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Métodos de determinação de extrato etéreo, 
proteína bruta e fibra em detergente neutro 
 
Tatiani Mayara Galeriani 
Bruno Marcos Nunes Cosmo* 
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” – Unesp 
 
*Correspondência para: brunomcosmo@gmail.com 
 
 
1. INTRODUÇÃO 
 Dentro da bromatologia que é a ciência dedica ao estudo dos alimentos e sua constituição, muitos 
procedimentos são empregados visando gerar informações que poderão ser utilizadas pela indústria, 
agropecuária e pela saúde, tais informações podem ser utilizadas na formação das rações animais, ou como 
formas de identificar adulterantes de alimentos processados, podem ainda ser empregadas para detectar 
contaminantes em alimentos e afins. 
 A bromatologia tem como objetivo principal trabalhar com os constituintes significativos dos alimentos, 
ou seja, aqueles presentes em quantidades superiores a 1%, neste sentido, dentre as principais determinações 
que podem ser realizadas encontram-se a umidade, as cinzas, os lipídios, a proteína e as fibras, a partir destas 
análises e/ ou amostras, podem ser obtidas ou realizadas novas avaliações mais específicas. 
 Continuando o exemplo anterior, após a determinação de cinzas em geral se obtém a parcela 
mineral da amostra, a partir desta podem ser determinados individualmente os componentes 
minerais por meio de procedimentos mais sensíveis a concentrações menores dos elementos, ou ainda, 
pode-se constatar a existência de compostos como areia que podem ser utilizadas como adulterante das 
amostras. 
 O exemplo das cinzas demonstra a importância industrial da bromatologia, contudo outros elementos 
como os lipídeos, proteínas e fibras também apresentam grande aplicação e possuem processos diversificados 
para serem quantificados, que podem focar em determinar uma parcela distinta dos elementos, por exemplo, 
as fibras podem ser determinadas em detergente neutro ou ácido e com isso as fibras quantificadas em cada 
procedimento podem diferir. 
 Neste contexto, o presente trabalho teve por objetivo apresentar alguns métodos de determinação de 
extrato etéreo (lipídeos), proteína bruta e fibras, apresentando o procedimento completo em alguns casos e 
algumas considerações sobre o método em outros. 
 
2. DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO, PROTEÍNA BRUTA E FIBRA 
2.1. MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO 
 A avaliação da qualidade nutricional dos alimentos é determinada pela análise de sua composição 
química. Uma das análises requeridas é a determinação de lipídios. Os lipídios são compostos orgânicos 
energéticos que contém ácidos graxos essenciais ao organismo e atuam como transportadores de vitaminas 
lipossolúveis. Os métodos mais usados são o de Goldfisch e Soxhlet, que empregam de 4 a 6 horas de extração 
(Gomes e Simeone, 2012). 
 
 
http://www.fcav.unesp.br/rab 
e-ISSN 2594-6781 
Volume 4 (2020) 
 
Artigo publicado em 17/03/2020 
 
http://dx.doi.org/10.29372/rab202010
http://www.fcav.unesp.br/rab
 
 
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 Os lipídios são componentes do alimento insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos, tais como 
éter etílico e de petróleo, acetona, clorofórmio, benzeno e álcoois, são solventes apolares que extraem a fração 
lipídica neutra que inclui ácidos graxos livres, triglicerídeos, ceras, esteróis, pigmentos e vitaminas (Cecchi, 
2003; Islabão, 1986). 
 Segundo Cecchi (2003), o conteúdo de gordura varia de acordo com o tipo de alimento, por exemplo: 
• Cereais: 3 – 5%; 
• Carne: 16 – 25%; 
• Peixes: 0,1 – 20 %; 
• Vegetais: 0,1 – 1,2%. 
 Segundo Gomes e Simeone (2012), a determinação de lipídios em alimentos ou determinação de extrato 
etéreo é fundamentada na extração em solventes orgânicos. O extrato etéreo é definido como a soma das 
substâncias extraídas pelo éter. Nesta determinação o éter é aquecido, volatizado e condensado, caindo sobre a 
amostra (Islabão, 1986). 
2.1.1. EXTRAÇÃO COM SOLVENTE A QUENTE 
 O método está baseado em três fases: A) Extração da gordura da amostra do alimento com solvente; B) 
Eliminação do solvente por evaporação; e C) O extrato é quantificada por pesagem. A escolha do solvente 
depende dos componentes existentes no alimento, o solvente se torna mais eficiente em amostras secas, pois 
facilitam sua penetração (Cecchi, 2003). 
 Para os alimentos processados, é necessário prepará-los para a extração de gordura por hidrólise ácida ou 
básica, ou utilizar outros métodos e, por fim, é necessário que haja um controle da temperatura e do tempo de 
exposição da amostra ao solvente (Cecchi, 2003). 
 A eficiência do método depende de vários fatores como: a natureza do material; tamanho da amostra; 
tamanho das partículas; umidade; natureza do solvente; ligação dos lipídeos com outras moléculas da 
amostra; circulação e velocidade de fluxo (Cecchi, 2003). 
 Quanto ao tipo de solvente, os dois mais utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico. O éter etílico é 
um solvente que além de extrair gordura, pode extrair também vitaminas, esteróides, resinas e pigmentos, o 
que ocasiona erro quando se deseja determinar apenas gordura. Por outro lado, ele é menos usado por que é 
mais caro, perigoso e pode acumular água durante a extração. Portanto, o éter de petróleo é mais utilizado, 
pois apresenta baixo ponto de ebulição e alta capacidade de extrair compostos orgânicos (Cecchi, 2003). 
2.1.1.1. EXTRATOR SOXHLET 
 O extrator de Soxhlet é uma peça de material de vidro de laboratório inventada em 1879 por Franz Von 
Soxhlet. Criado com a finalidade de extrair lipídeos utilizando material sólido (NOVA, 2006). 
 
Figura 1: Extrator Soxhlet a esquerda (Extraído de Marconi, 2015) e Componentes do extrator a direita 
(Extraído de NOVA, 2006). 
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 O método de Soxhlet apresenta características como: A) É um extrator com refluxo de solventes; B) 
Processo intermitente; C) Utilizado apenas com amostras sólidas; D) Evita alta temperatura de ebulição do 
solvente, pois a amostra não fica todo o tempo em contato com o solvente quente; E) Como desvantagem o 
solvente sofre saturação (Cecchi, 2003). 
 Esta técnica inicia-se colocando a amostra seca enrolada num envelope de papel filtro dentro do Soxhlet. 
O solvente é aquecido num balão de fundo chato, originando vapor. O vapor proveniente do solvente aquecido 
passa para o condensador onde é refrigerado passando ao estado líquido e enchendo o extrator até o nível do 
tubo lateral. Com o tempo, o solvente vai arrastando compostos solúveis da amostra (Cecchi, 2003; NOVA, 
2006). 
 Nesse método se utiliza o aparelho extrator de Soxhlet, cartucho de Soxhlet ou papel de filtro de café, 
balão de fundo chato de 250 mL, dessecador e reagente (éter de petróleo), reduzindo a solubilidade de 
substâncias não lipídicas (Zenebon et al., 2008; UFSC, 2013). 
 O método consiste na pesagem de 2 a 5g da amostra do alimento seco e colocar essa amostra no cartucho 
de Soxhlet ou em papel de filtro de café amarrar com fio de lã previamente desengordurado ou enrolar no 
próprio papel filtro. Transferir o cartucho “vedado” (para evitar vazamento e contaminação) para o extrator 
(Zenebon et al., 2008). 
 Acoplar o extrator ao balão de fundo chato. Adicionar o éter em quantidade suficiente para um Soxhlet e 
meio. Manter, sob aquecimento em chapa elétrica, a extração contínua por 8 horas. Retirar o cartucho, 
destilar o éter e transferir o balão com o resíduo extraído para estufa a 105ºC, mantendo por cerca de uma 
hora. Resfriar em dessecador até a temperatura ambiente e pesar novamente o extrato obtido (Zenebon et al., 
2008). 
2.1.2. EXTRAÇÃO COM MISTURA DE SOLVENTE A FRIO 
2.1.2.1. MÉTODO DE BLIGH E DYER 
 Em 1959, Bligh e Dyer, sugeriram um método de extração de gordura a frio que utilizava uma mistura de 
três solventes: clorofórmio, metanol e água.Inicialmente, a amostra é misturada com metanol e clorofórmio 
gerando uma só fase com a mesma (Cecchi, 2003). 
 Em seguida, adiciona-se mais clorofórmio e água de maneira a formar duas fases distintas: uma de 
clorofórmio contendo os lipídeos, e outra de metanol mais água, contendo as substâncias não lipídicas. A fase 
de clorofórmio com a gordura é isolada e, após a evaporação do clorofórmio, obtém-se a quantidade de gordura 
por pesagem (Cecchi, 2003). 
 Esse método apresenta uma série de vantagens em relação as extrações a quente: extrai todas 
as classes de lipídios, inclusive os polares; os lipídios são extraídos sem aquecimento, e os extratos podem ser 
utilizados para avaliação de deterioração dos lipídeos através dos índices de peróxidos e ácidos graxos 
livres, além das determinações do teor de carotenóides, vitaminas e a composição de ácidos graxos e 
esteróis e, podem ser utilizados por produtos que apresentam ou não umidade (amostras secas ou úmidas) 
(Cecchi, 2003). 
 Segundo Brum (2004), para a extração dos lipídios, são pesados aproximadamente 10 g de cada 
amostra. Em um erlenmeyer de 250 mL adicionados 50 mL de metanol, 25 mL de clorofórmio e 10 mL de 
água. O erlenmeyer deve ser tampado e colocado em agitador por 20 minutos, em seguida, são adicionados 
mais 25 mL de clorofórmio e 25 mL de solução de sulfato de sódio (1,5 %). Agita-se a mistura por mais 2 
minutos. 
 A solução com a amostra deve ser transferida para um funil de separação, onde ocorre a formação do 
sistema bifásico, a camada inferior, ou seja, a fase orgânica rica em clorofórmio e que contém os lipídios, é 
removida para um erlenmeyer. Essa miscela é filtrada através de um funil pequeno como papel filtro contendo 
sulfato de sódio anidro, sendo, em seguida retiradas alíquotas de 3 mL para análises de lipídios 
totais, o restante da miscela é concentrado a vácuo em evaporador rotativo com recuperação do solvente 
(Brum, 2004). 
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2.1.3. OUTROS MÉTODOS 
2.1.3.1. MÉTODOS DE GOLDFISH 
 Esse método é semelhante ao Soxhlet, ele também utiliza refluxo de solvente para extração, o processo de 
extração é contínuo e portanto, mais rápido, pode ser utilizado somente com as amostras sólidas (Cecchi, 
2003). 
 Possui a desvantagem do contato do solvente muito quente com a amostra, o que pode acarretar na 
degradação da gordura e tem como vantagem utilizar menos solvente e ser mais rápido, pois o método, sendo 
contínuo, faz com que a amostra esteja permanentemente em contato com o solvente (Cecchi, 2003). 
2.1.3.2. MÉTODO DE FOLCH ET AL. 
 Deve-se pesar 5 g da amostra em erlenmeyer de 250 mL com tampa de vidro, adicionando-se inicialmente 
25 mL de metanol. A homogeneização é realizada por 5 minutos em um agitador, com agitação vigorosa. Após 
esta etapa, são adicionados 50 mL de clorofórmio e a agitação é efetuada por mais 10 minutos. A mistura é 
filtrada a vácuo, sendo o resíduo sólido ressuspendido por uma solução em 30 mL de clorofórmio-metanol (2:1) 
e homogeneizado por 5 minutos (Brum, 2004). 
 Após a filtração, o sólido deve ser lavado mais uma vez com 50 mL de clorofórmio e com 25 mL de 
metanol. Os filtrados combinados devem ser transferidos para um funil de separação. 25% do volume total é 
adicionado de uma solução de KCl 0,88%. A mistura deve ser agitada vigorosamente e levada para repouso 
(Brum, 2004). 
 A fase inferior, ou seja, o extrato de clorofórmio contendo os lipídios, é removida para um erlenmeyer, 
sendo recolhida em papel filtro com sulfato de sódio anidro (remoção de traços de água). São retiradas 
alíquotas de 3 mL para análises de lipídios totais. O restante é concentrado a vácuo em evaporador rotativo 
com recuperação do solvente (Brum, 2004). 
2.1.3.3. MÉTODO DE HARA E RADIN 
 A extração utiliza a adição de 40 mL de isopropanol em 10 g da amostra pesadas em erlenmeyer de 250 
mL com tampa de vidro com homogeneização em agitador por 2 minutos. Segue-se imediatamente a adição de 
60 mL de n-hexano com homogeneização no agitador por mais 2 minutos. Filtra-se a vácuo, suspendendo a 
amostra decantada no erlenmeyer, em 25 mL de mistura n-hexano-isopropanol 3:2 e filtrando-se novamente 
(Brum, 2004). 
 O filtrado é transferido para um funil de extração de 250 mL ao qual se adiciona 60 mL de solução de 
sulfato de sódio (preparada na concentração de 1g de Na2SO4 anidro/15 mL de solução). Procede-se agitação 
vigorosa até repouso completo para melhor visualização da separação das fases. Retira-se uma alíquota de 3 
mL da fase superior (miscela rica em n-hexano) com pipeta volumétrica, que será transferida para erlenmeyer 
de 50 mL previamente tarado para determinação do conteúdo de óleo (Brum, 2004). 
2.2. MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA 
 As proteínas se caracterizam por serem um grupo abundante de macromoléculas, que são encontradas 
dentro ou fora das células, possuindo importância vital aos seres vivos. As proteínas são polímeros formados 
por unidades de aminoácidos, e estes fazem ligações formando uma cadeia polipeptídica (Antônio et al., 2006; 
Almeida et al., 2013). 
 A determinação da proteína de um alimento é baseada no nitrogênio. Geralmente, esse processo é 
realizado através do processo de digestão Kjeldahl. O método determinada o teor de nitrogênio orgânico, ou 
seja, o nitrogênio proveniente de outras fontes além das proteínas, e por isso existe um certo erro dentro do 
método (Antônio et al., 2006). 
2.2.1. MÉTODO KJELDAHL 
 Por mais de 120 anos, o método Kjeldahl vem sendo o padrão oficial em todo o mundo para determinação 
de nitrogênio em diversos alimentos, como, queijo, leite, carne, grãos, farinhas, cereais etc. Esse método é 
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considerado um método de determinação indireta, pois determina a quantidade de nitrogênio orgânico total 
(Araújo e Junior, 2013). 
 De modo geral, é baseado no aquecimento da amostra com ácido sulfúrico e catalisador para a digestão 
até que o carbono e o hidrogênio sejam oxidados. O nitrogênio da proteína da amostra do alimento é reduzida 
em sulfato de amônio. Então, adiciona-se o NaOH concentrado e aquece-se para a liberação da amônia dentro 
de um volume conhecido de uma solução de ácido bórico, formando borato de amônia. O borato de amônia 
formado é dosado com uma solução ácida (HCl) padronizada (Morais, 2012). Esse processo inclui três passos 
que são: digestão, destilação e titulação (Araújo e Junior, 2013): 
➢ A) Digestão: A amostra é colocada no frasco de digestão e, é digerido pelo aquecimento na 
presença de ácido sulfúrico e um catalisador. Converte todos os compostos de nitrogênio em 
compostos de aminas. 
➢ B) Destilação: Depois da digestão o frasco é conectado a um destilador de nitrogênio. 
Adiciona-se hidróxido de sódio, que converte o sulfato de amônio em gás amônia. 
➢ C) Titulação: o conteúdo de N é estimado por titulação do borato de amônio com ácido 
sulfúrico ou clorídrico. A concentração de íons H+ gasto na titulação equivalem a concentração 
do nitrogênio. A concentração de N é então convertida em proteína usando um fator 
apropriado. 
 Agora serão mais explorados os processos de cada etapa. No procedimento se utiliza materiais como: a 
amostra do alimento, ácido sulfúrico concentrado (H2SO4), solução de HCl, NaOH, catalizador metálico 
(CuSO4), sulfato de potássio (K2SO4), tubo de Kjeldahl, bloco digestor, destilador, erlenmeyer 250 mL e bureta 
(Araújo e Junior, 2013). 
 O procedimento inicia com a etapa de digestão da amostra (amostra moída), pesa-se 0,2 g da amostra e 
em seguida enrola-se no papel manteiga (de rápida degradação). A amostra é colocada com o papel no tubo de 
Kjeldahl e adiciona-se 2g da mistura catalítica que acelera o processo de oxidação da matéria orgânica, em 
seguida é colocado cuidadosamente de 2 a 5 mL de ácido sulfúrico.Utiliza-se também o sulfato de potássio 
para aumentar o ponto de ebulição do ácido sulfúrico, tornando a digestão mais eficiente. Depois o tubo é 
colocado em bloco digestor, o aquecimento da amostra com ácido sulfúrico para digestão, faz com que o C e H 
sejam oxidados e o N da proteína seja reduzido e transformado em sulfato de amônio (Cecchi, 2003; Baratelli 
et al., 2011; Araújo e Junior, 2013). 
 A segunda etapa do procedimento é a destilação da amônia, coloca-se 4 mL de água destilada no tubo até 
dissolver a amostra. O tubo é resfriado e colocado, com a amostra, digerida no destilador. São adicionados 20 
mL de NaOH 40%, com a torneira fechada. Abre-se a torneira lentamente, logo após, a chave de aquecimento 
é ligada. Em um erlenmeyer coloca-se ácido bórico, junto com algumas gotas dos indicadores vermelho de 
metila e azul de metileno, esse erlenmeyer é colocado no bico do condensador (Cecchi, 2003; Galvani e 
Gaertner, 2006; Baratelli et al., 2011; Araújo e Junior, 2013). 
 Deixa-se destilar até adquirir uma coloração verde e, espera-se completar um volume de 
aproximadamente 50mL para garantir o término da evaporação e condensação de toda a amônia presente na 
amostra. Retira-se o erlenmeyer e desliga-se a chave de aquecimento. Nessa etapa a adição de NaOH 
concentrado e posterior aquecimento libera amônia na forma de gás dentro de um volume conhecido de uma 
solução de ácido bórico e indicador, formando borato de amônia, usando o aparelho chamado destilador de 
nitrogênio de Kjeldahl (Cecchi, 2003; Baratelli et al. 2011; Araújo e Junior, 2013). 
 Por fim, a última etapa é a titulação, o borato de amônia formado é dosado com uma solução ácida (HCl) 
padronizada até o ponto de viragem. Titula-se um volume de NaOH até a solução que estava no erlenmeyer 
adquirir uma coloração avermelhada, nesse momento anota-se o valor de solução ácida gasto e com equações 
pode-se chegar ao valor de nitrogênio orgânico da amostra (Cecchi, 2003; Galvani e Gaertner, 2006; Baratelli 
et al. 2011; Araújo e Junior, 2013). 
 Com esse procedimento é possível determinar a quantidade de nitrogênio e multiplicando 
essa quantidade por um fator que geralmente é 6,25 se obtém o valor da proteína bruta da amostra (Cecchi, 
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2003; Araújo e Junior, 2013). Todas as reações químicas que ocorrem nas três etapas são mostradas na 
Figura 2. 
 
Figura 2: Etapas do processo de determinação de nitrogênio pelo método Kjeldahl. Extraído de Galvani e 
Gaertner (2006). 
2.2.2. MÉTODO DO BIURETO 
 As origens do método podem ser traçadas em 1915. O método baseia- se na reação do reativo biureto, que 
é constituído de uma mistura de cobre e hidróxido de sódio com um complexante que estabiliza o cobre em 
solução, sendo o tartarato de sódio o recomendado. O cobre, em meio alcalino, reage com proteínas formando 
um complexo com a ligação peptídica. O produto de reação apresenta duas bandas (270 e 540 nm) (Zaia, 1998). 
 Apesar da banda na região de 270 nm aumentar em seis vezes a sensibilidade do método do biureto, a 
banda na região de 540 nm é a mais utilizada para fins analíticos, porque diversas substâncias, normalmente 
presentes na maioria dos meios analisados, absorvem na região de 270 nm causando muita interferência no 
método (Zaia, 1998). 
2.2.3. MÉTODO DE LOWRY 
 O método baseia-se numa mistura contendo molibdato, tungstato e ácido fosfórico, que sofre uma redução 
quando reage com as proteínas, na presença do catalisador cobre, e produz um composto com absorção 
máxima em 750 nm. Alguns autores sugerem que esta redução ocorra diretamente através das cadeias 
laterais de alguns aminoácidos, que contribuem com quatro elétrons, ou através da retirada de dois elétrons 
de cada unidade tetrapeptídica dos peptídeos e proteínas, que é facilitada pela formação do quelato entre o 
cobre e os peptídeos/proteínas (Zaia, 1998). 
 Esse método apresenta como vantagem a alta sensibilidade. Tem sido utilizado em diversos meios, como: 
suco biliar, plasma sanguíneo e saliva humana. Em comparativo com outras metodologias, mostrou-se mais 
sensível, com melhor exatidão, menor consumo de amostra e, em alguns casos menos suscetível a alguns tipos 
de interferências (Zaia, 1998). 
2.2.4. MÉTODO DE BRADFORD 
O método de Bradford é uma técnica para a determinação de proteínas totais que utiliza o corante de 
“Coomassie brilliant blue” BG-250. Este método é baseado na interação entre o corante 
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BG-250 e macromoléculas de proteínas que contém aminoácidos de cadeias laterais básicas ou aromáticas 
(Zaia, 1998). 
 No pH de reação, a interação entre a proteína de alto peso molecular e o corante BG-250 provoca o 
deslocamento do equilíbrio do corante para a forma aniônica, que absorve fortemente em 595 nm. Esse método 
é sensível e rápido (Zaia, 1998). 
2.2.5. MÉTODO DE ABSORÇÃO NO ULTRAVIOLETA 
 Este método é baseado no fato de que as proteínas mostram absorção na região de 280 nm e na região 
abaixo de 220 nm, sendo a primeira devido a diversos aminoácidos (fenilalanina, cisteína, cistina, metionina, 
triptofano, histidina e tirosina), e a segunda devido à ligação peptídica. No entanto, em 280 nm, em pH 
neutro, somente os aminoácidos triptofano, tirosina e cistina possuem uma absortividade molar 
significativamente grande (Zaia, 1998). 
 O método tem sido muito utilizado durante os procedimentos de purificação e separação de proteínas 
para a quantificação das mesmas. Suas principais vantagens são de não destruir a amostra e de ser rápido, na 
literatura raramente são descritas outras aplicações além desta. O principal motivo é que, em amostras 
complexas, diversas substâncias absorvem no ultravioleta tornando os resultados pouco confiáveis (Zaia, 
1998). 
2.3. MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO DE FIBRA 
2.3.1. MÉTODO DE VAN SOEST 
 Van Soest propôs em 1965, um método para determinação de fibra de amostras que considera que os 
constituintes das plantas podem ser divididos em conteúdo celular (lipídios, compostos nitrogenados, 
gorduras, amido e outros compostos solúveis em água) e parede celular (proteínas insolúveis, hemicelulose, 
celulose e lignina). Este método parece similar ao método de Weende, mas, apresenta diferença em relação a 
fibra (Salman et al, 2010). 
 Segundo Salman et al (2010), o método da análise de fibras foi subdividido em fibra em detergente neutro 
e fibra em detergente ácido. No método da fibra em detergente, consiste-se separar o conteúdo celular da 
parede celular (celulose, hemicelulose e lignina), isso é realizado por meio do aquecimento de parte da amostra 
em solução de detergente neutro. O conteúdo celular solubiliza-se no detergente, enquanto a parede celular 
não, podendo ser separada por filtragem (Salman et al, 2010). 
 Na fibra em detergente ácido, se utiliza solução de detergente ácido que faz com que a hemicelulose 
solubiliza-se, o resíduo não digerido contém celulose e lignina, que é separada por filtragem. Para calcular a 
hemicelulose é feita a determinação pela diferença entre a FDN e FDA. A porção solúvel é aproveitada inteira 
pelos ruminantes ou outros herbívoros e por alguns monogástricos não herbívoros (Sabioni, 1989; Salman et 
al, 2010). 
 Para a realização deste método, alguns autores preconizam que se deve secar e moer as amostras. Destas 
amostras, pesa-se 0,6 g em um béquer de vidro de 500 mL. Onde posteriormente é adicionado 50 mL de 
detergente neutro, o béquer contendo as amostras e o detergente são alocados num aparelho digestor. A 
temperatura é ajustada para que as amostras permaneçam em ebulição sobre um refluxo, durante uma hora. 
Após, esse tempo as amostras são lavadas e filtradas sob vácuo nos cadinhos filtrantes. Os cadinhos em 
seguida são levados para secar em estufa a 105ºC durante 8horas. Após, retirados, são colocados em 
dessecador para atingir a temperatura ambiente e pesados (Callegaro et al, 2005; Monzani, 2013). 
2.3.2. MÉTODO SEQUENCIAL EM AUTOCLAVE COM SAQUINHOS TNT (TRAMA FINA GROSSA) - 
FDN 
 Esse método é uma adaptação do método de Van Soest, nele pesa-se cerca de 0,6 g de amostra, seca e 
moída, que é colocada em saquinhos de TNT que foram confeccionados e selados com uma máquina seladora, 
com posterior identificação. Os saquinhos com as amostras são colocados em béqueres, um para cada amostra, 
em seguida adiciona-se 60 mL de detergente neutro (aniônico) e 3 gotas de alfa-amilase, posteriormente, todos 
os béqueres são levados para autoclave na temperatura de 105ºC por 1 hora (Monzani, 2013). 
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 Após esse período de incubação na autoclave, os saquinhos são lavados com água fervida, para eliminar 
todo o resíduo do detergente presente na amostra. Em seguida, os saquinhos já lavados e “espremidos” são 
alocados em bandejas de vidro e levados à estufa a 105 ºC por 4 horas. Depois desse período, os saquinhos são 
retirados e colocados em dessecador para atingir a temperatura ambiente para pesagem (Monzani, 2013). 
2.3.3. MÉTODO SEQUENCIAL EM AUTOCLAVE COM SAQUINHOS TNT (TRAMA FINA GROSSA) – 
FDA 
 O método é bem semelhante ao usado para determinar FDN, os saquinhos contendo amostra são 
acondicionados em frascos de plástico onde é adicionado 60mL do detergente ácido (catiônico) CTAB Brometo-
Cetiltrimetilamônio e uma solução de ácido sulfúrico 72% para determinar o teor de lignina em detergente 
ácido, posteriormente, todos os béqueres são levados à autoclave na temperatura de 105 ºC por 1 hora 
(Monzani, 2013). 
 Após esse período de incubação na autoclave, os saquinhos são lavados com água fervida, para eliminar 
todo o resíduo do detergente presente na amostra. Em seguida, os saquinhos já lavados e “espremidos” são 
alocados em bandejas de vidro e levados a estufa a 105 ºC por 4 horas. Depois desse período, os saquinhos são 
retirados da estufa e colocados no dessecador para atingirem a temperatura ambiente e serem pesados 
(Monzani, 2013). 
 
3. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 Ao final deste trabalho foi possível identificar como são realizados alguns dos principais procedimentos 
para a determinação de extrato etéreo, proteína bruta e fibras, em algumas situações o procedimento foi 
apresentado de forma detalhada, enquanto em outras foram apresentados alguns comentários sobre sua 
importância e caracterização. 
 O conhecimento sobre diversas metodologias de análise e suas aplicações, permitem ao profissional 
definir qual o melhor procedimento a ser empregado e/ ou quais são as informações que ele poderá obter com o 
mesmo e em que contextos poderá aplicá-las. 
 Portanto, independentemente das avaliações, o conhecimento de procedimentos que podem ser 
empregados é de extrema importância na flexibilidade profissional e na assertividade com a manipulação dos 
resultados obtidos. 
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http://dx.doi.org/10.29372/rab202010
 
 
doi: 10.29372/rab202010 
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