Resumo Para Prova de Controle de Qualidade Físico Químico

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Resumo Para Prova de Controle de Qualidade Físico-Químico
Espectroscopia na Região do UV/Visível
Espectroscopia: Estudo da interação entre a matéria e a radiação eletromagnética – energia radiante que apresenta tanto as propriedades de partículas quanto de ondas. A espectroscopia no UV/Vis fornece informações sobre as substâncias com ligações duplas conjugadas.
A luz ultravioleta e a luz visível possuem apenas energia suficiente para provocar uma transição eletrônica a promoção de um elétron de um orbital para outro de maior energia. Dependendo da energia necessária para a transição eletrônica, a molécula absorverá a luz ultravioleta ou a luz visível.
A luz ultravioleta é a radiação eletromagnética com comprimentos de onda entre 180 e 400 nm (nanômetros). A luz visível possui comprimentos de onda entre 400 e 780 nm (1 nm equivale a 10-9 m, ou 10 Å).
A luz UV, portanto, possui maior energia que as luz visível. A configuração normal de uma molécula é conhecida como seu estado fundamental – todos os elétrons estão em orbitais moleculares de mais baixa energia.
Transição Eletrônica: Promoção de um elétron para um OM de maior energia.
A luz UV e a luz visível possuem energia suficiente para promover apenas duas transições eletrônicas:
1-A transição eletrônica com a energia mais baixa é a promoção de um elétron (n) não-ligante (desemparelhado) para um OM π* antiligante, transição n → π* .
2-A transição eletrônica de mais alta energia é a promoção de um elétron de um orbital molecular π ligante para um orbital molecular π* antiligante, conhecido como uma transição π → π*.
As características principais de uma banda de absorção são a sua posição e sua intensidade – A posição de absorção corresponde ao λ da radiação cuja energia é igual a necessária para que ocorra transição eletrônica. A intensidade de absorção depende de 2 fatores: a. Probabilidade de interação entre energia radiante e o sistema eletrônico; b. Diferença entre o estado fundamental e o estado excitado.
λmáx é o comprimento de onda correspondente ao ponto mais alto (máximo de absorbância) da banda de absorção.
Um cromóforo é a parte da molécula que absorve luz UV ou luz visível. O grupamento carbonila é o cromóforo da acetona. Substâncias com o mesmo cromóforo possuem o mesmo λmáx.
Lei de Lambert-Beer: Em um dado comprimento de onda, a absorbância de uma amostra depende da quantidade de espécie absorvente que a luz encontra ao passar através de uma solução da mesma. A absorbância depende tanto da concentração da amostra quanto do comprimento do caminho da luz através da amostra.
A absortividade molar (também denominada coeficiente de extinção) de uma substância é uma constante que é característica da substância em um comprimento de onda específico. É a absorbância que deve ser observada para uma solução 1 M com um caminho de 1 cm de comprimento. A absortividade molar da acetona, por exemplo, é 9000 a 195 nm e 13.6 a 274 nm. O solvente no qual a amostra está dissolvida quando o espectro é confeccionado deve ser relatado porque a absortividade molar não é exatamente a mesma em todos os solventes. Sendo a absorbância proporcional a concentração, a concentração de uma solução pode ser determinada se a absorbância e a absortividade molar em um comprimento de onda particular são conhecidos.
Diferença nas absortividades molares → tamanhos diferentes das bandas de absorção. Pequenas absortividades molares são características de transições n → π* , sendo muito difíceis de serem detectadas. Transições π → π* são mais úteis em espectroscopia no UV/Vis.
Efeito da Conjugação sobre o λmáx
LUMO (orbital molecular desocupado de mais baixa energia) / HOMO (orbital molecular ocupado de maior energia).
Quanto mais ligações duplas conjugadas existirem em uma substância, menor a energia requerida para a transição eletrônica → maior será o λ na qual a transição ocorrerá. O λmáx de uma substância pode ser usado para predizer o número de ligações duplas conjugadas numa dada substância. Se uma substância possui ligações duplas conjugadas suficientes, ela irá absorver luz visível (λmáx > 400 nm) e a substância será colorida.
Um auxocromo é um substituinte que, quando ligado a um cromóforo, altera o λmáx e a intensidade de absorção, geralmente aumentando os dois; grupos OH e NH2 são auxocromos.
O Espectro no Visível e a Cor
A luz branca é uma mistura de todos os comprimentos de onda da luz visível. Se alguma cor for removida da luz branca, a luz remanescente aparece colorida. Se uma substância absorve luz visível, a substância aparecerá colorida. Sua coloração dependerá da cor da luz transmitida aos olhos, ou seja, dependerá da cor produzida pelos comprimentos de onda de luz que não são absorvidos.
UTILIZAÇÃO DA ESPECTROSCOPIA NO UV/VIS
As velocidades reacionais são normalmente medidas utilizando-se a espectroscopia no UV/Vis. A velocidade de qualquer reação pode ser medida, desde que um dos reagentes ou um dos produtos absorva luz UV ou visível em um comprimento de onda no qual os outros reagentes e produtos tenham pouca ou nenhuma absorbância. O espectrofotômetro pode ser ajustado para medir a absorbância em determinado comprimento de onda (específico para a substância de interesse/ produto reacional) em função do tempo.
Termos utilizados em espectroscopia
Cromóforo – É um grupo insaturado covalente, responsável pela absorção eletrônica (por exemplo: C=C, C=O ou NO2).
Auxocromo – É um grupo saturado que, quando ligado a um cromóforo, altera tanto o comprimento de onda como a intensidade de absorção (OH, NH2 e Cl).
Deslocamento batocrômico – É o deslocamento de uma absorção para um λ maior devido a efeitos de substituição ou de solvente (deslocamento para o vermelho).
Deslocamento hipsocrômico – É o deslocamento de uma absorção para um λ menor devido a efeitos de substituição ou de solvente (deslocamento para o azul).
Efeito hipercrômico – É um aumento da intensidade da absorção.
Efeito hipocrômico – É uma diminuição da intensidade da absorção.
Condições Ideais para Medidas Espectrofotométricas
Condições da amostra
Solvente: Os mais comuns são etanol, 1,4-dioxano e o cicloexano
Características: Solubilidade da amostra (Considerar a polaridade do soluto e da amostra que devem ter a mesma polaridade); Ser transparente no λ que a amostra absorve; Apresentar pureza adequada (pureza espectrofotométrica); Ser inerte frente a amostra; Uso de Tampão para a análise de substâncias sensíveis ao pH
Concentração e Caminho Ótico: A intensidade de luz transmitida através de uma solução que absorve vai mostrar uma flutuação randômica devido a pequenas variações na intensidade da luz, detector, ruído, entre outras. Devem ser ajustados para que a absorção apresente um erro relativo mínimo.
Parâmetros Instrumentais: a. Tamanho da fenda, b. Velocidade de varredura, c. Luz perdida.
Efeito do Solvente (pH; ionização)
Análise de Substâncias Ativas Puras e nas Formas Farmacêuticas
A concentração da amostra pode ser calculada utilizando um dos 3 procedimentos:
1- Usando valores de absortividade padrão
Utilizado quando a substância é estável e tem uma banda de absorção ampla e clara, praticamente não afetada por parâmetros instrumentais. É útil quando a substância de referência é cara ou difícil de se obter.
2- Usando gráfico de calibração
Um gráfico de calibração é construído com a substância de referência. A calibração é essencial se: A relação A x C não é linear; Se é necessário confirmar a A como função da concentração; Se a linearidade é dependente das condições experimentais.
3- Padronização por ponto duplo ou simples
Envolve a leitura da absorbância da amostra e da solução padrão da substância de referência. A concentração do padrão deve ser próxima a da amostra. É ideal quando existe um padrão com alto grau de pureza. Ca = Aa x Cp / Ap
Quando existe uma relação linear mas não proporcional entre a C e a A é necessário duas concentrações do padrão.
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Espectroscopia na região do IV
As ligações covalentes em moléculas estão constantemente vibrando. Quando nós dizemos que uma ligação entre dois átomos possui um certo comprimento, nós estamos especificando uma média. Tipos de vibração:
Deformação axial (stretching) : vibração que ocorre ao longo da linha de ligação, modificando o comprimento de ligação.
Deformação angular (bending): vibração que modifica o ângulo da ligação, podendo ser tanto no plano quanto fora do plano.
Cada deformação axial e angular de uma ligação molecular ocorre em uma frequência característica. Quando uma substância é bombardeada com radiação em uma frequência que atinge exatamente a frequência de uma de suas deformações, a molécula irá absorver energia. A absorção de energia aumenta a amplitude da deformação, mas não modifica sua frequência. O número de onda descreve a frequência da radiação eletromagnética e possui como unidade o inverso do centímetro (cm-1).
Análise espectral: Determinando experimentalmente os números de onda da energia absorvida por uma substância em particular, nós podemos determinar quais os tipos de ligações ela possui.
Um espectro de infravermelho é obtido através da passagem de radiação infravermelha através de uma amostra de substância. Região de grupos funcionais (4000 – 1400) e Região de impressão digital (1400 – 600).
Cada sinal descendente no espectro de IV representa absorção de energia. Os sinais são chamados de bandas de absorção.
Devido ao fato de que se utiliza mais energia para a deformação axial de uma ligação do que a deformação angular da mesma, as bandas de absorção para as vibrações de deformação axial são encontradas na região de grupo funcional (4000-1400 cm-1). As bandas de absorção para as vibrações de deformação angular são tipicamente encontradas na região de impressão digital (1400-600 cm-1).
A posição das bandas de absorção
A intensidade de energia necessária para uma deformação axial depende da força da ligação e das massas dos átomos ligados. Quanto mais forte a ligação, maior a energia necessária para sua deformação axial →uma ligação mais forte corresponde a um menor estiramento da “mola”.
O EFEITO DA ORDEM DE LIGAÇÃO
- A ordem de ligação afeta a força de ligação → afeta a posição das bandas de absorção.
De modo semelhante, uma ligação C=O sofre deformação axial em uma frequência mais alta (~1700 cm-1) em relação a uma ligação C-O (~1100 cm-1).
Ressonância e os Efeitos Eletrônicos Indutivos
- As tabelas apresentam uma faixa de números de onda para cada deformação axial porque a posição exata da banda de absorção depende de outros aspectos da molécula como: - deslocalização eletrônica; - efeito eletrônico dos substituintes vizinhos; - ligação hidrogênio.
Detalhes importantes sobre a estrutura da substância podem ser revelados pela posição exata da banda de absorção.
Devido a ligação simples ser mais fraca que a ligação dupla, uma carbonila com um significativo caráter de ligação simples sofrerá deformação em frequência mais baixa do que uma carbonila que possua fraco ou nenhum caráter de ligação simples.
Colocando um átomo que não seja o carbono, próximo a carbonila, faz com a posição da banda de absorção da carbonila se desloque. Se ela se deslocará para uma frequência mais baixa ou mais alta dependerá do efeito indutivo predominante do átomo. Se doa densidade eletrônica por ressonância ou se retira densidade eletrônica por efeito indutivo.
O efeito predominante do N sobre a amida é de doação eletrônica por ressonância. A carbonila da amida possui um menor caráter de ligação dupla do que a carbonila da cetona, sendo mais fraca e se deformando mais facilmente.
O efeito predominante do oxigênio de um éster é de retirada indutiva de elétrons, logo o equivalente de ressonância com a ligação simples C-O contribui menos para o híbrido.
A carbonila de um éster possui mais caráter de ligação dupla do que uma carbonila de uma cetona, sendo mais forte e de deformação mais difícil (1740 cm-1). A ligação C-O apresenta deformação entre 1250 e 1050 cm-1. A posição da banda de absorção de C-O dependerá do caráter da ligação, ou seja, se ela é uma ligação simples pura (aparecendo em menor frequência) ou se possui um caráter de ligação dupla parcial, devido a doação eletrônica por ressonância (aparecendo em maior frequência).
BANDAS DE ABSORÇÃO O-H
- Ligações O-H polares apresentam bandas de absorção intensas e largas.
- A posição e a largura da banda dependerá da concentração da solução.
- Quanto maior a concentração da solução, maior a probabilidade para as moléculas contendo OH formarem ligações hidrogênio intermoleculares. É mais fácil deformar uma ligação O-H se este está em uma ligação hidrogênio, porque o hidrogênio é atraído pelo oxigênio da molécula vizinha.
BANDAS DE ABSORÇÃO C-H - VIBRAÇÕES AXIAIS
- A força da ligação C-H depende da hibridização do carbono; - Quanto maior o caráter s do carbono, mais forte a ligação que se forma; - A ligação C-H é mais forte quando o carbono é hibridizado em sp;
sp > sp2 >sp3
- Mais energia é necessária para deformar uma ligação mais forte, e isto se reflete nas bandas de absorção de deformação C-H.
Uma informação útil na análise de um espectro de IV é a observação das bandas de absorção na vizinhança de 3000 cm-1.
 Uma vez que nós sabemos que a substância possui hidrogênios ligados a carbonos hibridizados em sp2, nós precisamos determinar se estes carbonos são hibridizados em sp2 de um alceno ou de um benzeno.
Um anel benzeno é indicado por bandas de absorção finas a ~1600 cm-1 e 1500 – 1430 cm-1. Um alceno é indicado por uma banda a ~1600 cm-1 apenas. Deve-se ficar atento para deformações angulares de N-H que também aparecem a aproximadamente1600 cm-1, assim a absorção neste número de onda não indica sempre uma ligação C=C. Entretanto bandas de absorção resultantes de deformação angular N-H tendem a ser mais largas (devido a ligação hidrogênio) e mais intensas (por ser mais polar) do que aquelas resultantes deformação angular C=C. Deformação angular N-H serão sempre acompanhadas de deformaçãões axiais N-H a 3500 – 3300 cm-1.
A Deformação da ligação C-H em grupo aldeído apresenta duas bandas de absorção :aproximadamente 2820 cm-1 e 2720 cm-1. São absorções características.
Vibrações angulares
Se uma substância possui carbonos hibridizados em sp3, uma olhada a aproximadamente1400 cm-1 lhe dirá se a substância possui grupos metila. Todos os hidrogênios ligados a carbonos hibridizados em sp3 apresentam uma vibração de deformação angular C-H ligeiramente à esquerda de 1400 cm-1.
Apenas grupos metila apresentam vibrações de deformação angular C-H ligeiramente à direita de 1400 cm-1. Logo, se uma substância possui grupo metila, a bandas de absorção aparecerão tanto à esquerda quanto à direita de 1400 cm-1, caso contrário, apenas a banda à esquerda de 1400 cm-1 estará presente. Dois grupos metila ligados ao mesmo carbono podem ser detectados por um desdobramento do pico da metila à ~1380 cm-1.
Deformações angulares de C-H para hidrogênios ligados a carbonos hibridizados. A frequência das deformações angulares C-H de um alceno depende do nº de grupos alquila ligados à ligação dupla e da configuração do alceno. É importante compreender que estas bandas de absorção podem ser deslocadas para fora de suas regiões características e substituintes elétron-doadores ou elétron-retiradores potentes estão próximos à ligação dupla.
Substâncias de cadeia aberta com mais de 4 grupos CH2 adjacentes apresentam uma banda de absorção característica a 720 cm-1 relacionada à deformação angular no plano de grupos metilenos.
A forma das bandas de absorção
A forma de uma banda de absorção pode ser útil na identificação de uma substância. Tanto as ligações O-H quanto as ligações N-H deformam em números de onda superiores a 3100 cm-1, porém as formas de suas deformações são distintas. A banda N-H é mais estreita e menos intensa que a banda de absorção O-H.
VIBRAÇÕES INATIVAS NO IV
Nem todas as vibrações dão origem
a bandas de absorção. Para uma vibração absorver radiação IV, o momento dipolar da molécula deve mudar quando a vibração ocorre.
- A ligação C=C no 1-buteno possui um momento dipolar porque a molécula não é simétrica em relação a esta ligação. Quando uma ligação C=C deforma-se, o aumento da distância entre os átomos aumenta o momento dipolar. Como o momento dipolar muda quando a ligação deforma-se, uma banda de absorção é observada para a vibração de C=C.
- O 2,3-dimetil-2-buteno é uma molécula simétrica, logo sua ligação C=C não possui momento dipolar. Não se observa banda de absorção. A vibração é inativa no IV.
- o 2,3-dimetil-2-hepteno experimenta uma mudança muito pequena no momento dipolar quando a ligação C=C deforma-se, logo apenas uma banda de absorção extremamente fraca (se alguma) será detectada para a vibração de deformação da ligação.
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CONTROLE DE QUALIDADE DE FORMAS FARMACÊUTICAS
Objetivos: Assegurar através de um conjunto de operações analíticas que o sistema no qual o fármaco esteja inserido obedeça a requisitos de qualidade previamente estabelecidos; Manutenção das características de segurança e eficácia.
Histórico do CQ FQ: 
-Anos 40: Desenvolvimento de estudos sobre o C.Q. de formas farmacêuticas; Estudo de interações com excipientes; Desenvolvimento de diferentes tipos de embalagens; Desenvolvimento de equipamentos e aparelhagens;
-Dias atuais: Especificações de análises completas; Equipamentos modernos; Validação de metodologias analíticas; Legislação.
Os códigos oficiais (Farmacopeias) regem sobre o controle de qualidade tanto de matérias primas quanto dos produtos acabados.
AVALIAÇÃO DA FORMA FARMACÊUTICA DESENVOLVIDA
INTERAÇÃO: FÁRMACO + ADITIVOS (Emulsificantes, Desintegrantes, Aglutinantes, Lubrificantes, Tampões, Conservantes, Corantes, Tensoativos, Edulcorantes, Agentes suspensores e Diluentes.
O controle de qualidade deve garantir a conformidade do medicamento com suas especificações, assim como, sua eficácia farmacológica e estabilidade.
Ensaios preliminares: Aspecto; Homogeneidade; Superfície; Tamanho; Coloração ↔ Regularidade; Presença de partículas e Outros.
Procedimentos Analíticos Específicos:
Comprimidos: Desintegração, Dissolução, Dureza, Friabilidade, Peso Médio, Umidade, Uniformidade de Dose.
Cápsulas: Desintegração, Dissolução, Peso Médio, Umidade, Uniformidade de Dose.
Óvulos e Supositórios: Desintegração, Peso Médio, Umidade, Uniformidade de Dose.
Pós: Peso Médio, Umidade, Uniformidade de Dose.
Cremes, Emulsões e Géis: Peso Médio, Uniformidade de Dose, Densidade, Viscosidade e pH.
Pastas e Pomadas: Peso Médio, Uniformidade de Dose, Viscosidade e pH.
Líquidos: Volume Médio, Uniformidade de Dose, Densidade e pH.
Injetáveis: Volume Médio, Uniformidade de Dose e pH.
Teste de Desintegração
Estado no qual nenhum resíduo da unidade, salvo fragmentos de revestimento ou matriz de cápsulas insolúveis, permanece na tela metálica do aparelho de desintegração; Identifica se a forma farmacêutica analisada se desintegra em partículas menores ou agregados dentro do limite de tempo especificado, sob condições experimentais específicas.
Equipamento: Desintegrador
Líquido de imersão: Água, tampão fosfato (pH 7,5), HCl 0,1 M (pH 1,2); Volume – mín de 25 mm abaixo do líquido mín de 25 mm acima da base do bequer.
Banho: Cuba em acrílico com água a 37± 2 ° C.
Cesta: 6 tubos de vidro ou acrílico; Fixada ao mecanismo que produz o movimento vertical.
Motor e Haste: Movimento oscilatório vertical.
-Comprimidos: H2O ou HCl 0,1 M (caso não haja desintegração anterior); 6 unidades desintegradas; Tempo máximo de 30 min para comprimidos não revestidos e 60 min para drágeas, ou conforme indicado na monografia específica.
-Comprimidos Revestidos: Meio suco gástrico simulado (HCl 0,1 M , pH 1,2); Após 60 min não deve desintegrar; Meio suco entérico simulado (tampão fosfato pH 7,5); 6 unidades desintegradas; Tempo máximo de 45 min, ou conforme indicado na monografia específica.
-Comprimidos sublinguais: H2O; 5 min.
-Cápsulas gelatinosas: H2O; 45 min.
Obs: O teste não se aplica a pastilhas ,comprimidos ou cápsulas de liberação prolongada.
Teste de Dissolução
Biodisponibilidade IN VIVO - relaciona a quantidade de princípio ativo absorvida com o tempo.
Dissolução IN VITRO - relaciona a quantidade de princípio ativo liberada com o tempo.
Determina a percentagem de princípio ativo, declarado no rótulo do produto, liberado no meio de dissolução, dentro de um período de tempo especificado pela monografia do produto; Garante que cada lote de um medicamento apresente a mesma biodisponibilidade.
Testes de Resistencia Mecânica
Demonstrar a resistência dos comprimidos à ruptura provocada por golpes ou fricção durante processos de compressão, embalagem, transporte e armazenagem. Resistência mecânica ↔ Integridade da Forma Farmacêutica.
Dureza: Resistência do comprimido ao esmagamento ou à ruptura sob pressão radial; A dureza de um comprimido é proporcional à força de compressão e inversamente proporcional à sua porosidade; Medição da força necessária para esmagá-lo através da aplicação de força no diâmetro do comprimido.
Equipamento: Durômetro / Amostragem: 10 a 20 unidades / Mín: 30 N ou 3-4 Kgf
Friabilidade: Determinar de resistência dos comprimidos à abrasão, quando submetidos a ação mecânica de aparelhagem específica; O teste avalia a capacidade de suportar choque e/ou atrito durante processos de acondicionamento e transporte.
Equipamento: Friabilômetro / Nº de rotações: 100 (4 min x 25 rpm) / % = (P1 – P2) / P1 x 100
Teste: Desgaste não deve ser superior a 1,5%; Não são considerados comprimidos quebrados ou lascados.
DETERMINAÇÃO DE PESO
Dose múltipla > Homogeneidade do envase.
Dose única > Homogeneidade da dose.
Peso Médio: n = 20 unidades; Determinar o peso individual de cada unidade, o peso médio e calcular os limites de tolerância; É aceitável que até duas unidades estejam fora da faixa, e nenhuma acima ou abaixo do dobro do limite percentual. Se o peso declarado for de 40 mg ou menos, a determinação é feita segundo método adequado de doseamento.
Uniformidade de Dose: Assegurar que todo o lote contenha teor de componente ativo próximo do declarado; Assegurar que o teor de princípio ativo é uniforme no lote; Assegurar a administração de doses corretas. Uniformidade de peso; Uniformidade de conteúdo; Os métodos se aplicam a formulações com uma ou mais substâncias ativas.
Selecionar não menos que 30 unidades; Amostragem deve ser realizada no mesmo lote empregado no doseamento;
P.a. ≥ 25 mg e mín de 25 % da dose unitária; Se outro p.a estiver presente em menor proporção, utilizar metodologia de uniformidade de conteúdo.
Uniformidade de Peso de Comprimidos não revestidos: Pesar 10 unidades e determinar peso médio; Efetuar o doseamento do p.a. conforme método da monografia específica; A partir do resultado do doseamento, calcular o teor de p.a. em cada unidade, assumindo distribuição homogênea na forma farmacêutica.
Uniformidade de Peso de Cápsulas rígidas, sólidos acondicionados individualmente e solução para inalação (dose única): Pesar 10 unidades; Remover bem o conteúdo e determinar peso líquido; Efetuar o doseamento do p.a conforme método da monografia específica; A partir do resultado do doseamento, calcular o teor de p.a. em cada unidade, assumindo distribuição homogênea na forma farmacêutica.
Uniformidade de Peso de Cápsulas moles: Cortar cápsulas com lâmina ou tesoura; Retirar o conteúdo, lavando com solvente adequado; Evaporar o solvente a temperatura ambiente por 30 min; Proceder conforme recomendado para cápsulas duras.
UNIFORMIDADE DE CONTEÚDO
P.a. < 25 mg e < de 25 % da dose unitária; Baixa variação de peso não significa uma adequada uniformidade de conteúdo, assim como uma alta variação de peso não exclui uma boa uniformidade de conteúdo; Exigido para comprimidos revestidos, sistemas transdérmicos
e suspensões (dose única). Selecionar não menos que 30 unidades; Executar o doseamento individual em 10 unidades; Determinar o valor percentual sobre o valor declarado.
Uniformidade de Conteúdo de Comprimidos, supositórios, suspensões e sólidos (dose única): Limite → 85 a 115% e RSD ≤ 6%; Se uma unidade estiver fora da faixa e nenhuma < 75% ou > 125% ou se o RSD > 6%, ou ambas as condições ocorrem, efetuar teste com as 20 unidades restantes; Se nenhuma unidade exceder novamente os limites, e o RSD ≤ 7,8% o lote está aprovado.
Uniformidade de Conteúdo de Cápsulas, sistemas transdérmicos, inalações e pastilhas: Limite → 85 a 115% e RSD ≤ 6%; Admite-se uma unidade fora da faixa, porém nenhuma < 75% ou > 125%; Se 2 ou 3 unidades excederem a faixa e nenhuma < 75% ou > 125% ou se o RSD > 6%, ou ambas as condições ocorrem, efetuar teste com as 20 unidades restantes; Se no máximo 3, das 30 unidades testadas estiverem fora da faixa 85-115%, nenhuma exceder a faixa 75-125% e o RSD ≤ 7,8%, o lote está aprovado.
Valor De Aceitação
DETERMINAÇÃO DO VOLUME MÉDIO
-Produtos líquidos com dose múltipla (exceto injetáveis): Amostragem (10 unidades); Determinar o peso individual de cada unidade; Determinar volume (V = m / ρ); O volume médio não pode ser inferior ao declarado no rótulo; O volume de cada unidade não pode ser menor que 95%; Se uma unidade for > 90% e < 95%, repetir com mais 20 unidades
-Diluentes de soluções orais: Reconstituir 10 unidades e proceder conforme produtos líquidos não Injetáveis.
-Produtos líquidos com dose única: Amostragem (10 unidades); Verter o conteúdo de cada unidade para proveta seca e graduada ; Determinar volume médio; O volume médio não pode ser inferior ao declarado no rótulo; O volume de cada unidade não pode ser menor que 95%; Se uma unidade for > 90% e < 95%, repetir com mais 20 unidades.
-Produtos injetáveis: Remover conteúdo com auxílio de seringa; Transferir para proveta seca e calibrada; Nenhum volume deve ser inferior ao declarado.
-Solução oral gotas: Em Proveta - Método de gotejamento (2 gotas / seg) – equivalente a uma dose; Repetir procedimento 10 vezes = 10 volumes; Nenhum volume pode desviar mais que 10% da média; Total de 10 volumes não pode ser 15% maior que o declarado para 10 doses.
DETERMINAÇÃO DO PH
Método Potenciométrico: Diferença de potencial entre eletrodos;
Escala de pH calibrada em mV e unidades correspondentes de pH; Sensíveis a variação de temperatura (ajuste eletrônico); Eletrodo deve ficar imerso em solução satura de KCl; Medição (3 leituras sucessivas com variação máx de ± 0,05 e ΔT não deve ultrapassar 2°C em 30 min).
Calibração: Verifica linearidade das respostas frentes as alterações de potencial; Soluções disponíveis comercialmente ou preparadas com água sem CO2.
Método Colorimétrico: Soluções indicadores; Papéis indicadores; Medida aproximada, indicando apenas faixa de valores.
DETERMINAÇÃO DE DENSIDADE: Massa por unidade de volume da substância (g / cm3 ou g / mL);
Procedimento: Picnômetro – massa da amostra a 20°C / massa da água a 20°C; Densidade relativa.
DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE
-Método volumétrico: Reação quantitativa da água com solução anidra de dióxido de enxofre e iodo, em presença de substâncias que reajam com H+ (Karl-Fischer); Ponto final medido por mudança de coloração ou potenciometricamente. 
-Destilação azeotrópica – Solvente: tolueno
-Método gravimétrico: Diferença de peso da amostra após aquecimento até peso constante.
DETERMINAÇÃO DA VISCOSIDADE: É a expressão da resistência de líquidos ao escoamento;
-Viscosímetro Capilares, Viscosímetro de Höppler (Determinação do tempo de queda livre de esferas através de tubos contendo a amostra), Viscosímetro de Brookfield (Velocidade de rotação de eixos metálicos imersos na amostra).
Aplicação: Formas Farmacêuticas Líquidas e semi-sólidas.
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DISSOLUÇÃO
Dissolução de Formas Farmacêuticas Sólidas
Equivalência Farmacêutica + Bioequivalência = Equivalência Terapêutica
Como comprovar Equivalências Terapêutica?
Equivalência Farmacêutica refere-se ao mesmo fármaco (principio ativo), mesma dosagem e mesma forma farmacêutica. Este é comprovado a equivalência por meio de testes físico, físico-químicos como identificação, teor, DISSOLUÇÃO, entre outros.
Bioequivalência refere-se a biodisponibilidade no organismo, e esta é comprovada em voluntários sadios por etapas clínica, analítica e estatísticas.
TESTE DE DISSOLUÇÃO: processo pelo qual um fármaco é liberado de sua forma farmacêutica e se torna disponível para ser absorvido pelo organismo. É um teste físico de natureza destrutiva, na qual o fármaco passa para a forma solúvel a partir da forma farmacêutica intacta ou de seus fragmentos e partículas formadas durante o teste.
Segundo a Farmacopéia Brasileira 5ªEd o teste de dissolução determina a percentagem de principio ativo declarada no rótulo do produto, liberado no meio de dissolução, dentro de um período de tempo especificado pela monografia de cada produto, quando o mesmo é submetido à ação de aparelhagem específica, sob condições experimentais descritas. O resultado é expresso em porcentagem da quantidade declarada no rótulo.
Este teste visa demonstrar se o produto atende às exigências constantes da monografia do medicamento para comprimidos, cápsulas e outros casos em que o teste seja requerido.
Dissolução e Biodisponibilidade
Forma Farmacêutica Sólida ----Desintegração---> Liberação do PA --->Dissolução ou Solubilização ---> Permeabilidade na membrana do Trato Gastrointestinal ---Absorção---> Fármaco na correntes sanguínea (Biodisponibilidade).
A velocidade na qual um fármaco de dissolve a partir de sua forma farmacêutica no TGI controla a velocidade pela qual ele chega a corrente sanguínea. Logo todos os fatores que podem influenciar a dissolução de uma forma farmacêutica também podem afetar a biodisponibilidade do fármaco. Todas as propriedades de uma forma farmacêutica que modificam a taxa de dissolução necessariamente influenciam os níveis sanguíneos do fármaco e podem agir como fatores de controle na determinação da magnitude da resposta farmacológica obtida. Por meio de analise IN VITRO pode-se prever o desempenho IN VIVO e estabelecer a correlação IN VITRO / IN VIVO.
Correlação IN VITRO / IN VIVO
Atualmente os testes de dissolução in vitro são os métodos preditivos mais sensíveis e confiáveis da disponibilidade do fármaco in vivo. A logica e o interesse relacionados a CIVIV envolvem dois aspectos:
-A utilização de valores obtidos in vitro para avaliar diferentes lotes de um mesmo produto também pode garantir o desempenho fisiológico desejado se existir esta correlação, evitando assim a necessidade de realização de novos estudos in vivo.
-Como ferramenta no desenvolvimento de várias formas farmacêuticas para alcançar o desempenho fisiológico desejado.
TEORIA DA DISSOLIÇÃO
Velocidade de Dissolução: definida como a quantidade de substancia que passa para a solução por unidade de tempo sob condições padronizadas de interface sólido-líquido, temperatura e composição do solvente.
Dissolução Intrínseca – Constante 
Modelo de Camada de Disfusão – Formação de solução na interface (filme) e Difusão das moléculas para a solução.
A ANVISA publicou um GUIA PARA ESTUDOS DE CORRELAÇÃO IN VITRO – IN VIVO em 2002 (RE 483). Nesta correlação, as curvas do perfil de absorção in vivo ( [ ] plasmática x tempo) e perfil de dissolução in vitro são diretamente sobreponiveis. A descrição matemática de ambas é a mesma.
Aparatos Para o Teste de Dissolução
-Tipo Cesto: Apresenta as vantagens de confinar a forma farmacêutica a uma área limitada, enquanto a mantém imerso no meio (essencial para conseguir uma maior reprodutibilidade do método) e permite o uso para capsulas que tendem a flutuar e, por isso, podem ter a superfície de contato com o meio reduzida. Como desvantagens tem a deposição de material na tela do cesto.
-Tipo Pá: Tem a desvantagens com o uso de capsulas pois estas tendem a flutuar, gerando resultados não reprodutíveis (pode ser usado uma peça helicoidal para que a capsula afunde).
-Teste de Adequação no Aparatos: São utilizados comprimidos calibradores.
Especificações para o Teste de Dissolução: segue a monografia do fármaco encontrada na farmacopeia. Nela contem o tipo de aparelho usado, o tempo, o meio de dissolução (volume, tempo e composição), o método de analise quantitativa (UV, HPLC, etc), a velocidade de rotação e a quantidade de principio ativo que se dissolve / tempo especificado.
Fatores que Influem na Dissolução e o Resultado do Teste
- Relacionados com o fármaco e a formulação: Solubilidade; Tamanho de partícula; Natureza química (estado amorfo, cristalino, polimorfos); Forma farmacêutica (cápsulas, comprimidos); Excipientes; Tecnologia de fabricação (tipo de granulação, força de compressão).
- Relacionados ao meio de dissolução: Presença de ar/gases; Temperatura; Volume; pH; Viscosidade.
-Outros: Condições de Estocagem e Método Analítico.
Parâmetros de Dissolução: 37ºC + ou – 0,5ºC (USP) 
Meio de Dissolução
-Presença de Gases: pode alterar o pH (H2O destilada pH=6, H2O desaerada pH=7,2); pode haver formação de bolhas associadas às partículas e levar a um distúrbio na interface sólido-líquido (camada de difusão).
-Composição do Meio e pH: devem simular as condições in vivo como pH, tensão superficial, viscosidade e condições sink (garantia de que a concentração do meio durante todo o teste de dissolução esteja entre 10 e 15% de saturação.
-Influencia do Tampão na Dissolução: diferentes tampões pode levar a diferentes padrões de dissolução.
-Viscosidade do Meio: o aumento da viscosidade leva a uma diminuição da dissolução.
Equipamentos
-Excentricidade do elemento de agitação: pode provocar mudança no fluxo e condições hidrodinâmicas, o desvio deve ser menor que 2 mm.
-Vibração: relacionado com a velocidade de rotação, deve ser otimizada, e sua velocidade rotacional deve ser + ou – 4%.
-Intensidade de Agitação: influencia na difusão (espessura da camada é inversamente proporcional ao grau de agitação).
-Distúrbio no Fluxo: geometria do sistema de agitação; dimensões da cuba e posição dos amostradores.
Usos do Teste de Dissolução: Garantir a qualidade lote a lote, Orientar o desenvolvimento de novas formulações, Assegurar o desempenho do medicamento após determinadas alterações (trocas de formulações, modificações de processos, troca de equipamentos ou aumento da escala de produção).
A resolução RE 310 de 2004 estabelece um Guia Para Ensaios de Dissolução Para Formas Farmacêuticas Orais de Liberação Imediata.
Sistema de Classificação Biofarmacêutica (SCB)
-Caso I: Alta Solubilidade (AS) e Alta Permeabilidade (AP);
-Caso II: Baixa Solubilidade (BS) e Alta Permeabilidade (AP);
-Caso III: Alta solubilidade (AS) e Baixa Permeabilidade (BP);
-Caso IV: Baixa Solubilidade (BS) e Baixa Permeabilidade (BP).
O fármaco é considerado:
-Altamente solúvel (AS) quando o volume necessário para a dissolução da dosagem mais alta é < ou = a 250 mL de uma solução tampão.
-Altamente permeável (AP) quando a biodisponibilidade absoluta for maior que 90%.
Especificações: 
Medicamentos novos - as especificações de dissolução devem ser baseadas nos dados obtidos a partir do lote utilizado para a realização do ensaio de biodisponibilidade (biolote).
Medicamentos genéricos- as especificações de dissolução são geralmente as mesmas do medicamento de referência.
Três categorias de especificações
1) Um ponto (um tempo): controle de qualidade de rotina para fármacos altamente solúveis.
2) Dois pontos (dois tempos): controle de qualidade de rotina para fármacos pouco solúveis.
3) Perfil de dissolução (> 3 tempos de coleta): Evitar a exigência de estudos de bioequivalência das formas farmacêuticas de liberação imediata de menor dosagem, quando existirem várias apresentações com a mesma formulação. Os perfis de dissolução, devem ser idênticos entre todas as dosagens.
Para gerar um Perfil de Dissolução:
-Deve ser usado no mínimo cinco pontos de amostragem dos quais: no mínimo 3 correspondam a valores de porcentagem de fármaco dissolvido menores que 65% e o ultimo ponto seja relativo a um tempo de coleta igual ou pelo menos o dobro do tempo anterior.
Para medicamentos de dissolução rápida podem ser necessárias amostragens em intervalos menores (5 ou 10 minutos).
Medicamentos com fármacos altamente solúveis - um teste de dissolução de um único ponto que demonstre dissolução de, no mínimo, 85%. 
Medicamentos com fármacos pouco solúveis - ensaio de dissolução de dois pontos para assegurar 85% de dissolução.
Critérios de Aceitação- Farmacopéia Brasileira 5a edição.
T - é o % do conteúdo declarado de substância ativa que deveria se dissolver no tempo especificado na monografia.
Medicamentos Genéricos
- Se o medicamento de referência já possuir especificações farmacopéicas - traçar o perfil de dissolução utilizando 12 (doze) unidades de cada (referência/ teste).
-Se o medicamento de referência for INOVADOR com especificações farmacopéicas não disponíveis e o ensaio de dissolução desenvolvido disponível (publicação): traçar o perfil de dissolução utilizando 12 (doze) unidades de cada (referência/ teste).
- Se o medicamento de referência for INOVADOR com especificações farmacopéicas não disponíveis e ensaio de dissolução não disponível (publicação) deve ser feito:
Perfis de dissolução comparativos do medicamento teste e do medicamento de referência (lote utilizado nos testes de bioequivalência), sob várias condições que incluem: três meios de dissolução diferentes (pH 1,0 a 6,8); adição de tensoativos; uso de pá ou cesta, variando-se as velocidades de agitação; As especificações de dissolução devem ser baseadas nos de bioequivalência.
Para Medicamentos do Caso II (Baixa Solubilidade e Alta Permeabilidade)
Para refletir melhor as condições fisiológicas do TGI, pode-se empregar ensaio de dissolução utilizando Suco Gastrico Simulado (SGS) com ou sem Pepsina ou Suco Entérico Simulado (SES) com ou sem pancreatina, para assim determinar a qualidade lote-a-lote desde que a bioequivalências seja mantida.
Mapeamento: processo pelo qual é possível determinar a relação entre: variáveis criticas de fabricação como formulação, processo, equipamentos, materiais e métodos; resposta do perfil de dissolução e biodisponibilidade.
Tem como objetivo desenvolver especificações para o medicamento que possam garantir a bioequivalência de futuros lotes fabricados dentro dos limites aceitáveis de dissolução.
Experimentos podem ser efetuados para Estudar a influencia das Variáveis Criticas de Fabricação como: preparar duas ou mais formulações e estudar suas características de dissolução testar a formulação em um grupo de voluntários sadios, comparar com o medicamento de referencia ou com um comercial.
Comparação Entre Perfis de Dissolução - Casos:
- Evitar a exigência de estudos de bioequivalência das formas farmacêuticas de liberação imediata de menor dosagem.
-Para alterações de formulação do mesmo fabricante (formulação alterada e a original).
-Comparação de produtos de fabricantes diferentes (produto de referência e teste). Nesta comparação avalia-se a curva como um todo, além de cada ponto de coleta do meio de dissolução, empregando-se métodos modelo independentes e modelo dependentes.
Método Modelo Independente Simples
Fator de Diferença (f1): calcula o % de diferença entre 2 curvas.
 
Fator de Semelhança (f2): calcula o % de semelhança entre 2 curvas.
1. Determinar o perfil de dissolução de ambos os medicamentos: teste e referência - doze unidades de cada.
2. Calcular os fatores f1 e f2 utilizando as equações apresentadas anteriormente.
3. Critério para que dois perfis de dissolução sejam considerados semelhantes: f1= 0 a 15 e f2= 50 a 100.
Deve-se considerar: Mínimo, cinco pontos de coleta; Incluir apenas um ponto acima de 85%; Os valores médios de Rt podem ser derivados
do último lote usado como referência; Nos casos em que a dissolução for muito rápida, apresentando valor igual ou superior a 85% de fármaco dissolvido em 15 minutos, os fatores f1 e f2 perdem o seu poder discrimitativo e, portanto, não é necessário calculá-los. Nesses casos, deve-se comprovar a rápida dissolução dos produtos e mostrar a forma da curva, realizando coletas em, por exemplo: 5, 10, 15 e 20 ou 30 minutos; Critérios de aceitação amplos e Método liberal.
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VALIDAÇÃO DE MÉTODOS DE ANÁLISE DE MEDICAMENTOS
-O que é validação? É uma forma de provar/documentar resultados;
- Qual é o objetivo da validação de uma metodologia analítica? Indicar um método seguro dentro de limites estabelecidos; Aplicar métodos com resultados desejados/finalidade pretendida (confiabilidade dos resultados); Realizar determinação qualitativa, semi-quantitativa e/ou quantitativa de fármacos.
-Qual a importância da validação? Com ela pode-se ter a garantia dos resultados – qualidade analítica;
“Não ter validação é ter apenas um número não um RESULTADO”;
Conceito: A validação deve garantir, através de estudos experimentais, que o método atenda às exigências das aplicações analíticas, assegurando a confiabilidade dos resultados (ANVISA)
Existem duas Legislações que regem sobre os processos de Validação:
-RE Nº 899/2003 (ANVISA) e DOQ-CGC RE-008/2003 (INMETRO)
Agencias reguladoras dos EUA,EUROPA e Japão definiram parâmetros, requerimentos e, em alguns casos, também metodologias para validação dos métodos analíticos: ICH (International Conference On Harmonization)
IUPAC (International Union of Pure and Apllied Chemistry): ISO/IEC 17025
DEFINIÇÕES
1. AMOSTRA: porção representativa da matriz (matéria-prima ou produto farmacêutico) tomadas para fim de análise de seus componentes e de suas propriedades;
2. ANALITO: substância a ser detectada, identificada e/ou quantificada durante o procedimento analítico;
3. BRANCO DE REAGENTE: solução preparada com os reagentes utilizados para diluir a amostra;
4. CRITÉRIOS DE ACEITAÇÃO: requerimentos de um critério de desempenho para que um método analítico seja adequado ao uso;
5. CRITÉRIOS DE DESEMPENHO: parâmetros que definem a qualidade funcional que pode ser atribuída a um método analítico;
6. REPLICATA FALSA: quando são feitas várias leituras de uma mesma solução ou várias diluições de uma mesma solução-mãe;
7. REPLICATA VERDADEIRA: é preparada uma solução-mãe diferente para cada replicata e a partir dela são feitas diluições nos níveis de interesse
8. RESPOSTA: resultado obtido através da medição/leitura da amostra.
9. PADRÃO: Substâncias de referência: oficializadas pela Farmacopéia Brasileira/Utilização de padrões de trabalho, com identidade e teor devidamente comprovados
10. CORRIDA ANALÍTICA: medições sucessivas de um mesmo analito efetuadas nas mesmas condições: método, analista, instrumentação, local, condições de utilização e intervalos de tempo curtos entre as medições.
Confiabilidade dos Dados Analíticos
Os dados analíticos não confiáveis podem levar a condução de decisões desastrosas e a prejuízos financeiros irreparáveis.
A validação é feita para a garantia de que um novo método analítico gere informações confiáveis e interpretáveis, para garantia de um processo continuo e para fornecer ás agencias reguladoras evidencias objetivas de que os métodos e os sistemas são adequados para o uso desejado.
Aplicabilidade da Validação
Quais técnicas analíticas podem ser validadas? Desde métodos cromatográficos como CG e CLAE, Métodos não cromatográficos com seletividade aceitável como titulometria, espectrofotometria (UV e VIS) a Ensaios Imunobiológicos / microbiológicos.
A Revalidação de Metodologia Analítica deve ser feita quando: houver mudanças na síntese da substancia ativa, mudanças na composição do produto acabado ou mudanças no procedimento analítico antes utilizado.
Metodologias Analíticas
As metodologias analíticas descritas em farmacopeias / formulários oficiais são metodologias consideradas validadas, enquanto que as que não estão descritas nestes devem avaliar diversos parâmetros para ser validada como: Especificidade, Linearidade, Intervalo, Precisão, Exatidão, Robustez, Limite de Detecção e Limite de Quantificação.
Classificação dos Métodos Analiticos Segunda a Finalidade da Análise
Parâmetros analíticos de validação recomendáveis para cada tipo de ensaio:
ESPECIFICIDADE: É a capacidade que o método possui de medir exatamente uma substância na presença de outros componentes tais como impurezas, produtos de degradação e componentes de matriz.
Análise Qualitativa (Teste de Identificação): demonstrar a capacidade de seleção do método entre compostos com estruturas relacionadas. Comparação entre resultados negativos/positivos.
Análise Quantitativa (Teor e Impurezas): comparação de resultados obtidos de amostras contaminadas com quantidades apropriadas de impurezas e amostras não contaminadas.
LINEARIDADE: É a capacidade de uma metodologia analítica demonstrar que os resultados obtidos são diretamente proporcionais à concentração do analito da amostra, dentro de um intervalo especificado.
INTERVALO: Constituem os limites de quantificação superior e inferior do método analítico que variam de acordo com o objetivo do método.
1. 70-130%: ensaios de uniformidade de conteúdo;
2. Variação de 20% da concentração teste: ensaios de dissolução;
3. 80-120% da concentração teste: ensaios com fármacos ou medicamentos.
PRECISÃO: Expressa a proximidade de resultados de medidas de uma amostragem múltipla obtida de uma amostra. Relaciona-se com Repetibilidade (Intra-corrida), Precisão Intermediária (Inter-corrida) e Reprodutibilidade (Inter-laboratorial).
É expressa como: DPR%: = DP / CMD . 100
A Repetibilidade (Intra-corrida): ocorre quando há concordância de resultados em curto período, com o mesmo analista e mesma instrumentação. São usadas no mínimo 9 determinações (CB, CM, CA), ou 6 determinações à 100% da Concentração do Teste.
A Precisão Intermediária (Inter-corrida): ocorre quando há concordância de resultados no mesmo laboratório em dias, e com equipamentos e/ou analistas diferentes. Mínimo de 2 dias com analistas diferentes.
Reprodutibilidade (Inter-laboratorial): ocorro quando há concordância de resultados entre laboratórios diferentes.
EXATIDÃO: Expressa a proximidade de resultados obtidos em relação ao valor verdadeiro. Relaciona-se com o Fármaco, a Forma Farmacêutica e a Presença de Impurezas.
Expressa como: EXATIDÃO% = CMD / CT . 100
Fármaco: deve ser feita uma analise com um padrão de referencia, então é feita a comparação com a segunda metodologia bem caracterizada.
Forma Farmacêutica: amostras (componentes da formulação indisponíveis – método de adição de padrão).
Impureza: adição de quantidades conhecidas de impurezas / produtos de degradação.
A Exatidão do método deve ser determinada após o estabelecimento da linearidade, do intervalo linear e da especificidade do mesmo, sendo verificada a partir de, no mínimo, 9 determinações contemplando o intervalo linear do procedimento, ou seja, 3 concentrações (b, m a), com 3 réplicas cada.
ROBUSTEZ: É a medida da capacidade do método resistir a pequenas e deliberadas variações dos parâmetros analíticos. Fatores que devem ser considerados na determinação da robustez do método analítico:
LIMITE DE DETECÇÃO: É a menor quantidade do analito presente em uma amostra que pode ser detectado, porém não necessariamente quantificado, sob condições experimentais estabelecidas.
São feitas medidas de concentrações decrescentes até a menor concentração detectável - mudança de cor/turvação (ex: titulação). Em Determinações por CLAE, CG e ABSORÇÃO ATÔMICA a estimativa de relação entre sinal : ruído 3:1. 
Expressa-se como: LD = Dpa . 3 / IC onde Dpa é o Dp do intercepto do eixo y e IC é a inclinação da Curva Analitica.
LIMITE DE QUANTIFICAÇÃO: É a menor
quantidade do analito de uma amostra que pode ser determinada com precisão e exatidão aceitáveis sob as condições experimentais estabelecidas.
Concentrações decrescentes até o menor nível determinável com precisão e exatidão aceitáveis Determinação: estimativa relação sinal:ruído 10:1
Expressa-se como: LQ = Dpa . 10 / IC
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CROMATOGRAFIA
A cromatografia é um método de separação de mistura em seus componentes individuais. As separações são dependentes das diferenças de afinidades das substancias pela fase móvel e pela fase estacionaria. A fase móvel geralmente é um liquido ou gás, enquanto que a fase estacionaria é solida ou liquida.
Fundamentos da Separação Cromatográfica
FM – Transporta a amostra através da FE. A interação da FE com os componentes individuais da mistura promove a separação.
FE – Interage com os componentes da mistura. Esta interação é diferente para cada componente, assim os componentes são separados em diferentes tempos e a medida que eles passam pelo detector, quando a coluna é suficientemente longa.
-Tipos de cromatografia: Adsorção, partição, troca iônica, filtração molecular, etc.
-Técnicas de cromatografia: Cromatografia em papel, camada fina, cromatografia em coluna, cromatografia em fase gasosa (GC), cromatografia líquida de alta resolução (HPLC), entre outras.
	
	ADSORÇÃO
	PARTIÇÃO
	TROCA-IONICA
	FILTRAÇÃO MOLECULAR
	Fase Estacionaria
	Sólida
	Líquida
	Sólida
	Sólida
	Fase Móvel
	Líquida / Gasosa
	Líquida / Gasosa
	Líquida / Gasosa
	Líquida
	Velocidade Varia com
	A força molecular soluto/solvente
	A solubilidade soluto/solvente
	A troca de ions entre solução/resina
	A penetração ou exclusão da resina
	Propriedade Diferenciadora
	Polaridade
	Solubilidade
	Ionização
	Tamanho Molecular
1- CROMATOGRAFIA DE ADSORÇÃO (líquido-sólido)
O mecanismo de retenção da amostra por adsorção é a competição entre soluto e FM pelos sítios ativos da FE. Método útil para solutos de baixa ou média polaridade com PM 5000.
-Fase Ligada: A superfície da Sílica (altamente polar) é alterada pela adição de diversos grupos funcionais → diferentes tipos de seletividade.
Adição de grupo polar (-NH2, -CN) - FASE NORMAL.
Adição de grupo apolar (-C8H17, -C18H37, -C6H5) - FASE REVERSA.
	
	FASE NORMAL
	FASE REVERSA
	Polaridade da FE 
	Alta
	Baixa
	Polaridade da FM
	Baixa-Média
	Alta-Média
	FM Típica
	Hexano/Cloroformio
	Metanol/Água
	Ordem de Eluição
	Menos polares primeiro
	Mais polares primeiro
	Para aumentar o Tr dos solutos
	Diminuir a polaridade da FM
	Aumentar a polaridade da FM
	Para diminuir o Tr dos solutos
	Aumentar a polaridade da FM
	Diminuir a polaridade da FM
A sílica (ou Amino, Ciano, Diol) é a superfície polar na Adsorção de Fase Normal, a amostra deve ter polaridade baixa a média para não ficar retida na fase solida (sílica), a fase móvel é apolar ou de pouca polaridade. O grau de retenção depende da polarização de cada molécula.
Na fase reversa a Sílica é ligada a grupamentos apolares (ODS-C18, C2,C6, C8, Ciclohexil,Fenil, Diol), a amostra deve ter polaridade alta a média e a fase móvel é polar.
Para separação de enantiomeros pode ser usado uma FASE QUIRAL que leva a formação de complexos diasteroisoméricos com um seletor quiral adicionado à fase móvel e posterior separação por coluna não quiral. A separação em Fase Estacionaria Quiral é um método direto.
2-CROMATOGRAFIA POR PARTIÇÃO (líquido-líquido)
O mecanismo de separação se baseia nas diferentes solubilidades dos componentes da mistura entre Fase móvel e Fase estacionaria. Os componentes mais solúveis na fase estacionaria são seletivamente retidos por ela, enquanto os menos solúveis são transportados mais rapidamente pela fase móvel. Usado em substancias com Peso Molecular menos que 2000. Como exemplo de Fase Estacionaria tem-se a água em sílica (suporte) e clorofórmio como Fase móvel.
3-CROMATOGRAFIA DE TROCA IÔNICA (líquido-sólido)
Usada para substância com cargas. (Ex: Ácidos carboxílicos, açúcares, analgésicos, vitaminas, ânions inorgânicos, cátions metálicos, peptídeos, ácidos aminados e ácidos nucléicos.) A separação depende da força iônica, cargas, pH. A FASE ESTACIONÁRIA pode ser resina de poliestireno entrecruzada com divinilbenzeno → onde são ligados grupos iônicos que podem ser aniônicas (grupos amino) ou catiônicas (ácido carboxílico ou sulfônico).
A molécula da amostra iônica ou ionizável forma um par de íons por associação com um contra-íon orgânico, adequado, da FM. O par iônico é então distribuído entre a FE, normalmente uma fase reversa, onde o par iônico é solúvel, e a fase móvel, normalmente aquosa-orgânica, que solubiliza as espécies ionizadas. Os grupos iônicos apresentam um contra-íon que pode ser deslocado pelos íons da fase móvel de mesma carga.
Avanços em cromatografia de troca-iônica incluíram o desenvolvimento de:
1 - Resinas peliculares: Possuem capacidade reduzida, da ordem de 10μg / g, porém muito eficientes. Podem ser utilizadas com solventes orgânicos.
2 - Resinas porosas (tradicionais): São usadas na separação de ácidos aminados, peptídeos e carboidratos. Possuem capacidade elevada, da ordem de miliequivalente/g de material e têm a vantagem de resistir a pressões elevadas e possuir uma capacidade de troca superior a dos materiais peliculares.
Um alto grau de seletividade pode ser introduzido na separação pelo ajuste de temperatura, pH, polaridade da FM, natureza e concentração do contra-íon e pela natureza da FE.
a) Temperatura: Temperaturas elevadas das colunas são utilizadas para aumentar a velocidade e a resolução da análise cromatográfica. Em cromatografia de T.I. são usadas temperaturas de 25° a 80 °C.
b) pH: A retenção relativa e o tamanho máximo da amostra, em cromatografia de T.I., aumentam com a capacidade de troca-iônica da coluna. Esta capacidade é proporcional a concentração de grupos iônicos R (+/-) dentro da partícula, PORÉM, VARIA EM FUNÇÃO DO pH. Em pH baixo, trocadores de cátions são neutralizados pela adição de próton: R- + H+ ↔ R-H+
Em pH alto, trocadores de ânions são neutralizados por bases: R+ + OH- ↔ R+OH
Trocador Catiônico Forte tem sua capacidade tendendo a zero em pH baixo, logo não podem ser usados em pH menor ou igual a 1.
Trocador Anionico Forte tem sua capacidade tendendo a zero em pH maior ou igual a zero, logo podem ser empregados apenas em pH abaixo de 11.
Trocador Cationico Fraco devem ser utilizados em pH acima de 6.
Trocador Anionico Fraco estão limitados ao uso em pH abaixo ou igual a 8.
Estes efeitos são resultados do aumento da competição nos extremos de pH, tanto do íon H+ quanto do OH-, pelos sítios de troca iônica, resultando na exclusão de ions da amostra destes mesmos sítios.
Os trocadores iônicos fortes podem ser usados em uma extensão maior de pH do que trocadores iônicos fracos, revelando a maior popularidade no uso de trocadores fortes. Como resultado, uma grande variedade de classes de substâncias podem ser separadas por trocadores iônicos fortes, podendo ser analisadas em um gradiente de pH. Substâncias que são fortemente retidas e que não toleram extremos de pH devem ser analisadas por resinas com trocadores iônicos fracos.
c) Fase Móvel:
-Deve fornecer solubilidade adequada para os vários sais e tampões necessários para a troca iônica; Controlar a retenção da amostra pelo uso correto da força do solvente; Fornecer seletividade na retenção.
As separações por troca-iônica são freqüentemente executadas com soluções salinas aquosas, sendo normalmente tamponadas e contendo, em alguns casos, quantidades moderadas de solventes orgânicos solúveis em água, como MeOH e acetonitrila.
4-CROMATOGRAFIA POR EXCLUSÃO (líquido-sólido)	
Separação é feita de acordo com o tamanho da molécula. É usado para separação de amostras de alto peso molecular (maior que 2000). As moléculas menores penetrarão mais nos poros, sofrendo
mais retenção; As moléculas maiores passam por fora dos poros e saem primeiro.
 Fase Estacionária - material inerte com tamanho de poros diferentes e controlados. Materiais empregados: copolímero de ES-DVB; vidro poroso.
Sistemas de Solventes Tipicamente Usados:
-Adsorção: Hexano, Diclorometano, Cloroformio, Metanol e Acetonitrila.
-Fase Reversa: Metanol/Água e Acetonitrila/Água.
-Troca-Iônica: Tampao Aquoso.
-Permeação em Gel: Tetrahidrofurano ou Tolueno.
Procedimentos e Aplicação da Cromatografia Líquida: Seleção de acordo com o peso molecular, solubilidade, polaridade e grau de ionização das substâncias.
5-CROMATOGRAFIA LÍQUIDA CLÁSSICA
Apresenta as vantagens de baixo custo, método simples e ser um bom método preparativo, todavia apresenta limitações como análise lenta, baixa resolução e dificuldade de quantificação.
A vazão do eluente é promovida pela ação da gravidade; As frações individuais são coletadas manualmente ou através de um coletor de frações; O recheio da coluna é normalmente utilizado uma única vez → adsorção irreversível de parte da amostra; O enchimento da coluna deve ser repetido para cada separação; A aplicação da amostra requer alguma habilidade do operador; Análise lenta; Detecção e quantificação são realizados por análise manual das frações, individualmente; O número de frações coletadas é grande e o processamento requer muito tempo e esforço; Em geral, emprega-se alguma técnica auxiliar, como espectrofotometria, análise química, ou simplesmente o registro gravimétrico.
6-CROMATOGRAFIA LÍQUIDA DE ALTA RESOLUÇÃO (HPLC)
Apresenta a capacidade de separação bem elevada. As separações ocorrem à temperatura ambiente, não está limitada à volatilidade ou estabilidade térmica da substância. Apresenta rapidez e reprodutibilidade das análises. As amostras não são destruídas pelo detector e podem ser coletadas e utilizadas puras.
A Fase Extacionária para CLAE são micropartículas porosas (3,5 e 10 μm):
- quanto a forma: podem ser esféricas ou irregulares
- quanto a uniformidade de tamanho: podem ser homogênea ou heterogênea
O solvente e a amostra devem ser filtrados. A fase móvel deve ser degaseificada, seu fluxo deve ser entre 0,1 e 10 mL por minuto e a bomba de alta pressão varia de 6 psi a 10.000 psi. A injeção da Amostra tem um volume de injeção que varia de 5 microlitros a 500 microlitros.
O reservatório do solvente é o local onde encontra-se a fase móvel. São solventes de alto grau de pureza, filtrados e degaseificados por ultrassom, vácuo ou hélio. Os mais usados são acetonitrila, metanol, água, hexano e isopropanol. O solvente deve apresentar baixa viscosidade, polaridade adequada e ser compatível com o detector utilizado.
As colunas cromatográficas são resistentes a altas pressões, são reutilizáveis, inertes a solventes, devem não apresentar volume morto. Existe ainda a coluna de guarda (pré-coluna) que é utilizada para proteção da coluna principal.
A bomba injetora permite a passagem da fase móvel por colunas altamente compactadas, o fluxo é continuo e livre de pulsações. Pode apresentar um sistema isocrático (uma bomba apenas), desta forma o solventes devem ser combinados previamente. Pode apresentar duas bombas ou mais (sistema de gradiente) que misturam os solventes a alta pressão.
O injetor é colocado entre a bomba e a coluna, e é responsável pela entrada da amostra a ser separada no sistema. Deve ser de material inerte (teflon e aço) e resistir a altas pressões. A amostra é injetada em LOAD, entrando em um compartimento chamado de LOOP (pode ser de vários volumes). Quando se quer injetar, vira-se a chave para a posição inject e o fluxo é desviado para o LOOP carreando a amostra.
Detector UV, mede a absorção UV das substancias (nem sempre o maior sinal é da substancias marjoritária). Usar o detector no comprimento de onda de maior absorção da substancia.
O HPLC pode estar acoplado ao espectrômetro de UV, de massas ou de RMN.
Outros Detectores:
-Detector de IV: Absorção de luz IV → movimentos vibracionais das moléculas; Universal e não destrutivo; Pouca sensibilidade e necessidade de evaporação do solvente.
-Polarímetro e Dicroísmo Circular: Efeito da luz plano-polarizada sobre a substância; Específico para substâncias quirais.
-Fluorescência: Alta sensibilidade, porém restritos às substâncias fluorescentes (muito seletivo).
-Índíce de Refração: Detetor universal. Altamente instável (pulsações, temperatura, eletricidade). Não se pode usar gradiente.
Análise Qualitativa: A análise qualitativa pode ser realizada através da correlação entre os TR de substâncias desconhecidas com padrões analisados sob as mesmas condições experimentais.
O Coeficiente de Partição (K): Permite quantificar a distribuição da substância entre a fase estacionária e a fase móvel.
↑ K = A substância permanece na FE por mais tempo. A substância permanece na coluna por mais tempo.
Tempo de eluição aumentado = ↑K
Assumindo que K é constante para uma substância sob condições cromatográficas (Constante termodinâmica).
CROMATOGRAMA DA AMOSTRA
Tempo de retenção (TR): Não é uma medida constante da afinidade relativa de uma substância pelas fases estacionária e móvel pois varia em função da velocidade de eluição, temperatura, entre outros, sendo possível determinar assim o Fator de capacidade (k´) – Tempo de retenção corrigido;
Largura do Pico: É governado por processos cinéticos que dependem:
a) Difusão da substância ao longo da coluna cromatográfica – quanto maior o coeficiente de difusão, maior a velocidade de eluição do soluto (menor a largura do pico).
b) Transferência de massa – quanto mais rápido o processo de particionamento, menor a largura do pico.
Difusão: Se aplica somente a colunas empacotadas com partículas (suporte sólido no qual a FE está adsorvida); A difusão diminui com a diminuição do diâmetro da partícula. Cada substância atravessa um caminho diferente através das partículas.
Transferência de Massa: A velocidade na qual uma substancia se particiona dentro e fora da fase estacionaria afeta a largura do pico. Quanto mais rápido o processo de particionamento, menor a largura do pico, pois fica menos tempo retida, logo o processo de particionamento é dependendo do tempo.
Pratos Teóricos: 
A eficiência de uma coluna / poder de separação está ligada ao número de pratos teóricos, quanto maior o número de pratos teóricos maior será o equilíbrio da amostra entre as FASES MÓVEL E ESTACIONÁRIA. Um prato teórico corresponde a uma etapa de equilíbrio entre as FM e FE. O analito move-se ao longo da coluna através de sua transferência, em equilíbrio com a fase móvel, de um prato teórico para outro.
A altura de um prato teórico é relacionada ao comprimento da coluna com o qual uma única separação é alcançada. Logo, a eficiência da coluna pode ser relacionada a altura do prato teórico (H); E, o poder de separação da coluna pode ser avaliado pelo número de pratos teóricos (N), onde: N = L / H onde L é o comprimento da coluna e H a altura do prato teórico.
Resolução: Objetiva-se na cromatografia uma máxima resolução e menor intervalo de tempo. A melhor resolução é obtida com um numero máximo de pratos teórico. Mas como aumentar o numero de pratos teóricos? Uma das maneiras é otimizando a velocidade de vazão da fase móvel ou aumentando o comprimento da coluna (L). Todavia estas medidas aumentam o tempo de retenção. Já a diminuição da altura do prato teórico (H) leva a um aumento na eficiência da coluna sem sacrificar o tempo de retenção.
A melhor resolução é obtida com o aumento de K’. Como o K’ esta relacionado a termodinâmica de partição, para aumenta-lo podemos modificar a composição da fase móvel ou da fase estacionaria. Como obter uma boa resolução de todas as substancias em uma mistura na qual há uma grande variação dos valores de K’? A solução é a variação dinâmica da composição da fase móvel com o progresso da separação, isto pode ser alcançado trabalhando com gradiente de eluição ao invés de eluição isocrática.
Análise Quantitativa: Uso
da área do pico como o sinal que melhor se correlaciona com a concentração do analito.
Análise Direta por Curva de calibração: Plotagem da área do pico em função da quantidade (volume ou concentração) do analito. Determinação da concentração do analito em amostra desconhecida através da correlação entre a área do pico e a quantidade do analito na curva de calibração.
Curva Analitica: Capacidade de se obter resultados diretamente proporcionais à concentração do analito na amostra, dentro de um intervalo específico. No mínimo 5 concentrações diferentes, dentro da seguinte faixa: análise de fármacos e medicamentos: 80 - 120% da concentração teórica;
Cálculo: Regressão linear pelo método dos mínimos quadrados, mostrando o coeficiente de correlação linear e o intercepto da reta. Valor mínimo aceitável do coeficiente de correlação: (r) deve ser = 0,99.
Uma problemática à curva de calibração são as grandes variações do sinal (pouca precisão), devido a falta de exatidão na injeção da amostra, isto pode ocorrer por velocidades de injeção variáveis e variações de volume. Para solucionar esse problema pode ser usado um Padrão Interno.
Adiciona-se uma concentração conhecida / fixada de uma substância (padrão interno) a todas as amostras e padrões utilizados na análise. Correlaciona-se todos os valores de área do pico, tanto do padrão quanto da amostra, aos valores da área do pico do padrão interno. Se o padrão interno se comporta da mesma forma que o analito, então ele deverá experimentar as mesmas condições e exibir as mesmas flutuações de sinal. O Padrão interno deverá apresentar o mesmo comportamento de retenção do analito.
Padronização Interna
O padrão interno não pode estar presente na amostra a ser quantificada, deve ter comportamento cromatográfico similar ao da substância a ser analisada, deve absorver na mesma faixa da substância a ser analisada, deve estar em uma concentração conhecida. 
Adição de uma quantidade exatamente conhecida de uma substância denominada padrão interno, tanto à amostra como ao padrão; É o método menos sensível à erros de injeção, erros de diluição, erros relacionados ao preparo das amostras, variações instrumentais, etc., uma vez que estes erros são compensados pela utilização das relações entre as áreas;
Padronização Externa
É feita por meio da preparação de padrões (substância de referência) de concentração semelhante ao analito na amostra, e o ensaio cromatográfico de ambos nas mesmas condições de operação. É o método mais utilizado em CLAE. A exatidão do método depende da qualidade do padrão. A precisão depende da preparação das soluções e das injeções. Calcula-se a concentração pela equação ou pela curva de calibração.
Os Requisitos para uma quantificação exata e precisa:
- Boa resolução dos picos: cada pico representa apenas uma substância;
- Não poderá haver adsorção e/ou decomposição das substâncias no sistema cromatográfico;
- Existência de substâncias de pureza confiável para serem usadas como padrões – identificação e fator de correção da área;
- A amostra a ser analisada deve ser representativa do total;
- Não deve haver perdas no preparo;
- Não deve haver contaminação;
- Técnica de injeção correta;
- A temperatura e vazão da fase móvel não deve alterar a resposta do detector
- A amostra injetada deve estar dentro da faixa linear do detector.
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ESTUDO QUÍMICO E FISICO-QUÍMICO DE ÁGUAS PARA USO FARMACÊUTICO
Os solventes utilizados na pratica farmacêuticas são bastante limitados e devem obedecer a requisitos específicos como: ser desprovidos de efeitos tóxicos, não devendo promover irritação das mucosas sobre as quais são aplicados; ser inertes do ponto de vista fisiológico e serem compatíveis com os fármacos a dissolver.
Apesar da grande diversidade na composição químicas, as substancias que formam a enorme legião dos fármacos apresentam determinados pormenores estruturais comuns a muito deles como por exemplo a maioria são sais de ácidos fracos.
A água, em procedimentos farmacêuticos é o insumo utilizado nas operações de elaboração, transformação, limpeza, higienização de produtos e em processos de esterilização. A água é o solvente mais utilizado em farmácia porque além de dissolver inúmeras substancias é um dos constituintes dos tecidos e não exerce qualquer atividade fisiológica. Possui uma constante dielétrica e polaridades elevadas, sendo o solvente por excelência das substancias eletrovalentes, tais como os sais, as bases e os ácidos minerais. Dissolve também compostos organismo principalmente os que possuem radicais hidrofílicos como grupamentos OH, CHO, CO2H, NO2, CO, NH2 e SO2H.
O controle microbiológico da água é importante devido a proliferação de microorganismos durante sua purificação, estocagem e distribuição. Do ponto de vista da alteração das drogas, os fenômenos oxidativos devem ser considerados uma vez que a oxidação depende, entre outros fatores, da quantidade de oxigênio contida na água e da presença de metais pesados, sobretudo ferro e cobre. Entre os fármacos susceptíveis de serem decompostos por oxidação estão: a adrenalina, a estreptomicina, a resorcina, a morfina, a vitamina A, entre outros.
A água pode ser classificada de acordo com sua origem:
 1- Águas Meteorológicas – ricas em O2 dissolvido como chuvas e geleiras.
2- Águas de Superfície – apresentam matéria orgânica em suspensão como rios e lagos (Abastecimento público coletivo)
3- Águas subterrâneas – ricas em CO2 e minerais dissolvidos (podem ser duras) como em poços, lençóis freáticos.
As características físico-químicas e microbiológicas dessas águas dependem: da Localização, do Tipo de solo e da Estação do ano (chuvas, secas). Estes fatores determinam águas:
+ Ácidas = CO2 livre, ác. Minerais e sais de ácidos fortes.
 +Alcalinas = Teor de silicatos, fosfatos, carbonatos e bicarbonatos.
Salinidade = sais neutros (cloretos, sulfato de Ca++ e Mg++, Na+, K+)
De acordo com sua proximidade de fontes de contaminação, (fossas ou esgotos abertos), pode carrear substâncias que possibilitam a presença de microorganismos.
Interferências X Consequências
CO2 – na preparação de soluções, promovendo reações ácidas (formação de ac. Carbônico ou íon carbonato).
Mg++ e Zn++ - separação de fase em emulsões, formação de cargas estáticas sobre alguns tensoativos presentes.
Fe e Cu + O2, luz e calor – em pomadas pode favorecer a auto-oxidação de graxas, atuando como catalisadores.
SISTEMA DE AGUA PARA USO FARMACÊUTICO (USP26)
A Portaria 518/2004 da ANVISA estabelece os procedimento e responsabilidade inerentes ao controle e à vigilância da qualidade da água para consumo humano, estabelecendo seu padrão de potabilidade.
Água Potável: Água para consumo humano cujos parâmetros microbiológicos, físicos, químicos e radioativos atendam ao padrão de potabilidade e que não ofereça riscos à saúde. Pode ser usada para limpeza de utensílios e equipamentos (etapas iniciais). O pH deve estar entre 6,5 e 8,5.
Características Microbiológicas: Deve ser ausente de coliforme fecais em 100mL, contagem de bactérias heterotróficas deve ser menor que 500 UFC/mL, e Bacterias patogênicas que podem estar presentes são somente Pseudomonas, Salmonelas e Bacilos Esporulados.
Agua Purificada: A água purificada é usada como um excipiente na produção de preparações farmacêuticas; em aplicações farmacêuticas, tais como a limpeza de certos equipamentos; e na preparação de matérias-primas farmacêuticas em larga escala. Deve atender as especificações de pureza orgânica e protegida de proliferação microbiana. É preparada à partir de água potável e purificada por unidades operacionais que incluem deionização, destilação, troca-iônica, osmose reversa, filtração, entre outras. Os sistemas de purificação devem ser validados.
Métodos de Purificação:
-Pré-Tratamento: Filtração (filtração em areia para a remoção de matérias em suspensão, material coloidal e redução do
número de bactérias), Desinfecção (A água para a produção de medicamentos não estéreis deve possuir carga bacteriana < 100 UFC/mL.), Cloração (Hipocloritos (ação germicida através do ác. hipocloroso) e cloraminas) ou Radiação UV (inativação de células bacterianas pela absorção de fótons. Energia necessária: 8000 a 33000 μW/s.cm2. Filtração do material liberado das células bacterianas).
-Abrandamento: procedimento que troca os íons Cálcio e Magnésio, responsáveis pela dureza da agua, através da adição de Cal e Soda. Pode ser feito a desmineralização ou troca iônica por meio de uso de leito de resina duplo (resina catiônica e aniônica) ou uso de filtros de carvão ativado que elimina resíduo de desinfetantes, tais como cloro residual, hipoclorito, e contaminantes orgânicos. Pode ainda ser utilizado filtros de membrana ou de profundidade que reduzem a presença de material particulado dos processos anteriores.
-Tratamento: pode ser feito por Destilação (Método clássico de purificação da água, eliminação das impurezas por aquecimento até evaporação, arraste e condensação) ou por Osmose Reversa (Baseia-se em uma membrana semi-permeável e uma considerável diferença de pressão para conduzir a água através da membrana. Apresenta um aumento da qualidade química, microbiológica, livre de endotoxinas e sua performance dependerá da qualidade da água vinda do pré-tratamento).
OSMOSE REVERSA: baseia-se no principio da diferença de velocidade de difusão em meio semi-permeável.
Análise de Água Purificada:
-pH: usar 0,3 mL de solução saturada de KCl/100mL – Faixa aceitável entre 5 e 7.
-Substancias Oxidáveis: Para cada 100 mL adicionar 10mL de 1M de H2SO4 e 0,1 mL de KMnO4 0,02M e ferver por 5 minutos levando a uma coloração levemente rosa.
-Cloretos: Para cada 10mL adicionar 1mL de HNO3 2M e 0,2 mL de AgNO3 0,1M. A aparência da solução não deve modificar por pelo menos 15 minutos.
-Nitratos: 0,1 mL de difenilamina + 5 mL H2SO4 ! " 50°C/15 min (banho) ! A solução não deve apresentar azul mais intenso que o padrão (2 ppm NO3). Limite: 0,2 ppm
- Sulfatos H2O + HCl + BaCl2 ! sem modificação por 1h
- Amônia – Sol. Tetraiodomercurato de K alcalino, a cor não pode se apresentar mais intensa que a sol. Padrão de amônia (0,2 ppm NH4)
- Ca++ e Mg++ - reação produz cor azul (indicador: MORDANT BLACK 11)
- Metais pesados – sol. Padrão de Pb (0,1 ppm) - Limite: 0,1 ppm
- Alumínio – Somente água para uso em sol; de diálise
- Resíduo de evaporação – 100 mL H2O - estufa 100 a 105°C. Limite: 1 mg (0,001%).
-Contaminação microbiana total – não mais que 102 UFC/mL determinados pela filtração em membrana usando meio agar base.
-Endotoxina – se for para uso em sol.; de diálise – não mais que 0,25 UI endot/mL
-Condutividade: A condutividade de uma solução é definida pela resistividade recíproca . A resistividade (quociente do campo elétrico e a densidade da corrente) ! característica do material. Resistência R (%) de um condutor de corte transversal S (cm2) e comprimento L (cm), é dado pelas expressões:
Onde: S=área / A unidade de condutividade no SI é o Siemens/m (Sm-1). / Unidade para resistência é o Ohm-metro (%m) e a resitividade expressa em (%cm) a 20 °C.
Aparelho: Condutivímetro ou Resistivímetro - Mede a resistência entre coluna de líquido e a célula do eletrodo de condutividade. O aparelho é suprido por uma corrente alternada para permitir a polarização do eletrodo. Temperatura controlada. A célula de condutividade possui 2 eletrodos de platina, de área S, separados a uma distância L. Constante da célula de condutividade C (cm-1) 
α = coeficiente característico da célula de condutividade 
-Carbono Orgânico Total (COT) – é uma medida indireta das moléculas orgânicas presentes na agua farmacêutica. É usada como controle de processo – monitoramento do desempenho de unidades operacionais compreendendo sistemas de purificação e distribuição.
As moléculas orgânicas presentes na agua podem ser de origem das nascentes, do sistema de purificação e distribuição ou de biofilmes que podem crescer no sistemas.
 MÉTODOS PARA A DETERMINAÇÃO DE COT
- Solução padrão – teoricamente é uma solução facilmente oxidável que dá uma resposta instrumental de limite característico.
- Solução desafio – A tecnologia analítica utilizada é qualificada pelo desafio da capacidade do instrumento através do uso de uma solução de difícil oxidação na quantidade adequada ao método - Determinação dos limites de detecção do equipamento.
TECNOLOGIAS ANALÍTICAS PARA MEDIR COT
Oxidação completa das moléculas orgânicas em uma alíquota de água à CO2, medindo os níveis resultantes e expressando a resposta em CONCENTRAÇÃO DE CARBONO. Todas as tecnologias utilizadas devem discriminar o carbono inorgânico, o qual pode estar presente na água a partir de fontes como CO2 dissolvido e bicarbonato, e o CO2 gerado da oxidação de moléculas orgânicas presentes na amostra.
1 – Determinação do COT pela subtração do carbono inorgânico medido (CI) do carbono total medido (CT), o qual é a soma do CO e CI: COT=CT-CI
 2- Eliminação prévia do CI da amostra antes da medida ser realizada. A eliminação prévia de CI sempre elimina algumas moléculas orgânicas. Assim o material obtido é recapturado, oxidado à CO2 e quantificado como carbono orgânico purgado (PCO). O material orgânico remanescente da amostra é então oxidado a CO2 e quantificado como carbono orgânico não-purgado (NPCO): COT=PCO +NPCO
Obs: Cuidados com as vidrarias – A contaminação orgânica de vidrarias pode alterar o COT para valores muito mais altos. Portanto as vidrarias devem sofrer um processo de limpeza rigoroso de resíduos orgânicos.
AGUA PURIFICADA ESTÉRIL: É a água armazenada e entregue estéril. Não pode ser usada em administração parenteral. Especificações pH = 5 a 7 e Pesquisa de: Amônia, Cálcio, CO2, cloreto, sulfato, substâncias oxidáveis.
ÁGUA PARA INJEÇÃO ESTÉRIL: 
BP-98: Para uso como veículo em preparações parenterais e para dissolver ou diluir substâncias ou preparações para administração parenteral, esterilizar antes do uso. As especificações para análise são iguais a ÁGUA PURIFICADA.
USP 26 – É a água purificada por destilação ou osmose reversa. Usada para preparações parenterais, sujeitas a esterilização posterior ao envase. COT, Condutividade, Testes = Água Purificada Estéril, Livre de pirogênio, Contém máx. 0,25 unidades/mL de endotoxina.
ÁGUA BACTERIOSTÁTICA PARA INJEÇÃO
É preparada a partir da água para injeção estéril, acondicionada adequadamente, contém um ou mais agentes antimicrobianos. Deve-se Verificar incompatibilidade com a substância ativa. O acondicionamento e estocagem é em frascos dose única ou multi-dose de vidro ou plástico, no máximo 30 mL. No rótulo deve conter o nome dos antimicrobianos, Conter em destaque a informação: “NÃO DEVE SER USADA EM RECÉM-NASCIDO”. Pode conter no máx. 0,5 unidades/mL de endotoxina. pH= entre 4,5 e 7,0 , Cálcio e CO2
 ÁGUA PARA IRRIGAÇÃO ESTÉRIL (USP 26)
É preparada a partir da água para injeção estéril. Seu acondicionamento e estocagem é em frascos dose única ou multi-dose de vidro ou plástico, no máximo 1000 mL. Rótulo: “Não contém antimicrobianos ou outros aditivos” “Não para injeção” “Somente para irrigação”
Padrão de referência endotoxina USP
 ÁGUA PARA INALAÇÃO ESTÉRIL (USP 26)
É preparada a partir da água para injeção estéril. Acondicionamento e estocagem: frascos de vidro ou plástico. Rótulo: “Não indicado para administração parenteral” SOMENTE PARA TERAPIA DE INALAÇÃO. Contém máx. 0,5 unidades/mL de endotoxinas USP. pH= entre 4,5 e 7,5.
Toda instalação farmacêutica necessita contar com um processo adequado de purificação da água potável para satisfazer a qualidade exigida nos padrões farmacopéicos.
ETAPAS PARA OBTENÇÃO DE ÁGUA PURIFICADA:
 Etapa 1: Tanque fechado de recebimento de água potável. Justificativa: Armazenamento da água e manutenção do nível mínimo de cloro.
 Etapa 2: Utilização de Filtros de profundidade = filtros de areia = primários = grosseiros = iniciais.