma fonte de luz, já o tubo 8 estava envolto de papel alumínio. O esperado para os dois tubos é que ambos os indicadores mudassem sua coloração para amarelo, isso porque a respiração acontece tanto no claro, como no escuro, sendo assim, era esperado a mesma produção de CO2 nos dois tubos, já que ambos estavam fazendo respiração com a mesma intensidade. Na figura abaixo pode-se observar os 8 tubos no início do experimento. Os tubos não foram fotografados após o tempo esperado para a ocorrência das reações, pois o experimento não deu certo, entretanto, acima foram discutidos os resultados esperados. Figura 1: Tubos de 1 à 8 com seus respectivos conteúdos. Experimento 2: Atividade da catalase em tubérculos de batata Neste experimento foram observados os seguintes resultados: Foi detectado formação de espuma na fatia de batata que estava imersa em solução diluída (30:1) de peróxido de hidrogênio, como visto na figura abaixo (figura 2): Figura 2: Fatia de batata imersa em peróxido de hidrogênio. O peróxido de hidrogênio (H2O2) é considerado uma espécie reativa de oxigênio, que, ao entrar em contato com a batata, pode ser prejudicial ao seu metabolismo. Isso acontece, porque quando a presença de O2 é elevada no processo de respiração, muitos elétrons são atraídos, já que o oxigênio é o aceptor final de elétrons, e isso é danoso. Para combater este dano, existe um mecanismo de transformação de substâncias. Os elétrons chegam ao oxigênio que é convertido em superóxido que, por sua vez, é transformado em peróxido de hidrogênio com o auxílio da enzima SOD (superóxido desmutase). Por fim, este peróxido de hidrogênio é transformado em água e oxigênio, utilizando a enzima CAT (catalase). A seguir pode ser observado o que foi descrito acima: O2 + elétrons → O₂⁻ → H2O2 → H₂O + O2 A espuma observada junto à fatia de batata, como mostra a figura 2, é o que indica que há presença de água e oxigênio, ou seja, pode-se constatar a ocorrência do mecanismo de defesa que foi ativado no momento em que a batata entrou em contato com o peróxido de hidrogênio. Já na fatia de batata que estava imersa em água, apenas, não foi observada nenhuma espuma. Isso ocorreu porque já que não houve o contato com peróxido de hidrogênio, não foi necessário que ocorressem as reações para combater o efeito danoso que as espécies reativas de oxigênio trazem ao metabolismo. Na figura a seguir (figura 3) pode-se comparar a fatia que foi imersa apenas em água (não há espuma), e a fatia que estava imersa em água e peróxido de hidrogênio (há espuma): Figura 3: Duas fatias de batata. Conclusão No experimento 1, apesar do resultado esperado não ter sido obtido em alguns tubos, como o 2, em que caiu um pouco da mistura no tubo maior que continha o indicador, alterando sua coloração, foi possível analisar e entender os fatores que intervém na respiração das plantas. Foi possível identificar também, situações em que ocorrem respiração aeróbica e anaeróbica. No experimento 2, observou-se que, na fatia de batata contendo peróxido de hidrogênio, ocorreu uma reação de defesa para que o tubérculo não tivesse seu metabolismo prejudicado. Tal reação formou uma espuma, resultado da ação da enzima sobre o peróxido de hidrogênio, formando água e oxigênio. Referências Bibliográficas Oliveira, Luiz Edson Mota. Metabolismo Anaeróbico. Disponível em: <http://www.ledson.ufla.br/respiracao_plantas/respiracao-anaerobica/>. Acesso em: 22/05/2019. Taiz, L.; Zeiger, E. Fisiologia vegetal. 5. ed. Porto Alegre: Artmed, 2012. 820 p.
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