1271444_APOSTILA PRÁTICA MICRO ALIMENTOS 2017 (1)

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PONTIFÍCIA UNIVERSIDADE CATÓLICA DE MINAS GERAIS
PUC- Barreiro 
APOSTILA PRÁTICA DE MICROBIOLOGIA de ALIMENTOS
SEGUNDO SEMESTRE -2017
ALUNO: ................................................................................
TURMA: ..................................... BANCADA ..........................................
NORMAS GERAIS PARA TRABALHOS PRÁTICOS DE MICROBIOLOGIA
1. Os alunos deverão adquirir, para as aulas práticas, o seguinte material: 
· fósforo ou isqueiro (para uso do bico de gás)
· pincel para retroprojetor para identificar o material em uso;
1. É obrigatório o uso de avental (de preferência longo) e vestimentas adequadas nos laboratórios;
1. Os alunos devem estar sempre atentos ao horário das aulas;
1. Ler o roteiro de práticas antes de iniciar o trabalho;
1. A seriedade e responsabilidade são indispensáveis durante os trabalhos experimentais;
1. Não pipetar reagentes com a boca. As substâncias ácidas e básicas devem subir na pipeta por capilaridade;
1. Usar luvas cirúrgicas no trabalho direto com sangue ou material biológico. No manejo com animais usar luvas de couro;
1. Lavar as mãos após a manipulação de material infectado, corrosivo ou tóxico e antes de deixar as dependências do laboratório;
1. Na bancada de trabalho não deve haver acúmulo de objetos permanecendo apenas os indispensáveis à execução das tarefas;
1. Eliminar os resíduos sólidos ou líquidos em recipiente adequado;
1. Nunca colocar material contaminado nas pias;
1. Usar seringas e agulhas hipodérmicas apenas para injeção parenteral. Usar cânulas para aspiração de líquidos dos animais de laboratório quando possível;
1. É proibido fumar, alimentar-se (bem como guardar alimentos) ou ingerir líquidos nas dependências do laboratório e anexos;
1. Todos os acidentes devem ser rapidamente notificados ao coordenador dos laboratórios ou professor responsável;
1. É proibido o acesso às dependências do laboratório dos alunos que não estejam cumprindo as atividades em curso e sem a presença do professor e/ou monitores;
1. Ao término das atividades deixar o laboratório em condições físicas de ser utilizado para as atividades seguintes;
1. Os professores e monitores devem, ao final das atividades, trancar as janelas e portas do laboratório;
1. Durante as atividades práticas, os equipamentos e materiais utilizados são de inteira responsabilidade dos alunos. 
 
USO DO MICROSCÓPIO
Objetivas de aumento de 10X e 40X:
1. Ao retirar o microscópio da caixa, colocá-lo cuidadosamente sobre a mesa.
1. Ligar a lâmpada, centrar o microscópio observando a posição da objetiva, do condensador, e do diafragma para se obter um campo bem iluminado.
1. Colocar a lâmina preparada na platina do microscópio e com a objetiva de 10X em posição de foco, abaixar o canhão do microscópio por meio de parafuso macrométrico até o aparecimento da imagem. Com o parafuso micrométrico, ajustar a nitidez.
1. Sem mover a platina e o canhão mudar a objetiva para a de 40X. Caso haja necessidade ajustar a luz e o foco.
Objetiva de imersão:
1. Ao retirar o microscópio da caixa, colocá-lo cuidadosamente sobre a mesa.
1. Ligar a lâmpada, suspender o condensador ao máximo, abrir todo o diafragma e verificar se o campo está bem iluminado.
1. Colocar a lâmina com uma gota de óleo de cedro sobre o esfregaço, na platina do microscópio.
1. Baixar o canhão de modo a mergulhar a objetiva de imersão no óleo. Suspender o canhão do microscópio utilizando-se o macrométrico até o aparecimento da imagem e com o parafuso micrométrico ajustar a nitidez. 
 AULA PRÁTICA 1
Título: Demonstração da diversidade e distribuição dos microrganismos e lavagem das mãos
Introdução:
Os microrganismos encontram-se distribuídos por toda a biosfera fazendo parte do ecossistema onde exercem influências no equilíbrio biológico da natureza. Encontram-se permanentemente ou transitoriamente em todos os locais: no solo, nas águas, na superfície interna e externa do homem e dos animais (pele, cavidade oral, estômago, intestinos) e vegetais (PELCZAR et alii, 1996).
São encontrados também na atmosfera, e o transporte destes microrganismos pelo ar constitui um grande risco em termos de contaminação principalmente em áreas como indústrias e hospitais tornando-se imperioso que se estude a composição da microbiota do ar pois quanto mais populoso e movimentado é o ambiente mais rico em microrganismos que disseminam-se pelas correntes aéreas e pela movimentação do ar 
Objetivos: 
Demonstrar a presença e distribuição dos microrganismos no ambiente e em objetos 
Observar a diversidade dos microrganismos.
Observar a morfologia das bactérias e leveduras através da Coloração de gram 
Material e Métodos
1ª parte: Escolher um objeto e passar o swab para coleta do material
Semear o swab na superfície do Agar BHI e depois na superfície do Agar Sabouraud com cloranfenicol.
Incubar as placas: Agar BHI a 37ºC/48h e Agar Sabouraud – 28ºC/ 5 dias 
2ª parte: Escolher um local na PUC, abrir as 2 placas ( 1 de Agar simples e 1 de Agar Sabouraud com cloranfenicol) e esperar 15 minutos, fechar as placas.
Incubar: as placas: Agar Simples a 37ºC/48h e Agar Sabouraud – 28ºC/ 5 dias 
Resultados: 
1ª parte
Anotar os resultados obtidos na tabela abaixo:
	Parte do corpo 
	Nº colônias em Agar Sabouraud
	Nº de colônias em Agar BHI
	B1
	
	
	
	
	
	
	
	
	B2
	
	
	
	
	
	
	
	
	B3
	
	
	
	
	
	
	
	
	B4
	
	
	
	
	
	
	
	
	B5
	
	
	
	
	
	
	
	
Anotar os resultados obtidos na tabela abaixo:
	Local
	Nº colônias em Agar sabouraud 
	Nº de colônias em Agar simples 
	B1
	
	
	B2
	
	
	B3
	
	
	B4
	
	
	B5
	
	
Título: Controle do crescimento da população microbiana
Introdução:
	A condição sanitária de uma população humana ou animal é determinada pela sua capacidade de controlar eficazmente as populações microbianas. Os processos podem ser muito específicos, como o fornecimento de medicação eficaz na eliminação dos microrganismos infectantes, ou podem ser mais gerais, como as práticas sanitárias utilizadas no lar e nos hospitais por exemplo. As principais razões para desenvolver o controle de microrganismos são: prevenir a transmissão de infecções e doenças; prevenir a contaminação ou o crescimento de microrganismos nocivos e prevenir a deterioração e o dano de materiais por microrganismos. 
2.1) Controle da microbiota das mãos através de lavagem e uso de antissépticos
	
Objetivos:
Demonstrar a importância da lavagem e do uso de antissépticos no controle da microbiota das mãos.
Material e métodos:
Material:
4 placas de petri pequenas com meio àgar simples
Álcool 70%
PVPI
Papel toalha estéril
Detergente neutro
Métodos:
Rotular as placas 
placa 1 – dedo sujo
placa 2 – dedo lavado com detergente
placa 3 – dedo tratado com álcool 70%
placa 4 – dedo tratado com PVPI
1 aluno por bancada deverá escolher um dedo para o experimento completo
Este aluno deverá imprimir a digital do dedo escolhido seguindo esquema acima
Incubar as placas a 37ºC por 48h.
Resultados:
Tabela : Observar as placas e anotar os resultados na tabela abaixo:
	
	Nº de colônias totais 
	Bancadas
	 B1
	B2
	B3
	B4
	B5
	Placa 1 – dedo sujo
	
	
	
	
	
	Placa 2 – dedo lavado com detergente
	
	
	
	
	
	Placa 3- dedo tratado com álcool 70%
	
	
	
	
	
	Placa 4- dedo tratado com anti-séptico PVPI 
	
	
	
	
	
Discussões/Conclusões:
Definir microbiota endógena microbiota transitória.
Por que as mãos podem servir como veiculadoras de contaminação?
Como explicar as diferenças observadas nas 4 placas?
Qual foi o efeito da lavagem das mãos na populacão microbiana?
Como evitar as intoxicações alimentares e as infecções hospitalares utilizando-se desses procedimentos?
AULA PRÁTICA 2
Título: Morfologia bacteriana e método de coloração de Gram (modificada por Burke e Kopeloff Beerman)
Introdução: 
	Entre as principais características das células bacterianas estão suas dimensões, forma estrutura e o arranjo, esses elementos constituem a morfologia da célula. De acordo com a espécie as células podem ser esféricas,em bastão ou espiraladas dispondo-se em cachos, grumos, cadeias e filamentos. É importante reconhecer esses padrões de arranjo já que são importantes características taxonômicas utilizadas na identificação dos microrganismos.
	Uma das técnicas de coloração diferencial mais largamente utilizada em Microbiologia é o método de Gram. As bactérias coradas por esse método pertencem basicamente a dois grupos: o das Gram-positivas (retém o cristal violeta) e o das Gram-negativas (perdem o cristal violeta e coram-se pela safranina) (PELCZAR et alii, 1996). 
Objetivos:
Mostrar aos alunos os métodos de visualização bacteriana (exame a fresco e coloração de Gram)
Ressaltar as diferenças entre bactérias Gram-positivas e Gram-negativas 
Material e Métodos: 
3 lâminas por bancada:
Fazer um esfregaço de cultura de E. coli e Staphylococcus ou Bacillus (diluídos em solução salina- 1 tubo por bancada)
Fazer um esfregaço de saliva
Fixar no fogo e corar pelo método de gram
Observar as lâminas ao microscópio com 1 gota de óleo mineral na objetiva de imersão (100X)
Desenhar o que foi visto
Método de coloração de Gram:
1. Fazer o esfregaço em lâmina, secá-lo próximo ao Bico de Bunsen e fixá-lo passando a lâmina sobre a chama 
1. Colocar a lâmina sobre o suporte e cobrir o esfregaço com solução de Cristal Violeta - Deixar atuar por 1 minuto e lavar com água corrente.
1. Cobrir o esfregaço com Lugol - Deixar atuar por 1minuto e lavar com água corrente. 
1. Descorar o esfregaço rapidamente com com solução de éter-acetona, por 5 a 10 segundos – Lavar o esfregaço com água corrente.
1. Cobrir o esfegaço com solução de safranina e deixar atuar por 20 segundos.
1. Lavar o esfregaço com água e secá-lo próximo ao Bico de Bunsen .
1. Colocar 1 gota de óleo de imersão sobre o esfregaço e observar ao microscópio de imersão (1000X) 
Resultados: 
Desenhe o que foi observado em cada lâmina
Discussões/ Conclusões:
Quais foram as formas e os tipos de agrupamentos microbianos observados?
Qual a importância da coloração de Gram na prática bacteriológica?
Qual o papel da parede celular no processo de coloração?
Quais as diferenças de composição química da parede celular de bactéria Gram-positivas e Gram-negativas?
Quais as funções de cada reagente usado na coloração de Gram?
AULA PRÁTICA 3
Título: Isolamento de Staphylococcus spp. da cavidade nasal. 
Introdução:
	
O gênero Staphylococcus pertence a família Micrococcaceae que compreende cerca de 20 espécies. São cocos Gram-positivos isolados agrupados em aspecto de cachos de uva irregulares, imóveis, não esporulados, aeróbios e não capsulados (LENNETTE et alii, 1993).
Os estafilococos são tradicionalmente divididos em coagulase-positivos (capazes de coagular o plasma humano ou de coelho) e coagulase-negativos. As amostras humanas coagulase-positivas são classificadas como Staphylococcus aureus existindo subgrupos da espécie baseados na susceptibilidade a vários bacteriófagos. A fagotipagem não é um procedimento de rotina em diagnóstico laboratorial mas é muito importante em investigações epidemiológicas. A identificação dos estafilococos coagulase-negativos está geralmente limitada a duas espécies: S. epidermidis e S. saprophyticus. 
Objetivos:
Isolar amostras de S. aureus na cavidade nasal de portadores
Estudar o S. aureus quanto a morfologia tintorial, patogenicidade e sensibilidade a antibióticos.
Qualificar a microbiota nasal dos estudantes.
Material e métodos:
Material: 
2 tubos de agar manitol
2 swabs
Métodos: 2 alunos/bancada
Inserir o swab na cavidade nasal e semear o swab na superfície do meio manitol
Incubar os tubos a 37ºC por 48h
Leitura:
Após a leitura do tubo fazer um esfregaço da cultura e corar pelo Gram
Observar a presença de cocos gram positivos em cachos
Resultados:
Observar se houve mudança no meio manitol.
Tubo amarelo- indica portador de S. aureus
Tubo vermelho ou laranja – portador de S. epidermidis ou outras espécies do gênero Staphylococcus 
Discussão/Conclusões: 
Quais as principais espécies pertencentes a este grupo?
Qual a importância do S. aureus e qual o seu habitat natural?
Como demonstrar a patogenicidade do S. aureus ?
Título: Isolamento de Streptococcus spp. da orofaringe 
Objetivos: 
Isolar amostras de Streptococcus spp., conhecer sua morfologia, coloração e arranjo
Estudar alguns aspectos típicos do gênero (cultivo e identificação)
Material e Métodos:
Material:
2 placas de agar sangue
2 swabs
2 tubos de tioglicolato
Métodos: 2 alunos/bancada
Inserir o swab na profundidade da garganta 
Semear o swab primeiramente na superfície do agar sangue e posteriormente semeá-lo no meio líquido de tioglicolato 
Incubar as placas e os tubos a 37ºC por 48h
Leitura:
Observar a presença de hemólise (zona clara ao redor das colônias) no agar sangue
Observar o crescimento no meio tioglicolato
Fazer um esfregaço a partir do tioglicolato, corar pelo gram
Observar a presença de cocos gram positivos em cadeias longas
Desenhar o que foi visto
 
Resultados:
Discussões/ Conclusões:
AULA PRÀTICA 4
Contagem de Bolores e Leveduras em alimentos - PAÇOQUINHA E QUEIJO 
Introdução: 
Objetivos: Observar a presença de fungos e leveduras em amostras de alimentos
 –Material e métodos:
Pesar 9g de paçoquinha comum, 9 g de paçoquinha diet e 9 g de biscoito água e sal e diluir cada uma das amostras em 90mL de de solução salina, e homogeneizar 
Inocular 1mL da solução na superfície do meio de agar sabouraud.e espalhar com a alça bacteriológica.
Incubar a 28 oC por 3 a 5 dias 
Fazer a contagem das placas e expressar o resultado em UFC/g
INTRODUÇÃO
A fabricação de queijos é tradição em várias regiões do estado de Minas, na maioria das vezes, uma fabricação caseira. Porém, atualmente existem grandes indústrias no mercado brasileiro e no exterior. Nestas indústrias, o controle de qualidade do alimento deve ser rigoroso, incluindo as Boas Práticas de Fabricação e a análise microbiológica do alimento. O queijo é um alimento muito utilizado nas dietas por ser ótima fonte de proteína e cálcio, tendo grande variedade de sabores e texturas, entretanto é um alimento facilmente colonizado por micro-organismos diversos devido aos seus componentes, forma de obtenção da matéria prima, manipulação e estocagem. Estas contaminações são responsáveis por alterações no produto final, deterioração e até transmissão de doenças. 
 OBJETIVOS
	Verificar em amostras de queijo minas o crescimento de micro-organismos em diferentes meios de cultura. 
METODOLOGIA
1. Identificar os tubos e placas. (grupo, bancada e amostra)
2. Selecionar a amostra a ser testada.
3. Fazer a diluição da amostra. Pesar 25 gramas da amostra de queijo, e adicioná-la ao frasco contendo 225ml de salina. Agitar por dois minutos. 
4. Retirar 1 ml e colocar sobre o caldo e/ou meio de cultura. Quando se tratar de meio, espalhar sobre ele com auxílio da alça de Drigalski. 
5. Incubar na estufa, por 48 horas.
Ágar MacConkey: destinado à detecção de bactérias gram negativas, e a mudança de cor indica a fermentação de lactose. Resultado: colônias de bactérias fermentadoras de lactose tornam o meio rosa, e as bactérias que não são fermentadoras tornam o meio amarelo claro.
Caldo Verde Bile Brilhante 2%: destinado à detecção de coliformes em água, alimentos e produtos lácteos. O grupo dos coliformes incluem bacilos aeróbios e anaeróbios facultativos, Gram-negativos, não formadores de esporos e que fermentam lactose, formando ácido e gás a 35°C dentro de 48 horas. A digestão enzimática de gelatina é a fonte de carbono e nitrogênio utilizados para o crescimento do organismo, a Bile bovina e o verde brilhante inibem as bactérias Gram positivas e muitas Gram-negativas que não sejam coliformes, e a Lactose é a fonte de carboidrato. Bactérias que fermentam a lactose e produzem gás são detectadas. Resultados: Bolhas (gás) presentes no tubo de fermentação indicam resultado positivo e negativo com ausência de bolhas (gás) no tubo de fermentação.
Pfizer selective enterococcus agar: enterococos podem ser consideradosuma parte essencial da microflora autóctone de seres humanos e animais. Devido à sua ampla distribuição, podem ocorrer em diferentes produtos alimentares, especialmente aqueles de origem animal. O Agar Enterococcus Selectivo de Pfizer é utilizado no isolamento seletivo e cultivo de Enterococcus. Enterococcus são bactérias gram-positivas, normalmente encontradas no intestino e no trato genital feminino. Existem 14 espécies descritas de Enterococcus spp., sendo o E. faecalis e o E. faecium as duas que normalmente promovem colonização e infecções em humanos. E. faecalis constituem 85 a 90% dos Enterococcus spp. identificados, sendo essa espécie a menos propensa ao desenvolvimento de resistência. E. faecium é o menos prevalente, de 5 a 10%, mas apresenta maior propensão ao desenvolvimento de resistência. A emergência desse patógeno nas últimas duas décadas, entre muitos fatores, se deve em parte à sua resistência intrínseca aos antimicrobianos comumente utilizados, como: aminoglicosídeos, aztreonam, cefalosporinas, clindamicina, oxacilina. E. faecium é menos sensível aos antimicrobianos beta-lactâmicos do que E. faecalis devido à baixa afinidade das PBPs (proteínas de ligação da penicilina) a esses compostos.
RESULTADOS
 - Números de unidades formadoras de colônias (UFC)
	Bancada- Amostra
	Meio MacConkey
	Verde brilhante
	Agar Enterococcus
	Bancada 1 - 
	
	
	
	Bancada 2 - 
	
	
	
	Bancada 3 - 
	
	
	
	Bancada 4 - 
	
	
	
 
- Aspecto das colônias e alterações observadas
 PRÁTICA 5 – LEITE FERMENTADO E ANTIBIOGRAMA
 Isolamento de Lactobacillus de leite fermentado
Introdução: 
Objetivos: Observar a presença de Lactobacillus em diversas marcas de leite fermentado 
Material e métodos:
Fazer diluições seriadas a partir de 1 mL de leite fermentado. ( cada bancada deverá usar uma marca diferente)
Diluir 1mL em 9 mL de solução salina, transferir 1mL da 1ª diluição para um tubo com 9mL, e novamente 1ml da 2ª diluição para um terceiro tubo com 9mL de solução salina.
 
Inocular 1 ml das 3 diluições na superfície do meio ROGOSA
Deixar o meio absorver o líquido e incubar a 37ºC por 48h
Resultados:
Contar o número de colônias obtidas em cada uma das diluições e comparar os resultados com as outras bancadas
Discussões/ Conclusões:
Antibiograma
Objetivo:
Verificar o grau de sensibilidade/resistência de E. coli e S. aureus a diferentes antibacterianos em meio sólido
Material e métodos 
Material: 
2 placas de agar Mueller Hinton por bancada
Discos de drogas variados ( para Gram positivos e para gram negativos)
Swab
Pinça
Amostra líquida de Staphylococcus aureus e E. coli 
Métodos:
Semear com auxílio do swab amostra de bactéria em placas de Agar Mueller hinton cobrindo toda a superfície. Com a pinça distribuir 4 discos de drogas em pontos equidistantes da placa. Pressionar levemente os discos na superfície da placa. Incubar as placas a 37ºC por 48h 
Resultados:
Observar o aparecimento de halo inibição de crescimento bacteriano nas placas, medir o diâmetro do halo com o auxílio do paquímetro, consultar a tabela de valores de halo (no final da apostila) e anotar os resultados nas tabelas abaixo:
	E.coli 
	ZONA DE INIBIÇÃO DE CRESCIMENTO
	Antibióticos / Bancadas
	Microrganismos (resistente/ intermediário/ sensível)
	
	B1
	B2
	B3
	B4
	B5
	1
	
	
	
	
	
	2
	
	
	
	
	
	3
	
	
	
	
	
	4
	
	
	
	
	
	5
	
	
	
	
	
	S. aureus 
	ZONA DE INIBIÇÃO DE CRESCIMENTO
	Antibióticos / Bancadas
	Microrganismos (resistente/ intermediário/ sensível)
	
	B1
	B2
	B3
	B4
	B5
	1
	
	
	
	
	
	2
	
	
	
	
	
	3
	
	
	
	
	
	4
	
	
	
	
	
	5
	
	
	
	
	
Discussões/ Conclusões:
Quais os métodos de susceptibilidade a drogas podem ser utilizados em laboratório? Explique cada um deles. Qual a importância do antibiograma dentro dos hospitais? Você é favorável ao uso indiscriminado de antibióticos? Justifique-se.
Tabela1: Tabela dos principais antimicrobianos e valores dos halos de inibição
	ANTIBACTERIANO
	RESISTENTE
	INTERMEDIÁRIO
	SENSÍVEL
	ÁC. NALIDÍXICO
	≤ 13
	14-18
	 ≥ 19
	AMICACINA (AMI)
	≤ 14
	15-18
	 ≥ 19
	AMPICILINA (Gram +) (AMP)
	≤ 11
	12-13
	 ≥ 14
	AMPICILINA (Gram - )
	≤ 28
	-
	 ≥ 29
	AZTREONAM (ATN)
	≤15
	16-21
	 ≥ 22
	BACITRACINA
	≤ 8
	9-12
	 ≥ 13
	CARBENICILINA (CAR)
	≤ 17
	18-22
	 ≥ 23
	CEFOPERAZONA (CFP)
	≤ 15
	16-20
	 ≥ 21
	CEFOTAXIMA (CTX) 
	≤ 14
	15-22
	 ≥ 23
	CEFOXITINA (CFO) 
	≤ 14
	15-17
	 ≥ 18
	CEFTAZIDIMA (CAZ) 
	≤ 14
	15-17
	 ≥ 18
	CEFTRIAXONA (CRO) 
	≤ 12
	13-15
	 ≥ 16
	CEFALOTINA (CFL)
	≤ 14
	15-17
	 ≥ 18
	CIPROFLOXACIN (CIP)
	≤ 16
	17-21
	 ≥ 22
	CLINDAMICINA (CLI)
	≤ 14
	15-16
	 ≥ 17
	CLORANFENICOL (CLO)
	≤ 12
	13-17
	 ≥ 18
	ERITROMICINA (ERI)
	≤ 13
	14-17
	 ≥ 18
	ESTREPTOMICINA
	≤ 11
	12-14
	 ≥ 15
	GENTAMICINA (GENE)
	≤ 12
	13-14
	 ≥ 15
	IMIPENEM
	≤ 13
	14-15
	 ≥ 16
	KANAMICINA
	≤ 13
	14-17
	 ≥ 18
	NEOMICINA
	≤ 12
	13-16
	 ≥ 17
	NITROFURANTOINA (NIT)
	≤ 14
	15-16
	 ≥ 17
	NORFLOXACIN (NOR)
	≤ 12
	13-16
	 ≥ 17
	NOVOBIOCINA
	≤ 17
	18-21
	 ≥ 22
	OXACILINA (OXA) 
	≤ 10
	11-12
	 ≥ 13
	PENICILINA G (PEN) (Staphylococcus)
	≤ 28
	- 
	 ≥ 29
	PENICILINA G
	≤ 14
	
	 ≥ 15
	PERFLACIN (PEF)
	≤ 15
	16-18
	 ≥ 19
	RIFAMPICINA (RIF)
	≤ 11
	12-18
	 ≥ 19
	SULF +TRIMETROPIN (SUT) 
	≤ 10
	11-15
	 ≥ 16
	SULFONAMIDA (SUL)
	≤ 12
	13-16
	 ≥ 17
	TEICOPLANIN
	≤ 14
	15-17
	 ≥ 18
	TETRACICLINA (TET)
	≤ 14
	15-18
	 ≥ 19
	TOBRAMICINA (TOB)
	≤ 12
	13-14
	 ≥ 15
	VANCOMICINA (VAN)
	≤ 9
	10-11
	 ≥ 12
BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA EM MICROBIOLOGIA
BIBLIOGRAFIA BÁSICA
1. BURTON, G.R., & ENGELKIRK, P.G. Microbiologia para ciências da saúde. 6. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2005. 
1. STROHL,W.A.,ROUSE, H., FISHER, B.D. Microbiologia Ilustrada. 1 ed. Porto Alegre: Artes Médicas Sul, 2004. 531p. 
1. PELCZAR, M.J., CHAN, E.C.S., KRIEG, N.R. Microbiologia. 2 ed. São Paulo: Makron Books, 1996. Vol. 1., 542p.; vol. 2, 515p.
1. TORTORA, G.T. et alii. Microbiologia. 6 ed. Porto Alegre: Artes Médicas Sul, 2005. 827p.
1. BLACK, J.G. Microbiologia. Fundamentos e perspectivas. 4 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2002, 829p.
BIBLIOGRAFIA COMPLEMENTAR (sugestões de consulta) 
 
1- ALBERTS, B. et al. Biologia molecular da célula. 3. Ed. Porto Alegre: Artes Médicas, 1997. 1293p.
2- BARNETT, M.L. & HUNTER, B.B. Illustrated genera of Imperfect Fungi. 3 ed. Minnesota: Burgess Publishing Company. 1983. 241p.
3- KONEMAN et alii. Diagnóstico Microbiológico. 5 ed. Rio de Janeiro. Ed MEDSI, 2001. 
4- JORGE, A O C. Microbiologia – atividades práticas. 1ed. São Paulo: Livraria Santos, 1997, 183p.
5- LACAZ, C. S, PORTO, E., MARTINS, J.E.C. Micologia Médica. 8 ed. São Paulo: Sarvier, 1991. 385p.
6- MARSHALL, J.R. Microbiologia-manual de laboratório clínico. 1ed. São Paulo: Livraria santos, 1995
7- MASA, L.M., PEZZLO, M.T., BARON, E.J. Color Atlas of diagnostic Microbiology. 1 ed. St. Louis, Missouri: Year Book, 1997. 100p.
8- MIDGLEY, G., HAY, R.J., CLAYTON, Y.M. Micologia Médica. 1 ed. São Paulo: Manole. 1998. 155p
9- RIBEIRO, M.C. & SOARES, M.M.S.R. Microbiologia prática – roteiro e manual. São Paulo: Atheneu, 1998. 112p.
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