Relatório bioquimicA

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: FARMACIA DISCIPLINA: Bioquímica Estrutural
 
NOME DO ALUNO: Jociele Louzano Dionisia 
 
R.A:1990055 POLO: Taquaral 
 
DATA: _____ / _____ / _____ 
 
 UNIP - UNIVERSIDADE PAULISTA
FARMÁCIA
JOCIELE LOUZANO DIONÍSIA
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA
Relatório apresentado como exigência prática do curso EaD Farmácia a UNIP da cidade de Campinas.
Orientador(a):Prof. Dra.
Campinas Taquaral
Aula prática realizada no Polo Swift – Campinas
2020
SUMARIO
INTRODUÇÃO
O presente relatório visa comportar e registrar o desenvolvimento das aulas práticas de Bioquímica Estrutural, a professora pode ministrar a aula pratica no laboratório.
A palavra “bioquímica” vem do grego, “bio” significa vida, nesse caso nas células, e “química” pode ser considerada uma ciência exata que estuda a composição, estrutura e as propriedades da matéria e as reações entre as substancias, se liberam ou consomem energia .(livro-texto bioquímica estrutural unip).
Na aula 1, roteiro 1: indicadores de pH, teve como objetivo conhecer os fundamentos teóricos sobre o pH, os indicadores de pH e como substância tem a propriedade de mudar de cor, essa mudança de cor indica o caráter básico ou acido da solução. A escala do pH é constituída de uma série de números variando de 0 a 14, denotando vários graus de acidez ou alcalinidade.
No procedimento desse roteiro enumeramos 11 tubos de ensaio e colocamos extrato de repolho roxo em todos. Depois acrescentamos substâncias na seguinte ordem: ácido clorídrico 0,5M, hidróxido de sódio 0,1M, cloreto de sódio 10%, vinagre, detergente incolor, água sanitária, água sem gás, sabão em pó, leite, bicarbonato de sódio e albumina. Observamos as cores das soluções e o pH aproximado.
 	Na aula 1, roteiro 2: pH e solução tampão, podemos manusear e compreender o funcionamento de pHmetro, recordar os fundamentos teóricos sobre pH, discutir as reações que ocorrem em uma solução tampão e associar o resultado do experimento com as reações que ocorrem no sangue (alcalose acidose). Uma mistura formada por um ácido ou por uma base fracos inorgânicos e por um sal inorgânico que apresente o mesmo ânion do ácido ou o mesmo cátion da base é considerada uma solução tampão. A característica principal de uma solução tampão é o fato de seu pH manter-se praticamente inalterado, mesmo quando acrescida uma certa quantia de solução contendo ácido ou base fortes. ¹
Para isso utilizamos dois béqueres com água, no béquer 1 acrescentamos gota a gota ácido clorídrico (HCL 5M) e no béquer 2 acrescentamos gota a gota Hidróxido de sódio (NaOH 5M), medindo e observando a cada gota o pH.
Em outros dois béqueres colocamos 20ml de solução tampão formada por acido acético + acetato de sódio e acrescentamos no béquer 3 gota a gota ácido clorídrico (HCL 5M) e no béquer 4 acrescentamos gota a gota Hidróxido de sódio (NaOH 5M), medindo e observando a cada gota o pH. Comparamos o que aconteceu entre as aferições.
Na aula 2, roteiro 1: Titulação de aminoácidos, podemos relembrar o caráter dos aminoácidos, determinar os valores de pH das soluções de aminoácidos (glicina e ácido glutâmico), utilizando a curva de titulação e manuseando o pHmetro.
Para o procedimento nessa aula, utilizamos quatro béqueres, identificamos como A1, A2, B1 e B2.
 Nos béqueres A1 e A2 colocamos 50 ml de uma solução do aminoácido leucina 0,1M e depois colocamos um béquer por vez na placa agitadora com uma barra magnética dentro. No béquer A1 enquanto estava na placa agitadora, fomos acrescentando NaOh 0,5 M gota a gota e medindo com o pHmetro. Fizemos o mesmo procedimento no béquer A2 que sobre agitação e com a barra magnética na solução recebeu HCl 0,5 M.
Nos béqueres B1 e B2 colocamos 50 ml de uma solução do aminoácido ácido glutâmico 0,1M e repetimos os mesmos procedimentos realizado nos béqueres A1 e A2.
Na aula 2 roteiros 2: Detecção de aminoácidos e proteínas em solução por meio de reações de coloração, teve como objetivo relembrar a fórmula geral dos aminoácidos. relembrar a estrutura das proteínas, dando ênfase a estrutura primaria (ligação peptídica). Verificar as propriedades das proteínas e dos aminoácidos por reação colorimétrica diferencial.
Para o procedimento nessa aula utilizamos o biureto, um reagente analítico, composto de Hidróxido de Sódio (NaOH 2,5N) e sulfato de cobre 1% (CuSO4). A reação do biureto detecta a presença de ligações peptídicas, a presença das proteínas poderá ser notada pela coloração arroxeada nos tubos.
Separamos 8 tubos de ensaio e identificamos. Nos tubos adicionamos:
Tubo 1: 2 mL do reativo do biureto + 1 mL de água.
Tubo 2: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL da solução de albumina 10%. 
Tubo 3: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL da solução de aminoácido glicina 1%. 
Tubo 4: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de leite sem ferver.
Tubo 5: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de leite fervido.
Tubo 6: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de amido 1%.
Tubo 7: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de óleo de cozinha.
Tubo 8: 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de suco de fruta.
Observamos e anotamos em quais teve a presença de proteínas.
Na aula 3 roteiro 1: Desnaturação proteica, verificamos a alteração de solubilidade de proteínas em presença de soluções salinas e solventes orgânicos, verificamos e relembramos situações de desnaturantes. No procedimento 1 dessa aula observamos a ação da temperatura na proteína, para isso utilizamos um tubo de ensaio, colocamos 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e, com auxílio de uma pinça, colocamos sobre o bico de Bunsen, aguardamos ferve e anotamos o resultado.
No segundo procedimento da aula observamos a ação do pH nas proteínas. Para esse procedimento utilizamos um tubo de ensaio, e colocamos 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionamos 2 mL de HCl 5M ,em um segundo tubo de ensaio, colocamos 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionamos 2 mL de HCl 0,5M e anotamos os resultados.
No terceiro procedimento dessa aula podemos observar a ação de solventes orgânicos sobre a proteína, para esse procedimento utilizamos um tubo de ensaio com 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionamos 2 mL de etanol gelado e anotamos o resultado.
No quarto procedimento dessa aula observamos a ação dos sais sobre as proteínas, em um tubo de ensaio, colocamos 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionamos 2 mL da solução saturada de sulfato de amônio, anotamos o resultado.
Na aula 3 roteiros 2: Atividade enzimática, discutimos e evidenciamos a importância das enzimas nos processos digestivos.
 Para o procedimento utilizamos gelatina preparada conforme instruções da embalagem e numeramos 4 tubos de ensaios de 1 a 4. Em cada tubo foi colocado essa sequência:
	Tubo
	Composição
	Teste
	1
	4 mL gelatina + 2 mL de água
	Controle
	2
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão
	Mamão
	3
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi
	Abacaxi
	4
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de maçã
	Maçã
Logo após levamos os tubos ao freezer e observamos o que aconteceu.
Em outro procedimento nessa aula fizemos uma atividade enzimática da saliva. Foi coletado saliva em um béquer e diluída com água destilada. Em um outro béquer adicionamos 20 ml de amido a 1% e colocamos 1 ml da saliva diluída, com esse preparado começamos nossa experiencia.
Identificamos 7 tubos de ensaio:T0, T1, T2, T3, T4,T5 e T6 e em cada tubo colocamos 1 gota de lugol, depois colocamos 1 ml do preparado (saliva + amido) em cada tubo a cada 1 minuto e observamos o que ocorreu.
 Na aula 4 roteiro 1, determinação de açúcares em solução, podemos relembrar a estrutura de diferentes carboidratos monossacarídeos, dissacarídeos e polissacarídeos. as funções e as fontes desses carboidratos, e diferenciar alguns carboidratos mediante reações específicas.
No procedimento 1 fizemos o teste de Barfoed. Para esse procedimento separamos dois tubos de ensaio e identificamos com 1 e 2.
No tubo 1adicionamos 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentamos 1 mL de glicose 10%. No tubo 2, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentamos 1 mL de lactose 10%. Levamos os tubos para aquecer em banho-maria por 5 minutos.
 No experimento 2 dessa aula fizemos o teste do espelho de prata. Para isso colocamos1 mL da solução de nitrato de prata em um tubo de ensaio, adicionamos amônia diluída gota a gota com agitação até se dissolver o precipitado formado, depois adicionamos a 0,5 mL da solução de glicose e agitamos. Colocamos para aquecer em banho maria a temperatura de 70 ºC durante 5 minutos. 
 Podemos fazer no 3 procedimento dessa aula o teste de Fehling, separamos dois tubos de ensaio e identificamos com 1 e 2:
No tubo 1, adicionamos 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B e 0,5 mL de glicose. 
No tubo 2, adicionamos 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B e 0,5 mL de sacarose. Misturamos e levamos para aquecer em banho de água durante, aproximadamente, 5 minutos.
 Na aula 4 roteiro 2, lipídeos, relembramos a fórmula geral dos ácidos graxos e dos triglicerídeos, a reatividade dos ácidos graxos: hidrogenação, halogenação e saponificação. Verificamos a hidrólise alcalina dos triglicerídeos, formação de sabão insolúvel. Separamos essa aula em 3 partes, na parte I colocamos um pedaço de manteiga em um erlenmeyer de 125 mL e adicionamos 20 mL de KOH 10% em álcool. Aquecemos em banho-maria durante, aproximadamente, 5 minutos. Verificamos se a saponificação foi completa, observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da mistura em água. Guardamos a solução. 
Na parte II, separamos três tubos de ensaio e identificamos com 1, 2 e 3.No tubo 1, adicionamos 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de sódio 35% (NaCl 35%).No tubo 2, adicionamos 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de cálcio 10% (CaCl2 10%).No tubo 3, adicionamos 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de ácido clorídrico 0,1N (HCl 0,1N). Misturamos as reações por agitação.
Na parte III, separamos dois tubos de ensaio e identificamos com 1 e 2. No tubo 1, adicionamos 5 ml de óleo de soja e 10 gotas de lugol. No tubo 2, adicionamos 5 ml de margarina derretida e 10 gotas de lugol. Fervemos os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada pelo lugol. Após resfriamento à temperatura ambiente, adicionamos 3 gotas de solução de amido em cada tubo. Observamos as amostras.
. 
Resultados e discussões
No procedimento do roteiro 1 podemos observar as cores das soluções e seu pH, bem como através da tabela abaixo, classificá-los como ácido, base ou neutro.
Fonte: ²
Os resultados obtidos nas experiencias foram os seguintes:
	Extrato de repolho roxo
	Cor
	pH aproximado
	
	Ácido clorídrico 0,5M
	Vermelho
	1
	Ácido
	Hidróxido de sódio 0,1M
	Verde
	10
	Básico
	Cloreto de sódio 10%
	Azul violeta
	7
	Neutra 
	Vinagre
	Rosa
	5
	Ácido
	Detergente incolor
	Azul violeta
	7
	Neutra
	Água sanitária
	Amarelo
	13
	Básico
	Água sem gás
	Azul violeta
	7
	Neutra
	Sabão em pó
	Verde
	10
	Básico
	Leite
	Azul violeta
	7
	Neutra
	Bicarbonato de sódio
	Verde escuro
	9
	Básico
	Albumina
	Azul violeta
	7
	Neutra
Na aula 1 do roteiro 2 no béquer 1 que continha água e acrescentamos o HCl 5M gota a gota podemos criar o seguinte gráfico: 
Fonte: própria
 	No béquer 2 que continha água e acrescentamos o NaOH 5M gota a gota podemos criar o seguinte gráfico:
Fonte: própria
	Podemos observar através dos gráficos que quando acrescentamos o ácido clorídrico (HCl) no béquer 1 houve uma grande queda no pH, por se tratar de um ácido em água (neutra), quanto mais gotas eram colocadas no béquer mais a solução ficou ácida (menor o pH). Ao contrário quando acrescentamos o hidróxido de sódio (NaOH), no béquer 2 o pH subiu rapidamente de 6,6 para 12,25, tornando se uma solução básica forte.
No béquer 3 contendo a solução tampão acrescentamos o HCl 5M gota a gota podemos criar o seguinte gráfico:
 Fonte: própria
	No béquer 4 que continha solução tampão e acrescentamos o NaOH 5M gota a gota podemos criar o seguinte gráfico:
Podemos observar através dos gráficos que quando acrescentamos o ácido clorídrico (HCl) no béquer 3 não houve uma mudança significativa do pH, o mesmo ocorreu no bequer 4 quando acrescentamos hidróxido de sódio (NaOH), isso porque a solução tampão evita a alteração do pH, neutraliza a entrada de ácido e base.
Nessa experiencia chegamos à conclusão que no béquer 1 e 2 com água, solução neutra , diante de situações que estimulam a alteração do pH existem grandes variações dos valores, distintamente dos béqueres 3 e 4 que continham uma representação do sistema tampão do organismo, que mesmo tendo seu pH alterado durante o experimento não haveriam grandes impactos no organismo humano, dado que a mudança foi lenta e de pouca amplitude. 
Na aula 2 roteiro 1 não obtivemos sucesso no nosso experimento, tendo em vista que queríamos identificar a curva de titulação, o que não ocorreu no nossos gráficos como mostrado abaixo.
Na experiencia da aula 2 roteiro 2 estudamos que uma ligação peptídica entre duas moléculas ocorre quando o grupo carboxilo da molécula reage com o grupo amina da outra molécula, liberando uma molécula de água ( H2O ). Para que a reação ao Biureto seja positiva é preciso da presença de pelo menos duas ligações peptídicas na molécula. O tubo1 com resultado negativo, pois não ocorreu reação, continha água destilada e serviu de referência para os tubos restantes, ou seja, os tubos cuja reação foi semelhante à do biureto com a água destilada, o resultado foi negativo para proteína., Nos outros tubos que ocorreram reações diferentes à da água destilada quando se adicionou biureto, ou seja, apresentou uma coloração arroxeada considerou resultado positivo para proteína.
Tubo 1: com água, utilizamos como referência.
Tubo 2: com solução de albumina 10%, positivo. 
Tubo 3: com solução de aminoácido glicina 1%, negativo. 
Tubo 4: com leite sem ferver, positivo.
Tubo 5: com leite fervido, positivo.
Tubo 6: com amido 1%, negativo.
Tubo 7: com óleo de cozinha, negativo.
Tubo 8: com suco de fruta, negativo.
Na aula 3 roteiro 1, podemos observar nos procedimentos que a desnaturação é um processo no qual moléculas biológicas perdem suas funções, devido a alguma mudança no meio, seja em altas temperaturas, variações de PH, entre outras.4 No procedimento 1 quando aquecemos a proteína, podemos observar que a proteína despreciou, ou seja, formou grumos, mudou a estrutura e grudou nas paredes do tubo, também observamos a mudança na cor da proteína. No procedimento 2, quando aumentamos o pH da solução de ovoalbumina acrescentando HCl em diluições diferentes, podemos observar que não importa a diluição do ácido, vai haver mudança na estrutura da proteína, observamos também que precipitou e ficou mais espesso.
No procedimento 3, quando colocamos o etanol gelado, um solvente que retira a água das proteínas e as proteínas reagem unindo se umas com as outras e precipitam, também observamos que a amostra ficou mais densa.
No procedimento 4 quando acrescentamos sulfato de amônio ocorre um efeito conhecido como “salting out” onde ocorre a precipitação de proteína Os sais atraem as moléculas de água do meio, de modo a ficar menos água disponível para as moléculas proteicas o que acarreta a diminuição da solubilidade e precipitação.5
 Na aula 3 roteiro 2, podemos observar que houve uma degradação das proteínas por enzimas esse processo é chamado de proteólise, é uma atividade realizada por proteases que são enzimas que possui função de quebrar as ligações entre os aminoácidos da cadeia proteica. Nos vegetais essas enzimas estão relacionadas com o amadurecimento dos frutos como a papaína no mamão e a bromelina no abacaxi. No tubo 1, podemos observar que ficou gelatinosa. Nos tubos 2, 3 e 4 a mistura ficou mais liquida, isso ocorre devida a presença de enzimas proteolíticas, queimpede a formação do gel. 
	No segundo procedimento dessa aula, ficamos bastante decepcionados. Achamos que teríamos mudanças de cores nos tubos com o passar do tempo, mas o que ocorreu foi que todas as amostras ficaram preta. Isso ocorreu porque para uma enzina funcionar é necessário que o pH e a temperatura esteja adequada.
	Nos procedimentos da aula 4 aprendemos sobre as reações de Fehling e Barfoed que são reações em meio acido e alcalino, que tem o intuito de mostrar se o carboidrato é ou não é redutor. Um carboidrato redutor é aquele que possui pelo menos um carbono anomerico livre, e o carboidrato não redutor não possuem carbono anomerico livres, ou seja, todos os seus carbonos possuem ligações dentro da molécula.
	 No procedimento 1 com o reativo de Barfoed efetuada no meio acido e o ion cobre pode sofrer redução na presença de carboidratos monossacarídeos. No nosso experimento houve a redução de ion cobre em ion cuproso em meio acido. Como a glicose é um monossacarídeo ao entrar em contato com o reagente de Barfoed , sintetizou um precipitado com a coloração avermelhada. Em contato do reagente de Barfoed com a lactose, há a redução do cobre em ion cuproso em menor intensidade, pois o meio é acido e a lactose é um dissacarídeo, com isso podemos observar a formação de um precipitado de coloração azulada. Podemos observar a foto desse experimento, logo abaixo.
Fonte: foto própria
	No procedimento 2 na formação do espelho de prata
	No procedimento 3 com a solução de Fehling um reagente fortemente alcalino e utilizado para pesquisa de açucares redutores, 
Referencias
1 - https://www.manualdaquimica.com/fisico-quimica/solucao-tampao.htm
2 - https://www.todamateria.com.br/o-que-e-ph/
 3-http://www.scielo.br/scielo.php?pid=S010046702002000200006&script=sci_abstract&tlng=pt
4 -https://www.infoescola.com/bioquimica/desnaturacao/
5- https://ppgbqa.ufsc.br/files/2011/06/2-Amino%C3%A1cidos-e-prote%C3%ADnas-respostas.pdf
Béquer 1 - água + HCL 5M
0 gota	1 gota	2 gota	3 gota	4 gota	5 gota	6 gota	7 gota	8 gota	9 gota	10 gota	6.6	1.88	1.67	1.5	1.36	1.3	1.1599999999999999	1.1000000000000001	1.01	0.92	0.84	
Béquer 2: Água + NaOH 5M
0 gota	1 gota	2 gota	3 gota	4 gota	5 gota	6 gota	7 gota	8 gota	9 gota	10 gota	6.6	12.25	12.06	12.15	11.92	11.92	12.35	12.37	12.4	12.43	12.47	
Béquer 3 - Solução tampão + HCl 5M
0 gota	1 gota	2 gota	3 gota	4 gota	5 gota	6 gota	7 gota	8 gota	9 gota	10 gota	4.21	4.1500000000000004	4.12	4.0599999999999996	3.97	3.94	3.92	3.83	3.8	3.71	3.65	
Béquer 4: solução tampão + NaOH 5M
0 gota	1 gota	2 gota	3 gota	4 gota	5 gota	6 gota	7 gota	8 gota	9 gota	10 gota	3.77	3.84	3.88	3.91	3.94	3.97	3.98	3.99	4	4.01	4.0199999999999996	
A1 -Leucina + NaOH 0,5M 
0 ML	1 ML	2 ML	3 ML	4 ML	5 ML	6 ML	7 ML	8 ML	9 ML	10 ML	6.49	8.2899999999999991	8.64	8.8800000000000008	9.0399999999999991	9.18	9.32	9.4600000000000009	9.58	9.7100000000000009	9.84	
A2- Leucina +HCl 0,5M
0 ML	1 ML	2 ML	3 ML	4 ML	5 ML	6 ML	7 ML	8 ML	9 ML	10 ML	6.6	3	2.71	2.4900000000000002	2.2999999999999998	2.15	2.0299999999999998	1.91	1.78	1.66	1.54	
B1- ácido glutamico + NaOH 0,5M 
0 ML	1 ML	2 ML	3 ML	4 ML	5 ML	6 ML	7 ML	8 ML	3.06	3.63	3.9	4.17	4.5	5.04	8.5	9.1999999999999993	9.81	
B2 - ácido glutamico + HCl 0,5M 
0 ML	1 ML	2 ML	3 ML	4 ML	5 ML	6 ML	7 ML	8 ML	9 ML	10 ML	3.32	2.93	2.59	2.27	2.1	1.82	1.65	1.52	1.4	1.3	1.23