Elemento Textual - Bromatologia

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BROMATOLOGIA 
José Thiago Camargo Santos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SUMÁRIO 
 
1. INTRODUÇÃO À BROMATOLOGIA E MÉTODOS DE ANÁLISES ................. 3 
2. A ÁGUA E RESÍDUOS MINERAIS FIXO NOS ALIMENTOS ........................ 15 
3. PROTEÍNAS E LIPÍDIOS NOS ALIMENTOS ............................................... 32 
4. CARBOIDRATOS E FIBRAS NOS ALIMENTOS .......................................... 52 
5. VITAMINAS, MINERAIS E COMPOSTOS BIOATIVOS EM ALIMENTOS ..... 67 
6 REAÇÕES QUE OCORREM NOS ALIMENTOS........................................... 82 
 
 
 
 
 
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1. INTRODUÇÃO À BROMATOLOGIA E MÉTODOS DE ANÁLISES DOS 
ALIMENTOS 
Apresentação 
Bem-vindo(a) à disciplina de Bromatologia! Nesse primeiro bloco iremos compreender 
a definição dessa ciência, assim como sua aplicação para a sociedade. Além disso, é 
importante que, desde o princípio, o analista de alimentos compreenda que, antes 
mesmo de qualquer análise, deve-se realizar o correto preparo da amostra. Nesse 
sentido, o objetivo desse bloco é introduzi-lo ao universo da Bromatologia e apresentar 
os procedimentos para uma boa amostragem, respeitando as características de cada 
tipo de alimento. 
1.1 Conceito de Bromatologia 
A palavra Bromatologia tem origem grega onde: bromatos significa “dos alimentos” 
enquanto logos significa “estudo”, dessa forma pode-se definir a Bromatologia como a 
ciência que estuda os alimentos (BOLZAN, 2013). 
No entanto, essa definição é muito abrangente, visto que outras ciências também se 
dedicam ao estudo dos alimentos. Por exemplo, a microbiologia pode investigar os 
micro-organismos presentes nos alimentos bem como as suas características (BOLZAN, 
2013). 
Dessa forma, o conceito para a Bromatologia pode ser melhor delimitado como a ciência 
que se dedica a investigar a composição dos alimentos e suas propriedades físicas, 
toxicológicas e contaminantes, assim como investigar o valor energético nutricional dos 
alimentos (NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
 
 
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Nesse sentido, a Bromatologia busca estudar os componentes químicos 
estruturalmente definidos encontrados nos alimentos, com especial atenção aos 
componentes centesimais, ou seja, aqueles presentes em concentração maior que 1% 
nos alimentos. Dentre esses componentes pode-se citar a água, os minerais, os 
carboidratos, os lipídios e as proteínas (BOLZAN, 2013). 
1.1.1 Importância e aplicação da Bromatologia 
Observe as matérias abaixo. Você consegue estabelecer algum elemento em comum 
entre elas? 
 
Fonte: BRASIL, 2021. 
 
Fonte: LOBATO, 2021. 
 
 
 
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Fonte: FERREIRA, 2020. 
Todas as matérias apresentam alguma das aplicações das análises bromatológicas para 
a população. Os seus resultados são importantes para avaliar a qualidade dos alimentos, 
para verificar a segurança alimentar bem como fornecer informações sobre o valor 
nutricional (BOLZAN, 2013). 
Pode-se observar, então, que a análise da composição dos alimentos é importante para 
diversos setores da sociedade. Para a indústria pode ser utilizado para o controle de 
qualidade ou de processos em água, alimentos, matérias-primas, produto finalizado, 
embalagens bem como ao estabelecer a vida de prateleira do produto. Para os órgãos 
de fiscalização, a análise bromatológica é fundamental para o registro de alimentos, 
fiscalização na venda e distribuição dos mesmos (SECRETARIA DA EDUCAÇÃO- 
GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ- SEDUC, 2013). 
Além disso, a análise de componentes específicos nos alimentos pode ser de interesse. 
A quantificação dos metais pesados (como o chumbo ou mercúrio) em alimentos é 
extremamente importante, uma vez que são elementos tóxicos e podem se acumular 
nos alimentos, tornando-os impróprios para o consumo. Da mesma forma a 
quantificação do aminoácido Fenilalanina é essencial para o paciente fenilcetonúrico 
que precisa restringir a ingestão dessa substância especificamente (BOLZAN, 2013). 
 
 
 
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Por fim não podemos esquecer que, de acordo com a atual legislação sobre a rotulagem 
dos alimentos, é obrigatória a indicação da quantidade de açúcar total e a formulação 
de uma tabela de informação nutricional dos alimentos embalados. Além disso, os 
alimentos considerados com elevado teor de açúcar, sódio e gordura saturada em sua 
composição, segundo a legislação, devem apresentar essa informação no seu painel 
frontal, como exemplificado na figura 1.1. Diante disso, é evidente a necessidade da 
quantificação desses elementos para a elaboração da rotulagem nutricional (BRASIL, 
2020a) 
 
Fonte: BRASIL, 2020b. 
Figura 1.1 – Modelos para declaração da Rotulagem Nutricional Frontal 
1.2 Preparo da amostra 
Antes de qualquer análise bromatológica ser realizada, a primeira etapa constitui a 
coleta da amostra do alimento que pode ser obtida durante a fabricação, o preparo, o 
armazenamento, o transporte e a comercialização (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). É 
importante que o analista de alimentos compreenda a importância da etapa de coleta 
de amostras, pois deve-se tomar alguns cuidados que buscam garantir a acurácia desse 
processo (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
A amostragem é definida como o processo que visa obter a amostra, ou seja, uma 
pequena parte do todo que, apesar disso, representa todas as suas características 
(BOLZAN, 2013). Em outras palavras, a amostragem é uma sequência de etapas 
realizadas dentro de uma especificação que visa garantir que a amostra coletada (uma 
pequena porção e de tamanho apropriado para trabalhar em laboratório) apresente as 
características da matriz (NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
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A amostra coletada com propósito de controle fiscal deve ser coletas em triplicata, 
sendo que uma deve ficar com o detentor ou depositário do produto, enquanto as 
outras duas devem ser encaminhadas para o laboratório. Uma das amostras 
encaminhadas para o laboratório deve ser aplicada na análise e a amostra restante 
poderá ser utilizada para desempate do resultado analítico, caso necessário. É 
importante considerar que os procedimentos específicos para a realização das análises 
fiscais podem ser observados em legislação específicas que abordam esse tema 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; NICHELLE; MELLO, 2018). 
A análise de controle pode ser realizada no laboratório após o registro do alimento no 
órgão competente de Vigilância Sanitária, ou para liberação de alimentos em postos 
alfandegários, bem como para análise dos produtos que apresentam dispensa da 
obrigatoriedade de registro no Ministério da Saúde. Ela tem como propósito identificar 
se o produto analisado está de acordo com o seu respectivo padrão de identidade e 
qualidade – PIQ (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; NICHELLE; MELLO, 2018). 
Durante o processo de amostragem, algumas etapas são de extrema importância. Por 
exemplo, o acondicionamento da amostra deverá ocorrer imediatamente. Afinal, ele 
tem a função de impedir qualquer alteração na amostra. Nesse sentido, a escolha do 
recipiente depende do estado físico do produto e do tipo de análise que será realizada 
(por exemplo, para realização de análises microbiológicas, deve-se utilizar recipientes 
estéreis). 
 O uso de recipientes de vidro e de louça são recomendados para amostras ricas em 
gorduras, umidade ou altamente higroscópicos, enquanto para amostras líquidas, 
recipientes de plásticos ou vidro podem ser utilizadas. No caso de produtos 
industrializados, as amostras podem ser mantidas na embalagem original. Em casos 
específicos, como ao realizar a análise de conteúdo de minerais, a amostra não deve ser 
acondicionada em embalagens de vidro e sim em embalagens de polipropileno, 
enquanto isso, para análise de pesticidas, as amostras devem ser acondicionadas em 
recipientes de vidro (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
 
 
 
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A lacração da amostra tem por objetivo evitar qualquer tipo de adulteração, dessa forma 
podem ser utilizados lacres, vedaçãohermética, selos e botão de pressão que fica 
evidente se violado (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
A Rotulagem dever ser realizada para que a amostra não seja confundida. Deve-se 
utilizar como estratégia a descrição das características da amostra diretamente no 
recipiente ou utilizar uma etiqueta (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Por fim, o transporte da amostra deverá ser realizado o mais rápido possível e adotar 
medidas para precaução contra a deterioração da amostra (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 
2008). 
Independentemente do tipo de amostra, alguns cuidados devem ser tomados: 
• A amostra precisa ser colhida em quantidade suficiente para a realização das 
análises previstas. 
• É importante garantir a correta identificação da amostra. 
• O tempo entre a coleta da amostra até a efetiva análise deve ser o mais rápido 
possível. 
• Quando se trata de uma amostra de alimentos facilmente deterioráveis, é 
necessário garantir a sua conservação. Nesse caso, podemos utilizar técnicas de 
conservação como, por exemplo, emprego do frio (refrigeração ou até mesmo o 
congelamento). 
1.3 Processo de amostragem 
No momento da coleta da amostra de laboratório, além dos cuidados gerais, é 
necessário garantir alguns cuidados específicos quando se trata de produtos pouco 
homogêneos. 
• Para amostras sólidas, é preferível que a homogeneização ocorra agitando antes 
ou após a abertura da embalagem. 
 
 
 
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• Quando o produto é uma farinha ou grão, deve-se agitar a embalagem antes da 
retirada da amostra de laboratório. 
• No caso de carnes, é interessante separar as partes que a compõem como pele, 
osso e músculo. 
• No caso de pescados e hortaliças in natura, deve-se atentar para separar e 
utilizar somente as partes comestíveis durante a análise. 
• Quando necessário, as hortaliças in natura devem ser lavadas e descascadas. 
Fonte: NICHELLE; MELLO, 2018. 
1.3.1 Amostras sólidas em pó ou grânulos 
Quando a amostra se tratar de pó ou grânulos, o analista deve atentar-se para retirar 
uma amostra representativa e em quantidade suficiente para a realização da análise em 
triplicata. Se a amostra for grãos, pode ser necessário, ainda, fazer uma fragmentação. 
Nesse caso, pode-se utilizar equipamentos como multiprocessador, moinho analítico ou 
almofariz e pistilo para moer a amostra de maneira manual (Figura 1.2). 
 
Fonte: BOLZAN, 2013 
Figura 1.2 – Almofariz e pistilo utilizado para moer a amostra 
Após a fragmentação da amostra, pode ser realizado a técnica do quarteamento manual 
descrita a seguir: 
 
 
 
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1) Espalhar a amostra em pó ou fragmentada sobre uma superfície plana coberta 
com folha de papel filtro, material plástico ou material inoxidável. 
Obs.: Para facilitar distribuição da amostra sobre a superfície, pode-se utilizar 
uma espátula. 
2) Misturar bem toda a amostra e, em seguida, formar um grande retângulo ou 
quadrado. 
3) Subdividir esse grande retângulo ou quadrado formado pela amostra em quatro 
partes menores. 
4) Em seguida, duas das quatro partes devem ser descartadas. Dessa forma, restará 
ainda duas partes de amostras. 
5) As duas partes restantes de amostras devem ser misturadas novamente. 
Caso o tamanho da amostra ainda não seja razoável para trabalhar em laboratório, 
pode-se repetir as etapas 2 a 5 até obter amostra suficiente para realizar a análise 
(NICHELLE; MELLO, 2018). 
Se a análise não for realizada imediatamente após a amostragem, é necessário 
armazenar a amostra em embalagens que preservem a sua integridade, além de 
identifica-la indicando: 
• Nome (descrição) do produto; 
• Responsável pela amostragem; 
• Data de preparo da amostra. 
Fonte: NICHELLE; MELLO, 2018. 
1.3.2 – Amostras líquidas 
Para amostras líquidas deve-se agitar o líquido a fim de homogeneizá-lo 
completamente. Caso necessário, pode-se filtrar o material e, em seguida, transferir, 
com auxílio de pipeta, o volume de amostra necessário para a análise (NICHELLE; MELLO, 
2018). 
 
 
 
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1.3.3 Sorvetes e gelados 
Para amostras de sorvetes e gelados, deve-se deixar em repouso à temperatura 
ambiente até que o material se torne líquido. Na sequência, deve-se homogeneizar a 
amostra. Se a análise não for realizada imediatamente após a amostragem, é necessário 
armazenar a amostra em embalagens que preserve a sua integridade na geladeira 
(NICHELLE; MELLO, 2018). 
1.3.4 – Produtos semissólidos ou misturas líquidas ou sólidas 
São exemplos desses produtos amostras de queijo e chocolate. Com esse perfil de 
amostra, inicialmente, o alimento deve ser ralado (diminuir o tamanho de sua partícula) 
e, na sequência, pode-se aplicar a técnica do quarteamento (descrito no item: 
“Amostras sólidas em pó ou grânulos”) (NICHELLE; MELLO, 2018). 
1.3.5 – Pastas semiviscosas e líquidos contendo sólidos 
São exemplos desse tipo de amostras: 
• Pudins; 
• Sucos que contenham partículas suspensas; 
• Geleias com fragmentos de frutas; 
• Doces de massa; 
• Compotas. 
Se o objetivo for analisar a amostra integralmente, ela deve ser homogeneizada em sua 
totalidade, utilizando liquidificador ou multiprocessador. Contudo, se o objetivo for 
analisar as frações separadas dos diferentes componentes da amostra, por exemplo, ao 
analisar uma comporta de fruta, deve-se realizar, antes da homogeneização, a 
separação dos seus componentes, no caso, a calda deve ser separada da fruta 
(NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
 
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1.4 Cuidados dentro do laboratório de Bromatologia 
O analista, dentro do laboratório de Bromatologia, encontra-se exposto a uma grande 
quantidade de riscos, por isso, é necessário que ele fique atento a algumas 
recomendações (BOLZAN, 2013): 
• Utilizar jaleco (avental), preferencialmente em algodão, com abertura frontal, 
mangas compridas e sem detalhes soltos. 
• Algumas análises envolvem uso de agentes químicos que causam destruição de 
tecidos vivos (como, por exemplo, ácido sulfúrico P.A. para a digestão da amostra 
durante a análise de Kjeldahl). Por isso, é recomendado o uso dos óculos de proteção 
e luvas. 
• Ao utilizar os produtos voláteis, é importante que o manuseio seja realizado dentro 
de uma capela. Deve-se evitar identificar amostras por odor e jamais pipetar líquidos 
com a boca. 
• Ao realizar o preparo de soluções que envolvam diluições de ácidos. Deve-se sempre 
adicionar ácido sobre a água e não o contrário. 
• É importante o analista conhecer a localização e o manuseio dos equipamentos de 
segurança como, por exemplo, dos extintores de incêndio e dos chuveiros de 
emergência. 
• Apesar de o laboratório de Bromatologia trabalhar com a manipulação de alimentos, 
não se deve beber ou comer dentro do laboratório. 
• De modo geral, deve-se buscar realizar todos os procedimentos com a máxima 
atenção, evitando conversas paralelas ou outras fontes de distração dentro do 
laboratório (BOLZAN, 2013). 
 
 
 
 
 
 
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Conclusão 
Como pode ser observado, a Bromatologia tem como foco a análise da composição dos 
alimentos e a investigação de suas características física e químicas. Compreender a 
composição dos alimentos é essencial por diversos motivos que vão desde a avaliação 
da qualidade nutricional e/ou sanitária dos alimentos, a elaboração da rotulagem 
nutricional dos alimentos embalados bem como para o processo de controle de 
qualidade para a indústria e para fiscalização realizada pelos órgãos governamentais. 
Neste bloco, iniciamos nossa jornada pela Bromatologia com uma etapa que antecede 
qualquer análise, o preparo da amostra. Para uma boa qualidade do resultado analítico, 
é imprescindível a correta amostragem e ações que garantam a preservação da amostra. 
Por fim, nosso bloco abordou alguns cuidados que o analista de alimentos deve atentar 
durante sua rotina de análises. 
REFERÊNCIAS 
BOLZAN, R. C. Bromatologia. Rio Grande do Sul: Frederico Westphalen, 2013. 
BRASIL. Fiscalização evita fraudes em vendas de azeitede oliva. Brasília: Ministério da 
Agricultura e Pecuária, 2021. 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). 
Resolução da Diretoria Colegiada. RDC n° 429, de 08 de outubro de 2020, dispõe sobre 
a rotulagem nutricional dos alimentos embalados. Diário Oficial da União. Brasília, DF, 
09 de out. 2020a. 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). 
Instrução normativa - IN n° 75, de 08 de outubro de 2020, dispõe sobre a rotulagem 
nutricional dos alimentos embalados. Diário Oficial da União. Brasília, DF, 09 de out. 
2020b. 
FERREIRA, I. Nova tabela de composição de alimentos inclui vegetais e frutos regionais 
brasileiros. São Paulo: Jornal da USP, 2020. Disponível em: https://bit.ly/3TMM0K3. 
Acesso em: 6 set. 2022. 
 
 
 
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GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ. COSTA, F. (org.). Curso Técnico em Agroindústria. 
Ceará: Secretaria da Educação, 2018. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise de alimentos. 4° ed. 
São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 
LOBATO, A. Mercúrio do garimpo contamina peixes dentro e fora da Amazônia. 
Manaus: Brasil de Fato, 2021. Disponível em: https://bit.ly/3D2e8TG. Acesso em: 6 set. 
2022. 
NICHELLE, P. G.; MELLO, F. R. Bromatologia. Porto Alegre: SAGAH, 2018. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2. A ÁGUA E RESÍDUOS MINERAIS FIXO NOS ALIMENTOS: COMPOSIÇÃO 
QUÍMICA E DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO 
Apresentação 
Esperamos que tenha gostado do universo da Bromatologia apresentado no primeiro 
bloco da nossa disciplina! No bloco 2 iremos iniciar a investigação sobre a composição 
dos alimentos, falando sobre o conteúdo de água (umidade) e como a sua quantidade e 
disponibilidade pode interferir nas características e na conservação dos alimentos. 
Finalizaremos o bloco apresentando mais outro componente dos alimentos, os resíduos 
minerais fixos (RMF). Ao longo do bloco iremos apresentar os principais métodos 
analíticos para esses dois componentes. 
2.1 A água nos alimentos 
Muito provavelmente você já ouviu a definição da água, trata-se de uma substância sem 
cor, sem cheiro e sem sabor. Além disso ela é fundamental para a vida como 
conhecemos. Na prática, a água é o maior constituinte dos seres vivos, sendo 
responsável por diversas funções: 
• Auxílio no transporte de substâncias (nutrientes ou até mesmo produtos de 
descarte do metabolismo); 
• Pode atuar como meio e reagente em diversas reações bioquímicas; 
• Participa da estabilização de polímeros constituídos por biomoléculas (como por 
exemplo proteínas e ácidos nucleicos); 
• além de participar do processo de regulação da temperatura corporal 
Fonte: NICHELLE; MELLO, 2018; RIBEIRO; SERAVALLI, 2008. 
Como pode-se observar, a água é um dos principais constituintes dos seres vivos, dessa 
forma, como os animais e vegetais são os principais constituintes da dieta humana, a 
água torna-se um dos principais componentes dos nossos alimentos (NICHELLE; MELLO, 
2018). 
 
 
 
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Por exemplo, se pensarmos nas carnes e refletirmos sobre o seu principal elemento 
constituinte, muitas pessoas podem lembrar que ela é uma boa fonte de proteína, 
apresentando, inclusive, boa composição de aminoácidos essenciais, contudo, a 
quantidade de água na carne pode representar 70% da sua composição! 
Isso não ocorre somente com a carne, veja a tabela 2.1, ela apresenta a quantidade 
média de água de diversos alimentos. Pode-se notar que, na maioria dos alimentos 
listados, a água é, proporcionalmente, o maior constituinte (NICHELLE; MELLO, 2018; 
NÚCLEO DE ESTUDOS E PESQUISAS EM ALIMENTAÇÃO, 2011). 
Tabela 2.1 – Teor de umidade de alguns alimentos 
Alimento Umidade % 
Abacaxi, cru 83,8 
Açúcar, mascavo 3,3 
Açúcar, refinado 0,1 
Atum, fresco, cru 73,1 
Banana, prata, crua 71,9 
Carne, bovina, cupim, cru 64,8 
Castanha-do-Brasil, crua 3,5 
Feijão, carioca, cozido 80,4 
Feijão, carioca, cru 14,0 
Frango inteiro, com pele, cru 66,5 
Goiaba, doce em pasta 24,8 
Iogurte, natural 90,0 
Laranja, pêra, crua 89,6 
Leite condensado 27,0 
Maçã, fugi, com casca, crua 84,3 
Manteiga, sem sal 13,6 
Queijo, ricota 73,6 
Uva, Itália, crua 85,0 
Fonte: NÚCLEO DE ESTUDOS E PESQUISAS EM ALIMENTAÇÃO, 2011. 
Se, nos seres vivos, a água é responsável por diversas funções, podemos pensar também 
na função que a água apresenta no nosso alimento. Geralmente, essa importância é 
subestimada, porém, diversas propriedades funcionais dos demais componentes assim 
como a conservação dos alimentos dependem da quantidade de água presente 
(NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
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A quantidade de água ou até mesmo sua localização nos alimentos influencia 
características como textura, aparência e sabor. Além disso, pode interferir na sua 
deterioração química e microbiológica. Dessa forma, quanto maior é o teor de água 
encontrada no alimento, maior será sua susceptibilidade. É justamente por isso que 
diversas técnicas de conservação têm como princípio a redução da quantidade de água 
dos alimentos (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
A água no alimento pode estar, principalmente, de duas formas: 
• A água ligada é aquela quimicamente ligada a solutos e a outros constituintes 
não aquosos, ou seja, é a água fortemente ligada aos demais componentes dos 
alimentos (NICHELLE; MELLO, 2018; RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). Dessa forma, a 
ela se comporta de maneira diferente que a água pura, por exemplo, apresenta 
baixa mobilidade e não congela a -40 °C (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). A água 
ligada, por estar quimicamente associada a outros componentes no alimento, 
não está disponível como meio e/ou reagente das reações químicas e 
bioquímicas e nem para o crescimento de microrganismos e reações enzimáticas 
(NICHELLE; MELLO, 2018; RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
• Já a água livre está fracamente ligada aos demais componentes dos alimentos, 
dessa forma, apresenta as mesmas propriedades da água pura. Em oposição a 
água ligada, a água livre pode então estar disponível para o crescimento de 
microrganismos e para reações químicas e bioquímicas (NICHELLE; MELLO, 2018; 
RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
2.1.1 Atividade de água (Aa) 
Pode-se observar a partir da definição de água livre e ligada que a quantificação do 
conteúdo de água total do alimento (conhecido por determinação da umidade) não 
necessariamente está associado quando o objetivo é avaliar a conservação e o prazo de 
validade dos alimentos. Nesse contexto, ganha espaço o conceito conhecido como 
Atividade de água (Aa ou do inglês, “Water Activity” - Aw) (NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
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A atividade de água estabelece uma relação entre o teor de água livre (realmente 
disponível para o crescimento de microrganismos e para reações químicas e 
bioquímicas) presente na amostra e sua conservação. De modo específico, a atividade 
de água é a razão entre a pressão de vapor de água em equilíbrio no alimento e a pressão 
de vapor da água pura na mesma temperatura (NICHELLE; MELLO, 2018), dada pela 
seguinte equação: 
Aa = p/p0 
Onde: 
Aa = Atividade de água; 
p = pressão de vapor de água em equilíbrio no alimento; 
p0 = pressão de vapor da água pura na mesma temperatura. 
Fonte: RIBEIRO; SERAVALLI, 2008. 
O valor da Aa varia entre 1 e 0, sendo que a água pura apresenta valor = 1,0. Alimentos 
classificados como ricos em água apresentam Aa> 0,90. Nesse tipo de alimento há 
disponibilidade de água para o crescimento de microrganismos, no entanto, as reações 
químicas podem ter sua velocidade diminuída em função da diluição dos reagentes. 
A faixa intermediária de Aa (Aa= 0,40 a 0,80) pode favorecer o aumento da velocidade 
das reações químicas e enzimáticas devido a maior concentração dos reagentes. 
Alimentos com Aa < 0,30 atingirão a zona onde a água está fortemente ligada aos demais 
componentes dos alimentos (NICHELLE; MELLO, 2018). 
Como foi dito anteriormente, existe uma relação entrea Aa e o crescimento de 
microrganismos. De modo geral, o seu valor estabelece uma quantidade mínima em que 
uma bactéria pode se multiplicar. Nesse caso, quando a Aa for mínima para o 
crescimento do microrganismo, o aumento da população ocorrerá em uma velocidade 
mínima. 
 
 
 
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É importante reforçar que valores mais baixos de atividade de água não 
necessariamente levarão a morte das bactérias. De fato, a morte pode acontecer para 
uma fração da população bacteriana, no entanto, as que sobreviverem podem 
permanecer infecciosas (FORSYTHE, 2013). 
Nesse ponto é possível observar a importância da atividade de água para a conservação 
dos alimentos, contudo, deve-se destacar que a atividade de água é somente um dos 
fatores que devem ser considerados nos alimentos, existem outros fatores importantes 
como a temperatura ou pH (FORSYTHE, 2013). Na tabela a seguir, apresentamos o teor 
médio de Atividade de água de alguns alimentos. 
Tabela 2.2 – Atividade de água de diferentes tipos de alimentos 
Atividade de água (Aa) Alimentos 
1,00-0,95 • Alimentos altamente perecíveis 
como carne, vegetais, peixe, leite; 
• Frutas frescas e enlatadas; 
• Linguiças cozidas e pães; 
• Alimentos contendo mais de 40% 
de sacarose ou 7% NaCl. 
0,95-0,91 • Alguns queijos (ex., cheddar); 
• Carne curada (presunto); 
• Alguns sucos de frutas 
concentrados; 
• Alimentos contendo 55% de 
sacarose ou 12% de NaCl. 
0,91-0,87 • Embutidos fermentados 
(salames); 
• Bolos esponjosos; 
• Queijos desidratados; 
• Margarina. 
0,87-0,80 • A maioria dos sucos de frutas 
concentrados; 
• Leite condensado; 
• Xarope de chocolate e de frutas; 
• Farinha; 
• Arroz; 
• Grãos contendo 15 a 17% de 
umidade; 
• Bolo de fruta. 
 
 
 
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0,80-0,75 • Geleia; 
• Marmelada; 
• Marzipã; 
• Frutas cristalizadas. 
0,75-0,65 • Aveia; 
• Mingaus; 
• Gelatina; 
• Açúcar de cana-de-açúcar; 
• Nozes. 
0,65-0,60 • Frutas secas; 
• Alguns caramelos; 
• Toffees; 
• Mel. 
0,60-0,50 • Talharim; 
• Espaguete. 
0,50-0,40 • Ovo em pó. 
0,40-0,30 • Bolachas; 
• Biscoitos. 
0,30-0,20 • Leite em pó; 
• Vegetais desidratados; 
• Flocos de milho. 
FONTE FORSYTHE, 2013. 
Vale a pena destacar que a aplicação do conceito de atividade de água tem sido utilizada 
como estratégia de conservação dos alimentos. Em alimentos onde são adicionados 
elevada quantidade de sal ou açúcar, temos como consequência prática a redução de 
atividade de água. Certamente você pode pensar em alguns alimentos onde o princípio 
de sua conservação está baseado na adição de sal ou açúcar, não é verdade? O açúcar 
pode ser utilizado na conservação de produtos como geleias enquanto o sal é utilizado 
na conservação de carnes e peixes (FORSYTHE, 2013; RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
 
 
 
 
 
21 
 
2.2 Determinação de umidade nos alimentos 
Independentemente do seu nível de processamento, todo alimento contem água em 
maior ou menor proporção. De modo prático, a umidade representa a perda de peso 
sofrida pela amostra nas condições que a água é removida (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 
2008). 
Um elemento importante de frisar desde o início é que, apesar de existir diversos 
métodos para determinar a umidade dos alimentos, não há um método que reúna 
exatidão, praticidade e que possam ser aplicados a qualquer tipo de amostra (NICHELLE; 
MELLO, 2018). Dentre os principais métodos para determinação de umidade, pode-se 
citar: 
• Secagem direta em estufa a 105°C; 
• Secagem em estufa à vácuo; 
• Método de Karl Fischer que possui como princípio a redução de iodo pelo dióxido 
de enxofre. 
Fonte: INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008 
De todos os métodos citados acima, a secagem em estufa a 105°C é o método mais 
utilizado. Porém, se amostra se decompõem ou iniciam transformações a 105°C, pode-
se utilizar o método de secagem em estufa a vácuo onde se reduz a pressão e a amostra 
é aquecida a somente 70°C. Em outras situações, caso a amostra apresente outras 
substâncias voláteis, é necessário realizar a determinação da umidade por meio de um 
processo de destilação com líquidos imiscíveis (como, por exemplo, o método de Karl 
Fischer) (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
2.2.1 Método por secagem em estufa a 105°C 
É o método mais utilizado em amostras de alimentos. Seu princípio é a remoção da água 
por aquecimento, onde o ar quente é absorvido pela camada superficial do alimento e, 
na sequência, é levado até o seu interior. Geralmente, a condução do calor no alimento 
é baixa, dessa forma, torna-se necessário muito tempo para o calor alcançar o ponto 
mais interno do alimento. Diante disso esse método pode levar entre 6 e 18 horas entre 
temperaturas de 100 e 105°C ou até a amostra alcançar o peso constante (NICHELLE; 
MELLO, 2018). 
 
 
 
22 
 
O peso constante é alcançado quando a amostra é pesada e, em seguida, levada a estufa 
por mais uma ou duas horas. Após esse período, a amostra deve esfriar em um ambiente 
que impede absorção da umidade (dessecador). Quando a amostra esfriar, deve-se 
proceder uma nova pesagem. A diferença entre as pesagens não pode ser superior a 1%. 
Se o analista constatar variação de peso maior, significa que a amostra não estava 
completamente seca (RODRIGUES, 2010). 
Além do elevado tempo necessário para o procedimento, essa técnica tem como ponto 
negativo uma série de limitações de uso. A exatidão desse método pode ser influenciada 
por diversas variáveis: 
• Pela temperatura utilizada para secagem (como vimos anteriormente, alguns 
alimentos podem se decompor em temperaturas próximas a 105°C); 
• Pela circulação de ar dentro da estufa; 
• Pela presença de vácuo na estufa; 
• Pelo tamanho das partículas da amostra (como pode ser observado, a secagem 
da amostra depende de o calor alcançar o centro da amostra, quanto menor a 
partícula, mais rápido o seu centro é aquecido); 
• Pela estrutura da estufa; 
• Pela quantidade de amostras colocadas de uma vez na estufa; 
• Pela pesagem da amostra ainda quente. 
Fonte: NICHELLE; MELLO, 2018. 
Por outro lado, como vantagem, esse método apresenta uma técnica simples e necessita 
de materiais comuns de laboratório para sua execução (NICHELLE; MELLO, 2018). 
Veja a seguir, quais são os principais materiais, equipamentos e reagentes utilizados no 
método de secagem em estufa a 105°C, segundo o Instituto Adolfo Lutz (2008): 
• Estufa – Aparelho utilizado para secagem de substâncias sólidas e para a 
evaporação de líquidos (FELTES et al. 2016). 
• Balança analítica – Utilizada para aferir a massa de algum material (FELTES et al. 
2016). 
• Dessecador com sílica gel – Utilizado para resfriar substâncias na ausência de 
umidade. Deve-se colocar algum agente dessecante como a sílica gel (FELTES et 
al. 2016). 
 
 
 
23 
 
• Cápsula de porcelana ou metal – Recipiente utilizado para acondicionar amostra 
durante processos de evaporação, aquecimento (FELTES et al. 2016). 
• Pinça – Utilizada para manusear pequena estruturas (como, por exemplo, 
cadinho ou cápsula) (FELTES et al. 2016). 
• Espátula – Utilizada para manusear porções de substâncias sólidas (FELTES et al. 
2016). 
 
Fonte: BOLZAN, 2013; FELTES et al. 2016. 
Figura 2.1 – Principais instrumentos e equipamentos utilizados na determinação de 
umidade. A = Balança analítica com cápsula de porcelana em seu interior; B = Estufa; 
C = Dessecador; e D = Dessecador visão superior, com detalhe para sílica gel seca 
(mais azul) a úmida (violeta). 
 
 
 
 
24 
 
Procedimento para determinação de umidade por meio do método de secagem em 
estufa a 105°C, segundo o Instituto Adolfo Lutz (2008). 
1. Incialmente, pesa-se de 2 a 10g de amostra em cápsula previamente seca e 
tarada. Registra-se o peso da cápsula vazia e da amostra. 
Obs.: Como mencionado anteriormente, as cápsulas de porcelana ou de metal 
devem ser colocadas em estufa para secar durante 12 horas a 105°C 
(RODRIGUES, 2010). 
2. Aquecer a amostra durante 3 horas.3. Resfriar a amostra até alcançar a temperatura ambiente dentro do dessecador 
com sílica gel. 
4. Pese e registre o peso da cápsula e amostra. 
5. O procedimento de aquecimento e resfriamento da amostra deve seguir até ela 
alcançar um peso constante. 
Saiba mais 
 
assista o vídeo “Composição Centesimal - Determinação da Umidade”, disponível por 
meio do link a seguir: 
https://youtu.be/Zw1rPsUciJY 
 
2.2.2 Cálculo para determinação do % de umidade do alimento 
Ao final do procedimento analítico, deve-se realizar o cálculo para determinar o 
percentual de umidade da amostra utilizando a equação a seguir: 
𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝒂 𝟏𝟎𝟓°𝑪 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝑵
𝑷
 
Onde: 
N= número de gramas de umidade (perda de massa em g) 
P= número de gramas da amostra 
https://youtu.be/Zw1rPsUciJY
 
 
 
25 
 
Para obter o número de gramas de umidade (perda de massa da amostra), o N, basta 
subtrair da massa da amostra inicial a massa da amostra seca. 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
Um analista, ao avaliar o teor de umidade de uma amostra, registrou como peso da 
amostra inicial (5,0012g). Após a amostra alcançar peso constante, ele registrou como 
peso da amostra seca (3,5431). Qual o % de umidade da amostra analisada? 
Como primeiro passo devemos obter o N (número de gramas de umidade, equivalente 
a perda de massa em g). Para isso, devemos fazer: 
N = amostra inicial – amostra seca 
N = 5,0012g – 3,5431g 
N= 1,4581 g 
Logo: 
𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝒂 𝟏𝟎𝟓°𝑪 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝟏, 𝟒𝟓𝟖𝟏
𝟓, 𝟎𝟎𝟏𝟐
 
𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝒂 𝟏𝟎𝟓°𝑪 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟒𝟓, 𝟖𝟏
𝟓, 𝟎𝟎𝟏𝟐
 
𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝒂 𝟏𝟎𝟓°𝑪 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐
𝒎
𝒎
= 𝟐𝟗, 𝟏𝟓𝟓𝟎 % 𝒅𝒆 𝒖𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 
Arredondando esse valor, temos como resultado: 29,16% de umidade. Podemos 
também expressar o mesmo valor da seguinte forma 29,16g de umidade/100g de 
amostra. 
2.3 Resíduo mineral fixo nos alimentos 
O resíduo mineral fixo (RMF) é considerado o produto inorgânico da amostra resultante 
da queima da matéria orgânica presente. Durante o processo de incineração, a matéria 
orgânica é convertida em dióxido de carbono (CO2), água e dióxido de nitrogênio (NO2). 
Após a incineração e, dependendo das condições do processo bem como da composição 
original da amostra, a matéria mineral é encontrada na forma de óxidos, sulfatos, 
fosfatos, silicatos e cloretos (NICHELLE; MELLO, 2018). 
 
 
 
26 
 
De modo prático, o resíduo mineral fixo (RMF) também pode ser chamado de cinzas ou 
resíduo por incineração. O princípio do método analítico baseia-se na incineração da 
amostra em temperatura próxima a (550-570 °C) (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Contudo, é importante destacar que nem sempre o produto obtido após a incineração 
representa toda a matéria inorgânica contida na amostra, durante a incineração, que 
tem como propósito a carbonização da matéria orgânica, também pode ocorrer a 
volatilização de parte dos elementos de interesse, no caso, a matéria inorgânica 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Uma das aplicações para a quantificação do RMF em amostra de alimentos é que esse 
componente pode sugerir a riqueza dos elementos minerais do alimento analisado 
(NICHELLE; MELLO, 2018). Porém, não é somente a quantificação do RMF que apresenta 
aplicação dentro da análise de alimentos, a determinação de alcalinidade das cinzas é 
outra análise que pode auxiliar na compreensão da composição do RMF, inclusive, pode 
ser utilizada para verificar adulteração em alimentos, uma vez que as cinzas de 
alimentos de origem vegetal são alcalinas enquanto os alimentos de origem animal 
apresentam cinzas ácidas (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; NICHELLE; MELLO, 2018). 
2.3.1 Determinação do resíduo mineral fixo (RMF) por incineração 
O princípio da técnica se baseia no aquecimento de uma amostra até uma temperatura 
entre 500 e 600 °C por 4 horas com o objetivo de carbonizar toda a matéria orgânica. 
Como etapa de preparo, pode-se iniciar a calcinação, queimando a amostra utilizando 
bico de Bunsen. Essa etapa deve ser realizada dentro da capela e tem como propósito 
evitar a liberação de muita fumaça durante a incineração da amostra que ocorrerá 
dentro da mufla (RODRIGUES, 2010). 
Materiais, equipamentos e reagentes utilizados no método resíduo por incineração – 
cinzas (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et al. 2016). 
• Mufla – Equipamento que permite calcinar amostras (FELTES et al. 2016). 
• Balança analítica – Utilizada para aferir a massa de algum material (FELTES et al. 
2016). 
 
 
 
27 
 
• Chapa elétrica – Equipamento utilizado para aquecer substâncias (FELTES et al. 
2016). 
• Capela – Local utilizado para realizar manuseio de substâncias que liberam gases 
ou vapores tóxicos (FELTES et al. 2016). 
• Bico de Bunsen, Tripé e triangulo de porcelana – Aquecedor a gás (FELTES et al. 
2016). 
• Banho-maria (se for necessário) – Utilizado para aquecer amostras que não 
podem ser expostas diretamente ao fogo e por isso devem ser aquecidas 
lentamente (FELTES et al. 2016). 
• Dessecador com sílica gel – Utilizado para resfriar substâncias em ausência de 
umidade (FELTES et al. 2016). 
• Cadinho de porcelana ou platina – Recipiente com resistência térmica utilizado 
para aquecer substâncias sobre o bico de Bunsen ou na mufla (FELTES et al. 
2016). 
• Pinça – Utilizada para manusear pequena estruturas (como, por exemplo, 
cadinho ou cápsula) (FELTES et al. 2016). 
• Espátula – Utilizada para manusear porções de substâncias sólidas (FELTES et al. 
2016). 
 
 
 
28 
 
 
Fonte: FELTES et al. 2016. 
Figura 2.2. – Principais instrumentos e equipamentos utilizados na determinação de 
RMF. A = cadinho de porcelana, B= Dessecador, C= Mufla, D= Bico de Bunsen, Tripé e 
triangulo de porcelana. 
Procedimento para determinação de RMF pelo método resíduo por incineração – cinzas 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et al., 2016). 
1) Incialmente, pesa-se de 5 a 10g de amostra em cadinho previamente aquecido 
em mufla a 550°C e resfriada dentro do dessecador até temperatura ambiente e 
tarada. Registra-se o peso do cadinho vazia e da amostra. 
Obs.: Amostras líquidas devem ser previamente evaporadas em banho-maria 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
2) Na sequência, deve-se carbonizar a amostra com auxílio de chapa aquecedora 
ou utilizando bico de Bunsen. 
3) Com auxílio da mufla, incinere a amostra a 550 °C até a eliminação completa do 
carvão. 
 
 
 
 
29 
 
Obs.: Após a incineração, a amostra deve ficar com uma cor branca ou 
ligeiramente acinzentada (por isso, o método é conhecido como cinzas), caso 
contrário, pode-se adicionar 0,5 ml de água na amostra e reiniciar o processo de 
incineração (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
4) Resfriar a amostra até alcançar a temperatura ambiente dentro do dessecador 
com sílica gel. 
5) Pese e registre o peso da cápsula e amostra. 
6) O procedimento de incineração e resfriamento da amostra deve seguir até a 
amostra alcançar o peso constante. 
Saiba mais 
Assista o vídeo “Composição Centesimal - Determinação da Fração Cinza”, disponível 
em: 
https://youtu.be/mbWOYxryGsU 
 
2.3.2 Cálculo para determinação do percentual de RMF do alimento. 
Ao final do procedimento analítico, deve-se realizar o cálculo para determinar o 
percentual de RMF da amostra utilizando a equação a seguir: 
𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝑵
𝑷
 
Onde: 
N= número de gramas de cinzas 
P= número de gramas da amostra 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
https://youtu.be/mbWOYxryGsU
 
 
 
30 
 
Um analista, ao avaliar o teor de resíduo mineral fixo (RMF) de uma amostra, registrou 
como peso inicial (5,4321g). Ao final do processo de incineração, obteve-se o resíduo 
mineral fixo da amostra (0,2784g). Qual o % de RMF da amostra analisada? 
Nesse exemplo o N = 0,2784g e o P = 5,4321g. 
Logo: 
𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝒑𝒐𝒓𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝟎, 𝟐𝟕𝟖𝟒
𝟓, 𝟒𝟑𝟐𝟏
 
𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟐𝟕, 𝟖𝟒
𝟓, 𝟒𝟑𝟐𝟏
 
𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐
𝒎
𝒎
= 𝟓, 𝟏𝟐𝟓𝟎 % 𝒅𝒆 𝑹𝑴𝑭 
Arredondando esse valor, temos como resultado 5,13% de resíduo mineral fixo. 
Podemos também expressar o mesmo valor da seguinte forma 5,13 g de cinzas/100g de 
amostra. 
Conclusão 
Esse bloco abordou as primeiras análises sobre a composição centesimal. Nele vimos 
que a água apresenta enorme importância para a vida; para a composição e qualidade 
dos alimentos; e para o processo de deterioração microbiológica, química ou 
enzimática. Além disso, aprendemos, que o método mais empregado para a análise do 
teor de umidade emprega o princípio da secagem da amostra em estufa. 
Além da determinação da umidade, o bloco abordou a determinação do resíduo mineral 
fixo (RMF) que representa os elementos inorgânicos presentes nos alimentos. Ele pode 
sugerir a riqueza dos elementos minerais do alimento analisado, assim como ser 
aplicada em processos de análise de adulteração dos alimentos. O principal método 
utilizado para a determinação de RMF é a incineração da amostra utilizando a mufla. 
Vimos, também, os princípios, metodologias, reagentes, instrumentos e equipamentos 
utilizados em cada uma das análises apresentadas. Por fim abordamos os cálculos 
necessários para alcançar os resultados analíticos. 
 
 
 
31 
 
REFERÊNCIAS 
BOLZAN, R. C. Bromatologia. Rio Grande do Sul: Frederico Westphalen, 2013. 
COMPOSIÇÃO centesimal – Determinação da fração de cinza. Publicado pelo Canal 
Bromatologia e Enzimologia. [S.I.; s.n.], 2016. 1 vídeo (4 min.). Disponível em: 
https://www.youtube.com/watch?v=mbWOYxryGsU. Acesso em: 9 set. 2022. 
COMPOSIÇÃO centesimal - Determinação da umidade. Publicado pelo Canal 
Bromatologia e Enzimologia. [S.I.; s.n.], 2016. 1 vídeo (4 min.). Disponível em: 
https://www.youtube.com/watch?v=Zw1rPsUciJY. Acesso em: 8 set. 2022. 
FELTES, M. M. C. et al. Procedimentos operacionais padronizados de Bromatologia de 
alimentos. 1 ed. Blumenau: Instituto Federal Catarinense, 2016. 
FORSYTHE, S. J. Microbiologia da Segurança dos Alimentos. 2° ed. Porto Alegre: 
Artmed, 2013. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise de alimentos. 4° ed. 
São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 
NICHELLE, P. G.; MELLO, F. R. Bromatologia. Porto Alegre: SAGAH, 2018. 
NÚCLEO DE ESTUDOS E PESQUISAS EM ALIMENTAÇÃO – NEPA. Tabela Brasileira de 
Composição de Alimentos (TACO). 4° ed. Campinas: NEPA – UNICAMP, 2011. 
RIBEIRO, E. P.; SERAVALLI, E. A. G. Química de alimentos. 2° ed. São Paulo: Blucher, 
2007. 
RODRIGUES, R. C. Métodos de análises bromatológicas de alimentos: métodos físicos, 
químicos e bromatológicos. Pelotas: Embrapa Clima Temperado, 2010. 
 
 
 
https://www.youtube.com/watch?v=mbWOYxryGsU
 
 
 
32 
 
 
3. PROTEÍNAS E LIPÍDIOS NOS ALIMENTOS: COMPOSIÇÃO QUÍMICA E 
DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO 
Apresentação 
No último bloco vimos as primeiras análises quanto a composição centesimal do 
alimento. Além disso, abordamos a determinação de umidade e do RMF. No terceiro 
bloco da nossa disciplina, iremos continuar esse processo falando sobre proteínas e 
lipídios. 
 As proteínas desempenham inúmeras funções nos seres vivos e nos alimentos. Um dos 
métodos mais utilizados para sua determinação é por meio da quantificação do 
nitrogênio da amostra através da técnica de Kjeldahl. 
Os lipídios são componentes presentes nos alimentos e nos seres vivos que, assim como 
as proteínas, desempenham funções valiosas. O processo de quantificação de lipídios 
baseia-se na retirada do extrato etéreo da amostra utilizando um solvente. Todas essas 
técnicas serão apresentadas ao longo do bloco. 
3.1 Proteínas: definição, estrutura e características 
As proteínas são polímeros formados por moléculas orgânicas conhecidas como 
aminoácidos ligados por meio de ligações peptídicas e que estão presentes nos seres 
vivos desempenhando diversas funções biológicas como, por exemplo: 
• Função contrátil (as fibras musculares apresentam actina e miosina); 
• Função estrutural (colágeno); 
• Função catalisadora (enzimas); 
• Desempenhar um papel hormonal (hormônios como insulina e glucagon); 
• Atuar no transporte de substâncias dentro do corpo (hemoglobina). 
Fonte: NICHELLE e MELLO, 2018; RIBEIRO e SERAVALLI, 2008. 
 
 
 
33 
 
Como dito anteriormente, a unidade estrutural da proteína é o aminoácido. nesse 
sentido, diversas características das proteínas são influenciadas pela composição de 
seus aminoácidos. A estrutura básica do aminoácido pode ser observada na figura 3.1. 
Ligado ao Carbono a, encontra-se um grupo amino (-NH2) e carboxílico (-COOH). A 
identidade de cada aminoácido é conferida pelo radical R (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
 
Fonte: RIBEIRO; SERAVALLI, 2008 
Figura 3.1 – Estrutura básica do aminoácido 
As ligações peptídicas são reações de condensação entre dois ou mais aminoácidos e 
envolve o grupo amino (-NH2) de um aminoácido e o grupo carboxílico (-COOH) de outro, 
formando o chamado sistema a-aminocarboxila. 
Um exemplo da ligação peptídica encontra-se na figura 3.2 que mostra a formação de 
um tripeptídeo Lisilalanilfenilalanina (que são formados por três aminoácidos) onde o 
grupo carboxila do aminoácido Lisina reage com o grupo amina do aminoácido Alanina, 
enquanto o grupo carboxila do aminoácido Alanina reage com o grupo amina do 
aminoácido Fenilalanina (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
 
Fonte: RIBEIRO; SERAVALLI, 2008 
Figura 3.2 – Estrutura do tripeptídeo Lisilalanilfenilalanina, representando um 
exemplo de ligações peptídicas 
 
 
 
34 
 
Um ponto importante para compreender a estrutura de uma proteína é o conceito de 
conformação. As proteínas (como visto anteriormente, são um polímero formado por 
aminoácidos) apresentam um arranjo espacial resultado das posições que cada 
aminoácido possui. Nesse sentido a sequência de aminoácidos que forma uma proteína 
adquire um arranjo tridimensional e específico (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
Diante disso as proteínas podem ser apresentadas em suas estruturas diversas 
estruturas: 
• A estrutura primária apresenta a sequência exata dos aminoácidos que 
compõem a proteína. 
• A estrutura secundária apresenta o arranjo regular e repetitivo no espaço em 
uma dimensão. É considerada o primeiro grau de ordenação espacial que 
representa a cadeia polipeptídica. 
• A estrutura terciária compreende como a cadeia polipeptídica encurva-se bem 
como dobra-se em três dimensões. 
• Por fim, é importante frisar que nem todas as proteínas apresentam a estrutura 
quaternária, pois ela ocorre somente para proteínas que apresentam duas ou 
mais cadeias polipeptídicas. Resíduos polares e apolares apontados para a 
superfície da estrutura secundária podem estabelecer interações com outras 
cadeias polipeptídicas, são justamente essas novas interações que dão origem à 
estrutura quaternária. 
Fonte: RIBEIRO; SERAVALLI, 2008. 
 
 
 
35 
 
 
Fonte: JUNIOR; FRANCISCO, 2006 
Figura 3.3 – Representação da estrutura primária (a), secundária (b), terciária (c) e 
quaternária (d) de uma proteína 
3.2 Determinação de proteínas em alimentos 
O método mais usual para quantificação das proteínas é conhecido como método de 
Kjeldahl. A determinação de proteínas baseia-se, na verdade, na determinação de 
nitrogênio. Esse método foi proposto por Johann Kjeldahl, em 1883 e, desde então, tem 
passado por modificações e adaptações. 
Trata-se de um método indireto. Como dito anteriormente, ele quantifica o nitrogênio 
orgânico total da amostra e, a partir disso, estima a quantidade de proteína presente na 
amostra (NICHELLE; MELLO, 2018; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
A estimativa da quantidade de proteína da amostra baseia-se no fato de que, na maioria 
das proteínas, o teor de Nitrogênio é aproximadamente de 16%. Nesse sentido, temos: 
16gN – 100g proteína 
1 g N – Xg de proteína 
 
𝟏𝟔 𝐱 𝐗 = 𝟏 𝐱 𝟏𝟎𝟎 
𝟏𝟔𝐗 = 𝟏𝟎𝟎 
𝐗 =
𝟏𝟎𝟎
𝟏𝟔
= 𝟔, 𝟐𝟓 
 
 
 
36 
 
Dessa forma, o conteúdo de proteína é determinado pela multiplicação do teor de 
Nitrogênio pelo fator de conversão 6,25 (NICHELLE; MELLO, 2018). Para alguns 
alimentos (ou grupo alimentar) adota-se um fator diferente de 6,25, conforme pode ser 
observado na tabela 3.1 (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Tabela 3.1 – Fator de conversão (f) de nitrogênio total em proteína 
Alimento Fator de 
conversão (f) 
Farinha de centeio 5,83 
Farinha de trigo 5,83 
Macarrão 5,70 
Cevada 5,83 
Aveia 5,83 
Amendoim 5,46 
Soja 6,25 
Arroz 5,95 
Amêndoas 5,18 
Castanha do Pará 5,46 
Avelã 5,30 
Coco 5,30 
Outras nozes 5,30 
Leite e derivados 6,38 
Margarina 6,38 
Gelatina 5,55 
Outros alimentos 6,25 
 
Fonte: INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008 
O método Kjeldahl é dividido em três fases. Elas são a digestão, destilação e titulação. 
Na digestão a matéria orgânica é digerida com ácido sulfúrico e existe a presença de 
catalisadores (Sulfato de cobre – CuSO4 e Sulfato de potássio – K2SO4). Essa etapa 
apresenta como objetivo a transformação do nitrogênio presente na amostra em sulfato 
de amônia ((NH4)2SO4) (Figura 3.4 d). Além disso, o carbono é oxidado e ocorre o 
desprendimento de dióxido de carbono (CO2) (NICHELLE; MELLO, 2018; INSTITUTO 
ADOLFO LUTZ, 2008; GALVANI; GAERTNER, 2006). 
 
 
 
37 
 
 
Fonte: GALVANI; GAERTNER, 2006 
Figura 3.4 – Esquema da etapa de Digestão do método de Kjeldahl 
A etapa de destilação que ocorre após a digestão da amostra acontece geralmente por 
arraste de vapor ou aquecimento. O sulfato de amônio, produto da primeira etapa, 
reage com hidróxido de sódio (NaOH) e, como resultado da reação, ocorre a liberação 
da amônia (NH3) (Figura 5a). 
A amônia liberada então é recebida em um Erlenmeyer contendo ácido bórico (H3BO3) 
com o indicador. Ocorre então a reação entre amônia (NH3) e ácido bórico (H3BO3), 
resultando na formação do borato de amônio (NH4H2BO3) (Figura 5b) (NICHELLE; 
MELLO, 2018; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; GALVANI; GAERTNER, 2006). 
 
Fonte: GALVANI; GAERTNER, 2006. 
Figura 3.5 – Esquema da etapa de destilação do método de Kjeldahl 
 
 
 
38 
 
Por fim, na última etapa conhecida como titulação, o borato de amônio (NH4H2BO3) é 
titulado com uma solução de ácido clorídrico (HCl) ou de ácido sulfúrico até alcançar a 
viragem do indicador (Figura 3.6) (NICHELLE; MELLO, 2018; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 
2008; GALVANI; GAERTNER, 2006). 
 
Fonte: GALVANI; GAERTNER, 2006. 
Figura 3.6 – Esquema da etapa de destilação do método de Kjeldahl 
Materiais, equipamentos e reagentes utilizados para determinação de Proteína pelo 
método de Kjeldahl modificado (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et al., 2016). 
• Balança analítica – Utilizada para aferir a massa de algum material (FELTES et al., 
2016); 
• Balão de destilação; 
• Balão ou Tubo de Kjeldahl; 
• Frasco Erlenmeyer; 
• Bureta de 25 ml; 
• Papel seda; 
• Pipeta graduada de 25 ml; 
• Chapa elétrica – Equipamento utilizado para aquecer substâncias (FELTES et al., 
2016); 
• Capela – Local utilizado para realizar manuseio de substâncias que liberam gases 
ou vapores tóxicos (FELTES et al., 2016); 
• Espátula – Utilizada para manusear porções de substâncias sólidas (FELTES et al., 
2016); 
 
 
 
39 
 
• Ácido sulfúrico; 
• Ácido sulfúrico 0,05 M; 
• Ácido bórico 0,033 M; 
• Sulfato de cobre; 
• Sulfato de potássio; 
• Dióxido de titânio; 
• Solução de fenolftaleína; 
• Vermelho de metila a 1% m/v; 
• Hidróxido de sódio a 30% m/v. 
Procedimento para determinação de Proteína pelo método de Kjeldahl modificado 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et al., 2016): 
Digestão 
1) Incialmente, pesa-se de 1g de amostra sobre papel seda previamente tarado. 
Registra-se o peso da amostra. 
2) No tubo ou balão de Kjeldahl (Figura 3.7a), adicionar a amostra envolvida no 
papel de seda, 25 ml de ácido sulfúrico e aproximadamente 6g dos catalisadores 
(Dióxido de titânio anidro, sulfato de cobre anidro e sulfato de potássio anidro, 
na proporção 0,3:0,3:6). 
3) Aquecer o tubo ou balão de Kjeldahl contendo a amostra com auxílio de uma 
chapa elétrica até a solução se tornar azul-esverdeada e livre de pontos pretos. 
Obs.: Atenção para a segurança! Esse procedimento deve ser feito na capela (Figura 
3.7b) e o analista deve utilizar EPI’s. (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008) 
4) Ao final da digestão, deixe a amostra esfriar. 
 
 
 
40 
 
 
 
Fonte: BOLZAN, 2013 
Figura 3.7 – Capela de exaustão com detalhe para o bloco digestor kjeldahl (onde 
pode ser realizado o aquecimento da amostra), B = tubo de Kjeldahl 
Destilação 
5) Conecte, ao final do equipamento de destilação, um Erlenmeyer contendo 25ml 
de ácido bórico 0,033M com 3 gotas do indicador vermelho de metila e 1g de 
zinco. 
6) Ligue o tubo ou balão de Kjeldahl ao conjunto de destilação. 
Obs.: adicionar 10 gotas do indicador fenolftaleína e 1g de zinco (INSTITUTO ADOLFO 
LUTZ, 2008). 
7) Adicione ao tubo ou balão de Kjeldahl, já conectado ao conjunto de destilação, 
solução de hidróxido de sódio (30%). 
8) Aqueça o sistema e destile até obter cerca de 250 e 300ml do destilado. 
 
 
 
41 
 
 
Fonte: BOLZAN, 2013 
Figura 3.8 – Destilador de nitrogênio com detalhe para o tubo de Kjeldahl conectado 
(a) e um Erlenmeyer contendo solução de ácido bórico e indicador fenolftaleína. A 
solução de hidróxido de sódio é acondicionada no destilador (c) e em seguida é 
adicionada ao tubo ou balão de Kjeldahl (a). 
Titulação 
9) Titule o destilado (que contém o borato de amônio – NH4H2BO3) com solução de 
ácido sulfúrico 0,05M, utilizando o vermelho de metila como indicador (Figura 
3.9). 
 
 
 
42 
 
 
Fonte: BOLZAN, 2013. 
Figura 3.9 – Sistema para titulação preparado. a = suporte para bureta com garra, b= 
Bureta de vidro, c= Erlenmeyer 
Cálculo para determinação do % de proteína do alimento. 
Ao final do procedimento analítico, deve-se realizar o cálculo para determinar o 
percentual de proteína da amostra utilizando a equação a seguir: 
𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆í𝒏𝒂 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝑽 𝒙 𝟎, 𝟏𝟒 𝒙 𝒇
𝑷
 
Onde: 
V= volume de ácido sulfúrico utilizado na titulação da amostra 
N= número de gramas da amostra (massa da amostra) 
 
 
 
43 
 
f = fator de conversão (apresentado na tabela 3.1) 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
Um analista, ao avaliar o teor de proteína de uma amostra, registrou como peso inicial 
da amostra (1,0067g). Ao final do processo de titulação, foi gasto 15,4 ml de ácido 
sulfúrico a 0,05M. O analista considerou como fator de conversão do nitrogênio em 
proteína o valor de 6,25. Qual o % de proteína da amostra analisada? 
Nesse exemplo o V= 15,4 ml, N = 1,0067g e o P = 1,0067g 
Logo: 
𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆í𝒏𝒂 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝑽 𝒙 𝟎, 𝟏𝟒 𝒙 𝒇
𝑷
 
𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆í𝒏𝒂 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟓, 𝟒 𝒙 𝟎, 𝟏𝟒 𝒙 𝟔, 𝟐𝟓
𝟏, 𝟎𝟎𝟔𝟕
 
𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆í𝒏𝒂 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟑, 𝟒𝟕𝟓
𝟏, 𝟎𝟎𝟔𝟕
 
𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆í𝒏𝒂 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 = 𝟏𝟑, 𝟑𝟖𝟓 
Arredondando esse valor, temos como resultado 13,39% de proteína na amostra. 
Podemos também expressar o mesmo valor da seguinte forma: 13,39g de 
proteínas/100g de amostra. 
3.3 Lipídios: definição, estrutura e características 
Os lipídios são moléculas orgânicas contendo principalmente hidrogênio, oxigênio e 
carbono. Essa classe, porém, apresenta diversas estruturas e pode ser classificada 
quanto a sua composição ou tipo de ligações presentes na sua cadeia. Em comum, essas 
substâncias não são solúveis em água, porém apresentam boa solubilidade em solventes 
orgânicos. Fazem parte desse grupo, por exemplo, acilgliceróis, ácidos graxos, 
fosfolipídios. O triacilglicerol é vastamente encontrado em alimentos e são formados a 
partir da condensação de glicerol e ácidos graxos (NICHELLEe MELLO, 2018; RIBEIRO e 
SERAVALLI, 2008). 
 
 
 
44 
 
Os lipídios desempenham diversas funções nos seres vivos. São constituintes da 
membrana plasmática; fornecem energia (9 kcal/g); auxiliam no transporte das 
vitaminas lipossolúveis; e auxiliam no processo de isolamento térmico. Da mesma 
forma, os lipídios presentes nos alimentos desempenham importantes funções como, 
por exemplo, contribuem para o sabor e palatabilidade dos alimentos e podem ser 
utilizados no processo de fritura dos alimentos. Alguns lipídios podem ser aplicados 
como agentes emulsificantes bem como ser aplicada aos alimentos para conferir maciez 
(RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
Os lipídios podem ser classificados como simples (neutros), compostos e derivados. 
• Os lipídios simples são formados pela esterificação de ácidos graxos e álcoois. 
Tem como representante as gorduras (formado pela esterificação de ácidos 
graxos e glicerol). 
• Os lipídios compostos apresentam em sua estrutura ácidos graxos, glicerol e 
outros grupos. Um grande representante dessa classe são os fosfolipídios que 
são formados por ácidos graxos, glicerol além do ácido fosfórico e um composto, 
geralmente, nitrogenado. 
• Os lipídios derivados são compostos oriundos da hidrólise dos lipídios neutros 
ou compostos, sendo os esteróis alguns de seus maiores representantes 
(NICHELLE e MELLO, 2018; RIBEIRO e SERAVALLI, 2008). 
Os ácidos graxos de ocorrência natural, comumente, apresentam cadeia de carbono e 
hidrogênio além de um grupo terminal carboxila. Os ácidos graxos saturados 
apresentam somente ligações simples entre os carbonos, enquanto aos ácidos graxos 
insaturados apresentam uma ou mais duplas ligações entre os carbonos nas suas 
moléculas, sendo então classificados como monoinsaturados ou poli-insaturados, 
respectivamente (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). 
 
 
 
 
 
45 
 
Um ponto importante ao abordar os ácidos graxos é sua susceptibilidade à oxidação. O 
processo de oxidação dos lipídios ocorre entre o oxigênio atmosférico e os ácidos graxos 
insaturados. O processo inicia quando um hidrogênio é retirado do grupo metileno (–
CH2–) de um dos grupos adjacentes à dupla ligação do ácido graxo insaturado, gerando 
um radical livre. Com a presença de O2 se dá a formação de radicais peróxidos os quais 
podem participar de reações de decomposição e formação de novos radicais livres. Esses 
novos produtos, então, alteram as características sensoriais e nutricionais dos lipídios, 
afetando diretamente o prazo de validade dos alimentos que contenham lipídios 
(NICHELLE e MELLO, 2018; RIBEIRO e SERAVALLI, 2008). 
3.4 Determinação do extrato etéreo dos alimentos 
A quantificação de lipídios em alimentos é feita, principalmente, utilizando como 
princípio a sua extração com solventes. Na maioria das vezes, o método escolhido é a 
extração contínua em aparelho do tipo Soxhlet, acompanhada por destilação ou 
evaporação do solvente. É importante destacar que o resíduo obtido após a extração 
pode não ser inteiramente constituído por lipídios, mas por todos os compostos que 
podem ser solubilizados pelo solvente (pigmentos como carotenoides, clorofila, 
vitaminas A e D, entre outros). Dessa forma todos os elementos extraídos constituem o 
extrato etéreo (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Apesar da solubilização de todos os outros elementos, eles constituem pequenas 
quantidades nos alimentos o que, na maioria das vezes, não representa uma significativa 
diferença na determinação dos lipídios (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Materiais, equipamentos e reagentes utilizados para determinação de Lipídios ou 
extrato etéreo – Extração direta em Soxhlet (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et 
al., 2016). 
• Aparelho extrator de Soxhlet; 
• Bateria de aquecimento com refrigerador de bolas; 
• Balança analítica; 
 
 
 
46 
 
• Estufa; 
• Cartucho de Soxhlet ou papel de filtro de 12 cm de diâmetro; 
• Balão de fundo chato de 250 a 300 ml com boca esmerilhada; 
• Lã desengordurada; 
• Algodão; 
• Espátula; 
• Dessecador com sílica gel. 
Procedimento para determinação de Lipídios ou extrato etéreo – Extração direta em 
Soxhlet (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008; FELTES et al., 2016). 
1) Incialmente, pesa-se de 2 a 5g de amostra em cartucho de Soxhlet ou papel de 
filtro. 
Obs.: Deve-se fazer um pacote com o papel filtro. Caso necessário, utilize um fio de lã 
para amarrar bem a amostra envolvida no papel de filtro (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 
2008). 
2) Coloque o cartucho ou o pacote feito com papel filtro dentro do extrator do tipo 
Soxhlet. 
3) Conecte o extrator do tipo Soxhlet ao balão de fundo chato previamente tarado 
a 105°C, mantendo por cerca de uma hora. 
4) Adicione quantidade de éter suficiente para um Soxhlet e meio. 
5) Conecte as mangueiras de circulação de água aos condensadores. 
6) Mantenha o conjunto sob aquecimento em chapa elétrica, controlando a 
velocidade de extração através do gotejamento, entre 4 a 5 gotas por segundo, 
durante 8 horas, ou duas a três gotas por segundo durante 16 horas. 
 
 
 
47 
 
7) Ao final do processo de extração, retire a amostra do extrator tipo Soxhlet e 
destile o éter. 
8) Transfira o balão com o extrato etéreo para uma estufa a 105°C por cerca de uma 
hora. 
9) Retire o balão da estufa e deixe esfriar em dessecador até alcançar a 
temperatura ambiente. 
10) Pese e repita as operações de aquecimento por 30 minutos na estufa e de 
resfriamento até alcançar peso constante, respeitando o máximo de 2 horas. 
 
Fonte: BOLZAN, 2013. 
Figura 3.10 – Sistema para extração de gordura (a). Com destaque para o aparelho de 
Soxhlet (b). Pode-se observar dentro do aparelho de Soxhlet, o cartucho (c). É 
possível ainda observar que a amostra está imersa no solvente (d) 
Cálculo para determinação de Lipídios ou extrato etéreo – Extração direta em Soxhlet 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008) 
 
 
 
48 
 
Ao final do procedimento analítico, deve-se realizar o cálculo para determinar o 
percentual de lipídios da amostra utilizando a equação a seguir: 
𝑳𝒊𝒑í𝒅𝒊𝒐𝒔 𝒐𝒖 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒕𝒐 𝒆𝒕é𝒓𝒆𝒐 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝑵
𝑷
 
Onde: 
N= número de gramas de lipídios 
P = número de gramas da amostra 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
Um analista, ao avaliar o teor de lipídios de uma amostra, registrou como peso inicial 
(2,0127g). Ao final do processo de extração, a massa de extrato etéreo obtida foi 
0,0221g. Qual o percentual de lipídio da amostra analisada? 
Nesse exemplo o N = 0,0221g e o P = 2,0127g. 
Logo: 
𝑳𝒊𝒑í𝒅𝒊𝒐𝒔 𝒐𝒖 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒕𝒐 𝒆𝒕é𝒓𝒆𝒐 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟏𝟎𝟎 𝒙 𝟎, 𝟎𝟐𝟐𝟏
𝟐, 𝟎𝟏𝟐𝟕
 
𝑳𝒊𝒑í𝒅𝒊𝒐𝒔 𝒐𝒖 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒕𝒐 𝒆𝒕é𝒓𝒆𝒐 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 =
𝟐, 𝟐𝟏
𝟐, 𝟎𝟏𝟐𝟕
 
𝑳𝒊𝒑í𝒅𝒊𝒐𝒔 𝒐𝒖 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒕𝒐 𝒆𝒕é𝒓𝒆𝒐 𝒑𝒐𝒓 𝒄𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒎/𝒎 = 𝟏, 𝟎𝟗𝟖 
Arredondando esse valor, temos como resultado: 1,10% de lipídios na amostra. 
Podemos também expressar o mesmo valor da seguinte forma: 1,10g de lipídios/100g 
de amostra. 
3.5 Determinação da acidez de óleos 
Além da quantificação do conteúdo de lipídios, pode-se realizar determinações de 
propriedades físicas e químicas de óleos e gorduras. A determinação da acidez pode 
indicar informações relevantes sobre o estado de conservação do óleo, uma vez que 
reações como a oxidação dos lipídios frequentemente alteram a concentração dos íons 
hidrogênio (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
 
 
 
49 
 
Por definição, o índice de acidez é definido como a quantidade de hidróxido de potássio 
(em mg) necessário para neutralizar um grama de amostra (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 
2008). O princípio do método baseia-se em titular soluções aquosas ou alcoólicas com 
soluções álcali-padrão (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Materiais, equipamentos e reagentes utilizados para determinação de acidez 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
• Balança analítica; 
• Erlenmeyer de 125 ml; 
•Proveta de 50 ml; 
• Bureta de 10 ml; 
• Solução de éter-álcool (2:1) neutra; 
• Solução fenolftaleína; 
• Solução de hidróxido de sódio 0,1 M ou 0,01 M. 
Procedimento para determinação de acidez (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
1) Inicialmente, deve-se garantir que as amostras estejam homogêneas e líquidas. 
2) Pesar 2g da amostra em frasco Erlenmeyer de 125 mL e adicionar 25 mL de 
solução de éter-álcool (2:1) neutra. 
3) Adicione duas gotas do indicador fenolftaleína. 
4) Por fim, titule com solução de hidróxido de sódio 0,1 M ou 0,01 M até o ponto 
de viragem. 
Cálculo para determinação de acidez (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Ao final do procedimento analítico, deve-se realizar o cálculo para determinar o índice 
de acidez da amostra, utilizando a equação a seguir: 
 
 
 
50 
 
í𝒏𝒅𝒊𝒄𝒆 𝒅𝒆 𝒂𝒄𝒊𝒅𝒆𝒛 =
𝒗 𝒙 𝒇 𝒙 𝟓, 𝟔𝟏
𝑷
 
Onde: 
v = volume (em ml) de solução de hidróxido de sódio 0,1 M gasto na titulação 
f = fator da solução de hidróxido de sódio 
P = massa (em g) da amostra 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
Um analista recebeu, em seu laboratório, uma amostra de óleo de coco. Ao avaliar o 
índice de acidez, gastou 3,4 ml de solução de hidróxido de sódio 0,1 M na titulação de 
2,0012g de amostra. Durante o procedimento, foi utilizada uma solução de hidróxido de 
sódio 0,1 M. Qual o índice de acidez da amostra? 
Nesse exemplo o v = 3,4 ml; f = 0,1; p = 2,0012g 
Logo: 
í𝒏𝒅𝒊𝒄𝒆 𝒅𝒆 𝒂𝒄𝒊𝒅𝒆𝒛 =
𝒗 𝒙 𝒇 𝒙 𝟓, 𝟔𝟏
𝑷
 
í𝒏𝒅𝒊𝒄𝒆 𝒅𝒆 𝒂𝒄𝒊𝒅𝒆𝒛 =
𝟑, 𝟒 𝒙 𝟎, 𝟏 𝒙 𝟓, 𝟔𝟏
𝟐, 𝟎𝟎𝟏𝟐
 
í𝒏𝒅𝒊𝒄𝒆 𝒅𝒆 𝒂𝒄𝒊𝒅𝒆𝒛 =
𝟏, 𝟗𝟎𝟕𝟒
𝟐, 𝟎𝟎𝟏𝟐
 
í𝒏𝒅𝒊𝒄𝒆 𝒅𝒆 𝒂𝒄𝒊𝒅𝒆𝒛 = 𝟎, 𝟗𝟓𝟑 
Arredondando esse valor, temos como resultado: 0,95. 
Conclusão 
Nesse bloco abordamos as proteínas e os lipídios. As proteínas são formadas a partir da 
ligação de aminoácidos por meio de ligações peptídicas que desempenham inúmeras 
funções essenciais para a vida como a conhecemos. Inclusive, a versatilidade da 
aplicação das proteínas se deve, em parte, a sua conformação. A técnica usualmente 
empregada para a determinação do conteúdo de proteína nos alimentos é conhecida 
como método de Kjeldahl que se baseia na quantificação do nitrogênio presente na 
amostra, o qual é convertido em proteína utilizando um fator. 
 
 
 
51 
 
Os lipídios reúnem os compostos que apresentam diversas estruturas e que, em comum, 
não são solúveis em água. A extração do extrato etéreo utilizando um solvente orgânico 
(principalmente o éter) é o princípio adotado na extração direta em Soxhlet. Contudo 
não é somente a quantidade de lipídios que interessa na Bromatologia, a análise das 
propriedades físicas e químicas de óleos e gorduras é relevante! A determinação da 
acidez pode indicar, por exemplo, o estado de conservação do óleo, os quais são 
susceptíveis à oxidação lipídica. 
Vimos, também, os princípios, metodologias, reagentes, instrumentos e equipamentos 
utilizados em cada uma das análises apresentadas. Por fim abordamos os cálculos 
necessários para alcançar os resultados analíticos. 
REFERÊNCIAS 
BOLZAN, R. C. Bromatologia. Rio Grande do Sul: Frederico Westphalen, 2013. 
GALVANI, F.; GAERTNER, E. Adequação da Metodologia Kjeldahl para determinação de 
Nitrogênio Total e Proteína Bruta. Corumbá: Embrapa Pantanal, 2006. Disponível em: 
<https://www.infoteca.cnptia.embrapa.br/bitstream/doc/812198/1/CT63.pdf>. 
Acesso em: 9 set. 2022. 
FELTES, M. M. C. et al. Procedimentos operacionais padronizados de Bromatologia de 
alimentos. 1 ed. Blumenau: Instituto Federal Catarinense, 2016. 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos físico-químicos para análise de alimentos. 4° ed. 
São Paulo: Instituto Adolfo Lutz, 2008. 
JUNIOR, W. E. F.; FRANCISCO, W. Proteínas: Hidrólise, precipitação e um tema para o 
ensino de química. Química nova na escola, n 24, p. 12-16, 2006. 
NICHELLE, P. G.; MELLO, F. R. Bromatologia. Porto Alegre: SAGAH, 2018. 
RIBEIRO, E. P.; SERAVALLI, E. A. G. Química de alimentos. 2° ed. São Paulo: Blucher, 
2007. 
 
 
 
 
52 
 
 
4. CARBOIDRATOS E FIBRAS NOS ALIMENTOS: COMPOSIÇÃO QUÍMICA E 
DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO 
Apresentação 
No último bloco vimos as metodologias para determinação de proteínas e dos lipídios 
em alimentos. No quarto bloco da nossa disciplina, iremos continuar esse processo 
falando sobre a quantificação de carboidratos e da fibra alimentar. 
Os carboidratos apresentam inúmeras funções no organismo. Dentre elas, podemos 
destacar seu papel estrutural; sua função como uma das principais fontes de energia 
para o nosso metabolismo. Enquanto isso, as fibras alimentares reúnem os polímeros 
de carboidratos que não são hidrolisadas pelas enzimas digestivas. 
Diversos princípios podem ser aplicados para quantificação de carboidratos e da fibra 
alimentar em amostras de alimentos. Nesse bloco iremos aprofundar a discussão sobre 
quantificação de carboidrato por diferença bem como sobre o método enzimático-
gravimétrico para determinação da fibra alimentar total. 
4.1 Carboidratos: definição, estrutura e características e determinação 
Os carboidratos são elementos orgânicos constituídos por carbono, hidrogênio e 
oxigênio. Podem ser conhecidos como hidratos de carbono e glicídios (MATOS; 
MACEDO, 2015). Além de função estrutural, é reconhecido por ser fonte de energia, 
sendo o maior constituinte do peso seco dos alimentos de origem vegetal. 
Ele é encontrado em diversos grupos alimentares como vegetais, frutas, hortaliças, 
grãos e produtos de panificação (GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ, 2018; NICHELLE e 
MELLO, 2018). Na tabela 4.1 podemos observar o teor médio de carboidratos de alguns 
alimentos. 
 
 
 
 
 
53 
 
Tabela 4.1 – Quantidade média de carboidratos em alguns alimentos 
ALIMENTO % DE CARBOIDRATOS 
Frutas 6-12% de sacarose 
Milho e batata 15% de amido 
Trigo 60% de amido 
Farinha de trigo 70% de amido 
Condimentos 9-39% de açúcares redutores 
Açúcar branco 99,5% de sacarose 
Açúcar de milho 87,5% de glicose 
Mel 75% açúcares redutores 
 
Fonte: GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ, 2018. 
Os carboidratos podem ser classificados quanto ao tamanho da sua estrutura em 
monossacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos (RIBEIRO; SERAVALLI, 2008). Os 
monossacarídeos são os mais simples dos carboidratos, de tal forma que, se quebrados 
a compostos de menor peso molecular, deixarão de ser classificados como carboidratos. 
Nesse sentido, são considerados a menor unidade estrutural de um carboidrato. São 
exemplos desses grupos a glicose e frutose (RIBEIRO e SERAVALLI, 2008; MATOS e 
MACEDO, 2015). 
Os oligossacarídeos são compostos por de duas até dez unidades de monossacarídeos 
unidos por ligações glicosídicas. Quando os carboidratos são hidrolisados e liberam duas 
moléculas de monossacarídeos são chamados de dissacarídeos. A sacarose, lactose e 
maltose são exemplos de dissacarídeos comumente encontrados nos alimentos 
(RIBEIRO e SERAVALLI, 2008; MATOS e MACEDO, 2015). 
Por fim, os polissacarídeos são macromoléculas formadas por várias moléculas de 
monossacarídeos, sendo exemplos encontrados na natureza o amido e celulose (nos 
vegetais) e o glicogênio, polissacarídeo de reserva dos animais (MATOS e MACEDO, 
2015). 
Assim como é importante para a vida, o carboidrato é importante para as propriedades 
dos alimentos. Por exemplo, são utilizados como substrato para o processo 
fermentativo, são responsáveis por diversas propriedades reológicas dos alimentos de 
origem vegetal, assim como podem ser utilizados como adoçantes naturais (GOVERNO 
DO ESTADO DO CEARÁ, 2018). 
 
 
 
54 
 
4.1.1 Determinação de carboidratos nos alimentos 
Independentemente do método para determinar a quantidade de carboidrato em uma 
amostra de alimentos, deve-se incialmente obter uma solução aquosa dos carboidratos 
livres de substâncias interferentes como os pigmentos solúveis, aminoácidos, proteínas, 
lipídios e compostosfenólicos. A exclusão dos interferentes pode ser realizada 
utilizando as técnicas de descoloração com emprego de agentes clarificantes como 
creme alumina, solução neutra de acetato de chumbo, solução básica de acetato de 
chumbo e ácido fosfotúngstico. Esses agentes atuam precipitando as substâncias 
interferentes (NICHELLE e MELLO, 2018; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Os métodos de quantificação estão baseados nas reações coloridas de condensação de 
produtos de degradação dos carboidratos em ácidos ou no poder redutor do grupo 
carbonila dos carboidratos (NICHELLE; MELLO, 2018; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Entre os métodos utilizados na quantificação de açúcares totais e redutores pode-se 
destacar os métodos (NICHELLE e MELLO, 2018; GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ, 
2018): 
• Munson-Walker – Técnica gravimétrica baseada na redução de cobre por grupos 
redutores dos açúcares. 
• Lane-Eynon – Técnica titulométrica que, assim como a técnica de Munson-
Walker, é fundamentada na redução de cobre por grupos redutores dos 
açúcares. 
• Somogyi – Técnica microtitulométrica baseada também na redução do cobre. 
• Métodos cromatográficos – Cromatografia de papel, camada delgada, coluna, 
gasosa e líquida de alta eficiência (CLAE). 
• Métodos óticos – Refratometria, polarimetria e densimetria. 
 
 
 
 
 
55 
 
4.2 Carboidratos totais por diferença 
Muitas vezes, a quantidade de carboidrato presente na amostra é calculada por 
diferença, ou seja, a discrepância entre o total da amostra (100%) e a soma dos teores 
percentuais de umidade, resíduo mineral fixo (RMF) e proteína e lipídios quantificados 
na amostra (NÚCLEO DE ESTUDOS E PESQUISAS EM ALIMENTAÇÃO–NEPA, 2011). 
Inclusive as tabelas de composição de alimentos utilizam esse método para indicar o 
teor de carboidratos nos alimentos (GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ, 2018). A partir 
de um olhar atento à metodologia analítica da Tabela Brasileira de Composição dos 
Alimentos (TACO), podemos ver que, para determinação de carboidrato, temos: 
“O teor de carboidratos foi calculado pela diferença entre 100 e a soma das 
porcentagens de água, proteína, lipídeos totais, cinzas e álcool (quando presente). Os 
valores de carboidratos incluem a fibra alimentar total.” (NÚCLEO DE ESTUDOS E 
PESQUISAS EM ALIMENTAÇÃO–NEPA, 2011). 
Dessa forma podemos encontrar o valor de Carboidrato total utilizando a seguinte 
equação: 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝐮𝐦𝐢𝐝𝐚𝐝𝐞 + 𝐑𝐌𝐅 + 𝐩𝐫𝐨𝐭𝐞í𝐧𝐚𝐬 + 𝐥𝐢𝐩í𝐝𝐢𝐨𝐬) 
Para fixar melhor o cálculo, vamos aplicá-lo em um exemplo: 
Um analista, ao avaliar uma amostra de alimentos, encontrou os seguintes resultados: 
• Umidade: 40,2% 
• RMF (cinzas): 1,3% 
• Proteínas: 12,1% 
• Lipídios: 3,7% 
Aplicando o cálculo de carboidrato por diferença, qual o teor de carboidratos totais 
presentes na amostra analisada? 
Para responder essa questão basta aplicar a equação apresentada anteriormente. 
 
 
 
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Então: 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝐮𝐦𝐢𝐝𝐚𝐝𝐞 + 𝐑𝐌𝐅 + 𝐩𝐫𝐨𝐭𝐞í𝐧𝐚𝐬 + 𝐥𝐢𝐩í𝐝𝐢𝐨𝐬) 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝟒𝟎, 𝟐 + 𝟏, 𝟑 + 𝟏𝟐, 𝟏 + 𝟑, 𝟕) 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 = 𝟏𝟎𝟎 − 𝟓𝟕, 𝟑 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 = 𝟒𝟐, 𝟕% 
Temos 42,7% de carboidrato total na amostra. Podemos também expressar o mesmo 
valor como 42,7g de carboidrato total/100g de amostra. 
Além do conceito de carboidratos totais, pode-se calcular os carboidratos 
metabolizáveis por diferença onde, além da fração de água, proteína, lipídeos totais, 
cinzas, exclui-se a fração chamada de fibra alimentar de 100g da amostra 
(UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO e FOOD RESEARCH CENTER, 2020). 
Dessa forma, podemos encontrar o valor de Carboidrato metabolizáveis utilizando a 
seguinte equação: 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨𝐬 𝐦𝐞𝐭𝐚𝐛𝐨𝐥𝐢𝐳á𝐯𝐞𝐢𝐬 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝐮𝐦𝐢𝐝𝐚𝐝𝐞 + 𝐑𝐌𝐅 + 𝐩𝐫𝐨𝐭𝐞í𝐧𝐚𝐬 + 𝐥𝐢𝐩í𝐝𝐢𝐨𝐬 + 𝐟𝐢𝐛𝐫𝐚 𝐚𝐥𝐢𝐦𝐞𝐧𝐭𝐚𝐫) 
Para fixar melhor esse novo cálculo, vamos aplicá-lo no exemplo anterior. 
Um analista, ao avaliar uma amostra de alimentos, encontrou os seguintes resultados: 
• Umidade: 40,2% 
• RMF (cinzas): 1,3% 
• Proteínas: 12,1% 
• Lipídios: 3,7% 
• Fibra alimentar: 6,3% 
Aplicando o cálculo de carboidrato metabolizável por diferença, qual o seu teor 
encontrado na amostra analisada? 
Para responder essa questão, basta aplicar a equação visualizada anteriormente: 
 
 
 
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Então: 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨𝐬 𝐦𝐞𝐭𝐚𝐛𝐨𝐥𝐢𝐳á𝐯𝐞𝐢𝐬 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝐮𝐦𝐢𝐝𝐚𝐝𝐞 + 𝐑𝐌𝐅 + 𝐩𝐫𝐨𝐭𝐞í𝐧𝐚𝐬 + 𝐥𝐢𝐩í𝐝𝐢𝐨𝐬 + 𝐟𝐢𝐛𝐫𝐚 𝐚𝐥𝐢𝐦𝐞𝐧𝐭𝐚𝐫) 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨𝐬 𝐦𝐞𝐭𝐚𝐛𝐨𝐥𝐢𝐳á𝐯𝐞𝐢𝐬 = 𝟏𝟎𝟎 − (𝟒𝟎, 𝟐 + 𝟏, 𝟑 + 𝟏𝟐, 𝟏 + 𝟑, 𝟕 + 𝟔, 𝟑) 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨𝐬 𝐦𝐞𝐭𝐚𝐛𝐨𝐥𝐢𝐳á𝐯𝐞𝐢𝐬 = 𝟏𝟎𝟎 − 𝟔𝟑, 𝟔 
𝐂𝐚𝐫𝐛𝐨𝐢𝐝𝐫𝐚𝐭𝐨𝐬 𝐦𝐞𝐭𝐚𝐛𝐨𝐥𝐢𝐳á𝐯𝐞𝐢𝐬 = 𝟑𝟔, 𝟒% 
Temos 36,4 % de carboidrato metabolizável na amostra. Podemos também expressar o 
mesmo valor como 36,4g de carboidrato metabolizável/100g de amostra. 
4.3 Fibras alimentares 
De acordo com a RDC n° 429/2020 que dispõe sobre a rotulagem nutricional dos 
alimentos embalados, a Fibra alimentar é: o “polímero de carboidrato com três ou mais 
unidades monoméricas que não são hidrolisadas pelas enzimas endógenas do trato 
digestivo humano” (BRASIL, 2020). 
Por não serem hidrolisadas, elas também não fornecem qualquer tipo de nutriente para 
o organismo, no entanto, é importante constar na dieta humana, pois ajudam na 
regulação do trânsito intestinal. 
As fibras alimentares podem ser classificadas de acordo com a sua solubilidade: 
• As fibras solúveis aumentam a viscosidade do conteúdo gastrointestinal e 
diminuem a velocidade do esvaziamento e difusão de nutrientes. São exemplos 
de fibras solúveis as gomas, mucilagens, grande parte das pectinas e algumas 
hemiceluloses (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
• As fibras insolúveis reduzem o tempo de trânsito intestinal, formam o bolo fecal 
e reduzem a absorção da glicose, assim como a digestão de outros carboidratos 
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008). 
Existem diversos métodos que se propõem quantificar a fibra alimentar. Em sua maioria, 
eles consideram a definição química, poucos tentam medir o conceito fisiológico da 
fibra. Diante disso, podemos destacar os três princípios analíticos mais usuais: 
 
 
 
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• A análise que se propõem a quantificar os componentes presentes na parede 
celular vegetal; 
• O princípio químico que mede a fibra alimentar como o somatório dos seus 
constituintes; 
• O princípio enzimático-gravimétrico que propõem quantificar os resíduos 
resistentes ao processo de digestão (FREITAS et al., 2011). Este último princípio 
é, inclusive, o método descrito no item a seguir. 
4.3.1 Determinação da Fibra alimentar total pelo Método enzimático-gravimétrico 
Este método, apesar de alguns autores terem propostos alterações, tem como princípio 
básico as amostras secas e desengorduradas (em duplicatas) serem tratadas com 
enzimas a-amilase em tampão fosfato pH 6,0. Esta etapa tem como finalidade a quebra 
do carboidrato amido. Dando sequência ao processo, a amostra é então tratada com 
enzimas proteases e amiloglucosidase para remover proteínas e amido. 
Dessa forma, após o tratamento enzimático, temos uma solução contendo as fibras 
solúveis e insolúveis. Para precipitação das fibras solúveis, adiciona-se etanol a 95%. O 
resíduo total é separado utilizando o processo de filtração e lavado com álcool e 
acetona. Na sequência, o resíduo é seco em estufa e pesado. Como vimos 
anteriormente, o método necessita ser realizado em duplicata, visto que uma das 
amostras é utilizada para determinar o teor de proteína e, a outra, o teor de RMF (cinzas) 
da amostra (FREITAS et al., 2011). 
Materiais, equipamentos e reagentes utilizados para determinar a fibra alimentar total 
pelo Método enzimático-gravimétrico (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008): 
• Estufa; 
• Mufla; 
•