Apostila de Aula Prática Bioquímica Geral

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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO 
UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAPÁ 
PRÓ-REITORIA DE ENSINO E GRADUAÇÃO 
COORDENAÇÃO DE FARMÁCIA 
Professores: Dr.ª Mayara Tânia Pinheiro 
 Me. Glauber Vilhena da Costa 
SUMÁRIO 
NORMAS DE SEGURANÇA ............................................................................................................. 3 
O LABORATÓRIO............................................................................................................................ 3 
O TRABALHO ................................................................................................................................. 4 
A LIMPEZA ..................................................................................................................................... 5 
OS ACIDENTES ............................................................................................................................... 5 
PRIMEIROS SOCORROS.................................................................................................................. 5 
ELABORAÇÃO DE UM RELATÓRIO EM FORMA DE ARTIGO ........................................................... 6 
1. DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (pH) .................................................... 8 
2. DETERMINAÇÃO DA CONDUTIVIDADE ELÉTRICA DA AMOSTRA DE ÁGUA ............................. 10 
3. DETERMINAÇÃO DE CLORO LIVRE E TOTAL EM AMOSTRA DE ÁGUA ................................. 11 
3.1 CLORO LIVRE ............................................................................................................... 11 
3.2 CLORO TOTAL .............................................................................................................. 11 
4. PROPRIEDADES DA ÁGUA ................................................................................................... 12 
5 INVESTIGAÇÃO DA SOLUÇÃO TAMPÃO DE UM ACIDO FRACO E SEU SAL ASSOCIADO 
(CH3COOH + CH3COONA) NA PRESENÇA DE UM ÁCIDO FORTE. ................................................. 14 
6. INVESTIGAÇÃO DA CAPACIDADE TAMPONANTE DA SALIVA NA PRESENÇA DE UMA ACIDO 
FORTE. ......................................................................................................................................... 16 
8. PRESENÇA DE PEPTÍDIOS NA AMOSTRA ATRAVÉS DO REATIVO DE BIURETO .................... 19 
10. EXTRAÇÃO DA URÉASE DE SOJA ............................................................................................ 20 
11. EXTRAÇÃO DE AMIDO ........................................................................................................... 21 
12. CARACTERIZAÇÃO DE AÇUCARES REDUTORES ..................................................................... 22 
13. REAÇÃO DO LUGOL (IDENTIFICAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS) ............................................... 23 
14. GRAU DE RAMIFICAÇÃO DA MOLÉCULA DE CARBOIDRATO ................................................. 24 
15. CARACTERIZAÇÃO DE LIPÍDIOS.............................................................................................. 25 
16. SOLUBILIDADE DOS LIPÍDIOS ................................................................................................. 26 
17. REAÇÃO DE SAPONIFICAÇÃO ................................................................................................ 26 
18. DETECÇÃO DE COLESTEROL (MÉTODO DE SALKOWISKI) ...................................................... 27 
19. DETERMINAÇÃO DE ÁCIDOS GRAXOS (AG) LIVRES E ÍNDICE DE ACIDEZ (IA) ........................ 28 
20. CATALISANDO A HIDRÓLISE DA URÉIA EM URINA ................................................................ 30 
21. EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE ENZIMAS ....................................................................... 32 
22. DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE DA AMILASE SALIVAR ........................................................ 35 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................................... 38 
 
 
 
NORMAS DE SEGURANÇA 
Embora não seja possível enumerar aqui todas as normas de segurança em 
laboratório, existem certos cuidados básicos, decorrentes do uso de bom senso 
e de conhecimento científico, que devem ser observados. As normas foram 
divididas em quatro grupos: as que se referem à parte física do laboratório, às 
atitudes que o laboratorista deve ter durante o seu trabalho no laboratório, à 
limpeza do laboratório e do material e aos procedimentos em caso de acidente. 
É proibida a permanência do aluno no laboratório sem o roteiro de aula, os 
mesmos devem seguir o roteiro e executar apenas as atividades descritas no 
mesmo. 
O laboratório é um lugar de trabalho sério. EVITE QUALQUER TIPO DE 
BRINCADEIRAS, pois a presença de substâncias inflamáveis, explosivas e de 
material de vidro delicado e, muitas vezes, de preço bastante elevado, exigem 
uma perfeita disciplina no laboratório. 
É INDISPENSÁVEL O USO DE JALECO 
O trabalho no laboratório é feito em equipes. Antes de iniciar e após o término 
dos experimentos MANTENHA SEMPRE LIMPA A APARELHAGEM E 
BANCADA DE TRABALHO, e deixe os materiais e reagentes de uso comum 
em seus devidos lugares. 
Estudo com atenção os experimentos antes de executá-los, a fim de que todas 
as etapas do procedimento indicado sejam assimiladas e compreendias. Esta 
conduta não apenas facilita o aprendizado, mas também a utilização mais 
racional do tempo destinado às aulas práticas. 
Deve-se evitar o desperdício de soluções, reagentes sólidos, gás e água 
destilada. 
Na preparação ou diluições de uma solução use sempre ÁGUA DESTILADA. 
O LABORATÓRIO 
1. Conheça a localização do chuveiro de emergência, do lava-olhos, dos 
extintores de incêndio, dos registros de gás de cada bancada e das chaves 
gerais (elétricas). Saiba usar esses dispositivos. − Mantenha as janelas abertas 
para ventilar o laboratório − Verifique se os cilindros de gás sob pressão estão 
presos com correntes ou cintas. − Ao se retirar do laboratório, verifique se não 
há torneiras (água ou gás) abertas. Desligue todos os aparelhos. − É 
expressamente proibido que os alunos retirem qualquer produto químico 
(especialmente solventes), vidraria ou equipamentos (micropipetas, eletrodos, 
balanças, etc) dos laboratórios didáticos. Estes materiais podem ser utilizados 
somente para a execução de experiências em aulas práticas e os infratores desta 
norma estarão sujeitos às sanções disciplinares e legais. − Durante a sua 
permanência no laboratório use sempre os óculos de proteção, avental e nunca 
use lentes de contato (vapores corrosivos podem ficar presos entre a lente e a 
córnea e, em caso de algum líquido espirrar no olho, o lava-olhos não é 
eficiente). − Não use sandálias ou chinelos, que não protegem de respingos e 
de queda de objetos. Use somente sapatos fechados, de preferência de couro. 
2. Cabelos longos devem estar sempre presos para evitar que peguem fogo ou 
fiquem presos a equipamentos. 
3. Não fume, não coma e não beba nada no laboratório. Isto pode contaminar 
reagentes, comprometer aparelhos e provocar intoxicação. 
4. Não coloque bolsas, malhas, livros, etc sobre a bancada, mas apenas o 
caderno de anotações, caneta e calculadora. 
5. Não brinque no laboratório. Esteja sempre atento ao experimento. 
6. Não trabalhe sozinho no laboratório. É necessária a presença de uma outra 
pessoa para ajudar em caso de emergência. O trabalho experimental no 
laboratório deve ser executado somente na presença do professor responsável. 
7. Não receba colegas no laboratório. Atenda-os no corredor. 
8. Siga rigorosamente as instruções fornecidas pelo professor. 
9. Consulte o professor antes de fazer qualquer modificação no andamento do 
experimento e na quantidade de reagentes a ser utilizada. 
10. Caso esteja usando um aparelhopela primeira vez, leia sempre o manual 
antes e consulte o professor. 
11. Nunca teste um produto químico pelo sabor. 
12. Não é aconselhável testar um produto químico pelo odor, porém, caso seja 
necessário, não coloque o frasco sob o nariz. Desloque com a mão, para a sua 
direção, os vapores que se desprendem do frasco. 
 
O TRABALHO 
1. Para pipetar, use seringa, pêra de borracha ou pipetador. Nunca aspire 
líquidos com a boca. 
2. Evite contato de qualquer substância com a pele. 
3. Encare todos os produtos químicos como venenos em potencial, enquanto 
não verificar a sua inocuidade, consultando a literatura especializada. 
4. Conheça as propriedades físicas, químicas e toxicológicas das substâncias 
que vai manipular, bem como métodos de descarte dos resíduos gerados. 
5. Consulte a bibliografia. 
6. Antes de usar qualquer reagente, leia cuidadosamente o rótulo do frasco para 
ter certeza de que aquele é o reagente desejado. 
7. Conserve os rótulos dos frascos, pois contêm informações importantes. 
8. Não aqueça líquidos inflamáveis em chama direta. 
9. Nunca deixe frascos contendo solventes inflamáveis (acetona, álcool, éter, por 
exemplo) próximos a uma chama ou expostos ao sol. 
10. Não armazene substâncias oxidantes próximas a líquidos voláteis e 
inflamáveis. 
11. Abra os frascos o mais longe possível do rosto e evite aspirar ar naquele 
exato momento. 
12. Nunca torne a colocar no frasco reagente retirado em excesso e não 
utilizado. Ele pode ter sido contaminado. 
13. Nunca aqueça o tubo de ensaio apontando a sua extremidade aberta para 
um colega ou para si mesmo. 
14. Cuidado ao aquecer vidro em chama: o vidro quente tem exatamente a 
mesma aparência do frio. 
15. Não deixe bicos de Bunsen acesos sem utilização. 
16. Cuidado com chapas elétricas. Podem estar quentes. 
17. Dedique atenção especial a qualquer operação que necessite aquecimento 
prolongado ou que libere grande quantidade de energia. 
18. Use luva térmica para retirar material quente da estufa. 
19. Use luva de pano ou simplesmente um pano para proteger a mão ao inserir 
um tubo de vidro ou um termômetro numa rolha. Lubrifique o tudo ou o 
termômetro. 
20. Use colher de madeira ou plástico para preparar mistura refrigerante (gelo e 
sal). Madeira e plástico são maus condutores de calor. 
21. Ao preparar soluções aquosas diluídas de um ácido, coloque o ácido 
concentrado na água, nunca o contrário. 
22. Todos os experimentos que envolvem a liberação de gases ou vapores 
tóxicos devem ser realizados na câmara de exaustão (capela). 
23. Verifique se as conexões e ligações estão seguras antes de iniciar uma 
reação química. 
 
A LIMPEZA 
1. Água ou outros produtos derramados no chão podem tornar o piso 
escorregadio. Providencie imediatamente a limpeza. 
2. A bancada de trabalho deve ser mantida limpa e seca, evitando, assim, que 
se entre inadvertidamente em contato com uma substância tóxica ou corrosiva. 
3. Lave todo o material após o uso. 
4. Não jogue papéis ou outros sólidos nas pias. Provocam entupimentos. 
5. Não jogue solventes ou reagentes nas pias. Eles poluem o ambiente e 
solventes inflamáveis na tubulação de esgoto podem causar sérias explosões. 
6. Descarte os solventes em frascos apropriados. Em caso de dúvida, consulte 
o professor sobre o método adequado de descarte. 
7. Não jogue vidro quebrado ou lixo de qualquer espécie na caixa de areia. 
8. Ao se retirar do laboratório, deixe todo o equipamento limpo. 
9. Ao se retirar do laboratório, lave sempre as mãos. 
 
OS ACIDENTES 
1. Em caso de acidente, procure imediatamente o professor, mesmo que não 
haja danos pessoais ou materiais. 
2. Todo acidente, por menor que pareça, e qualquer contato com reagentes 
químicos ou agentes biológicos deve ser comunicado ao professor. 
3. Antes de lidar com cada produto químico, saiba o que fazer no caso de contato 
deste com os olhos, a boca ou a pele. No caso de um acidente deste tipo, avise 
o professor imediatamente e procure o tratamento específico para cada caso. 
4. Vidros quebrados devem ser descartados, depois de limpos, em recipientes 
de lixo de vidros. Nunca jogue vidros quebrados no lixo comum, pois podem 
causar cortes no pessoal de limpeza. 
5. Em caso de derramamento de mercúrio, chame imediatamente o professor ou 
o técnico. Vapores de mercúrio são muito tóxicos. 
PRIMEIROS SOCORROS 
 Cortes e ferimentos devem ser desinfetados e cobertos. 
 Queimaduras leves com fogo ou material quente, tratar com ÁGUA FRIA/ GELADA 
ou PICRATO DE BUTESIN ou ÁCIDO PÍCRICO. 
 Queimaduras cutâneas: 
 COM ÁCIDOS - lavar com bastante água e sabão e, em seguida, neutralizar com 
LEITE DE MAGNÉSIA ou BICARBONATO DE SÓDIO. 
 COM BASES - lavar com muita água e, em seguida, com solução diluída de 
ÁCIDO ACÉTICO (0,1N). 
 COM FENOL - lavar abundantemente com ÁLCOOL ETÍLICO. 
 Queimaduras oculares com substâncias ácidas ou básicas devem ser lavadas com 
água (usar lava - olhos) e tratadas com colírio estéril. 
 Ingestão: 
 DE ÁCIDOS - tomar HIDRÓXIDO DE CÁLCIO, LEITE DE MAGNÉSIA ou 
LEITE. Não tomar bicarbonato de sódio ou carbonato de cálcio. Estes produtos são 
contra-indicados porque produzem distensão e facilitam a perfuração. 
 DE BASES - tomar solução de ácido acético 1/100 ou vinagre 1/10 ou água de 
limão. 
 DE SAIS DE CHUMBO - lavar com água em abundância. Após, beber grande 
quantidade de água seguida de duas colheres de SULFATO DE MAGNÉSIO (sal de 
Epson). 
 Intoxicação por gases: 
REGRA GERAL: remova o paciente da exposição, fazendo-o respirar profundamente e 
mantendo-o aquecido. 
ELABORAÇÃO DE UM RELATÓRIO EM FORMA DE ARTIGO 
I - Introdução: 
 A elaboração de um relatório é um procedimento bastante comum durante o 
exercício de qualquer profissão técnico científica. Ser um bom profissional envolve 
também saber transmitir a outros os resultados de um trabalho. Assim, faz-se 
necessário que o acadêmico de química e áreas afins adquira a habilidade de redigir 
bons relatórios. 
II - Estilo e Clareza: 
 É praxe redigir relatórios de forma impessoal, utilizando-se a voz passiva do tempo 
passado, pois relata algo que já foi feito. Devem-se usar as formas: “a massa das 
amostras sólidas foi determinada...”, ou “determinou-se a massa das amostras 
sólidas...”. Nunca “eu determinei a massa...” ou “pesei as amostras...”, evitando a forma 
pessoal. 
 Outro aspecto muito importante é a clareza. O relato deve ser detalhado e cuidadoso, 
de modo que qualquer pessoa que leia o relatório consiga efetivamente entender o que 
foi e como foi feito. 
III - Organização do Relatório: 
 Um relatório bem organizado inclui os seguintes itens, na ordem abaixo 
discriminada. 
3.1) TEMA - TÍTULO 
 Deve explicitar a prática a ser realizada. Pode ser o mesmo já contido no material 
referente à experiência. 
3.2) RESUMO NA LINGUA VERNACULA OU LÍNGUA INGLESA OU LÍNGUA 
FRANCESA 
3.3) PALAVRAS – CHAVES (no mínimo três e máximo cinco) 
3.4) INTRODUÇÃO 
 Nesta seção, deverá ser explicitado, de forma clara e breve o objetivo, o método 
utilizado e os princípios fundamentais em que o método se baseia. (PRINCIPIO DO 
METODO – FUNDAMENTAÇÃO) 
3.5) MATERIAL UTILIZADO 
 Indicar reagentes, vidraria e equipamentos utilizados com sua devida descrição. 
3.6) PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL 
 Deve conter relatos exatos e claros de como foi feita à experiência. Deve-se 
descrever, passo a passo, como a experiência foi realizada. Não se deve copiar do 
roteiro de prática. Lembre-se, a forma deverá ser impessoal, usando voz passiva 
no tempo passado. 
3.7) RESULTADOS E DISCUSSÕES. 
 Nesta seção do relatório devem ser colocados osdados coletados durante a 
experiência e os cálculos realizados; também devem ser discutidos os resultados 
finais obtidos. 
 Formas rápidas e eficientes de registrar dados em um relatório é a utilização 
de tabelas e gráficos, conforme determinações da ABNT. 
3.8) CONCLUSÃO 
 Síntese do trabalho realizado, dissertando sobre sua relevância cientifica e 
aplicabilidade prática, deve-se evitar o comentário pessoal, Ex: essa experiência foi de 
suma importância para o meu aprendizado e elevação profissional, ou verificamos que 
esta pratica foi muito boa e excelente para verificar o fato realizado no laboratório, etc... 
3.9) REFERÊNCIAS 
Finalmente, sempre se devem mencionar, no relatório, as fontes bibliográficas 
consultadas. Para tal, recomenda-se a utilização das normas para citação bibliográfica 
recomendadas pela ABNT. 
 
 
1. DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL HIDROGENIÔNICO (pH) 
 
1.Determinação do pH de uma amostra de água 
1.1. Introdução 
 
O pH define o caráter ácido, básico ou neutro de uma solução. Os organismos 
aquáticos estão geralmente adaptados às condições de neutralidade e, em 
consequência, alterações bruscas do pH de uma água pode acarretar no 
desaparecimento dos seres presentes na mesma. Os valores fora das faixas 
recomendadas podem alterar o sabor da água e contribuir para corrosão do 
sistema de distribuição de água, ocorrendo assim, uma possível extração do 
ferro, cobre, chumbo, zinco e cádmio, e dificultar a descontaminação das 
águas.1,2 
 
1.2. Parte experimental 
A determinação do pH da amostra de água analisada será realizada utilizando-
se um pHmetro de bancada, de acordo com os seguintes procedimentos: 
1) Ligar o pHmetro conforme instruções do Manual de Operações e aguardar 
cerca de 30 minutos para estabilização; 
2) Lavar os eletrodos de trabalho e de referência com água destilada e secar 
cuidadosamente os mesmos com papel fino e absorvente; 
3) Calibrar os eletrodos utilizando-se soluções tampão de pH 4,0 e pH 7,0, 
conforme descrito abaixo: 
3.1) Calibração: Após a realização do item 1 desse procedimento, pegar um 
frasco contendo uma quantidade adequada de solução tampão de pH 4,0, ou 
seja, contendo um volume de solução onde o eletrodo seja mergulhado e que 
cubra a membrana (junção líquida, na Figura 1), que faz a comunicação entre a 
solução contida dentro da membrana e a parte externa do eletrodo, e que exceda 
cerca de dois dedos em volume a localização da membrana. 
 
Figura 1: Esquema ilustrativo de um eletrodo combinado de vidro para medidas de pH. Fonte: 
http://www.dec.ufcg.edu.br/saneamento/PH.html, acessado em 22-11-12. 
3.2) Retirar os eletrodos da solução tampão de pH 4,0, lavar os eletrodos com 
água destilada e secar cuidadosamente os mesmos com papel fino e absorvente. 
3.3) Repetir os procedimentos 2.1 e 2.2 mas utilizando a solução tampão de pH 
7,0. 
OBSERVAÇÃO: Em cada leitura de pH esperar a estabilização do valor de pH 
antes de passar para a próxima medida. 
 
4) Colocar os eletrodos na amostra. 
5) Aguardar a estabilização da leitura de pH. 
6) Anotar o valor obtido de pH para a amostra analisada. 
7) Concluídas as medidas, lavar o eletrodo com água destilada, secá-lo, desligar 
o pHmetro e guardá-lo. 
2. DETERMINAÇÃO DA CONDUTIVIDADE ELÉTRICA DA AMOSTRA DE 
ÁGUA 
 
2.1. Introdução 
A água quimicamente falando pura, no estado líquido, conduz muito pouco a 
corrente elétrica. 
A condutividade elétrica da água é determinada pela presença de substâncias 
dissolvidas que se dissociam em ânions e cátions e pela temperatura. As 
principais fontes dos sais de origem antropogênica naturalmente contidos nas 
águas são: descargas industriais de sais, consumo de sal em residências e no 
comércio, excreções de sais pelo homem e por animais. 1,2 
2.2. Parte experimental 
A determinação da Condutividade Elétrica da amostra a ser analisada será 
realizada utilizando-se um Condutivímetro de acordo com os seguintes 
procedimentos: 
1) Conectar o eletrodo no equipamento verificando a posição correta para 
encaixe do mesmo. 
2) Ligar o instrumento conforme orientações do Manual de Operação e aguardar 
cerca de 30 minutos para estabilização. 
3) Selecionar a escala desejada para a medição do padrão de condutividade 
(para calibração do eletrodo) e da amostra. 
4) Lavar o eletrodo com água destilada. 
5) Secar cuidadosamente o eletrodo com um papel fino e absorvente. 
6) Mergulhar o eletrodo na solução a ser medida (padrão). 
7) Aguardar a estabilização da leitura de Condutividade Elétrica. 
8) Repetir as etapas “4” e “5” e medir a condutividade da(s) amostra(s). 
9) Anotar o valor de Condutividade Elétrica obtido para a amostra. 
10) Concluídas as medidas, lavar o eletrodo com água destilada, secá-lo, 
desligar o condutivímetro e guardá-lo. 
2.3- Referências bibliográficas 
1 – Relatório de monitoramento das águas superficais na bacia do Rio São Francisco em 2005, 
sub-bacia do Rio Paraopeba, Projeto águas de Minas. Belo Horizonte: IGAM Monitoramento das 
Águas, 2005. 
2 – FEEMA – Fundação Estadual de Engenharia do Meio Ambiente, Métodos de análise físico-
química da água, Cadernos Feema, Série Didática, Volume III, Rio de Janeiro, 1981. 
3. DETERMINAÇÃO DE CLORO LIVRE E TOTAL EM AMOSTRA DE ÁGUA 
a. Materiais 
Kit do colorímetro (Microprocessador digital para o cloro e flúor 
b. Procedimento 
3.1 CLORO LIVRE 
 Coloque na cubeta 10 mL da amostra a ser analisada. 
 Em seguida com a pá dosadora adicione o reagente DPD em pó, coloque 
a tampa e agite suavemente por cerca de 15 segundos evitando a 
formação de bolhas em seu interior. 
 O tempo entre a adição do reagente e a leitura não deve ultrapassar 1 
minuto. 
 Coloque a cubeta no banco ótico, tampe-o para evitar luz espúria e faça 
a leitura apertando a tecla LIGAR/LER. 
 Aparecerá a seguinte mensagem: Lendo amostra 
Após 3 segundos aprecerá a seguinte mensagem: Cloro: X,XX mg/L 
Gravar? (S) CAL (N) LIGAR/LEER, APERTE O NÃO. 
3.2 CLORO TOTAL 
 Coloque na cubeta 10 mL da amostra a ser analisada. 
 Em seguida com a pá dosadora adicione o reagente DPD em pó, e 
após adicione 5 gotas do reagente DL-KI coloque a tampa e agite 
suavemente por cerca de 15 segundos evitando a formação de bolhas 
em seu interior. 
O tempo entre a adição dos reagentes e a leitura deve ser de 3 a 6 minutos 
para que a reação seja completada (Sugerimos 3 minutos). 
 Coloque a cubeta no banco ótico, tampe-o para evitar luz espúria 
e faça a leitura apertando a tecla LIGAR/LER. 
 Aparecerá a seguinte mensagem: Lendo amostra 
Após 3 segundos aprecerá a seguinte mensagem: Cloro: X,XX mg/L 
Gravar? (S) CAL (N) LIGAR/LEER, APERTE O NÃO. 
 
4. PROPRIEDADES DA ÁGUA 
 
4.1 Neste experimento você tentará dissolver diferentes substâncias em água 
líquida. Para fazer isso, transfira 50 ml de água da pisseta para cada um dos 
quatro béqueres e adicione uma medida de cada substância ao respectivo 
béquer. Com auxílio do mexedor, tente dissolver completamente cada uma 
das substâncias. Registre os resultados na tabela. Béquer 1: 1 colher de sal 
(polar) Béquer 2: 1 colher de talco (apolar) Béquer 3: 1 medida de conta-gotas 
de óleo vegetal (apolar) Béquer 4: 1 medida de conta-gotas de etanol (polar). 
Substância 
Solubilidade em água 
(solúvel ou não solúvel) 
Polar ou apolar? 
 
 
 
 
 
 Formule uma hipótese para explicar o resultado observado. 
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
______________________________________________________________________________________________________________________________ 
 Descarte o líquido dos béqueres na pia, lave-os em água corrente e 
enxugue-os com papel absorvente. Leve os conta-gotas vazios para a pia 
e substitua-os pelos novos. Organize os materiais na mesa, da mesma 
forma que os encontrou. 
 
PROPRIEDADE:_________________________________________________. 
 
4.2 Coloque uma tira de papel dentro da proveta, com o ponto colorido para 
baixo, conforme indicado na figura. Cuidado para não encostar o ponto de 
tinta na água. Aguarde (faça o procedimento 2). 2. Coloque os dois canudos 
no béquer com água colorida. Observe. O que aconteceu com a água do 
béquer? Desenhe a água nos canudos abaixo. 
 
 
 
 
3. Observe a tira de papel na proveta. O que aconteceu? 
__________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________ 
4.Explique, utilizando os termos coesão, adesão e capilaridade, o que 
aconteceu com a água no papel e nos canudos. 
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________ 
5.Por que a altura da água nos canudos foi diferente? 
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________ 
 
5 INVESTIGAÇÃO DA SOLUÇÃO TAMPÃO DE UM ACIDO FRACO E SEU 
SAL ASSOCIADO (CH3COOH + CH3COONA) NA PRESENÇA DE UM 
ÁCIDO FORTE. 
a. Materiais 
 Vinagre branco; 
 pHmetro; pipeta. 
 400mL HCl 0.1 mol/L. 
 1 béquer de 500. 
 4 béqueres de 200 mL. 
A) Preparo das soluções tampão em diferentes concentrações Nesta etapa 
devemos adicionar 2,7g de NaOH em 200ml de vinagre. 
Observação: A acidez media do vinagre é de cerca de 4%  0.67 mol/L. Quando 
se adiciona hidróxido de sódio à solução de ácido acético (vinagre), ocorre a 
neutralização do ácido, conforme reação abaixo: 
CH3COOH(aq) + NaOH(aq) CH3COONa(aq) + H2O(l) e forma-se a solução 
tampão CH3COOH + CH3COONa. 
 
 
Fig. 1 - Esquema do procedimento experimental para a preparação das soluções tampão de CH3COOH + 
CH3COONa. 
A partir dessa solução tampão, preparar 2 outras soluções fazendo diluições de 10x 
e 100x. 
Enumere os 4 béqueres de conforme a tabela abaixo: 
# Soluções 
1a 100 mL água destilada 
2a 100 mL solução tampão (0,67 mol/L) 
3a 100 mL solução tampão (0,067 mol/L) 
4ª 100 mL solução tampão (0,0067 mol/L) 
 
B) Medir o pH da solução de HCl 0.1 mol/L. 
C) Verificando o capacidade tamponante mediante a presença de um acido forte. 
Para cada uma das soluções numeradas iniciar a etapa de titulação usando como 
agente titulante o HCL e anotar o pH na tabela abaixo. 
 
 
Solução 1a 
(água destilada) Fazer 
passos de 0,5 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
Solução 2a 
Fazer passos de 3 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Solução 3a Fazer 
passos de 2 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Solução 4a 
Fazer passos de 1 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Após o término de cada titulação limpe bem os materiais utilizados. Limpe a 
célula do pHmetro com água destilada e armazene-a no local apropriado. 
D) Construir um único gráfico contendo todos os pontos listados nas tabelas 
acima mostrando a variação do pH de cada uma das soluções acima em função 
do volume do titulante. DICA: Para cada solução utilizar um símbolo (ou cor) 
diferente no gráfico. 
E) Vimos que capacidade tamponante é definida como a quantidade de matéria 
(mols) de uma ácido forte ou base forte necessária para que 1L de solução 
tampão apresente mudança de uma unidade no pH. Dessa forma determine a 
capacidade tamponante de cada uma das soluções acima. Como nesse 
experimento como estamos trabalhando com 100mL de cada solução a 
capacidade tamponante será obtida pela a quantidade de titulante (x10) 
necessária para que a mudança de pH seja de igual a -1. 
 
# Soluções Capacidade tamponante (mols) 
1b 100 mL água destilada 
2b 100 mL solução tampão (0,67 mol/L) 
3b 100 mL solução tampão (0,067 mol/L) 
4b 100 mL solução tampão (0,0067 mol/L) 
 
6. INVESTIGAÇÃO DA CAPACIDADE TAMPONANTE DA SALIVA NA 
PRESENÇA DE UMA ACIDO FORTE. 
6.1 Materiais: 
 Saliva (± 20mL); pHmetro; 
 100mL HCl 0.01 mol/L; 100mL NaOH 0.01 mol/L 
 4 béquer de 200 mL 
A) Prepare 2 amostras de saliva, contendo 10 mL cada, em dois béqueres de 
200 mL (seja o mais higiênico possível neste processo). Enumere cada béquer 
e adicione 90 mL de água em cada béquer para que tenhamos 100mL de 
solução. Supondo que a densidade da saliva é a mesma da água (densidade da 
água = 1 g/cm3 1,0 g/mL) cada béquer deverá ter 10g de saliva. Calcule a 
concentração comum (g/L) e o título (%) dessa solução. 
B) Prepare o aparato experimental para realizar a titulação com o pHmetro. No 
primeiro béquer será utilizado como agente titulante a solução de HCL (0.01 
molar) e no segundo béquer a solução de NaOH (0.01molar). Realizar a etapa 
de titulação em cada béquer adicionando o titulante em passos de 1 em 1 mL. 
Anotar os valores de pH das soluções nas tabela abaixo. 
Titulando com 
NaOH 
Fazer passos de 1 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Após o término de cada titulação limpe bem os materiais utilizados. Limpe a 
célula do pHmetro com água destilada e armazene-a no local apropriado. 
Titulando com 
HCl 
Fazer passos de 1 mL. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
C) Construir um único gráfico contendo todos os pontos listados nas tabelas 
acima mostrando a variação do pH de cada uma das soluções acima em função 
do volume do titulante. DICA: Para cada solução utilizar um símbolo (ou cor) 
diferente no gráfico. 
 
Fig. 5 - Exemplo do gráfico contendo as 2 titulações
D) Pelo valor do pH medido para a amostra de saliva, podemos dizer que seu 
doador é mais propicio a ter cárie ou tártaro? 
E) Determine a capacidade tamponante da saliva em cada uma das 
circunstâncias (presença de ácido forte ou base forte). Como nesse experimento 
estamos trabalhando com um volume de 10mL de saliva em 100mL de cada 
solução a capacidade tamponante será obtida pela a quantidade de titulante 
necessária (x100) para que a mudança de pH seja de igual a +1. 
# Soluções Capacidade tamponante (mols) 
1 100 mL de Saliva (C= g/L) Em meio ácido 
2 100 mL de Saliva (C= g/L) Em meio básico 
 
Perguntas adicionais para o relatório: 
1 - Como a concentração de um tampão afeta a sua capacidade tamponante? 
2 - Um tampão mantém constante o pH de um meio indefinidamente? 
 
 
7. EXTRAÇÃO DA CASEÍNA DO LEITE 
7.1. Material 
a) Reagentes e soluções 
 Leite líquido 
 Solução de ácido acético 
(CH3COOH) 2M 
 Etanol (CH3CH2OH) 95% (v/v) 
 Éter etílico (CH3CH2OCH3CH2) 
b) Vidraria e instrumental 
 Béquer de 250 mL 
 Proveta de 100 mL 
 conta-gotas 
 funil e papel de filtro 
7.2. Procedimento 
 Aquecer 150ml de água destilada a 38ºC; 
 Adicionar 50 ml de leite e misturar bem; 
 Á solução acima, gotejar a solução de ácidoacético, até o aparecimento de um 
precipitado abundante (aproximadamente 0,7ml do ácido); 
 Deixar descansando durante, aproximadamente, 20 minutos para sedimentação 
da proteína; 
 Separar o sobrenadante por decantação; 
 Ao precipitado, adicionar 20ml de etanol e misturar bem; 
 Filtrar (ou, se possível, centrifugar) e desprezar o filtrado (só interessa o 
precipitado); 
 Adicionar, ao precipitado, 5ml de éter etílico e misturar; 
 Decantar o sobrenadante e secar o precipitado (caseína) em papel de filtro. 
7.3. Preparo da solução de caseína 
7.3.1 Material 
a) Reagentes e soluções 
 Caseína obtida na etapa anterior 
 Hidróxido de sódio (NaOH) 1M 
 Ácido acético (CH3COOH) 1M 
 
 
 
b) Vidraria e instrumental 
 Proveta de 50 mL 
 Béquer de 200 mL 
 Béquer de 100 mL 
 Papel indicador universal
7.3.2. Procedimento 
 Pesar, aproximadamente, 1g da caseína obtida na etapa anterior; 
 Adicionar 50ml de água destilada para ressuspender a caseína; 
 Adicionar 25ml da solução de NaOH e agitar lentamente, para evitar a 
formação de espuma, até completa dissolução da caseína; 
 Adicionar 25ml de ácido acético 1M e agitar cuidadosamente; 
 Ajustar o pH para um valor próximo da neutralidade utilizando, para isso, ácido 
ou base. 
 
8. PRESENÇA DE PEPTÍDIOS NA AMOSTRA ATRAVÉS DO REATIVO DE 
BIURETO 
 
8.1 Objetivo: Identificar a presença de peptídios na amostra através do reativo de 
biureto. 
8.2 Materiais 
Vidrarias: 
 1 pipeta de vidro de 5mL 
 2 pipetas de vidro de 1mL 
 2 Tubos de ensaio 
Reagentes: 
 Reativo de Biureto 
 Solução de ovoalbumina 10% 
Acessórios: 
 Estante para tubos de ensaio 
 Pêra de borracha 
 Papel Toalha 
 Descarte para pipetas 
 Frasco com água destilada 
* Preparo do reagente de biureto: dissolva 1,5g de sulfato de cobre (CuSO4. 
5H2O) e 6,0g de tartarato duplo de sódio e potássio (KNaC4H4O6.4H2O) em 
500mL de água destilada. Adicione, sob agitação constante, 300mL de solução 
de NaOH 10%. Adicione 1g de iodeto de potássio (KI). Complete o volume para 
1L com água destilada e guarde o reagente em frasco âmbar. Esse reagente 
conserva-se por tempo indefinido. 
8.3 Procedimento 
Colocar 2 mL de reativo de biureto em dois tubos de ensaio. Ao primeiro juntar 
1 mL de ovoalbumina e no segundo 1 mL de água destilada. Agitar e observar a 
reação. 
 
 
9. REAÇÃO XANTOPROTÉICA 
9.1 Objetivo: evidenciar a presença de resíduos de tirosina e triptofano na 
solução de ovoalbumina testada. 
9.2 Materiais 
Vidrarias: 
 1 pipeta de vidro de 5mL 
 2 pipetas de vidro de 1mL 
 1 Tubo de ensaio 
Reagentes: 
 Ácido Nítrico concentrado 
 Hidróxido de sódio 2N 
 Solução de ovoalbumina 10% 
 
Equipamentos: 
 Banho-Maria 
 Acessórios: 
 Estante para tubos de ensaio 
 Pêra de borracha 
 Pinça 
 Termômetro 
 Papel Toalha 
 Descarte para pipetas 
9.3 Procedimento 
 Pipetar para um tubo de ensaio 1 mL de ovoalbumina, 
 Adicionar 10 gotas de ácido nítrico e aquecer até ferver. 
 Acrescentar 4 mL da solução de hidróxido de sódio. 
Observar a reação. 
10. EXTRAÇÃO DA URÉASE DE SOJA 
10.1 Introdução 
Urease está presente em bactérias e plantas, podendo ser extraída da soja, e 
não podendo ser sintetizada por animais. Essa enzima é responsável por 
catalizar a reação de hidrólise da Uréia. 
Extração da uréase de soja: 15-30 g soja + 100mL (Glicerol 75%). 
Materiais utilizados nos procedimento: 
 10 tubos de ensaio 
 Béquer de 50 mL 
 Pipeta volumétrica 
 Estante para tubos de ensaio 
 Peras 
a) Reações de Biureto: 
 Tubo de ensaio 1A: 
 2 mL de água destilada; 
 2 mL da solução do reativo de 
Biureto. 
 
 Tubo de ensaio 1B: 
 2mL de água destilada; 
 2 gotas de solução de uréase; 
 2 mL da solução do reativo de 
Biureto
b) Teste de Atividade Enzimática (com Vermelho de Fenol): 
 Tubo de ensaio 2A: 
 2 mL de água destilada; 
 2 gotas de solução uréase; 
 3mL de tampão fosfato 1mmol/L 
pH 7,0, contendo 1% de uréia; 
 1 gota de vermelho de fenol. 
 Tubo de ensaio 2B: 
 2 mL de água destilada; 
 2 gotas de solução uréase; 
 3mL de tampão fosfato 1mmol/L 
pH 7,0 sem uréia; 
 1 gota de vermelho de fenol.
c) Desnaturação de enzima pelo calor:
 Tubo de ensaio 3A: 
 2mL de água destilada; 
 2 gotas de solução uréase; 
 Agitou-se e ferveu-se por 5 
minutos; 
 3mL de tampão fosfato 1mmol/L 
pH 7,0, contendo 1% de uréia; 
 1 gota de vermelho de fenol. 
 
 Tubo de ensaio 3B: 
 2mL de água destilada; 
 2 gotas de solução uréase; 
 3mL de tampão fosfato 1mmol/L 
pH 7,0, contendo 1% de uréia 
fervida anteriormente; 
 2 gotas de solução de uréase 
fervida anteriormente; 
 1 gota de vermelho de fenol. 
d) Inibição de enzimas por sais de mercúrio: 
 Tubo 4A: 
 2 mL de água destilada; 
 2 gotas de solução de uréase; 
 1 gota de Cloreto de Mercúrio; 
 3 mL de solução tampão de ureia; 
 Gota de vermelho de fenol. 
 
 Tubo 4B: 
 2 mL de água destilada; 
 2 gotas de solução de uréase; 
 3 mL de solução tampão de ureia; 
 1 gota de vermelho de fenol. 
 
e) Especificidade de enzimas: 
 Tubo 5A: 
 2mL de água destilada; 
 2 gotas da solução de uréase; 
 3mL da solução tampão com 
uréia; 
 1 gota de Vermelho de fenol. 
 
 Tubo 5B: 
 2mL de água destilada; 
 2 gotas da solução de uréase; 
 3mL da solução tampão com 
tiouréia; 
 1 gota de Vermelho de fenol. 
11. EXTRAÇÃO DE AMIDO 
 
11.1 Objetivos: 
 Caracterizar a estrutura do amido e sua forma de armazenagem. 
 Identificar a influência de ambos na solubilização deste, bem como o 
efeito temperatura. 
11.2 Materiais: 
 1 batata média 
 1 faca 
 Papel de filtro ou gaze 
 Liquidificador 
 2 béqueres (identificados como nº 1 e nº 2) de 200 mL 
 1 bastão de vidro 
 Água fervente e água fria 
 Pipeta 
 
11.3 Procedimento: 
 Liquidificar a batata sem casca com 100mL de água destilada (temp. 
ambiente) e transferi-la para o béquer 1, sem desprezar o líquido formado. 
 Batata macerada + 100 mL de água (temp. ambiente) 
 Filtrar o material do béquer 1 e transferir o filtrado para o béquer 2. 
 Deixar o béquer 2 em repouso por 10 minutos e verificar o surgimento de 
um precipitado branco no fundo do béquer. 
 Limpar o béquer 1. 
 Ferver 150 mL de água destilada no béquer 1. 
 Separar cuidadosamente o sobrenadante do precipitado do béquer 2. 
 Ao precipitado adicionar 50 mL da água fria e agitar. Misturar à água do 
béquer 1 até a formação de uma solução opalescente. Observar e anotar. 
 
12. CARACTERIZAÇÃO DE AÇUCARES REDUTORES 
 
REATIVO DE BENEDICT 
 
Solutos: citrato de sódio (Na3C6H5O7), carbonato de sódio anidro (Na2CO3) e 
sulfato de cobre (CuSO4) cristalizado. 
Solvente: água destilada (H2O). 
Procedimento: Dissolver 85g de citrato de sódio e 50g de carbonato de sódio 
anidro em cerca de 350mL de água quente. Dissolver à parte, em 50mL de água 
quente, 0,5g de sulfato de cobre cristalizado. Transferir lentamente, com 
agitação constante, a solução cúprica para a primeira. Completar o volume para 
500mL com água destilada, e filtrar se necessário. 
Condições de armazenamento: Manter a temperatura ambiente em frasco 
emético. 
Prazo de validade: aproximadamente 1 ano. 
 
 
12.1 Objetivos: caracterizar a presença de açucares redutores através da 
reação de Benedict em soluções de carboidrato. 
 
12.2 Materiais: 
Vidrarias: 
 1 pipeta de vidro de 5mL 
 3 pipetas de vidro de 1mL 
 3 Tubos de ensaio 
Reagentes: 
 Reagente de Benedict 
 Solução de Glicose1% 
 Solução de Sacarose 1% 
Equipamentos: 
 Banho-Maria 
Acessórios: 
 Estante para tubos de ensaio 
 Pêra de borracha 
 Pinça 
 Papel Toalha 
 Descarte para pipetas 
 Frasco com água destilada 
 
12.3 Procedimento 
 
 Identificar os tubos de ensaio como Glicose (Tubo 1), Sacarose (Tubo 2) 
e Água 
 (Tubo 3). 
 Pipetar, com auxílio da pipeta de 5mL, para os três tubos de ensaio 5mL 
do reativo de Benedict. 
 Acrescentar ao primeiro tubo 5mL de glicose, ao segundo 5mL de 
sacarose e ao terceiro 5mL de água destilada, que vai servir como um 
controle negativo, com pipetas de 5mL. 
 Agitar até completa homogeneização. 
 Deixar em banho-maria fervente por cinco minutos. 
 Observar a reação. 
 
12.4 Resultado esperado: 
 
o Tubo 1 (Glicose): A presença de um precipitado vermelho tijolo ou solução 
amarelo esverdeada indica a redução do cobre, possibilitando um resultado 
positivo. 
o Tubo 2 (Sacarose): Não há mudança do reativo, a cor permanece azul, 
indicando resultado negativo. 
o Tubo 3 (Água): Não há mudança do reativo, a cor permanece azul, indicando 
resultado negativo. 
 
Glicose Sacarose Água destilada 
 
f) Resultado obtido: 
Tubo1:______________________________________________ 
Tubo 2: _____________________________________________ 
Tubo 3: _____________________________________________ 
 
 
13. REAÇÃO DO LUGOL (IDENTIFICAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS) 
 
13.1 Objetivo: Identificar a presença do amido pela formação de complexos com 
iodo presente no reativo de lugol. 
 
13.2 Material: 
 Vidrarias: 
 2 pipetas de vidro de 1mL 
 2 Tubos de ensaio 
Reagentes: 
 Lugol** 
 Solução de amido 1% 
Acessórios: 
 Estante para tubos de ensaio 
 Pêra de borracha 
 Papel Toalha 
 Descarte para pipetas 
 Frasco com água destilada
 ** Preparo do reagente de lugol: 5 g de iodo (I2) + 10 g de iodeto 
de potássio (KI). Completar o volume para 100 ml com água destilada. 
Diluir 1:10 no momento da utilização. 
13.3 Procedimento: 
 Em um tubo de ensaio identificado colocar 1 mL de solução de amido e 
em outro 
 1 mL de água destilada. 
 Adicionar 5 gotas de lugol 
 Observar os resultados 
 
13.4.Resultado esperado: 
o Tubo 1 (Amido): Mudança de cor da solução transparente ou leitosa para 
uma cor azul intensa, resultado positivo. 
o Tubo 2 (Água destilada): Não há mudança de cor da solução, reação 
negativa. 
 
Resultado obtido: 
Tubo1: ______________________________________________ 
Tubo 2: _____________________________________________ 
 
14. GRAU DE RAMIFICAÇÃO DA MOLÉCULA DE CARBOIDRATO 
 
14.1 Objetivos 
Obter informações sobre o tamanho e grau de ramificação da molécula de 
carboidrato através da reação com o iodo. 
14.2 Material 
a) Reagentes e soluções 
 Solução de amido 1% * 
 Solução de glicose 2% 
 Solução de lugol ** 
 Solução de hidróxido de sódio 
(NaOH) 1M 
 Solução de ácido clorídrico (HCl) 
1M 
 Água destilada 
b) Vidraria e instrumental 
 03 tubos de ensaio 
 Conta-gotas ou pipeta Pasteur 
 Pipetas de 2 mL 
* Como o amido é de difícil dissolução, preparar a solução da seguinte maneira: 
misturar 1 g de amido com 10 ml de água. Derramar a pasta em um recipiente 
que contenha 100 ml de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e 
sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A 
solução ganha maior estabilidade se for adicionada de 1g de ácido salicílico 
(1%). 
14.3 Procedimento 
Parte I 
1.Prepare a seguinte bateria de tubos, identificando-os: 
(a) 2 mL de água destilada 
(b) 2 mL da solução de amido 
(c) 2 mL da solução de glicose 
2. a cada um dos tubos adicionar 4 gotas de lugol; 
3. observar a coloração desenvolvida e descrever o resultado. 
O desenvolvimento de coloração azul intensa indica presença de polissacarídeo. 
 
Parte II 
 Ao tubo que contém amido e lugol, adicione 5 gotas de NaOH 1M. Observe e 
anote o resultado. 
 Adicione, ao mesmo tubo, 5 gotas de HCl 1M. Observe. 
 
Resultado obtido: 
Tubo1:______________________________________________ 
Tubo 2: _____________________________________________ 
Tubo 3: _____________________________________________ 
 
PESQUISA 
1. Na reação de Benedict carbonos anoméricos são susceptíveis de oxidação 
por vários agentes oxidantes contendo íons cúpricos isso devido a presença de 
quais grupos livres? 
2. O princípio que é utilizado na reação de Benedict foi por muito tempo um 
método que permitia analisar açucares a níveis sanguíneos contribuindo para 
determinação do diabetes melitos. Explique o princípio que é utilizado na reação 
de Benedict que permite a análise dos açucares? 
3. Qual reação que permite diferenciar aldoses e cetoses é? 
4. Em que consiste a reação de lugol? 
15. CARACTERIZAÇÃO DE LIPÍDIOS 
15.1 MANCHA CARACTERÍSTICA EM PAPEL DE FILTRO 
15.2 Objetivo: Observar a formação de uma mancha no papel de filtro característico 
dos lipídios. 
15.3 Material 
Vidrarias: 2 pipetas de vidro de 1mL 
Reagentes: Óleo vegetal 
Acessórios: Papel de filtro e Água destilada 
15.4 Procedimento 
 Pipetar para o centro do primeiro papel de filtro 0,5 ml de água, e para o centro 
do outro 0,5 ml de óleo. Espere secar 20 mim e observe. 
Resultado Obtido 
_______________________________________________________________ 
 
 
16. SOLUBILIDADE DOS LIPÍDIOS 
16.1 Objetivo: verificar a solubilidade dos lipídeos nos mais variados tipos de 
solventes. 
16.2 Materiais 
 Vidrarias: 
 5 pipetas de vidro de 1mL; 
 5 Tubos de ensaio 
 Reagentes: 
 Ácido Clorídrico 0,1N 
 Hidróxido de Sódio 0,1N 
 Etanol 
 Éter etílico 
 Acessórios: 
 Estante para tubos de ensaio 
 Pêra de borracha 
 Papel Toalha
16.3 Procedimento: 
 Colocar em tubos de ensaio os respectivos reagentes: 
 Tubo 1: 3ml de água destilada 
 Tubo 2: 3ml de ácido clorídrico 0,1N 
 Tubo 3: 3ml de hidróxido de sódio 0,1N 
 Tubo 4: 3ml de etanol 
 Tubo 5: 3ml de éter etílico 
 Adicionar em cada tubo 1ml de óleo de soja, e observar. 
 Colocar 2ml de éter etílico em dois tubos de ensaio. Adicionas a cada tubo 
duas gotas de NaOH 0,1N, e uma gota de fenolftaleina. Observar. 
 No primeiro tubo adicionar óleo rançoso gota a gota até descorar. Contar 
o número de gotas adicionadas. 
 No segundo tubo adicionar o mesmo número de gotas da experiência 
anterior e observar os resultados. 
 
Resultado obtido: 
 
 
 
17. REAÇÃO DE SAPONIFICAÇÃO 
17.1 Objetivos: realizar a hidrólise alcalina dos triglicerídeos presentes no óleo. 
17.2 Materiais 
Vidrarias: 
4 pipeta de vidro de 5mL 
2 pipetas de vidro de 1mL 
3 Tubos de ensaio 
Reagentes: 
Óleo de soja ou de girassol 
Solução etanólica de hidróxido de 
potássio 5% 
Solução de Cloreto de cálcio 10% 
 
Equipamentos: 
Banho-Maria 
Acessórios: 
· Estante para tubos de ensaio 
· Pêra de borracha 
· Pinça 
· Termômetro 
· Cronômetro 
· Papel Toalha 
· Descarte para pipetas 
· Frasco com água destilada 
17.3 Procedimento 
 Pipetar para um tubo de ensaio rotulado 2 mL de óleo e 5mL da solução 
de potassa alcóolica. 
 Aquecer no banho-maria fervente durante cinco minutos. 
 A reação de hidrólise alcalina estará completa quando o tubo de ensaio 
apresentar uma fase. 
 Pipetar para o tubo de ensaio rotulado (tubo 1) 1mL de água e 2 mL da 
solução de sabão. 
 Agitar vigorosamente e observar. 
 Pipetar para outro tubo de ensaio rotulado (tubo 2) 2 mL da solução de 
sabão. Adicionar 5 gotas da solução de cloreto de cálcio. 
 Agitar bem e observar. 
Resultado obtido 
Tubo 1: _________________________________________ 
Tubo 2: _________________________________________18. DETECÇÃO DE COLESTEROL (MÉTODO DE SALKOWISKI) 
18.1 Materiais 
Vidrarias: 
· 2 pipetas de vidro de 1mL 
· 1 Tubo de ensaio 
Reagentes: 
· Solução Clorofórmica de colesterol 
· Ácido Sulfúrico concentrado 
Acessórios: 
· Estante para tubos de ensaio 
· Pêra de borracha 
· Papel Toalha 
· Descarte para pipetas 
 
18.2 Procedimento: 
 Em um tubo de ensaio identificado pipetar 1mL da solução clorofórmica 
de colesterol e adicionar 1mL de ácido sulfúrico concentrado, 
cuidadosamente pela parede. 
Resultado obtido 
Tubo 1: _________________________________________________________ 
 
PESQUISA 
1. Quais as características químicas e estruturais dos lipídios e como eles se 
classificam? 
2. Quais as funções biológicas desempenhadas pelos lipídios na célula? 
3. Explique a baixa solubilidade dos lipídios em solventes polares: 
4. Descreva como ocorre o transito de lipídios pela corrente sanguínea? 
19. DETERMINAÇÃO DE ÁCIDOS GRAXOS (AG) LIVRES E ÍNDICE DE 
ACIDEZ (IA) 
19.1 Objetivos: 
- Determinar a densidade de óleos e gorduras; 
- Verificar a existência de ácidos graxos livres em óleos e gorduras; 
- Pesquisar a quantidade deles nessas substâncias; 
- Avaliar criticamente a conseqüência da presença de ácidos graxos livres 
nesses produtos. 
19.2 Princípios teóricos 
Os ácidos graxos (AG) participam da constituição dos mono, di e 
triglicerídios, principais constituintes dos óleos e gorduras. Você deve se lembrar 
que os ácidos graxos não passam de ácidos carboxílicos que apresentam uma 
característica que os diferenciam dos demais constituintes desse grupo: cadeias 
longas e insaturadas. Por serem ácidos carboxílicos, os ácidos graxos podem 
ser neutralizados por ação de uma base forte, como o hidróxido de sódio (NaOH) 
e o hidróxido de potássio (KOH). 
Se os AG são CONSTITUINTES dos óleos e gorduras, na forma de mono, 
di e triglicerídios, uma grande quantidade de AG livres indica que o produto está 
em acelerado grau de deterioração, certo? Certo. A principal conseqüência disso 
é que o produto torna-se mais ácido. Um elevado índice de acidez indica, 
portanto, que o óleo ou gordura está sofrendo quebras em sua cadeia, liberando 
seus constituintes principais, os AG (veja a reação abaixo) e é por esse motivo 
que o cálculo desse índice é de extrema importância na avaliação do estado de 
deterioração (rancidez hidrolítica) do óleo ou gordura que consumimos. 
O índice de acidez corresponde à quantidade (em mg) de base (KOH ou 
NaOH) necessária para neutralizar os ácidos graxos livres presentes em 1 g de 
gordura. 
FÓRMULA DO ÍNDICE DE ACIDEZ: 
IA = mg de Base 
 g de Gordura 
Por exemplo: Cálculo do índice de acidez 
Vamos supor que, para a titulação de 10g de um determinado óleo, foram gastos 
15mL de uma solução NaOH 1M. Qual é o índice de acidez desse óleo. 
Volume gasto de Base = 15mL 
A solução 1M indica que: 
1000mL ---------- 1mol de NaOH 1mol NaOH --------- 40g (Massa Molar) 
15mL --------- (X) 0,015mol ---------- (m) 
 
X = 0,015mol NaOH m = 0,6g de NaOH = 600mg 
Aplicando na fórmula do índice de acidez temos: 60mg de NaOH/g de gordura 
19.3 Procedimento Experimental 
19.3.1 Material 
a) Reagentes e soluções 
- solução de acetato de etila (CH3COOCH2CH3) e etanol 95%, na proporção de 
2:1; 
- solução indicadora de fenolftaleína 1%; 
- solução de hidróxido de sódio (NaOH) 0,1 M padronizado; 
- óleo de soja ou qualquer outro tipo. 
b) Vidraria e instrumental 
- três erlenmeyers; 
- picnômetro de 50 mL ou 100 mL; 
- bureta de 25 mL ou 50mL; 
- suporte para bureta. 
 
 
19.3.2. Procedimento 
1. Pesar picnômetro seco de (50mL ou 100mL), e em seguida completá-lo com 
óleo. Depois o enxugue e pese-o. (determinação da densidade do óleo); 
2. A cada erlenmeyers (I, II e III) adicionar (2,5; 5,0 e 10ml) da amostra de óleo, 
e em seguida adicionar nos erlenmeyers (5,0; 10,0 e 20ml) da solução de éter-
álcool 2:1 e 3 gotas do indicador; 
3. Titular com hidróxido de sódio 0,1M até o aparecimento de coloração rósea (a 
coloração deve persistir por, no mínimo, 30 segundos para que seja considerado 
o fim da titulação). 
4. Anotar o volume de base gasto para cada amostra; 
5. Calcular o índice de acidez (IA) para cada amostra; 
6. Determinar o índice de acidez médio, a partir do volume da base que será 
utilizado no cálculo do índice de acidez (IA). 
7. Plotar o gráfico de índice de acidez x volume de base e obter a equação da 
reta. 
8. Repita os procedimentos anteriores para outro tipo de óleo. 
20. CATALISANDO A HIDRÓLISE DA URÉIA EM URINA 
20.1 Objetivos: 
- estudar a natureza da enzima uréase; 
- reconhecer as principais características da enzima uréase; 
- conhecer a maneira através da qual é possível determinar qualitativamente a 
atividade enzimática. 
20.2 Material e reagentes 
• Estante para tubos de ensaio 
• 4 tubos de ensaio 
• Pipeta 5,0 mL 
• Extrato de repolho roxo 
• Sementes de melancia 
• Solução aquosa de uréia 1,0% (a 
uréia pode ser facilmente adquirida 
em lojas de produtos agropecuários) 
• Urina humana 
• Liquidificador 
• Filtro de papel 
• Funil 
• Erlenmeyer 
• Álcool etílico (comercial) 
 
 
 
20.4 Procedimento Experimental 
a) Para identificação, enumerar 4 (quatro) tubos de ensaio. 
b) Adicionar aproximadamente 100 mL de água e cerca de 40 sementes de 
melancia em um liquidificador e triturar por 15 segundos. Filtrar a mistura e 
recolher a parte líquida. Dividir a fração líquida em duas partes iguais e levar 
uma delas a fervura a 100ºC por 1 minuto (inativação enzimática). Deixar em 
repouso para atingir a temperatura ambiente. 
c) Para a obtenção do extrato de repolho roxo, triturar no liquidificador 3 folhas 
de repolho roxo picadas com aproximadamente 100 mL de álcool etílico 
comercial. Filtrar a mistura e utilizar o extrato alcoólico como indicador ácido-
base. A extração das antocianinas (pigmentos da classe dos flavonóides, 
responsáveis pelas cores azul, violeta, vermelho e rosa de flores e frutas e 
indicadores ácido-base naturais) pode inclusive ser realizada por imersão da 
folha de repolho roxo em etanol, seguido de repouso por 24 ou 48 horas (Terci 
e Rossi, 2002; Couto e cols., 1998). 
d) Tubo 1 – No tubo de ensaio número 1, adicionar 1,0 mL de extrato de repolho 
roxo, 2,0 mL de urina recém-coletada e acrescentar 1,0 mL da fração líquida 
resultante da trituração de sementes de melancia em água (sem fervura). Agitar 
e observar a cada 10 minutos. 
e) Tubo 2 – No tubo de ensaio número 2, adicionar 1,0 mL de extrato de repolho 
roxo, 2,0 mL de urina recém-coletada e acrescentar 1,0 mL do líquido resultante 
da trituração de sementes de melancia (fervido). Agitar e observar a cada 10 
minutos. 
f) Repetir os procedimentos (acima) para os tubos 3 e 4, substituindo a urina pela 
solução de uréia a 1%. 
 
 
 
Notas 
De acordo com o site Diagnósticos da América (2006), normalmente o pH 
urinário varia entre 5,0 a 7,0. Valores elevados podem ser encontrados em dietas 
com grande ingestão de vegetais e frutas cítricas, na presença de cálculos renais 
e infecção das vias urinárias. Valores baixos de pH podem ser encontrados 
devido à perda de potássio, dieta rica em proteínas, infecção das vias urinárias 
por Escherichia coli, uso de anestésicos e de ácido ascórbico, assim como de 
outras drogas. 
Questões propostas 
1. Apresente suas observações sobre o aspecto visual das soluções observadas 
nos tubos de ensaio. 
2. Se durante a decomposição da uréia é formado, além da amônia, dióxido de 
carbono, sendo este um dos responsáveis pela acidez das chuvas, qual a razãodo meio ficar básico? Proponha uma explicação para o fenômeno. 
3. De acordo com o experimento e as observações feitas, como você poderia 
definir uma enzima? Pesquise a definição de enzima e compare-a com sua 
resposta. 
21. EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE ENZIMAS 
20.1 Objetivos: 
- estudar a natureza das enzimas; 
- reconhecer as principais características das enzimas; 
- conhecer a maneira através da qual é possível determinar qualitativamente a 
atividade enzimática. 
20.2 Introdução 
As reações enzimáticas são muito importantes em alimentos, podendo ser 
tanto benéficas, quanto prejudiciais. O amaciamento da carne, promovido pela 
enzima bromelina do abacaxi, e o aroma da cebola, proporcionado pela alinase, 
são bons exemplos de efeitos interessantes dessas macromoléculas. A mesma 
coisa não pode ser dita quando tratamos do escurecimento de frutas como 
banana ou maçã, quando expostas ao ar. Esse escurecimento enzimático é 
causado pela polifenoloxidase e também pode ser observado na batata e 
outros vegetais de cor clara. 
As enzimas catalase e peroxidase também são exemplos de enzimas de 
grande interesse na área de alimentos. Elas ocorrem em plantas, animais e 
microrganismos. Nos animais e vegetais, acredita-se que a função delas é 
proteger os tecidos contra os efeitos tóxicos da água oxigenada (H2O2) formada 
durante o metabolismo celular, uma vez que aceleram a decomposição dessa 
substância em H2O e O2. A diferença entre elas está no mecanismo de ação. 
Enquanto a catalase reduz diretamente a água oxigenada a água e gás oxigênio, 
a peroxidase o faz acelerando a reação da água oxigenada com um substrato 
específico, por exemplo,o guaiacol, formando um composto marrom escuro. Os 
esquemas abaixo representam essas reações: 
 
20.3 Procedimento experimental: 
3.1. Preparo do extrato enzimático 
1. Lave e descasque uma maçã de tamanho médio; 
2. triture no liquidificador com 250mL de água destilada; 
3. filtre, através de uma gaze, e armazene o filtrado. 
Além das enzimas catalase e peroxidase, a maçã, assim como a banana 
e a batata, possui a enzima polifenoloxidase responsável pelo escurecimento 
de frutos e vegetais depois de cortado e expostos ao ar. A esse processo dá-se 
o nome de escurecimento enzimático. O mecanismo através do qual essa 
enzima atua baseia-se na oxidação de compostos difenólicos (que possuem dois 
radicais hidroxila, -OH, ligado ao anel benzênico) e monofenólicos (que possuem 
um único radical hidroxila, -OH, ligado ao anel benzênico) presentes nas frutase 
nos vegetais. A ação mais comum é sobre os difenóis, dentre os quais destaca-
se o catecol, cuja oxidação está representada na figura abaixo: 
20.3.2 Caracterização das enzimas 
20.3.2.1. Reação do biureto: as enzimas têm natureza protéica? 
1. Prepare a seguinte bateria de tubos de ensaio, identificando-os: 
(1) 5mL do filtrado acima (solução enzimática) + 2mL de água destilada; 
(2) 5mL de água destilada. 
2. agite e adicione 2 mL do reagente de biureto em cada um dos tubos; 
3. misture e compare os resultados. 
20.3.2.2. Teste da atividade das enzimas 
A. TESTE PARA CATALASE 
1. Prepare a seguinte bateria de tubos de ensaio: 
(1) 5mL de água oxigenada 10V, 
(2) 5mL de água oxigenada 10V + 5mL do filtrado enzimático; 
2. tampando a boca dos tubos, misture os conteúdos por inversão, sem agitar; 
3. deixe em repouso por alguns minutos; 
4. observe e explique os resultados. 
Como você explicaria a diferença de comportamento dos conteúdos dos tubos 1 
e 2? 
 
 
 
 
 
 
22. DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE DA AMILASE SALIVAR 
22.1 Princípio da Metodologia 
Para determinação da atividade da amilase salivar será utilizada o método 
colorimétrico modificado proposto por Caraway (Caraway, 1959), que consiste 
de uma análise cinética de tempo fixo. Nesta metodologia a amostra de saliva 
será incubada com o substrato amido. Pela dição do iodo, o amido não 
hidrolisado adquire coloração azul/preta que diminui proporcionalmente à 
atividade enzimática, sendo comparado com um controle. 
Figura 
 
 
 Figura 2. Comprovação da presença de amido é feita utilizando-se lugol (coloração castanha), 
que contém iôdo. 
 
22.2 Objetivos 
A saliva total é o único fluído do corpo que banha continuamente a mucosa da 
cavidade oral, orofarínge e laringe. É uma complexa mistura derivada da 
secreção das glâdulas salivares, fluido gengival e transudato da mucosa oral, em 
adição ao muco da cavidade nasal e farínge, bactérias orais não-aderentes, 
restos alimentares, células epiteliais descamadas e células sanguíneas, como 
também traço de medicamentos e produtos químicos (Humphrey & Williamson, 
2001). Trata-se de uma secreção exócrina muco-serosa levemete ácida 
composta por uma variedade de eletrólitos substâncias orgânicas pequenas, 
proteínas, péptidos e polinucleótidos. 
1º Constatar a ação enzimática da amilase salivar; 
2º Fazer correlações com o estado de saúde oral do paciente; 
D) Materiais 
Equipamento de Proteção Individual (EPI): Luvas, Máscara, Óculos e Avental – 
TODOS DEVERÃO USAR! 
4 tubos de ensaios 
Pipeta automática de 10 e 1000 μL 
Solução de NaCl 0,85% (m/v) 
Reagente para determinação da amilase salivar 
Ponteiras 200 e 1000 μL 
Espectrofotômetro UV/Visível 
Cubetas de plástico 
Pisseta com água destilada 
Papel higiênico macio 
Descarte 
E) Procedimentos 
1º Passo: Descongelar a saliva do paciente 
A alíquota número 1 da saliva total não-estimulada e centrifugada do paciente 
deverá ser removida do freezer onde encontra-se armazenada à -20 ºC. A 
amostra deverá ser mantida à temperatura ambiente até o seu completo 
degelo, quando então deverá retornar ao gelo, sendo mantida no mesmo 
durante todo a aula prática. O respectivo tubo cônico contendo a saliva deverá 
ser marcado na tampa com canetinha. Esta marcação indicará que esta 
amostra já foi descongelada uma vez. 
2º Passo: Diluição da saliva em tampão fostato 
O tubo cônico contendo a saliva deverá ser agitado vigorasamente na intenção 
de deixar a amostra da saliva homogênea. 
A diluição deverá ser realizada no tubo de ensaio. Pipetar 2000 uL da solução 
de NaCl 0,85% e em seguida pipetar 10 μL da saliva. AGITAR 
VIGOROSAMENTE PARA DEIXAR A AMOSTRA HOMOGÊNEA. Após este 
passo considerar que a saliva foi diluída 201 vezes. Retornar o tubo de ensaio 
com a saliva diluída para o gelo. 
3º Passo: Marcação dos tubos e pipetagem 
A determinação da α-amilase na saliva será realizada em duplicata. Marcar 3 
tubos de ensaio: 1 tubo C (controle) e 2 tubos S (saliva) e proceder como a 
seguir.: 
 
 
 
Homogeneizar bem e determinar as absorbâncias do controle e da amostra em 
660 nm, zerando o aparelho com água destilada ou deionizada obtida da pisseta. 
A cor é estável por 30 minutos. 
4º Passo: Cálculos 
Ac= absorbância do controle As= absorbância da saliva 
Amilase = 
𝐴𝑐−𝐴𝑠
𝐴𝑐
x 8x201 Resultado 1=______(U/mL) Resultado 2=____(U/mL) 
Resultado Média=_____(U/mL) 
Uma unidade de enzimas é a quantidade que hidrolisa totalmente 10 mg de 
amido em 30 minutos a 37ºC. 
Figura 3. Tubo cônico 1,5 mL para fazer a diluição da 
saliva em solução de NaCl 0,85% 
Valores de referências: Adultos 80 U/mL (Variação poderá ocorrer entre 4 – 400 
U/mL). 
 
 
Interpretação 
Fazer correlações com o estado de saúde oral do paciente. 
 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
PARA OS LABORATÓRIOS, Normas de Segurança; DA UFABC, Didáticos. 
BC0307–Transformações Químicas 1 Quadrimestre de 2013. 
Cienfuegos, F. Segurança em laboratório. Rio de Janeiro: Editora Interciência 
(2001). 
Furr, A. K. CRC Handbook of laboratory safety. 4th Ed. Boca Raton: CRC Press 
(2000). 
SANTOS, C. B. R.ELABORAÇÃO DE UM RELATÓRIO EM FORMA DE ARTIGO. 
Química analítica Quantitativa. Ano 2016. Notas de aulas. Universidade Federal do 
Amapá.