bussola 2 INSPIRALI

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2 ª E T A P A
Copyright © Inspirali Educação. Todos os direitos reservados.
Proibida a reprodução, mesmo que parcial, por qualquer meio e processo, sem a prévia 
autorização escrita da Inspirali Educação. 
21-64179 CDD-610.07
NLM-WB 100
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)
(Câmara Brasileira do Livro, SP, Brasil)
Bússola inspirali [livro eletrônico] : aluno :
2ª etapa / [organização José Lúcio Machado, 
Lena Vânia Carneiro Peres, Débora Cristina 
Alavarce]. -- 1. ed. -- Santo André, SP : 
Difusão Editora : Inspirali Educação, 2021. --
(Bussola inspirali ; 1)
PDF
ISBN 978-65-88166-29-1
1. Aprendizagem - Metodologia 2. Currículos
3. Estudantes de medicina 4. Medicina - Estudantes 
5. Medicina - Estudo e ensino 6. Medicina e saúde
I. Machado, José Lúcio. II. Peres, Lena Vânia 
Carneiro. III. Alavarce, Débora Cristina. IV. 
Série.
Índices para catálogo sistemático:
1. Medicina e saúde : Estudo e ensino 610.07
Maria Alice Ferreira - Bibliotecária - CRB-8/7964
SUMÁRIO 
2ª E T A P A
HABILIDADES/ESTAÇÕES CLÍNICAS ........................................................................07
 Objetivos e estratégias educacionais ..................................................................................08
 Expandir a compreensão, organizar informações e propor cuidados ..............09 
	 	 Objetivos	específicos	..................................................................................................11
	 	 Cognitivas	..........................................................................................................11
	 	 Psicomotoras	....................................................................................................11
Atitudinais	.........................................................................................................12
 Cronograma	EC/HM	..................................................................................................................14	
	 Saúde	Baseada	em	Evidência	................................................................................................16
	 Práticas	médicas	no	SUS	.........................................................................................................19
SITUAÇÕES-PROBLEMAS E ROTEIROS ....................................................................22
 
 Complexo temático I – Funções biológicas .......................................................23
Árvore	temática	1	.........................................................................................................30 
						 	 Agenda	para	TBL	........................................................................................................107
 Complexo temático II – Mecanismos de agressão e defesa............................................71
 Árvore	temática	2 ...........................................................................................................73
Agenda para TBL ........................................................................................................109
 Complexo	temático	III	–	Integração	processos	fisiológicos	e	ambiente....................110 
 Árvore	temática	3	......................................................................................................112
	 Agenda	para	TBL	........................................................................................................139
ÍCONES
ÍCONE SIGNIFICADO
Vídeo disparador disponível na plataforma.
Videoaula disponível na plataforma.
Vídeo interativo disponível na plataforma.
Vídeo de animação disponível na plataforma.
Aula interativa disponível na plataforma.
Material de apoio disponível na plataforma.
Tarefa, questionário ou caso disponível na plataforma.
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7
HABILIDADES/
ESTAÇÕES 
CLÍNICAS
2ª E T A P A
8
OBJETIVOS E 
ESTRATÉGIAS 
EDUCACIONAIS
HABILIDADES/ESTAÇÕES CLÍNICAS
9
As atividades de Estações Clínicas (EC) fazem parte da unidade 
curricular Habilidades Médicas (HM), junto com Saúde Baseada 
em	Evidências	 (SBE),	da	1ª	a	8ª	etapa,	divididas	nos	dois	primeiros	
ciclos e abordam os elementos de comunicação em consulta, exame 
físico, raciocínio clínico, oferta de cuidados, decisões terapêuticas 
e seleção de exames complementares, além de relacionamento 
médico-paciente,	através	de	oficinas	práticas,	sala	de	aula	invertida,	
simulações com pacientes padronizados, e discussões em pequenos 
grupos (sínteses provisórias e novas sínteses).
As ECs trabalham as competências cognitivas (compreender os 
elementos da consulta e como utilizá-los na proposta de cuidado), 
psicomotoras (realizar os exames físicos apropriados) e atitudinais 
(reconhecer a pessoa entrevistada, valorar o que lhe foi dito e compor 
estes valores na experiência terapêutica).
Preferencialmente, cada etapa apresenta dois módulos temáticos, 
relacionados com os temas das outras unidades curriculares do mesmo 
período, mas há momentos em que esta sincronia não ocorre, mas sem 
configurar	problema	pois	os	temas	são	trabalhados	dentro	da	lógica	
da espiral construtivista, que permite abordagens em momentos 
diferentes, mas que mantenham seu diálogo
Agora, os estudantes acompanharão a mesma personagem nos dois 
módulos,	 todos	 idosos	 (cerca	de	60-65	anos)	 afetados	por	doenças	
crônicas não transmissíveis (hipertensão, diabetes, doença obstrutiva 
crônica) já diagnosticadas previamente, mas com adesão precária aos 
cuidados, relação frágil com o serviço de saúde, e problemas de cunho 
psicossocial (solidão e luto mal resolvido) além de consumo de tabaco 
ou álcool. 
Objetivos e 
Estratégias educacionais
EXPANDIR A COMPREENSÃO, ORGANIZAR
INFORMAÇÕES E PROPOR CUIDADOS
10
Estas situações permitirão diálogo não só com PMSUS e NCS, mas 
também com a antropologia. Nestes dois módulos, os estudantes 
entrarão em contato com as formas de estruturar uma história clínica 
(convencional ou centrada na pessoa), com os exames qualitativos 
gerais, de linfonodos, oroscopia e exames cardiopulmonares.
Eles iniciarão com as pessoas sem alterações perceptíveis, para 
treinarem sua percepção dos estados normais e conseguirem comparar 
com os estados alterados nos cenários de prática em PMSUS.
Por	 fim,	 ao	 final	 do	 segundo	 módulo,	 realizaremos	 a	 oficina	 de	
Reanimação Cardiopulmonar (RCP) e desobstrução de vias aéreas 
por corpos estranhos, com uso de manequins de simulação realística. 
Esta	oficina	se	propõe	a	ser	o	primeiro	contato	dos	estudantes	com	
situações de emergência e não se encerra nesta etapa, sendo repetida 
e	aprimorada	nos	quatro	anos	e,	por	 isso,	não	 tem	como	finalidade	
formar socorristas.
As habilidades relacionadas à RCP serão avaliadas apenas a partir da 
oitava etapa.
11
COMPETÊNCIAS ESPERADAS
Ao	final	desta	etapa,	espera-se	que	os	estudantes	sejam	capazes	de	
demonstrar as seguintes competências, descritas aqui através da 
taxonomia de Bloom.
COGNITIVAS
1.	 Aplicar	 de	 forma	 mais	 segura	 o	 Método	 Clínico	 Centrado	 na	
Pessoa, sendo capaz de reconhecer e utilizar os elementos do SIFE 
(Sentimentos, Ideias, Funcionamento e Expectativa).
2.	Registrar	esses	dados	no	formato	de	história	clínica,	seja	no	modelo	
tradicional, seja no modelo SOAP, que permita discutir os elementos 
da entrevista em pequeno grupo.
3.	Identificar	a	maioria	dos	problemas	da	pessoa	entrevistada,	e	trazer	
ofertas – ainda que pouco complexas – de cuidados relacionados.
4.	Utilizar	os	critérios	de	confiabilidade	nas	fontes	bibliográficas.
5.	Buscar	e	manusear	adequadamente	as	informações	em	diferentes	
meios.
6.	Realizar	de	forma	sistemática	a	pesquisa	bibliográfica.
7.	Realizar	a	consulta	à	bibliografia	em	diferentes	cenários:	laboratório	
de informática, biblioteca central, acesso aos periódicos e à internet.
Objetivos
EspecíficosParte descendente
Parte horizontal
Parte ascendente
Papila maior do duodeno (papila duodenal maior)
Flexura duodenojejunal
MACROSCOPIA
INTESTINO DELGADO
DUODENO
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132
Saculações do colo
Tênias do colo
Apêndices omentais
Flexura direita do colo
Flexura esquerda do colo
JEJUNO (alças jejunais)
ÍLEO (alças ileais)
INTESTINO GROSSO
Valva ileocecal - Lábio ileocecal
Valva ileocecal - Lábio ileocólico
Apêndice vermiforme
CECO
COLO ASCENDENTE
COLO TRANSVERSO
COLO DESCENDENTE
COLO SIGMOIDE
133
Ampola do reto
Prega superior do reto
Prega média do reto
Prega inferior do reto
RETO
Linha pectínea - pectinada (linha anorretal)
Colunas anais
Seios anais
CANAL ANAL
MICROSCOPIA
Vilosidades	intestinais:	epitélio	e	lâmina	própria
Epitélio cilíndrico simples (células absortivas ou enterócitos), 
contém em seus polos apicais microvilosidades (borda em escova).
INTESTINO DELGADO
TÚNICA MUCOSA
134
Túnica mucosa:
• Células	caliciformes:	produtoras	de	muco,	menor	concentração	
em comparação ao intestino grosso.
Túnica submucosa
Túnica muscular
Túnica serosa
INTESTINO GROSSO
135
REFERÊNCIAS
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
136
Caracterização das principais enteroparasitoses causadas 
por protozoários
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE
NO LABORATÓRIO
1.	 Reconhecer	 microscopicamente	 os	 principais	 protozoários	
causadores de doenças, utilizando o laminário próprio para 
identificação.
2.	 Observar	 as	 características	 dos	 principais	 protozoários	 em	
microscópio	óptico	em	aumento	de	40,	100,	400	e	1.000X	(imersão).
137
REFERÊNCIAS
REY, L. Bases da parasitologia médica.	3.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	
Koogan,	2011.
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
138
REFERÊNCIAS SUGERIDAS
Básica
DUARTE, A. J. S. et al. Clínica médica:	atuação	da	clínica	médica,	sinais	
e sintomas de natureza sistêmica, medicina preventiva, saúde da 
mulher, envelhecimento e geriatria, medicina fí sica e reabilitação, 
medicina	 laboratorial	na	prática	médica.	V.1.	2.	ed.	Ba	rueri:	Manole,	
2016.
DUNCAN, B. B. et al. Medicina ambulatorial:	 condutas	 de	 atenção	
primária	baseadas	em	evidências.	4.	ed.	Porto	Alegre:	Artmed,	2013.
SOLHA,	R.	K.	de	T.	Saúde coletiva para iniciantes:	polí	ticas	e	práticas	
profissionais.	2.	ed.	São	Paulo:	Érica,	2014.
Complementar
CAMPOS, G. W. S. et al. Tratado de saúde coletiva.	2.	ed.	São	Paulo:	
Hucitec,	2012.
DA SILVA, S. F. Redes de atenção à saúde no SUS:	o	pacto	pela	saúde	e	
redes	regionalizadas	de	ações	de	serviços	de	saúde.	2.	ed.	Campinas:	
Saberes,	2013.
GARCIA, M. L. B. Manual de saúde da família.	Rio	de	Janei	ro:	Guanabara	
Koogan,	2015.
ROTHMAN,	K.	J.;	GREENLAND,	S.;	LASH,	T.	L.	Epidemio logia moderna.	3.	
ed.	Porto	Alegre:	Artmed,	2011.
ZANCHI, M. T.; ZUGNO, P. L. Sociologia da saúde.	3.	ed.	Caxias	do	Sul:	
Educs,	2012.
139
Agenda
para TBL
TBL TEMA
11
12
13
14
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https://www.ulife.com.br/inspirali
https://www.ulife.com.br/inspirali12
PSICOMOTORAS
1.	Realizar	a	aferição	de	peso,	altura	e	circunferência	abdominal	em	
uma pessoa adulta.
2.	Calcular	e	interpretar	o	Índice	de	Massa	Corpórea	(IMC),	a		partir	dos	
dados anteriores.
3.	Aferir	a	pressão	arterial,	frequência	cardíaca,	frequência	respiratória	
e temperatura, mesmo que de forma mecanizada. 
4.	Aplicar	alguma	escala	de	dor	para	pessoas	que	tragam	essa	queixa.
5.	Realizar	o	exame	 físico	qualitativo,	mesmo	com	dificuldade,	 com	
base		nos	elementos	trabalhados	na	oficina	prática.
6.	Realizar	exame	de	linfonodos,	mesmo	com	dificuldade.
7.	Realizar	exame	de	orocospia,	mesmo	com	dificuldade.
8.	Realizar	exame	cardíaco,	mesmo	com	dificuldade.
9.	Realizar	exame	pulmonar,	mesmo	com	dificuldade.
10.	Ao	final,	consegue	explicar	à	pessoa	o	significado	desses	achados.
11.	 Ser	 capaz	 de	 reconhecer	 situação	 de	 emergência	 relacionada	 à	
parada cardiorrespiratória e oferecer os primeiros socorros de suporte 
básico de vida.
12.	Ser	capaz	de	reconhecer	situação	de	obstrução	de	vias	aéreas	por	
corpo estranho e oferecer os primeiros socorros apropriados.
13
ATITUDINAIS
1.	Reconhecer	a	pessoa	entrevistada,	iniciar	e	manter	um	diálogo	com	
a mesma.
2.	Acolher	as	informações	obtidas	sem	juízo	de	valor.
3.	Respeitar	o	sigilo	da	entrevista.
4.	Ser	capaz	de	explicar,	depois	da	entrevista,	quem	foi	essa	pessoa,	
sua vida e seus problemas.
5.	Conseguir	organizar	as	bases	de	um	seguimento	da	pessoa	atendida	
entre as duas entrevistas.
ESTAÇÃO TEMA
1
Introdução do semestre, cronograma, conteúdos e avaliações
Reunir as novas turmas
2 1ª	Oficina	-	Exame	físico	geral,	oroscopia,	pulsos	e	linfonodos
3 1ª	Simulação
4 2ª	Simulação
5 3ª	Simulação
6 Síntese provisória
7 Nova síntese
8
APA meio semestre
Reteste
9 2ª	Oficina:	Exame	cardiopulmonar	
10 4ª	Simulação
11 5ª	Simulação
12 6ª	Simulação
13 Síntese provisória
Cronograma
EC/HM
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14 Nova síntese
15 3ª	Oficina	-	Suporte	Básico	de	Vida
16 APA	de	final	de	semestre
17 Avaliação prática
18 Avaliação prática
19 Avaliação prática
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16
SAÚDE BASEADA 
EM EVIDÊNCIA
HABILIDADES/ESTAÇÕES CLÍNICAS
17
AULA OBJETIVOS
01 Estudos de 
intervenção
- Compreender a importância da randomização como forma de equilibrar os grupos e 
garantir uma base semelhante para comparação;
- Observar que sem um grupo de comparação não é possível estimar um efeito de 
intervenção;
-	Refletir	sobre	a	influência	da	comparação	no	efeito	estimado,	seja	na	escolha	do	
tratamento controle ou no uso de placebo;
-	Refletir	sobre	o	mascaramento	e	a	sua	importância	na	identificação	de	um	efeito	
real de uma intervenção;
-	Refletir	sobre	a	razão	do	ensaio	randomizado	ser	melhor	do	que	estudos	de	
observação para cenários de intervenção (destacar as diferenças);
-	Diferenciar	os	conceitos	de	eficácia,	efetividade	e	eficiência.
02
Busca de 
ensaios 
randomizados
- Revisar os conceitos de busca em bases de dados;
-	Apresentar	o	Clinical	Queries	(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/clinical/)	
como fonte de otimização da busca de acordo com a categoria clínica de interesse.
03
Avaliação 
Crítica de 
Ensaios 
Randomizados 
(Parte	1)
-	Refletir	sobre	a	importância	da	avaliação	crítica	da	literatura	também	no	contexto	
de ensaios randomizados.
04
Avaliação 
Crítica de 
Ensaios 
Randomizados 
(Parte	2)
-	Refletir	sobre	a	importância	da	avaliação	crítica	da	literatura	também	no	contexto	
de ensaios randomizados;
- Praticar avaliação crítica nos aspectos relacionados com a randomização, sigilo de 
alocação, mascaramento (participantes, equipe e avaliadores de desfechos), perdas e 
relato seletivo.
05 NNT - Demonstrar aplicações do cálculo do NNT para interpretações mais claras.
06 Construção de 
pergunta PICO
- Discutir formas de aprimorar perguntas para busca (PICO);
- Discutir sobre o uso de várias fontes de informação para uma mesma pergunta;
- Apresentar a publicação de estudos de revisão como fontes abrangentes de 
conteúdo.
07 Revisão 
Sistemática
- Apresentar o desenho de revisão sistemática da literatura;
- Destacar as características básicas de uma revisão sistemática;
- Apresentar o conceito de metanálise;
- Diferenciar os conceitos de revisão sistemática, revisão da literatura e metanálise.
08
Busca de RS 
na Cochrane 
Library
- Apresentar a Biblioteca Cochrane como fonte de revisões sistemáticas em saúde;
- Praticar a busca de revisões nesta fonte de informação destacando a utilização do 
resumo em linguagem acessível e o texto completo.
09 Interpretação 
de Metanálises
-	Apresentar	as	partes	de	um	gráfico	de	floresta;
- Discutir as vantagens e limitações das metanálises;
-	Exercitar	a	interpretação	geral	de	metanálises	em	gráficos	de	floresta.
Objetivos 
de SBE
Quadro 3 - Relação de aulas e seus objetivos.
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18
AULA OBJETIVOS
10 Diretrizes 
Clínicas
- Apresentar a publicação de diretrizes clínicas;
- Diferenciar diretriz clínica de protocolo clínico;
- Conhecer os componentes relevantes de uma diretriz clínica.
11
Certeza da 
evidência 
(GRADE)
- Discutir sobre a importância da avaliação da certeza da evidência em detrimento de 
uma análise puramente estatística.
-	Apresentar	a	abordagem	GRADE	de	forma	superficial	sob	o	ponto	de	vista	do	leitor	
que precisa entender do que se trata.
- Interpretar resultados de certeza de evidência por meio de exercícios práticos.
12
Prática de 
busca em 
cenários de 
intervenção
- Revisar os pontos principais apresentados até o momento buscando uma revisão 
sistemática	(estruturação	de	uma	pergunta	no	PICO,	identificação	dos	descritores,	
busca nas bases de dados, avaliação crítica, interpretação dos resultados).
13
Análise 
estatística em 
artigos I
- Apresentação de conceitos básicos de estatística descritiva;
- Revisão de conceitos de medidas de tendência central (Média, moda e mediana);
- Apresentação do Teorema do Limite Central;
- Apresentação de conceitos de medidas de dispersão (desvio-padrão, variância, 
amplitude);
- Apresentação de medidas de posição (Quartis, Decis, Percentis).
14
Análise 
estatística em 
artigos II
- Revisão de medidas de associação;
- Apresentar com mais detalhes a medida de Hazard Ratio com base em cenários de 
sobrevida;
-	Revisão	sobre	Intervalo	de	confiança.
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19
PRÁTICAS 
MÉDICAS NO 
SUS
2ªE T A P A
ESTAÇÃO TEMA DATA (a ser definida pela coordenação)
1 Acolhimento dos estudantes e 
Conferência:	Sistema	Único	de	Saúde
2
Seminário:	Política	Nacional	de	
Atenção	Básica/PNAB	2011	e	
2017	e	Mudança	da	Política	de	
Financiamento	2019:	 
Perspectiva	e	Desafios
Oficina	de	Trabalho	1	-	Atributos	da	
Atenção	básica	no	Brasil:	o	que	muda	
com	o	novo	financiamento	da	AB	
2019
Nova	Síntese	1
3
Oficina	de	Trabalho	2	-	O	Trabalho	da	
Atenção Básica na Rede de Atenção à 
Saúde:	Novos	Desafios
Nova	Síntese	2
4
Mesa	Redonda:		A	Atenção	Básica	
no	Brasil:	Velhos	Problemas	e	Novos	
Desafios
D1	/AF	1 Avaliação Cognitiva e Processual
5 Oficina	de	Trabalho	3	-	Vigilância	em	
Saúde no SUS
D1	/AF	1 Devolutiva da Avaliação Cognitiva e Processual
5 Nova	Síntese	3
5 Nova	Síntese	4
Cronograma
PMSUS
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6
Oficina	de	Trabalho4	-	Política	
Nacional de Imunização/PNI
Nova	Síntese	5
Nova	Síntese	6
7
Mesa	Redonda:		Vigilância	em	Saúde	
e Política Nacional de Imunização no 
Brasil
D2	/AF	2 Avaliação Cognitiva e Processual
	D2	/AF	2 Devolutiva da Avaliação Cognitiva e Processual
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22
SITUAÇÕES-
PROBLEMAS 
E ROTEIROS
2ª E T A P A
23
FUNÇÕES 
BIOLÓGICAS
COMPLEXO TEMÁTICO I
24
“Observando-se os fenômenos que ocorrem na 
Natureza, pode-se por analogia estendê-los à 
fisiologia	do	corpo	humano,	pois	nele	se	reproduzem	
os mesmos fenômenos naturais. Nessa visão 
global de integração Natureza-Ser Humano, todas 
as ciências são coerentes e concordantes entre 
si, os ramos do conhecimento humano partem ou 
confluem	para	o	saber	básico.”
(Ysao	Yamamura,	2004)	
25
Árvore 
temática 1
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26
SP 1.1 – E agora?
SITUAÇÕES-
PROBLEMAS 
E ROTEIROS
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Embriologia do SN:
• Formação do tubo e crista neural;
• Formação das vesículas primárias (prosencéfalo, mesencéfalo 
e rombencéfalo) secundárias (telencéfalo, diencéfalo, 
mesencéfalo, metencéfalo e mielencéfalo);
• Divisão anatômica do sistema nervoso;
• Sistema nervoso central de sistema nervoso periférico.
Para	esta	aula	é	importante	que	você	consiga	reconhecer	e	descrever:
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
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27
Medula espinhal:
• Níveis;
• H medular;
• Cornos:
• Anterior, posterior e lateral.
• Canal central da medula.
Para esta aula é importante que você consiga descrever, apontar a 
localização e compreender o funcionamento normal das seguintes 
estruturas:
Encéfalo:
• Cérebro;
• Telencéfalo e diencéfalo;
• Diencéfalo:
• Tálamo e hipotálamo.
• Tronco	encefálico:
• Bulbo;
• Ponte;
• Mesencéfalo;
• Cerebelo.
Além	disso,	é	importante	que	você	seja	capaz	de:	
Descrever e caracterizar a formação do nervo espinal
Identificar	o	nervo	vago
Cadeia de gânglios simpáticos
Tronco simpático
Gânglios para e pré-vertebrais
Ramos comunicantes branco e cinzento
Nervos esplâncnicos
28
REFERÊNCIAS
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
MACHADO, A. B. M. Neuroanatomia funcional.	 3.	 ed.	 São	 Paulo:	
Atheneu,	2014.
MOORE,	K.	L;	PERSAUD,	T.	V.	N.;	TORCHIA,	M.	G.	Embriologia bási ca. 8. 
ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2013.	
29
Transporte através de membranas
Medicina
Laboratorial
PROCEDIMENTO:
Preparar	três	soluções	de	NaCl	nas	concentrações	de	0,2%,	0,9%	e	
2,0%.
A. OBSERVAÇÃO MACROSCÓPICA:
Colocar	 em	 um	 tubo	 de	 ensaio	 2mL	 de	 água	 destilada	 e	 em	 três	
outros	 tubos	 2mL	 de	 cada	 uma	 das	 soluções	 de	 NaCl	 preparadas	
anteriormente.
Coletar	sangue	de	um	dos	dedos	(2-3	gotas),	a	partir	da	perfuração	
feita com lanceta.
Adicionar	 em	 cada	 um	 dos	 tubos	 2	 gotas	 de	 sangue	 e	 agite	
vagarosamente.
Anotar o resultado observado na tabela a seguir.
ROTEIRO PARA ATIVIDADE
NO LABORATÓRIO
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30
TUBO OBSERVAÇÃO
Água destilada
NaCl 0,2%
NaCl 0,9%
NaCl 2%
B. OBSERVAÇÃO MICROSCÓPICA:
Separar quatro lâminas de microscopia limpas e desengorduradas 
e	colocar	respectivamente	uma	gota	de:	água	destilada,	NaCl	0,2%,	
NaCl	0.9%	e	NaCl	2%.
Adicionar em cada gota das lâminas preparadas uma gota de sangue 
e misture vagarosamente.
Cobrir a preparação com uma lamínula e observar rapidamente em 
microscópio.
Comparar o tamanho das células e seu formato.
Anotar	o	resultado	observado	na	tabela	abaixo:
LÂMINA OBSERVAÇÃO
Água destilada
NaCl 0,2%
NaCl 0,9%
NaCl 2%
31
C. A PARTIR DOS RESULTADOS OBTIDOS PEDE-SE:
Correlacionar	os	resultados	obtidos	nos	itens	1A	e	1B	e	explicar	os	
resultados.
Classificar	as	soluções	quanto	à	tonicidade.
Explicar como são regulados o volume e a concentração dos líquidos 
corporais.
32
REFERÊNCIAS
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
33
SP 1.2 – Voltando das férias...
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Túnica Mucosa
Túnica	Submucosa	(identificar	os	corpos	dos	neurônios	do	plexo	
submucoso)
Túnica	 Muscular	 (identificar	 os	 corpos	 dos	 neurônios	 do	 plexo	
mioentérico)
Túnica Serosa
Para esta aula é importante que você consiga reconhecer e descrever as 
microscopias	do	intestino	delgado	e	intestino	grosso,	especificamente	
os	seguintes	elementos:
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34
REFERÊNCIAS
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
MACHADO, A. B. M. Neuroanatomia funcional.	 3.	 ed.	 São	 Paulo:	
Atheneu,	2014.
MOORE,	K.	L;	PERSAUD,	T.	V.	N.;	TORCHIA,	M.	G.	Embriologia bási ca. 8. 
ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2013.	
35
Fatores que influenciam a atividade enzimática
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
PROCEDIMENTO:
EXPERIMENTO 1 – FATORES QUE INFLUENCIAM A ATIVIDADE DA 
AMILASE SALIVAR
Coleta	e	preparo	da	saliva	por	grupo:
Recolher	4mL	de	saliva	em	um	béquer	de	vidro	de	50mL.
Adicionar	10mL	de	água	destilada.
Filtrar a solução em gaze, utilizando funil de vidro e erlenmeyer.
Homogeneizar (está pronta para o uso).
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36
Preparar cada um dos tubos conforme as tabelas abaixo.
A. INFLUÊNCIA DA TEMPERATURA:
TUBOS 1 2 3
Sol. tampão pH 7,0 1mL 1mL 1mL
Amido a 2% 1mL 1mL 1mL
10’ em Banho-Maria 0º C 37º	C 100º	C
Saliva 1mL 1mL 1mL
10’ em Banho-Maria 0º C 37º	C 100º	C
Lugol 2	gotas 2	gotas 2	gotas
Agitar e anotar a cor
B. INFLUÊNCIA DO PH:
TUBOS 1 2 3
1 m l de sol. tampão pH	2,0 pH	7,0 pH	13,0
Amido a 2% 1mL 1mL 1mL
Saliva 1mL 1mL 1mL
Banho-Maria 37º C 10’ 10’ 10’
Lugol 2	gotas 2	gotas 2	gotas
Agitar e anotar a cor
37
C. INFLUÊNCIA DA CONCENTRAÇÃO DE ENZIMA:
TUBOS 1 2 3 4
S. tampão pH 7,0 1mL 1mL 1mL 1mL
Amido a 2% 1mL 1mL 1mL 1mL
Saliva 0mL 0,5mL 1mL 2mL
Banho-Maria 37º C 10’ 10’ 10’ 10’
Lugol 2	gotas 2	gotas 2	gotas 2	gotas
Agitar e anotar a cor
EXPERIMENTO 2 – HIDRÓLISE ENZIMÁTICA DO AMIDO
Enumerar	16	 tubos	de	ensaio	e	adicionar	em	cada	um	2	gotas	de	
lugol (solução de iodo).
Em	béquer	de	250mL,	colocar	100mL	de	solução	de	amido	a	2%.
Adicionar	2mL	da	solução	em	um	tubo	(1).	Agitar	e	anotar	a	coloração.
Acrescentar	10mL	de	saliva	à	solução	de	amido.
Retirar	alíquotas	da	solução	de	amido	de	30”	em	30”	(segundos).	
Agitar e anotar a coloração em repouso.
Interpretar os resultados obtidos.
38
REFERÊNCIAS
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
39
SP 1.3 – Quietinha demais 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Base do coração
Ápice do coração
Face esternocostal
Face pulmonar
Face diafragmática
Margem direita
MORFOLOGIA EXTERNA
Para esta aula é importante que você consiga compreender o 
funcionamento	macroscópico	do	coração	e	seus	componentes:
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40
Sulco coronário (atrioventricular)
Sulco interventricular anterior
Sulco interventricular posterior
Parede do átrio direito
Aurícula direita
Parede do átrio esquerdo
Aurícula esquerda
Parede do ventrículo direito
Parede do ventrículo esquerdo
Seio coronário
Vasos da base:
• Veia cava superior;
• Veia cava inferior;
• Tronco	pulmonar:	Artéria	pulmonar	direita	e	Artéria	pulmonar	
esquerda;
• Veias pulmonares direitas;
• Veias pulmonares esquerdas;
• Parte ascendente da aorta;
• Pericárdio;
• Pericárdio	fibroso;
• Pericárdio	seroso:	lâmina	parietal	e	lâmina	visceral	(=	epicárdio).
41
Septo interatrial (fossa oval)
Septo interventricular
Átrio direito:
• Músculos pectíneos;
• Cristaterminal;
• Fossa oval.
MORFOLOGIA INTERNA
Ventrículo direito
• Valva atrioventricular direita (tricúspide);
• Cordas tendíneas;
• Músculos papilares;
• Trabécula septomarginal;
• Trabéculas cárneas;
• Cone arterial;
• Valva do tronco pulmonar;
• Crista supraventricular.
Átrio esquerdo:
• Músculos pectíneos (interior da aurícula esquerda);
• Válvula do forame oval.
Ventrículo esquerdo:
• Valva atrioventricular esquerda (mitral ou bicúspide);
• Cordas tendíneas;
• Músculos papilares;
• Trabéculas cárneas;
• Valva da aorta.
42
Aspectos microscópicos:
• Paredes do coração;
• Pericárdio:	constituição;
• Miocárdio:	constituição	(discos	intercalares);
• Endocárdio:	constituição;
• Descrever os componentes e as características do nó sinoatrial.
43
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
MOORE,	K.	L;	PERSAUD,	T.	V.	N.;	TORCHIA,	M.	G.	Embriologia bási ca. 8. 
ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2013.	
VAN	DE	GRAAFF,	K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	Paulo:	Manole,	
2003.
44
Fatores que influenciam na resistência vascular periférica
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
Procedimento
O objetivo da atividade é comprovar quais fatores interferem na 
resistência periférica total e, consequentemente, na pressão arterial 
utilizando um sistema de mangueiras de borracha com diferentes 
comprimentos e diâmetros e soluções de diferentes viscosidades 
(água e iogurte).
Encher	uma	proveta	de	vidro	com	100mL	de	água	e	outra	com	100	
mL	de	iogurte.	Aspirar	durante	3	segundos	o	seu	conteúdo	utilizando	
mangueiras de borracha com diferentes comprimentos e diâmetros e 
soluções	de	diferentes	viscosidades	conforme	a	tabela	abaixo:
Mangueiras de mesmo 
comprimento Mangueiras de mesmo calibre
Menor
Calibre
Maior
Calibre
Menor
Comprimento
Maior 
Comprimento
--- --- ---
Água --- --- 0,25mL
Iogurte 0,25mL ---
Determinar a quantidade de líquido aspirado em cada uma das 
situações apresentadas na tabela. Repetir o procedimento duas 
vezes e realizar uma média dos resultados. Discutir os resultados 
apresentados	e	 relacionar	como	estes	 fatores	podem	 influenciar	na	
resistência periférica e, consequentemente, na pressão arterial nos 
sistemas biológicos.
45
REFERÊNCIAS
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
46
SP 1.4 – Como lidar? 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Para esta aula é importante que você consiga compreender o 
funcionamento macroscópicos do Sistema Respiratório e seus 
componentes:		
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47
• Ossos nasais;
• Maxilas;
• Septo	nasal:	parte	óssea,	parte	cartilagínea;
• Lâmina perpendicular do etmoide;
• Vômer;
• Cartilagem do septo nasal;
• Narinas;
• Vestíbulo do nariz;
• Concha nasal superior;
• Meato nasal superior;
• Concha nasal média;
• Meato nasal médio;
• Concha nasal inferior;
• Meato nasal inferior;
• Cóanos.
NARIZ:
48
• Seio frontal;
• Seio maxilar;
• Seio esfenoidal;
• Células etmoidais.
PARTE NASAL DA FARINGE:
• Toro tubário;
• Prega salpingofaríngea;
• Prega salpingopalatina;
• Óstio faríngeo da tuba auditiva;
• Tonsila faríngea.
CARTILAGENS DA LARINGE:
• Cartilagem	 tireoidea:	 Proeminência	 laríngea,	 Lâminas	 direita	 e	
esquerda, Incisura tireoidea superior, Cornos superior e inferior;
• Cartilagem	 cricoidea:	 Arco	 da	 cartilagem	 cricoidea	 e	 Lâmina	 da	
cartilagem cricoidea;
• Cartilagem	aritenoidea:	Base	da	cartilagem	aritenoidea	e	Ápice	da	
cartilagem aritenoidea;
• Cartilagem epiglótica (epiglote).
ARTICULAÇÕES DA LARINGE:
• Articulação cricotireoidea;
• Articulação cricoaritenoidea.
SEIOS PARANASAIS:
FARINGE
LARINGE
49
MEMBRANAS E LIGAMENTOS DA LARINGE:
• Membrana tireo-hioidea;
• Ligamento cricotireoideo mediano;
• Ligamento cricotraqueal.
MÚSCULOS INTRÍNSECOS DA LARINGE:
• M. cricotireoideo;
• M. cricoaritenoideo posterior;
• M. aritenoideo oblíquo;
• M. aritenoideo transverso.
CAVIDADE DA LARINGE:
• Ádito da laringe;
• Prega ariepiglótica;
• Vestíbulo da laringe;
• Prega vestibular;
• Ventrículo da laringe;
• Prega vocal;
• Cavidade infraglótica.
• Parte cervical;
• Parte torácica;
• Cartilagens traqueais;
• Ligamentos anulares;
• Parede membranácea;
• Carina da traqueia.
TRAQUEIA:
50
• Brônquio principal direito;
• Brônquio lobar superior;
• Brônquio lobar médio;
• Brônquio lobar inferior;
• Brônquios segmentares;
• Brônquio principal esquerdo;
• Brônquio lobar superior;
• Brônquio lobar inferior;
• Brônquios segmentares.
• Base do pulmão;
• Ápice do pulmão;
• Face costal;
• Face mediastinal;
• Impressão cardíaca (pulmão esquerdo);
• Face diafragmática;
• Face interlobar;
• Hilo do pulmão;
• Raiz do pulmão;
• Pulmão	direito:	Lobo	superior,	Lobo	médio,	Lobo	 inferior,	Fissura	
oblíqua e Fissura horizontal;
• Pulmão	esquerdo:	 Língula,	 Lobo	 superior,	 Lobo	 inferior	e	 Fissura	
oblíqua.
ÁRVORE BRONQUIAL:
PULMÃO:
51
• Pleura visceral;
• Pleura parietal;
• Parte costal;
• Parte mediastinal;
• Parte diafragmática;
• Cavidade pleural;
• Recesso costodiafragmático;
• Recesso costomediastinal.
Microscopia:
Traqueia: epitélio	 pseudoestratificado	 cilíndrico	 ciliado	 secretor	 de	
muco e células caliciformes.
Pulmão: epitélio pavimentosos simples alveolar (células alveolares).
PLEURA:
52
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
MOORE,	K.	L;	PERSAUD,	T.	V.	N.;	TORCHIA,	M.	G.	Embriologia bási ca. 8. 
ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2013.	
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
53
Determinação dos volumes e capacidades pulmonares 
pela espirometria
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
Avaliar os volumes e capacidades dos estudantes a partir da tabela 
abaixo:
Volume
Corrente
Volume 
de
Reserva
Inspirató-
ria
Volume 
de
Reserva
Expirató-
ria
Volume
Residual
Capacida-
de
Pulmonar
Total
Capacida-
de
Vital
Capacida-
de
Residual
Funcional
Capacida-
de
Inspirató-
ria
1
2
3
4
Para dar início à avaliação em espirômetro coloque o registrado na 
posição zero e inicie o procedimento. Repita cada operação três vezes 
e anote o resultado.
Determine também a FREQUÊNCIA RESPIRATÓRIA a partir do número 
de ciclos respiratórios a cada minuto em repouso.
Determine o VOLUME MINUTO RESPIRATÓRIO	(aprox.	6.000mL/min)	a	
partir do volume corrente multiplicado pela frequência respiratória.
54
REFERÊNCIAS
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
55
SP 1.5 – Várias pedras no caminho 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Para esta aula é importante que você consiga compreender o 
funcionamento macro e microscópico do sistema renal e seus 
componentes:		
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56
Margem lateral
Margem medial
Hilo renal
Seio renal
Face anterior
Face posterior
Polo superior
Polo inferior
Cápsula	fibrosa
Loja	 renal:	 gordura	 perirrenal	 (cápsula	 adiposa)	 e	 gordura	
pararrenal
RIM
57
PARÊNQUIMA RENAL:
Córtex renal
Colunas renais
Medula renal
Pirâmides renais
Base da pirâmide
Papila renal (ápice)
Artéria renal
Veia renal
Pelve renal
Cálices renais maiores
Cálices renais menores
Parte abdominal
Parte pélvica
Bexiga urinária
Ápice da bexiga
Ligamento umbilical mediano
URETER
58
Corpo da bexiga 
 
Trígono da bexiga
Prega interuretérica
Óstio do ureter
Óstio interno da uretra
Parte prostáticaParte membranácea
Parte	esponjosa	(“peniana”)
Óstio externo da uretra
URETRA MASCULINA
Óstio externo da uretra
Glândulas	suprarrenais:
• Posição;
• Córtex;
• Medula.
Aspectos microscópicos
Zona medular
URETRA FEMININA
59
Corpúsculo renal
Zona cortical
Túbulo proximal
Alça de Henle
Túbulo distal
Túbulo e ducto coletor. 
60
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	Rio	
de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
MOORE,	K.	L;	PERSAUD,	T.	V.	N.;	TORCHIA,	M.	G.	Embriologia bási ca. 8. 
ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2013.	
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
61
Urinálise
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
1. COLETA DO MATERIAL
Recipiente: Frasco limpo e seco com tampa (coletor universal).
Amostra: Preferencialmente a primeira urina da manhã (mais 
concentrada).
Tempo para início da realização da análise:	 2	 horas	 após	 a	
colheita do material, caso contrário submeter o material à 
refrigeração.	Temperatura	para	análise	do	material:	15-25°C.
2. URINÁLISE
A	urinálise	pode	ser	subdividida	em	três	etapas:	Exame	Físico,	Exame	
Químico e Análise do sedimento urinário.
2.1. EXAME FÍSICO DA AMOSTRA: 
Neste	exame	deve-se	observar:
a)	Cor:	Para	observação	da	cor,	deve-se	utilizar	boa	fonte	de	luz,	
olhando-se através do recipiente transparente contra um fundo 
branco.	Normal:	amarelo-citrino	a	amarelo	âmbar	claro.	Colorações	
alteradas	 comuns:	 incolor,	 castanho,	 avermelhada,	 enegrecida,	
azulada, esverdeada, branco leitoso.
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62
b)	 Odor:	 O	 cheiro	 característico	 da	 urina	 (sui generis) é atribuído 
aos ácidos orgânicos voláteis que a amostra contém. Com o 
envelhecimento da amostra o odor torna-se amoniacal. O odor da 
urina	pode	apresentar-se	alterado	pela	influência	de	medicamentos.
c)	Aspecto:	(Transparência):	Normalmente,	a	urina	normal	e	recente	
apresenta um aspecto límpido. Vários fatores podem alterar o 
aspecto da urina tornando-a ligeiramente turva ou turva. As causas 
mais	comuns	de	turvação	são:	leucócitos,	hemácias,	células	epiteliais,	
bactérias, leveduras.
d)	Densidade	ou	Densidade	Relativa	(DR):	O	valor	da	DR	correlaciona-
se de maneira aproximada à osmolaridade que varia conforme 
a ingestão de água e solutos, o estado das células tubulares e a 
influência	do	ADH.
Métodos para avaliação da DR (*):
Urodensímetro:	 Dispositivo	 flutuador	 que	 possui	 escala	 de	
densidade	 graduada	 de	 1.000	 a	 1.400	 g/L	 calibrado	 para	 uma	
temperatura	de	20°C.
- Filtrar a amostra de urina em uma proveta de dimensões adequadas.
- Submergir o urodensímetro na urina e promover movimento 
circular para impedir que o mesmo entre em contato com as paredes 
da proveta.
-	Leitura:	realizar	a	leitura	ao	nível	da	parte	inferior	do	menisco.
-	Correção	da	temperatura:	Para	cada	3°C	acima	ou	abaixo	de	20°C	
somar	 0,0001	 ou	 subtrair	 0,001,	 respectivamente.	 DR	 da	 urina:	
1,018	+/-	0,003.
63
Refratômetro
Dispositivo que avalia a densidade da urina mediante o índice de 
refração da amostra que, por sua vez, varia conforme a densidade da 
amostra.
(*)	Atualmente	algumas	fitas	reagentes	avaliam	quando	imersas	na	
amostra de urina a DR.
 
2.2. EXAME QUÍMICO DA AMOSTRA
As tiras reagentes são a técnica mais amplamente usada na 
detecção de substâncias químicas na urina. Os testes são realizados 
mergulhando rapidamente as tiras em uma amostra de urina recente, 
homogeneizada. As mudanças de cor das almofadas de reagentes 
devem ser comparadas visualmente com a cor da escala fornecida 
junto com as tiras.
As	 tiras	 reagentes	 na	 maioria	 dos	 casos	 avaliam:	 pH,	 proteínas,	
Glicose, Cetonas, Bilirrubinas, Sangue (Hb), Urobilinogênio, Nitrito. 
Algumas	fitas	apresentam	testes	adicionais	como:	Leucócitos,	DR	e	
ácido ascórbico.
2.3. ANÁLISE DO SEDIMENTO URINÁRIO
O sedimento da urina refere-se aos sólidos depositados 
(sedimentados) no fundo do tubo contendo amostra de urina após 
centrifugação. Dentre os componentes do sedimento urinário 
estão:	Células	sanguíneas:	Hemácias	e	leucócitos;	Células	epiteliais	
descamativas	 (CED);•	 Microrganismos:	 Bactérias,	 leveduras	 ou	
protozoários;	 Espermatozoides;	 Cilindros:	 Hialinos,	 granulosos,	
leucocitários,	 hemáticos	 ou	 epiteliais;	 Cristais:	 Uratos,	 ácido	
úrico, oxalato de cálcio em urina ácida e Fosfatos amorfos, fosfato 
triplo, carbonato de cálcio em urinas alcalinas, e ainda cristais 
em	urina	anormal	 tais	como:	cistina,	 tirosina,	 leucina,	 colesterol	e	
sulfonamidas; Muco; Artefatos diversos.
64
Método:
As condições ideais que a amostra de urina deve apresentar para a 
análise	do	sedimento	são:
- Coleta recente; urina concentrada; pH ácido;
-	Transferir	12	mL	de	urina	para	um	tubo	de	centrífuga	cônico;
-	Centrifugar	durante	5	minutos	a	1800	rpm;
- Desprezar o sobrenadante (pipeta Pasteur) deixando 
aproximadamente	 1	 mL	 de	 urina	 e	 sedimento	 no	 tubo	 de	
centrifugação;
- Agitar o tubo para ressuspender completamente sedimento na 
urina remanescente.
Observação do sedimento a fresco:
- Retirar uma amostra do sedimento ressuspendido com pipeta 
Pasteur;
- Colocar uma gota da amostra do sedimento em uma lâmina limpa 
e desengordurada;
-	Cobrir	com	lamínula	(22mm	x	22mm);
-	Examinar	a	amostra	em	10	campos	com	aumentos	de	100	e	400	
vezes.
Obs:	 Aumento	 de	 100	 vezes:	 para	 verificar	 homogeneidade	 da	
amostra (distribuição dos elementos);
Aumento	 de	 400	 vezes:	 Identificação	 e	 contagem	 dos	 elementos	
presentes no sedimento.
65
Hemácias – aparecem em diversas 
situações,	tais	como:
• lesões no parênquima renal;
• lesões de trato urinário;
• alterações hematológicas; e
• outras causas.
Leucócitos – aparecem em infeções do trato 
urinário	e	em	processos	inflamatórios.
Cilindros - formam-se no interior do 
túbulo contorcido distal e ducto coletor 
e têm matriz primariamente composta 
de mucoproteínas, sendo sua aparência 
influenciada	pelos	elementos	presentes	no	
filtrado	durante	a	sua	formação.
Cilindros Celulares - hemáticos, 
leucocitários, epiteliais;
Cilindros Acelulares - hialinos, granulosos, 
céreos, lipoídico;
Cilindros pigmentares - hemoglobínicos e 
bilirrubínicos.
66
Cristais - São frequentemente achados na 
análise do sedimento urinário, têm ligação 
direta com tipo de dieta e raramente 
possuem	 significado	 clínico.	 Eles	 são	
formados pela precipitação dos sais da urina 
submetidos a alterações de pH, temperatura 
e concentração.
Cristais Não Patológicos:
Urina ácida - ácido úrico, oxalato de cálcio, 
urato amorfo;
Urina alcalina - fosfato triplo, fosfato amorfo, 
carbonato de cálcio e fosfato de cálcio;
Cristais Patológicos: Tirosina, Cistina, 
Colesterol, Bilirrubina, Hemossiderina.
Células Epiteliais – Podemos encontrar 
células epiteliais na urina, já que são partes 
do revestimento do sistema urogenital.
Células pavimentosas: frequentes tanto em 
homens quanto em mulheres, provenientes 
de células da vagina e das porções inferiores 
da uretra;
Células de transição: originárias da bexiga e 
porção superior da uretra;
Células do túbulo renal: sua presença indica 
lesão tubular.
67
Microrganismos – bactérias, fungos e 
parasitas.
Outros elementos - muco, contaminantes 
e espematozoides. Estes últimos podem 
ou não ser relatados na dependência da 
padronização de cada laboratório.
68
REFERÊNCIAS 
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	 Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
69
REFERÊNCIAS SUGERIDAS
Básica
AIRES, M. de M. Fisiologia.	4.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	
2013.
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	13.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2017.
TORTORA,	 G.J;	 DERRICKSON,	 B.	Princípios de anatomia e fi siologia. 
14.	ed.Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2016.
Complementar
COSTANZO, L. S. Fisiologia.	6.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koo	gan,	
2016.
GOLDMAN, L.; SCHAFER, A. I. Tratado de medicina inter na.	2	volumes.	
24.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2014.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Histologia básica: tex to e atlas.	12.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
KASPER,	D.	L.	et	al.	Medicina interna de Harri son.	2	volumes.	19.	ed.	
Porto	Alegre:	McGraw-Hill,	2017.
SOBOTTA, J. Atlas de Anatomia Humana.	 3	 volumes.	 23.	 ed.	 Rio	 de	
Janei	ro:	Guanabara	Koogan,	2012.	
70
Agenda
para TBL
TBL TEMA
1
2
3
4
5
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71
MECANISMOS 
DE AGRESSÃO 
E DEFESA 
COMPLEXO TEMÁTICO II
72
“O sistema imune humano evoluiu durante milhões 
de anos, a partir dos organismos invertebrados, para 
desenvolver	mecanismo	de	defesa	sofisticados	com	o	
objetivo de proteger o hospedeiro contra microrganismos 
e seus fatores de virulência. O sistema imune normal tem 
três	propriedades	fundamentais:	um	repertório	altamente	
diverso de receptores de antígenos que proporciona 
o		reconhecimento	de	uma	variedade	quase	infinita	de	
patógenos, memória imune para reativar respostas imunes 
rápidas e tolerância imune para evitar danos aos próprios 
tecidos	normais.”
(Haynes,	Soderberg,	Fauci,	2013)
Árvore 
temática 2
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74
SP 2.1 – Ficou bom, mas queimou... 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Identificar	e	caracterizar	histologicamente:
Capilares linfáticos
Vasos linfáticos
Ducto linfáticos:
• Torácico;
• Linfático direito.
Linfonodos:
• Córtex;
• Medula.
SISTEMA LINFÁTICO
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75
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	Paulo:	Manole,	
2003.
76
Avaliação do processo inflamatório pela determinação da 
proteína C reativa 
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE
NO LABORATÓRIO
Detectar a presença de proteína C reativa em soro humano conforme 
o	procedimento	abaixo:
a) Os reagentes e o soro devem estar à temperatura ambiente.
b)	Com	o	auxílio	de	uma	pipeta	automática,	dispense	25	µL	do	
controle	positivo	no	círculo	do	cartão	e	25	µL	do	controle	negativo	
em outro círculo.
c)	Com	o	auxílio	de	uma	pipeta	automática,	dispense	25	µL	de	
soro no círculo de teste do cartão.
d) Homogenize o reagente látex e então, com uma pipeta, adicione 
25	µL	da	suspensão	em	cada	um	dos	círculos	utilizados.
e) Misture as gotas usando um bastão descartável e cubra toda a 
área do círculo com a mistura.
f) Homogenize suavemente com movimentos circulares na 
horizontal,	o	cartão	de	teste	por	2	minutos,	observando	a	formação	
de aglutinação.
g)	Examine	o	cartão	de	teste	sob	uma	forte	fonte	de	luz	após	2	
minutos.
h) O controle negativo do kit deve dar um resultado negativo 
após	2	minutos	e	o	controle	positivo	do	kit	deve	dar	um	resultado	
positivo	em	um	título	de	1/4	±	uma	dupla	diluição	após	2	minutos.	
Se os níveis dos controles ou amostras conhecidas de pacientes 
não derem os resultados esperados, os resultados do teste devem 
ser considerados inválidos.
77
i) Um resultado positivo é indicado pelo nítido padrão de 
aglutinação do látex, em uma solução clara. Um resultado 
negativo	é	indicado	quando	não	se	verifica	nenhuma	alteração	na	
suspensão de látex no cartão de teste.
78
REFERÊNCIAS
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
79
SP 2.2 – Mãos de costureira 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Aspectos macroscópicos
Lobos:
• Direito e esquerdo;
• Lóbulos.
Aspectos microscópicos:
• Zona cortical;
• Zona medular;
• Corpúsculo de Hassal;
• Células reticulares epiteliais.
Ossos e articulações da mão:
Macroscopicamente;
Ossos do punho e da mão.
TIMO
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80
Ossos carpais
Fileira proximal:
• Escafoide;
• Semilunar;
• Piramidal;
• Pisiforme.
Fileira distal:
• Trapézio;
• Trapezoide;
• Capitato;
• Hamato;
• Hâmulo do hamato.
Ossos metacarpais (I-V)
• Base;
• Corpo;
• Cabeça.
Falanges
• Falange proximal;
• Falange Média;
• Falange Distal;
• Cabeça;
• Corpo. 
Articulações da mão
• Articulação radiulnar distal (sinovial trocoidea);
• Articulação radiocarpal (sinovial elipsoidea);
• Articulações intercarpais (sinoviais planas);
• Articulação carpometacarpal do polegar (sinovial selar);
• Articulações	carpometacarpais	(2ª	à	5ª	Sinoviais	planas);
OSSOS DA MÃO
81
• Articulações	intermetacarpais:	entre	as	bases	dos	metacarpais	(2º	à	
5º	sinoviais	planas);
• Articulações metacarpofalângicas (sinoviais elipsoideas);
• Articulações interfalângicas da mão (sinoviais gínglimo).
82
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
83
Confecção e coloração de lâminas de extensão sanguínea
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
Preparo e coloração da extensão sanguínea.
1.	Pressionar	um	dos	dedos	da	mão,	da	base	para	a	ponta,	de	modo	
que	o	fluxo	sanguíneo	se	concentre	na	extremidade;
2.	Desinfetar	a	ponta	do	dedo	com	álcool	70%	e	perfurá-la	com	uma	
lanceta estéril;
3.	Colocar	uma	gota	pequena	de	sangue	a	aproximadamente	1	cm	da	
extremidade de uma lâmina bem limpa.
4.	 Pegar	 uma	 outra	 lâmina	 limpa	 (lâmina	 extensora	 –	 bordas	
arredondadas)	e	colocá-la	sobre	a	outra,	formando	um	ângulo	de	45°	
sobre a lâmina com o sangue (veja desenho abaixo).
84
5.	Encostar	a	lâmina	superior	na	gota	de	sangue,	permitindo	que	o	
sangue se espalhe ao longo de toda a borda da lâmina.
6.	Deslizar	a	 lâmina	superior	sobre	a	 lâmina	com	a	gota,	de	forma	
que esta se espalhe uniformemente em uma camada delgada sobre a 
lâmina.
7.	Secar	o	esfregaço	ao	ar.
8.	 Submergir	 a	 lâmina	 na	 Solução	 1,	 por	 meio	 de	 movimentos	
contínuos	para	cima	e	para	baixo	durante	5	segundos	(5	 imersões	
de	1	segundo	cada	uma)	e	deixar	escorrer	bem.
9.	 Submergir	 a	 lâmina	 na	 Solução	 2,	 por	 meio	 de	 movimentos	
contínuos para cima e para baixo durante 8-9 segundos (8-9 imersões 
de	1	segundo	cada	uma)	e	deixar	escorrer	bem.
10.	 Submergir	 a	 lâmina	 na	 Solução	 3,	 por	 meio	 de	 movimentos	
contínuos	para	cima	e	para	baixo	durante	2	segundos	(2	 imersões	
de	1	segundo	cada	uma)	e	deixar	escorrer	bem.
11.	Lavar	em	água	destilada,	secar	ao	ar	em	posição	vertical	e	com	o	
final	da	extensão	voltada	para	cima.
85
REFERÊNCIAS
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
86
SP 2.3 – A	dengue	veio	para	ficar?	
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Aspectos macroscópicos:
Localização
Face visceral
Superfície diafragmática
Margens:
• Inferior e superior.
Extremidades:
• Posterior e anterior.
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87
Faces:
• Renal, gástrica, cólica.
Ligamentos:
• Gastroesplênciso;
• Esplenorrenal (lienorrenal).
Hilo:
• Artéria esplênica;
• Veia esplênica.
 
Aspectos microscópicos:
• Cápsula do baço;
• Polpa branca;
• Polpa vermelha;
• Artéria folicular.
88
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J.E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celulare molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
89
Extensão sanguínea e diferenciação celular
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
1.	Levar	as	lâminas	coradas	ao	MOC	e	observar	a	extensão	sanguínea	
inicialmente em menor aumento. Realizar a observação da região 
mediana da lâmina.
2.	Deve-se	percorrer	a	lâmina	em	zigue-zague.
3.	Localizar	os	 tipos	celulares	sanguíneos	em	aumento	de	100X	e	
esquematize-os	a	partir	do	aumento	de	400X	e	1000X	em	imersão.
4.	 Realizar	 a	 contagem	 geral	 para	 determinar	 a	 porcentagem	 de	
cada	 tipo	 de	 célula	 encontrada	 (neutrófilos,	 linfócitos,	monócitos,	
basófilos,	eosinófilos,	hemácias	e	plaquetas).
90
OBSERVAÇÃO DE SANGUE PERIFÉRICO 
EM LÂMINAS DE EXTENSÃO SANGUÍNEA
HEMÁCIAS
A quantidade de hemácias é muito maior que a de leucócitos e 
plaquetas, daí a predominância das mesmas no campo microscópico. 
As hemácias que são células anucleadas quando adultas e que se 
coram em róseo-amarelado pela eosina.
LEUCÓCITOS
Os leucócitos estão subdivididos em granulócitos e agranulócitos. Os 
granulócitos	apresentam	granulações	específicas	sempre	com	a	mesma	
forma, tamanho e ultraestrutura. Os agranulócitos não apresentam 
granulações	específicas.	Os	núcleos	de	todos	os	leucócitos	se	coram	
em púrpura pelo azul de metileno.
91
LINFÓCITOS
Os	linfócitos	podem	ser	classificados	em	pequenos,	médios	e	grandes.	
O	seu	núcleo	ocupa	quase	toda	célula	e	o	citoplasma	azulado	fica	mais	
na periferia.
MONÓCITOS
Os monócitos que geralmente apresentam o núcleo em forma de 
feijão ou de rim são células grandes e com o citoplasma bem azulado. 
Presença	de	hemácias,	2	neutrófilos	e	monócito	bem	característico.
92
EOSINÓFILO
Os	eosinófilos	geralmente	apresentam	o	núcleo	bilobulado	com	uma	
ponte	cromatínica.	Os	grânulos	são	maiores	que	os	dos	neutrófilos	e	
se coram em vermelho pela eosina.
BASÓFILOS
Os	basófilos	apresentam-se	com	núcleo	que	pode	ter	uma	forma	de	
“S”.	Os	grânulos	do	basófilo	ficam	bem	escuros	e	podem	mascarar	o	
núcleo, no entanto, também estão presentes no citoplasma; e o seu 
nome	já	indica	a	sua	afinidade.
93
NEUTRÓFILOS
Os	neutrófilos	podem	apresentar-se	com	núcleos	em	forma	de	bastão	
ou segmentados. Quanto maior o número de segmentos, mais velha 
é	a	célula.	Os	grânulos	dos	neutrófilos	se	coram	em	salmão	por	uma	
mistura de componentes.
PLAQUETAS
As plaquetas são fragmentos de megacariócitos e se coram em 
vermelho. Apresentam-se relativamente menores em relação às 
hemácias. As plaquetas estão ligadas à coagulação do sangue podem 
apresentar-se isoladas ou agrupadas sendo róseo-avermelhadas.
94
REFERÊNCIAS
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
95
SP 2.4 – Sufoco!
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Morfologia:
• Parte nasal da faringe;
• Toro tubário;
• Tonsilas tubárias;
• Prega salpingofaríngea;
• Prega salpingopalatina;
• Óstio faríngeo da tuba auditiva;
• Tonsila faríngea. 
FARINGE
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96
Morfologia:
• Cartilagens da laringe;
• Cartilagem tireoidea;
• Proeminência laríngea;
• Lâminas direita e esquerda;
• Incisura tireoidea superior;
• Cartilagem cricoidea;
• Cartilagem aritenoidea;
• Cartilagem epiglótica (epiglote);
• Cavidade da laringe;
• Vestíbulo da laringe;
• Prega vestibular;
• Ventrículo da laringe;
• Prega vocal;
• Cavidade infraglótica.
LARINGE
Morfologia:
• Parte cervical;
• Parte torácica;
• Cartilagens traqueais;
• Ligamentos anulares;
• Parede membranácea;
• Carina da traqueia.
TRAQUEIA
97
Morfologia:
• Brônquio principal direito;
• Brônquio lobar superior;
• Brônquio lobar médio;
• Brônquio lobar inferior;
• Brônquios segmentares;
• Brônquio principal esquerdo;
• Brônquio lobar superior;
• Brônquio lobar inferior;
• Brônquios segmentares. 
Pulmão
Morfologia:
• Base do pulmão;
• Ápice do pulmão;
• Face costal;
• Face mediastinal;
• Face diafragmática;
• Hilo do pulmão;
• Raiz do pulmão.
• Pulmão direito:
• Lobo superior;
• Lobo médio;
• Lobo inferior;
• Fissura oblíqua;
• Fissura horizontal.
• Pulmão esquerdo:
• Língula;
• Lobo superior;
• Lobo inferior;
• Fissura oblíqua. 
ÁRVORE BRONQUIAL
98
Reconhecer o epitélio respiratório com ênfase na sua participação 
para	 a	 filtração	 do	 ar	 identificando	 os	 tipos	 celulares	 que	 o	
compõem bem como o tecido conjuntivo onde repousa.
Microscopia
Reconhecer e diferenciar o epitélio que reveste os bronquíolos, os 
ductos e os alvéolos pulmonares, bem como o tecido conjuntivo em 
que repousam com ênfase para os mecanismos de defesa contra 
possíveis patógenos.
99
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
100
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
1.	Acender	o	bico	de	Bunsen	e	deixá-lo	 ligado	por	5	minutos.	Deixar	 a	
placa de cultura perto do fogo.
2.	Separar	2	lâminas	de	microscopia	previamente	limpas	e	desengorduradas.	
Flambar	rapidamente	as	lâminas	3	vezes	sobre	o	fogo	do	bico	de	Bunsen.
3.	Segurar	a	alça	de	platina	com	a	mão	direita,	flambar	primeiro	na	chama	
azul,	 depois	 na	 amarela.	 Esperar	 esfriar	 (a	 alça	 é	 flambada	 na	 posição	
vertical	e	deverá	ficar	atrás	da	chama	para	proteção	do	operador).
4.	 Retirar	 a	 tampa	 da	 placa	 de	 cultura	 que	 contém	 o	 microrganismo	
próximo	ao	fogo	e	passar	levemente	e	superficialmente	a	alça	de	platina	
previamente esterilizada sobre a Unidade Formadora de Colônia (UFC).
5.	 O	 material	 coletado	 deve	 ser	 semeado	 em	 lâmina	 de	 microscopia	
fazendo pequenos círculos na região mediana da lâmina. Para isso, pingue 
antes uma pequena gota de água destilada na região central da lâmina.
6.	Esperar	secar	e	seguir	o	procedimento	para	coloração	de	Gram.
7.	Cobrir	o	esfregaço	já	fixado	com	solução	de	cristal	violeta	por	um	(1)	
minuto.
8.	Escorrer	o	cristal	violeta,	lavar	em	fio	d’água	e	cobrir	o	esfregaço	com	
Lugol	por	um	(1)	minuto.
9.	Escorrer	o	lugol,	lavar	em	fio	d’água.
10.	Descorar	rapidamente	com	álcool	etílico	(20	segundos).
11.	Interromper	o	processo	de	descoramento	lavando	o	esfregaço	com	fio	
d’água.
12.	Cobrir	o	esfregaço	com	fucsina	diluída	por	30	segundos.
13.	Lavar	e	secar	com	papel	filtro,	pressionando	a	parte	de	trás	do	esfregaço	
cuidadosamente.
Técnica de coloração de GRAM
101
14.	 Esperar	 secar	 e	 observar	 ao	 microscópio,	 utilizando	 a	 objetiva	 de	
imersão.
15.	 Identificar	 as	 bactérias	 coradas	 em	 roxo	 como	GRAM	positivas	 e	 as	
bactérias coradas em vermelho como GRAM negativas.
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
Técnica de coloração de GRAM
Os alunos receberão as placas prontas contendo meio sólido para 
cultivo de microrganismos assim como tubos contendo meio líquido 
para o mesmo propósito.
1.	Dividir	o	 fundo	da	parte	externa	da	placa	como	auxílio	de	uma	
caneta de retroprojetor, escrevendo de cada lado da placa o local 
onde foi obtido o material a ser cultivado.
2.		Molhar	o	cotonete	estéril	(swab)	em	solução	fisiológica	e	esfregá-
lo na área de interesse para cultivo posterior.
3.	Semear	com	este	cotonete	a	metade	da	placa	referente	ao	local	
onde foi obtido o material. Outro local deve ser investigado e seguir 
o mesmo procedimento anterior.
4.	 Levar	 a	 placa	 identificada	 para	 ser	 incubada	 na	 estufa	 a	 37ºC.	
Estas placas serão mantidas até a próxima semana para realização 
de	coloração	específica	(Coloração	de	Gram).
5.	Fazer	 leitura	da	placa	após	 incubação	e	verificar	a	 formação	de	
colônias crescidas dos dois lados da placa, descrevendo o observado.
102
REFERÊNCIASABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.	
103
SP 2.5 – Sinal de alerta!
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
MALT
Tonsilas
Definir:
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104
MALT
Tonsilas
Palatinas:
• Epitélio	pavimentoso	estratificado;
• Folículo linfático da tonsila;
• Cripta da tonsila.
Faríngea:
• Epitélio	pseudoestratificado	cilíndrico	ciliado.
Linguais
Identificar:
105
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	Paulo:	Manole,	
2003.
106
Caracterização das principais enteroparasitoses causadas 
por helmintos
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE 
NO LABORATÓRIO
Reconhecer microscopicamente os principais helmintos causadores 
de doenças (enteroparasitoses) utilizando o laminário próprio para 
identificação	dos	seus	ovos.	
Observar as características dos principais helmintos e seus ovos em 
microscópio	óptico	em	aumento	de	40,	100,	400	e	1.000X	(imersão).
107
REFERÊNCIAS
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
REY, L. Bases da parasitologia médica.	3.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guana	bara	
Koogan,	2011.
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
108
REFERÊNCIAS SUGERIDAS
Básica
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
REY, L. Bases da parasitologia médica.	3.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guana-
bara	Koogan,	2011.
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
Complementar
COICO, R.; SUNSHINE, G. Imunologia.	6.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	
Koogan,	2010.	
COURA, J. R. Dinâmica das doenças infecciosas e parasitá rias.	 2	
volumes.	2.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2013.	
GOLDMAN, L.; SCHAFER, A. I. Tratado de medicina interna.	2	volumes.	
24.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2014.	
MOORE,	K.	L;	DALLEY,	A.	F;	AGUR,	A.	M	R.	Anatomia orienta da para a 
clínica.	7.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.	
MURPHY,	K.	Imunobiologia de JANEWAY.	8.	ed.	Porto	Alegre:	Artmed,	
2014.
109
Agenda
para TBL
TBL TEMA
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110
INTEGRAÇÃO 
PROCESSOS 
FISIOLÓGICOS 
E AMBIENTE 
COMPLEXO TEMÁTICO III
111
“Nenhum homem é uma ilha isolada; cada homem 
é uma partícula do continente, uma parte da terra; 
se um torrão é arrastado para o mar, a Europa 
fica	diminuída,	como	se	fosse	um	promontório,	
como se fosse a casa dos teus amigos ou a tua 
própria; a morte de qualquer homem me diminui, 
porque sou parte do gênero humano. E por isso 
não perguntes por quem os sinos dobram; eles 
dobram	por	ti.”
(Donne,	1572	-	1631)
112
Árvore 
temática 3
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113
SP 3.1 – Por onde começar? 
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Anatomia:
• Faces;
• Lobos;
• Ligamentos;
• Hilo;
• Vesícula biliar.
FIGADO
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114
Identificar as veias abaixo, constituintes do sistema venoso 
portal:
• Veia porta;
• Veia esplênica;
• Veia mesentérica superior;
• Veia mesentérica inferior;
• Veias gástricas direita e esquerda.
Histologia: 
• Trama reticular;
• Lóbulos hepáticos;
• Hepatócitos;
• Estruturas	da	tríade	portal:
• Arteríola;
• Vênula;
• Ducto.
115
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
116
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO
PARA ESTUDO
1.	 Analisar	 os	 dados	 e	 indicadores	 de	 Saúde	 baseados	 no	 sistema	
Governamental	Datasus	conforme	o	procedimento	abaixo:
a)	Acessar	Datasus:	http://www2.datasus.gov.br/
b)	Acessar:	Informações	de	Saúde	(Tabnet).
c)	Acessar:	Indicadores	de	Saúde	e	Pactuações	(Indicadores	e	Dados	Básicos	
–	IDB	-	IDB	-	2012).
d)	Acessar:	Indicadores	demográficos	(2000	a	2011)	–	Ano	2010
A.	Acessar:	Taxa	Bruta	de	Natalidade	(Brasil/São	Paulo	e	verificar	quais	
regiões/estados apresentam as maiores e menores taxas). Indicar os 
Estados que mais aumentaram e mais diminuíram esta taxa. 
B.	Acessar:	Taxa	Bruta	de	Mortalidade	(Brasil/São	Paulo	e	verificar	quais	
regiões/estados apresentam as maiores e menores taxas). Indicar os 
Estados que mais aumentaram e mais diminuíram esta taxa.
e)	Acessar:	Indicadores	Socioeconômicos
A.	Acessar:	Taxa	de	analfabetismo	(Anos	Censitários)	(Brasil/São	Paulo	
e	 verificar	 quais	 regiões/estados	 apresentam	 as	maiores	 e	 menores	
taxas).
B.	Acessar:	Proporção	de	Pessoas	com	baixa	 renda	 (Anos	censitários)	
(Brasil/São	 Paulo	 e	 verificar	 quais	 regiões/estados	 apresentam	 as	
maiores e menores taxas/proporções).
Compreender as informações obtidas pelo Datasus
http://www2.datasus.gov.br/
117
f)	Acessar:	Indicadores	de	Mortalidade
A.	Acessar:	Taxa	Mortalidade	Infantil	-	2000	a	2011	(Brasil/São	Paulo	
e	 verificar	 quais	 regiões/estados	 apresentam	 as	maiores	 e	menores	
taxas). Indicar os Estados que mais aumentaram e mais reduziram esta 
taxa.
B.	 Acessar:	 Taxa	 Mortalidade	 Específica	 por	 Diabetes	 melito	 (Brasil/
São	Paulo	e	verificar	quais	 regiões/estados	apresentam	as	maiores	e	
menores taxas).
C.	 Acessar:	 Taxa	 de	mortalidade	 específica	 por	 doenças	 do	 aparelho	
circulatório	 (Brasil/São	 Paulo	 e	 verificar	 quais	 regiões/estados	
apresentam as maiores e menores taxas/proporções).
D.	Acessar:	Taxa	de	mortalidade	específica	por	doenças	transmissíveis	
(Brasil/São	 Paulo	 e	 verificar	 quais	 regiões/estados	 apresentam	 as	
maiores e menores taxas/proporções).
g)	Acessar:	Indicadores	de	Morbidade
A.	Incidência	de	doenças	transmissíveis	-	D.1	(Brasil/São	Paulo	e	verificar	
quais regiões/estados apresentam as maiores e menores taxas).
	 	 I.	Sífilis	Congênita;
 II. Meningite;
 III. Febre hemorrágica da dengue.
B.	Taxa	de	incidência	de	doenças	transmissíveis	-	D.2	(Brasil/São	Paulo	
e	 verificar	 quais	 regiões/estados	 apresentam	 as	maiores	 e	menores	
taxas);
	 	 I.	Aids	(2000	em	diante);
 II. Tuberculose;
 III. Dengue.
118
REFERÊNCIAS
BRASIL. Ministério da Saúde. Datasus.	 Disponível	 em:	 	 http://www.
datasus.gov.br/idb.LIMA,	 A.	 C.	 et	 al.	 Datasus:	 o	 uso	 dos	 Sistemas	 de	
informação na saúde pública.
LIMA,	A.	C.	et	al.	Datasus:	o	uso	dos	Sistemas	de	informação	na	saúde	
pública. Revista Fatec Zona Sul,	v.	1,	n.	3,	2015.	Disponível	em:	http://
www.revistarefas.com.br/index.php/RevFATECZS/article/view/27.
http://www.datasus.gov.br/idb
http://www.datasus.gov.br/idb
119
SP 3.2 – Mico da semana!
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Epiderme:
• Estratos (basal, espinhoso, granuloso, córneo e lúcido);
• Queratinócitos, melanócitos e células de Langerhans.
Derme:
• Derme papilar (tecido conjuntivo frouxo);
• Derme reticular (tecido conjuntivo denso).
PELE
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120
REFERÊNCIAS
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
121
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE
NO LABORATÓRIO
1.	Verifique	se	as	lâminas	a	serem	utilizadas	estão	limpas.	A	limpeza	
da lâmina é realizada antes de se iniciara preparação do esfregaço, 
pois frequentemente elas vêm de fábrica engorduradas pelo 
polimento.	Nesse	 caso,	 é	preciso:	 lavar	 essas	 lâminas	 com	água	e	
detergente neutro, enxaguá-las bem e depois lavá-las com álcool 
etílico comercial. Em seguida, secar com gaze as lâminas que serão 
utilizadas. Pegue as lâminas pela borda fosca para não engordurá-
las novamente.
2.	Forre	a	bancada	com	papel-toalha	capaz	de	absorver	respingos.
3.	 Providencie	 os	 materiais	 para	 preparar	 e	 fixar	 o	 esfregaço,	 e	
organize	tudo	na	bancada	de	forma	a	assegurar	um	fluxo	de	trabalho	
lógico e seguro.
4.	 Coloque	 em	 sua	 frente	 o	 coletor	 com	 a	 amostra	 que	 vai	 ser	
processada.
5.	Identifique	a	lâmina.	Para	isso,	escreva,	com	lápis	grafite,	na	borda	
fosca da lâmina o mesmo número colocado no corpo do coletor.
6.	Tire	 lentamente	a	 tampa	da	amostra,	para	evitar	a	 formação	de	
aerossóis, e coloque-a virada para cima no papel.
7.	Quebre	ao	meio	um	palito	de	madeira.
8. Retire a partícula maior e mais purulenta da amostra e deposite-a 
na lâmina próximo à borda fosca.
9. Distenda a amostra na lâmina, com uma das partes do palito 
em posição horizontal. Faça movimentos de vai-e-vem em cima 
da	amostra,	até	obter	um	esfregaço	homogêneo	que	cubra	2/3	da	
lâmina, sem deixar espaços vazios.
Diagnóstico laboratorial da tuberculose - baciloscopia
122
Obs: Esfregaços muito finos ou muito grossos dificultam a leitura 
e podem levar a resultados falso negativos. Por isso, se houver 
excesso de escarro na lâmina, retire, com o mesmo palito e devolva 
para o coletor. Se o esfregaço ficar muito fino, pegue mais amostra 
e repita os passos anteriores.
10.	Coloque	a	lâmina,	com	o	esfregaço	voltado	para	cima,	para	secar	
em temperatura ambiente, numa superfície forrada com papel seco.
11.	 Quando	 as	 lâminas	 estiverem	 completamente	 secas,	 fixe	 o	
esfregaço.
12.	 Pegue	 a	 lâmina	 seca,	 com	 o	 esfregaço	 voltado	 para	 cima,	 e	
passe-a	rapidamente,	por	3	vezes,	sobre	a	chama	do	bico	de	Bunsen	
(Aquecimento	excessivo	pode	danificar	o	bacilo	e	prejudicar	a	leitura	
da	lâmina;	aquecimento	insuficiente	pode	impedir	a	fixação).
13.	 Depois	 da	 fixação,	 os	 esfregaços	 ficam	 aderidos	 às	 lâminas	 e	
estão prontos para a coloração.
 
Coloração do esfregaço - Método de Ziehl-Neelsen
O princípio da coloração do esfregaço pelo método de Ziehl-Neelsen 
baseia-se na resistência à descoloração da fucsina na parede celular 
do bacilo, após lavagem com soluções álcool-ácido.
Assim, proceder da seguinte maneira:
1.	Após	a	fixação,	colocar	as	lâminas	sobre	um	suporte,	com	a	parte	
do esfregaço voltada para cima.
2.	Cobrir	as	lâminas	na	totalidade	com	fucsina	a	0.3%.
3.	Aquecer	as	lâminas	lentamente	até	a	emissão	de	vapor.	Aqueça	a	
fucsina	do	seguinte	modo:
a) passe a chama lentamente por debaixo das lâminas, até 
ocorrer a emissão de vapores. Retire a chama imediatamente e 
marque	o	tempo	de	5	minutos.
123
b) Passe novamente a chama por debaixo das lâminas até a 
emissão de vapor. Repita esta operação mais uma vez.
c) No total, você passa a chama lentamente por debaixo da 
lâmina	até	a	emissão	de	vapores,	por	3	vezes,	no	tempo	máximo	
de	5	minutos.
4.	Deixar	esfriar	por	5-7	minutos.
5.	Lavar	as	lâminas	com	água	corrente.
6.	 Cobrir	 as	 lâminas	 com	 a	 solução	 álcool-ácido	 a	 3%	 ou	 ácido	
sulfúrico	a	20%.
7.	Deixar	atuar	durante	2	minutos.
8. Lavar com água corrente e repetir a operação se necessário. 
Verifique	 se	 os	 esfregaços	 ficaram	 descorados.	 Considera-se	
descorado o esfregaço que apresentar coloração esbranquiçada ou 
levemente rosada.
9.	Cobrir	as	lâminas	com	azul	de	metileno	a	0,3%.
10.	Deixar	atuar	durante	2-3	minutos.
11.	Lavar	com	água	corrente	e	secar	ao	ar	livre.
12.	Pingue	uma	gota	de	óleo	de	imersão,	próximo	ao	número	e	no	centro	
da lâmina. Você vai fazer a leitura em linha reta e no sentido horizontal; no 
aumento	de	1.000X.
 
Como os BAAR podem se apresentar na visualização 
microscópica?
No método Ziehl-Neelsen, além da coloração vermelha, os bacilos podem 
se	apresentar	isolados,	em	grupos	ou	fragmentados.	Veja	na	Figura	1:
124
•	 não	 são	 encontrados	 BAAR	 em	 100	 campos	 =	 relata-se	 o	
resultado como negativo;
•	são	encontrados	de	1	a	9	BAAR	em	100	campos	=	relata-se	
apenas a quantidade de BAAR encontrada;
•	são	encontrados	de	10	a	99	BAAR,	em	100	campos	=	relata-se	
o	resultado	como	positivo	+;
•	 é	 encontrada	 em	 média	 de	 1	 a	 10	 BAAR	 por	 campo,	 nos	
primeiros	50	campos	observados	=	relata-se	o	resultado	como	
positivo	++;
•	 é	 encontrada	 em	média	 mais	 de	 10	 BAAR	 por	 campo,	 nos	
primeiros	20	campos	observados	=	relata-se	o	resultado	como	
positivo	+++.
Formas de apresentação dos BAAR na visualização microscópica.
Quais os critérios para interpretação dos resultados da baciloscopia, 
padronizados para o método de Ziehl-Neelsen pela Organização 
Mundial da Saúde?
Em	amostras	de	escarro,	quando:
•	 não	 são	 encontrados	 BAAR	 =	 relata-se	 o	 resultado	 como	
negativo;
•	 são	 encontrados	 BAAR	 em	 qualquer	 quantidade,	 em	 100	
campos	=	relata-se	o	resultado	como	positivo.
125
REFERÊNCIAS
ABBAS,	A.	K;	LICHTMAN,	A.	H;	PILLAI,	S.	Imunologia celular e molecular. 
8.	ed.	Rio	de	Janeiro:	Elsevier,	2015.	
DUARTE, A. J. da S. et al. Clínica médica: atuação da clínica médica, 
sinais e sintomas de natureza sistêmica, medicina preventiva, saúde 
da mulher, envelhecimento e geriatria, medicina física e reabili tação, 
medicina laboratorial na prática médica.	2.	ed.	Barueri:	Manole,	2016.	
DUNCAN, B. B. et al. Medicina ambulatorial: condutas de atenção 
primária baseadas em evidências.	4.	ed.	Porto	Alegre:	Artmed,	2013.	
http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/guia_controle_
tuberculo se.pdf.
ROITT, I. M. et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2013.
http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/guia_controle_tuberculo­se.pdf
http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/guia_controle_tuberculo­se.pdf
126
SP 3.3 – “Super	Liga”
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Menisco lateral
Menisco medial
Ligamento cruzado anterior
Ligamento cruzado posterior
Ligamento colateral fibular
Ligamento colateral tibial
Ligamento da patela
Articulação do joelho 
(sinovial bicondilar, sinovial gínglimo para alguns autores)
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127
Ligamento colateral medial ou deltoideo:
• Ligamento tibiotalar anterior;
• Ligamento tibiotalar posterior;
• Ligamento tibionavicular;
• Ligamento tibiocalcaneo.
Ligamento colateral lateral:
• Ligamento	talofibular	anterior;
• Ligamento	talofibular	posterior;
• Ligamento	calcaneofibular.
Articulação talocrural 
(articulação do tornozelo) (sinovial gínglimo)
128
REFERÊNCIAS
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia celular e molecular.	13.	ed.	
Rio	de	Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2017.
GUYTON, A. C; HALL, J. E. Tratado de fisiologia médica.	11.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Elsevier,	2006.
VAN	DE	GRAAFF,	 K.	M.	Anatomia humana.	 6.	 ed.	 São	 Paulo:	Manole,	
2003.
129
Caracterização das principais doenças causadas por 
exoparasita
Medicina
Laboratorial
ROTEIRO PARA ATIVIDADE
NO LABORATÓRIO
Reconhecer microscopicamente os principais exoparasitas 
causadores de doenças, utilizando o laminário próprio para 
identificação.	
Observar as características dos principais exoparasitas em 
microscópio	óptico	em	aumento	de	40,	100,	400	e	1000X	(imersão).	
130
REFERÊNCIAS
ROITT, Ivan Maurice et al. Fundamentos de imunologia.	12.	ed.	Rio	de	
Janeiro:	Guanabara	Koogan,	2013.		
REY, Luís. Bases da parasitologia médica.	 3.	 ed.	 Rio	 de	 Janeiro:	
Guanabara	Koogan,	2011.	
HEUKELBACH,	 Jörg;	 OLIVEIRA,	 Fabíola	 Araújo	 Sales	 de;	 FELDMEIER,	
Hermann.	 Ectoparasitoses	 e	 saúde	 pública	 no	 Brasil:	 desafios	 para	
controle. Cad. Saúde Pública,	 Rio	de	 Janeiro,	 19(5):1535-1540,	 set-
out,	2003.
131
SP 3.4 – Comigo... tudo ótimo!
Laboratório de Práticas 
Morfofuncional
ROTEIRO
PARA ESTUDO
Parte superior