Aula prática de química orgânica

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Universidade Federal Rural de Pernambuco
Departamento de Química
LABORATÓRIO DE QUÍMICA ORGÂNICA – 2016/1
Prof. João Rufino de Freitas Filho
Atividade Experimental 1: Introdução ao uso do laboratório 
I. Instruções Gerais
	O laboratório é um lugar para trabalho sério e não deve servir para experimentos não programados. As orientações enumeradas a seguir devem ser obedecidas:
Não é permitido comer ou fumar dentro do laboratório.
É indispensável o uso de avental, óculos de segurança e luvas.
A leitura das práticas com antecedência proporcionará melhor o aproveitamento das aulas.
Realize somente os experimentos indicados na aula. Não é permitido realizar aqueles não autorizados.
Não troque os reagentes de uma bancada para outra.
Tendo qualquer dúvida, solicite aos professores os devidos esclarecimentos.
Cuidados especiais devem ser tomados durante o manuseio de ácidos e bases fortes e de materiais biológicos.
Comunique aos professores quando houver material quebrado na bancada ou aparelhos danificados. Quando isto acontecer não utilize estes materiais. Se houver quebra de material durante o experimento, comunique ao professor imediatamente.
Ao final de cada aula, limpe todo o material. Descarte os resíduos em frascos apropriados. Passe água de torneira nos tubos e outros materiais utilizados. As pipetas devem ser colocadas dentro de cubas com as pontas para baixo.
II. Instruções técnicas
Use sempre uma pipeta para cada reagente a fim de evitar contaminação.
Atenção para não trocar as tampas dos frascos de reagentes.
Para aquecer o tubo de ensaio na chama direta (bico de Bunsen ou fogareiro) observe se o tubo está seco externamente, caso contrário, seque-o antes de efetuar a operação. Para que o tubo seja uniformemente aquecido, prenda-o com pinças de madeira e mantenha-o em constante agitação. Nunca dirija a boca do tubo em sua direção ou na dos colegas.
Espere que o vidro quente volte a esfriar antes de pegá-lo. Lembre-se, o vidro quente parece frio.
Terminado o uso do bico de Bunsen ou fogareiro, verifique se as torneiras do gás estão bem fechadas, evitando assim explosões e intoxicações.
Nunca deixe ou abra frascos de líquidos inflamáveis (éter, álcool, acetona, benzeno, etc) nas proximidades de chamas.
Leia duas vezes os rótulos dos reativos antes de utilizá-los.
Nunca devolva restos de uma solução para o frasco-estoque, porque poderá estar contaminada.
Antes de introduzir pipetas nas soluções, certifique-se de que estão limpas.
Para preparar soluções de ácidos fortes (sulfúrico, clorídrico, nítrico, etc), verta sempre o ácido sobre a água, nunca a água sobre o ácido.
Para o preparo das soluções alcalinas (NaOH, KOH, etc) tome bastante cuidado, pois a dissolução de bases fortes em água é exotérmica. Mantenha o frasco em banho de gelo e não aspire os vapores desprendidos.
Para verificar o odor de uma substância, nunca leve o frasco diretamente ao rosto.
O uso das pipetas:
- Para volumes de 0 e 1 mL, use pipeta de 1 mL graduada ao centésimo.
- Entre 1 e 2 mL, use pipeta de 2 mL graduada ao centésimo.
- Entre 2 e 5 mL, use pipeta de 5 mL graduada ao décimo.
- Entre 5 e 10 mL, use pipeta de 10 mL graduada ao décimo.
	Para o preparo de soluções-padrão utilize pipetas volumétricas.
	O líquido no interior das pipetas forma menisco e a leitura deve ser na altura dos olhos. O mesmo vale para balões volumétricos.
	Para medir substâncias corrosivas ou tóxicas, obstrua a extremidade superior da pipeta com um pouco de algodão ou use uma bureta que é mais seguro.
	Jamais pipete com a boca, sempre use pêras, pró-pipetas ou pipetas automáticas.
	Quando pipetar sangue, soluções viscosas, ácidos concentrados ou soluções alcalinas concentradas, lavar imediatamente com água o material utilizado.
	Antes de iniciar aula prática, verifique se todo o material a ser utilizado está na bancada.
Elaboração de relatório: Modelo de Relatório
Título da prática: Propriedades químicas de fenóis, aldeídos e cetonas
Objetivos: Descrever os objetivos da atividade experimental realizada.
Fundamentação teórica
Descrever resumidamente sobre os grupos funcionais analisados e as reações utilizadas para identificação dos compostos
Por exemplo: Segundo Clayden et al. (2001), aldeídos e cetonas são compostos carbonílicos.... Os aldeídos reagem com o regente de Felhing formando um precipitado vermelho tijolo.
Materiais e métodos
Coloque apenas o material usado e o método (procedimentos); os resultados deverão ser relacionados no item seguinte: Resultados e Discussão;
Resultados e Discussão
Os resultados poderão ser relacionados por itens na seqüência em que aparecem na parte Experimental. Por exemplo, você pode separar um item para fenóis com sub-itens para as reações testadas para essa classe e em seguida você poderá descrever suas observações bem como discutir todos os testes se positivo ou negativo e porque.
Conclusão
Utilidades das reações químicas em processos de identificação de compostos orgânicos...
Referenciais bibliográficas
CLAYDEN, J.; GREEVES, N.; WARREN, S.; WOTHERS, P. Organic Chemistry. Oxford University Press, NY. 2001.
OBS: Antes de iniciar o relatório, escreva as reações químicas para todos os testes realizados nesta prática bem como as fórmulas dos compostos testados. Destaque o que você observou durante os experimentos.
Atividade Experimental 2:  PREPARAÇÃO E RECONHECIMENTO DE ALDEÍDOS E CETONAS
Objetivo: Identificar e confirmar os grupos funcionais de aldeído, cetonas através de reações químicas.
1. Preparação 
PROCEDIMENTO 1 
Colocar em um erlenmeyer, 10 mL da amostra 1, em seguida adicionar gota a gota 2 mL de ácido sulfúrico e 10 mL de dicromato de potássio a 10 %. Adaptar um tubo em U e destilar a mistura recolhendo o destilado em um tubo de ensaio, em seguida dividir em três partes iguais. Prosseguir, então com os testes de reconhecimento.
PROCEDIMENTO 2
Colocar em um erlenmeyer, 10 mL da amostra 2, em seguida adicionar gota a gota 2 mL de ácido sulfúrico e 10 mL de dicromato de potássio a 10 %. Adaptar um tubo em U e destilar a mistura recolhendo o destilado em um tubo de ensaio, em seguida dividir em três partes iguais. Prosseguir, então com os testes de reconhecimento.
Observe todas as mudanças ocorridas ao longo do processo e tente explica-las.
2. TESTES DE RECONHECIMENTO
Teste A - Reação com 2,4 – dinitrofenilhidrazina (DNFH)
Aldeídos e cetonas reagem com a 2,4-dinitrofenil-hidrazina em meio ácido para dar 2,4-dinitrofenil-hidrazonas, usualmente como um precipitado de coloração amarelo-avermelhada. O produto tem, na maior parte dos casos, um ponto de fusão nítido, útil na identificação do aldeído ou cetona original.
Procedimentos: 
Em um tubo de ensaio colocar 3 mL do reagente 2,4-DNFH, adicionar 1 mL da substância a ser testada e agitar. Caso não haja formação de precipitado deixar em repouso pó 5 a 10 min.
Teste B - Reagente de Tollens (espelho de prata): 
         É uma solução amoniacal de prata. Os aldeídos reagem produzindo um precipitado de prata metálica nas paredes do frasco, formando um espelho de prata. As cetonas não reagem com o reativo de Tollens.
	R - CHO + 
	2Ag+ + 2NH3 + H2O 
	 ¾ R - COOH 
	+ 2Ag0 + 2NH4+ 
	aldeído 
	 reativo de Tollens 
	
	(espelho de prata) 
Procedimentos: 
Num tubo de ensaio 1 ml de solução de AgNO3 5%., 3 gotas de NH4OH 2% e 1 mL da substância a ser testada e aquecer ligeiramente em banho-maria. Reações
        	AgNO3 + NH4OH [Ag(NH3)2] OH (solúvel)   (reagente de Tollens)
           R - CHO  +  [Ag(NH3)2] OH     R - COO- NH4+  +  NH3  +  Ag(s) (espelho de prata)
           Cetonas não reagem !
 Teste 2: Reagentes de Fehling:
Os reagentes de Fehling são usados na caracterização de grupos aldeídos, especialmente em carboidratos (açúcares redutores). Os reagentes contêm íon cúprico complexado (azul) em meio básico com ion tartarato (Fehling). Aldeídos reagem com cobre II complexado produzindo um carboxilatoe precipitando cobre com Cu2O (cobre I), de cor marrom-avermelhada. O reagente de Fehling é usado como um teste qualitativo para a detecção de glicose na urina, uma indicação de diabetes ou disfunção renal. 
 
Procedimentos: 
Num tubo de ensaio coloque 1 mL do reagente de Fehling no 1 (CuSO4 aquoso) + 1 ml do reagente de Fehling no 2 (tartarato de sódio e potássio + NaOH). Neste mesmo tubo adicione 1 mL da substância a ser testada e aqueça por alguns minutos em banho-maria.. O tartarato funciona de modo a formar um complexo (de coloração azul escura) com os íons Cu2+ e facilitar a reação. Na reação com o aldeído, o cobre II é reduzido a cobre I:
           R - CHO  +  Cu2+    R - COO- Na+  +  Cu2O (precipitado cor de tijolo)
           Cetonas não reagem !
Perguntas:
1. Por que os reativos de Fehling e Tollens são utilizados para diferenciar cetonas de aldeídos?
2. Qual o aspecto obtido no tubo que contém aldeído em presença do reativo de Tollens?
3. Qual o aspecto adquirido no tubo que contém o aldeído em presença do reativo de Fehling?
4. Sabemos que se colocarmos uma camada de glicose e o reativo de Tollens sobre uma placa de vidro, obteremos uma película de prata, que se depositará sobre o vidro, formando um espelho. Por que isso acontece?
5. Qual o nome dos produtos orgânicos formados nas reações dos aldeídos com os reativos?
Atividade Experimental 3:  CARACTERIZAÇÃO DE CARBOIDRATOS 
Objetivos: Caracterizar a presença de carboidratos em soluções desconhecidas;
 Distinguir uma aldose de uma cetose;
	 Distinguir mono de dissacarídeos;
 Analisar efeito redutor de açúcares
1.Teste de Molisch- Reação geral para carboidratos. 
Fundamentos:
 Os ácidos concentrados causam a desidratação de monossacarídeos. As pentoses dão como produto final o furfural, e as hexoses o hidroximetilfurfural. Estes derivados se condensam com o alfa-naftol, originando produtos coloridos. Se um oligossacarídeo ou polissacarídeo estiver presente, ele é primeiro hidrolisado em seus monossacarídeos constituintes, que são então desidratados. Essa reação é considerada geral para os carboidratos, e não é específica, pois se processa com outras substâncias. A reação negativa indica a ausência de carboidratos. 
 
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução A, B, C, D, E
Ácido sulfúrico concentrado
Solução alcoólica de alfa-naftol a 5 %
Procedimentos experimentais
 Pipetar para cada tubo de ensaio as quantidades abaixo discriminadas:
Tubo 1: 1,0 mL de solução A (água de coco)
Tubo 2: 1,0 mL da solução B (mel de abelha)
Tubo 3: 1,0 mL da solução C (açúcar de mesa)
Tubo 4: 1,0 mL da solução D (leite)
Tubo 5: 1,0 mL da solução E (maisena)
Acrescentar 1mL da solução de alfa-naftol. Pipetar cuidadosamente 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado com o tubo inclinado, deixando o ácido escorrer pelas paredes do tubo sem agitar. Observe e anote resultados.
Perguntas:
1.Qual o princípio da reação de Molish e o que acontece quando a mesma é aplicada a um polissacarídeo? 
2. Reação de Seliwanoff - Reação para distinção entre aldoses e cetose.
Fundamentos: 
Este teste permite diferenciar aldoses de cetoses, que sob ação desidratante de ácidos concentrados são transformados em derivados do furfural, que por sua vez se condensam com o resorcinol formando um composto vermelho de composição incerta. A reação com cetoses é mais rápida do que com as aldoses permitindo diferenciá-los. Este teste é específico para a frutose. 
A diferença entre uma cetose e uma aldose é que na cetose o grupo funcional é uma carbonila cetônica, o exemplo de uma cetose, no caso, a frutose.   
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução A 
Solução B 
Procedimentos experimentais
 Pipetar para um tubo de ensaio 1 ml de solução A e para outro 1 ml de solução Acrescentar em cada tubo 3 ml do reativo de Seliwanoff. Deixar em banho-maria fervente por 5 minutos. Observe e anote resultados.
 
3. Reação de Benedict: Reação para identificar carboidratos redutores
 Fundamentos: 
 Os carboidratos redutores possuem grupos aldeídos ou cetonas livres ou potencialmente livres, sofrendo oxidação em solução alcalina de íons metálicos como o cobre. Os íons cúpricos (Cu++) são reduzidos pela carbonila dos carboidratos a íons cuprosos(Cu+) formando o óxido cuproso, que tem cor vermelho tijolo. A glicose é oxidada a ácido glicurônico, reduzindo íons cúpricos a íons cuprosos. A sacarose não sofre oxidação porque possui dois carbonos anoméricos envolvidos na ligação glicosídica.
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução A, B, C, D, E
Reagente de Benedict
Procedimentos experimentais
Pipetar para cada tubo de ensaio as quantidades abaixo discriminadas:
Tubo 1: 1,0 mL de solução A
Tubo 2: 1,0 mL da solução B
Tubo 3: 1,0 mL da solução C 
Tubo 4: 1,0 mL da solução D
Tubo 5: 1,0 mL da solução E
 Adicionar 0,5 mL do reativo de Benedict a cada tubo. Agitar e deixar em banho-maria fervente por 5 minutos. Observe e anote resultados.
 
4. Reação de Barfoed: Distinção entre monossacarídeos e dissacarídeos
Fundamentos
	O reagente de Barfoed é uma solução fracamente ácida de CuSO4 e permite distinguir qualitativamente monossacarídeos de dissacarídeos redutores, pela velocidade de reação.
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução A 
Solução E 
Procedimentos experimentais
 Preencha cerca de dois terços do béquer com água e aqueça até próximo da ebulição.
 Rotule tubos de ensaio e adicione em cada tubo 5mL de cada solução (A e E); 
 Adicione 1 mL ( cerca de vinte gotas) de reagente de Barfoed em cada tubo e agite e agite. 
 Mergulhe os tubos na água quente do béquer e aguarde alguns minutos. Observe e anote o resultado ( anote tempo).
Atividade Experimental 4: CARACTERIZAÇÃO DE CARBOIDRATOS 
Objetivos: Entender o mecanismo de solubilização do amido
 Entender a interação do amido com o iodo.
	 Demonstrar a hidrólise da sacarose
	 
 5. Reação com lugol: Identificação do amido
Fundamentos
O amido é um polissacarídeo de reserva dos vegetais constituído por um elevado número de moléculas de glicose. A identificação do amido é feita com o soluto de lugol (iodo). Na presença do amido forma-se um complexo de cor azul intenso devido às moléculas de iodo se incorporarem no interior das hélices do amido. O amido não tem capacidade redutora porque os grupos funcionais responsáveis pela redução (grupo aldeído e grupo cetona) estão envolvidos na ligação glicosídica.
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução E 
Procedimentos experimentais
 Coloque 2 mL de água em dois tubos de ensaio e acrescente duas gotas de solução de lugol em cada um.
 Em um dos tubos, coloque uma pequena quantidade de amido e agite bem.
 Compare as cores dos tubos e anote o resultado. Notar o aparecimento de cor azul intensa
 Aquecer. Observar. Resfriar o tubo em água corrente. Observar e anotar resultados.
Perguntas
1. Explicar como o amido interage com o iodo (a nível molecular) e como ocorreram as mudanças de cor observadas.
3. Explicar por que o amido, apesar de sua polaridade, pode ser de difícil solubilização em algumas condições.
6. Hidrólise da sacarose 
Fundamentos
Hidrólise é um termo útil, oriundo da definição de Arrhenius de ácidos e bases, e significa "quebra pela água". A hidrólise é uma reação entre um ânion ou um cátion e a água, com fornecimento de íons OH- ou H+ para a solução.
A equação da reação química descrita na hidrólise da sacarose é a que segue: 
Sacarose + H2O glicose + frutose
Essa é uma reação de hidrólise. O dissacarídeo sacarose é hidrolisado originando dois monossacarídeos, glicose e frutose. As reações de hidrólise biológicas são quase sempre espontâneas (exergônicas).
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Solução C 
Procedimentos experimentais
 1. Coloque em um tubo de ensaio 5,0 mL da solução aquosa de sacarose (0,1 mol/L) e adicione 1,0mL de ácido clorídrico 1,0 mol/L.
2. Coloque o tubo de ensaio durante cinco minutos em banho-maria fervente.
3. Retire o tubo e espere esfriar. Adicione bicarbonato de sódio à solução até que não ocorra mais efervescência.
4. Adicione 0,5 mL do reativo de Benedict. Coloque-o novamente em banho-maria por um minuto. Observar e explicar 
Perguntas:
1. A sacarose é um dissacarídeo e a glicose é um monossacarídeo. O que deve ter ocorrido quando o ácido clorídrico foi adicionado à solução contendo sacarose? Equacione a reação.
2. Por que se adiciona bicarbonato de sódio à solução? 
Atividade Experimental 5:. CARACTERIZAÇÃO DE AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS
Objetivo: Caracterizar a presença de proteínas e aminoácidos específicos em alimentos
PROCEDIMENTO 1
Num béquer de 25 mL adicionar 20 mL de água destilada e 20 mL de leite. Adicionar gota a gota 2 mL de ácido acético 1M, agitando com um bastão de vidro. Deixar o precipitado sedimentar. Separar o liquido sobrenadante por filtração. Rotular os recipientes contendo “ precipitado A” e o “filtrado A”
PROCEDIMENTO 2 
Abra um ovo e separe a clara da gema. A cerca de 1mL de clara adicione 100 mL de água e agite bem a mistura. Antes de usar, agite novamente.
TESTE DE RECONHECIMENTO
Teste A: Reação do Biureto - reação geral para proteínas
Fundamentos 
 É específica para substâncias orgânicas que possuem pelo menos dois grupos CO-NH unidos por carbono ou nitrogênio, como ocorre no biureto(NH2-CO-NH-CO-NH2), que empresta o seu nome para a reação. O biureto é obtido pelo aquecimento de duas moléculas de uréia (NH3). As proteínas e seus produtos de hidrólise parcial que contêm duas ou mais ligações peptídicas darão resultado positivo neste simples teste (tripeptídeos, tetrapeptídeos, etc.). Uma proteína reagindo em meio alcalino com sal de cobre forma um composto de cor violeta característica.
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Clara de ovos 
Reativo de Biureto
Procedimentos experimentais
Coloque cerca de 2mL da suspensão de clara de ovo tubo de ensaio. Adicione dez gotas de solução de hidróxido de sódio em cada tubo e agite. Acrescente cinco gotas de solução de sulfato de cobre 2 e agite. Observe e anote resultados. O desenvolvimento de coloração rósea ou violeta indica a presença de proteína.
Teste B: Reconhecimento de gorduras
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Caseína do leite
Reativo de Biureto
Procedimento experimental: Colocar cerca de 1cm do precipitado A num tubo de ensaio. Lavar duas vezes o precipitado com álcool. Em seguida juntar 10 mL de éter e agitar violentamente. Filtrar o extrato etéreo e evaporar o éter. Observar o aparecimento de gotículas de gordura.
Pergunta:
 Como identificamos proteínas usando a reação de Biureto? 
Teste B: Reação Xantoprotéica - pesquisa de tirosina(tyr) e triptofano(trp).
Fundamentos
 	Esta reação é devido à presença do grupo fenil nas proteínas (tirosina e triptofano), com o qual o ácido nítrico forma nitroderivados que são coloridos (alaranjados) em meio alcalino. Outro aminoácido que tem o grupo fenil é a fenilalanina(phe), mas ela não dá positivo no teste nas condições descritas. O resultado com fenilalanina será positivo somente quando utilizarmos um agente de nitração mais enérgico.
Materiais e Métodos
Substâncias usadas
Clara de ovos 
Caseína e albumina do leite
HNO3
Procedimentos experimentais
- Coloque cerca de 2mL da suspensão de clara de ovo tubo de ensaio 1; 2mL de albumina no tubo 2 e 2mL de caseína no tubo 3
- Adicione 1mL de ácido nítrico concentrado em cada tubo.
- Segure o tubo com uma pinça de madeira e aqueça suavemente. Coloque o tubo na estante e deixe esfriar.
- Adicione cerca de 2ml de solução de hidróxido de sódio, agite, observe e anote. 
Pergunta: 
1. Como se pode identificar a presença de proteínas, usando a reação Xantoprotéica?