Manual Instituto Adolfo Lutz - Capitulo 18

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PESCADO E
DERIVADOS 
XVIIICAPÍTULO
Capítulo XVIII - Pescado e Derivados
Métodos Físico-Químicos para Análise de Alimentos - 4ª Edição
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XVIIIPESCADO E DERIVADOS 
P
escado é todo animal que vive normalmente em água doce ou salgada e que 
serve para alimentação. Pescado fresco é aquele que não sofreu qualquer pro-
cesso de conservação, exceto pelo resfriamento, e que mantém seus caracteres 
sensoriais essenciais inalterados. O pescado será designado pela espécie animal 
a que pertence ou pelo seu nome comum, por exemplo: sardinha, tainha, camarão, siri, 
polvo, lula, marisco. Várias são as determinações que podem avaliar o grau de conserva-
ção do produto, como a eletrométrica do pH, a de bases voláteis totais e a de histamina 
por espectrofluorimetria, alem da reação de Éber para gás sulfídrico. Outras determina-
ções relacionam-se à composição química do pescado, como a de lipídios totais.
349/IV Reação de Éber para gás sulfídrico
A decomposição bacteriana dos aminoácidos sulfurados da carne de pescado li-
bera enxofre, o qual em meio ácido transforma-se em gás sulfídrico (H2S). A reação de 
Éber é indicada para avaliar o estado de conservação do pescado fresco e de produtos 
relacionados em geral, como o pescado curado. Fundamenta-se na combinação do gás 
sulfídrico com solução de acetato de chumbo, produzindo enegrecimento do papel de 
filtro previamente tratado com a referida solução-reagente. Esta prova não se aplica no 
caso de produtos condimentados e em conservas de pescado que foram processadas em 
alta temperatura e baixa pressão.
Para a realização da reação de Éber para gás sulfídrico, proceda como em 004/IV.
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350/IV Determinação do pH
A determinação de acidez pode fornecer um dado valioso na apreciação do es-
tado de conservação de pescados e derivados. Um processo de decomposição, seja por 
hidrólise, oxidação ou fermentação, altera quase sempre o pH. A medida do pH em 
pescado e derivados é um dado indicativo do estado de conservação, entretanto para a 
avaliação mais segura torna-se também necessária a realização das análises microbioló-
gica, química e sensorial.
Para a determinação eletrométrica do pH de pescados, proceda como em 017/IV.
 
351/IV Determinação de bases voláteis totais
A deterioração do pescado estocado sob refrigeração é devida à ação enzimática 
e bacteriana e resulta na produção de vários compostos, sendo os mais freqüentes: tri-
metilamina, dimetilamina, amônia e ácidos voláteis. A porcentagem de bases voláteis 
pode ser uma indicação do grau de conservação do pescado, dependendo da espécie. 
Normalmente, para espécies como cações, raias, siris, o valor de BVT é elevado sem 
que, necessariamente, estejam deterioradas.
Neste método, a amônia e as aminas voláteis são destiladas por arraste de vapor, 
em meio levemente alcalino e quantificadas por volumetria de neutralização.
Material
Vidro de relógio, balão de Kjeldahl de 800 mL, proveta de 300 mL, condensador de 
Liebig, frasco Erlenmeyer de 500 mL e bureta de 15 mL.
Reagentes
Ácido sulfúrico 0,05 M
Hidróxido de sódio 0,1 M
Óxido de magnésio
Silicone antiespumante
Solução alcoólica de vermelho de metila a 0,2% m/v
Procedimento – Prepare a amostra do peixe, tirando as espinhas e vísceras. Moa a car-
ne e homogeneíze. Pese de 5 a 10 g da amostra (para camarões, siris e cação, pese 5 g 
e, para outras espécies de pescados pese 10 g), transfira para um balão de destilação de 
Kjeldahl, junte 300 mL de água, 1 a 2 g de óxido de magnésio e umas gotas de silicone 
antiespumante. Ligue o balão ao conjunto de destilação. Mergulhe a extremidade afunila-
da do condensador em 15 mL de ácido sulfúrico 0,05 M contido no frasco Erlenmeyer 
de 500 mL. Adicione três gotas do indicador vermelho de metila, aqueça até ebulição 
e destile por 25 minutos. Titule o excesso de ácido sulfúrico 0,05 M com solução de 
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hidróxido de sódio 0,1 M, até viragem do indicador da cor vermelha para amarela.
Cálculo
V = diferença entre o nº de mL de ácido sulfúrico 0,05 M adicionado e o nº de mL de 
solução de hidróxido de sódio 0,1 M gasto na titulação.
P = nº de g da amostra.
Nota: o resultado deverá ser expresso em mg por cento.
Referência bibliográfica
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas analíticas do Instituto Adolfo Lutz. v. 1: 
Métodos químicos e físicos para análise de alimentos. 3. ed. São Paulo: IMESP. 1985. p. 
274-275.
352/IV Determinação de histamina por espectrofluorimetria
 
Entre as aminas biogênicas encontradas nos alimentos, a histamina destaca-se por 
poder causar intoxicações alimentares, especialmente veiculadas em peixes da família 
Scombridae, como o atum. O principal meio de sua formação é por atividade bacteria-
na. A enzima histidina descarboxilase de determinadas bactérias age sobre o aminoáci-
do histidina encontrado em espécies de peixes de carne escura, formando a histamina. 
O nível de histamina nos alimentos é proporcional à quantidade formada nos tecidos 
do pescado, a qual está relacionada à concentração de bactérias descarboxiladoras da 
histidina. O método fluorimétrico baseia-se na reação da histamina com o o-ftalaldeído 
(OPT), formando um composto fluorescente. A homogeneização e extração da subs-
tância no produto são feitas com metanol, a purificação por resina de troca iônica e o 
acoplamento com OPT é efetuado em meio alcalino, adicionando-se ácido fosfórico. 
A determinação fluorimétrica é feita com excitação a 350 nm e emissão a 444 nm.
Material
Espectrofotômetro de fluorescência, agitador mecânico, pipetas volumétricas de 
(1 - 5) mL, frasco Erlenmeyer de polipropileno de 100 mL, balão volumétrico de po-
lipropileno de 100 mL, balão volumétrico de 50 mL, banho-maria, multiprocessador, 
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papel de filtro, tubo cromatográfico de polipropileno de (200 x 7) mm, com controle 
de escoamento à razão de 3 mL/minuto, ajustando a altura da coluna ao tubo de saída. 
Este tubo deverá ser preparado da seguinte forma: coloque lã de vidro no tubo croma-
tográfico de modo a vedar a base e logo a seguir adicione a resina de troca iônica (pasta 
semifluída), formando uma camada de 8 cm. Adicione água e conserve-a sempre acima 
do nível da resina. 
Nota: nunca regenere a resina na coluna, quando for necessário melhor usar um béquer; 
sempre lave a coluna com 10 mL de água antes da aplicação de cada amostra.
Reagentes
Resina de troca iônica (Bio-Rad AG 1-X8, 50-100 mesh ou Dowex 1-X8, 50-100 mesh) 
– Essa resina deverá ser convertida para a forma alcalina, adicionando-se em um bé-
quer, 15 mL de hidróxido de sódio 2 M/grama de resina. Agite vagarosamente com 
uma bastão de vidro e deixe descansar por 30 minutos. Decante a parte líquida. Lave a 
resina com água, filtre e lave novamente. Preencha o tubo com a resina já convertida. 
Prepare a resina semanalmente e mantenha em água.
Solução de ácido fosfórico 1,78 M – Dilua 243,6 mL de ácido fosfórico para 1 L de 
água. Padronize 500 mL do ácido com solução de hidróxido de sódio 1 M, usando 
fenolftaleína como indicador. Ajuste a concentração, se necessário. 
Solução de aldeido dicarboxi-o-ftálico (OPT) a 0,1% em metanol – Dissolva 100 mg 
de OPT em metanol e complete o volume em balão volumétrico de 100 mL com me-
tanol. A validade desta solução é de uma semana, quando conservada em frasco âmbar 
sob refrigeração.
Soluções de hidróxido de sódio 1 M e 2 M.
Solução-padrão estoque de histamina 1 mg/mL – Pese, com precisão, 169,1 mg de 
histamina.2HCl (98% de pureza) e dissolva em 100 mL de ácido clorídrico 0,1 M. A 
validade desta soluçãoé de uma semana sob refrigeração.
Solução-padrão intermediária de histamina 10 μg/mL – Transfira 1 mL da solução-
padrão estoque de histamina para um balão volumétrico de 100 mL e complete o 
volume com ácido clorídrico 0,1 M. A validade desta solução é de uma semana sob 
refrigeração.
Soluções-padrão de histamina em diferentes concentrações – A partir da solução interme-
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diária de histamina a 10 μg/mL, prepare soluções contendo respectivamente 0,5 μg/5 mL, 
1 μg/5 mL e 1,5 μg/5 mL , diluindo respectivamente 1, 2 e 3 mL da solução intermediá-
ria com 100 mL de ácido clorídrico 0,1 M. A validade destas soluções é de um dia.
Procedimento
Preparação da amostra – Para amostras de peixes congelados, deixe à temperatura am-
biente e drene o líquido. Limpe, retirando escamas, espinha, cauda, cabeça, nadadeiras 
e vísceras. No caso de peixes pequenos (menores de 15 cm), use de cinco a dez unidades 
e para os grandes, três unidades. Corte os peixes transversalmente, subdividindo-os 
em partes de aproximadamente 2,5 cm. Moa em processador e homogeneíze a massa 
obtida da carne do pescado.
Pese 10 g da amostra, adicione 50 mL de metanol e homogeneíze em agitador 
mecânico por dois minutos. Transfira para um balão volumétrico de polipropi-
leno de 100 mL, lavando com metanol e aqueça a 60ºC, por 15 minutos, em ba-
nho-maria. Esfrie à temperatura ambiente, complete o volume com metanol e fil-
tre através de papel de filtro utilizando funil de polipropileno. Esta solução poderá 
ser conservada na geladeira por várias semanas. Passe (4 – 5)mL de água na colu-
na e descarte o eluato. Com uma pipeta volumétrica adicione 1 mL do extrato da 
amostra seguido da adição de (4 - 5)mL de água. Imediatamente ao início do es-
coamento do líquido pela coluna, colete o filtrado em um balão volumétrico de 
50 mL contendo 5 mL de HCl 1 M. Lave a coluna várias vezes com água até perfazer 
35 mL do filtrado total coletado, complete o volume para 50 mL e conserve em 
geladeira. Pipete 5 mL do filtrado em um frasco Erlenmeyer de 50 mL, adicione 
10 mL de HCl 0,1 M e agite. Pipete 3 mL de NaOH 1 M, agite, adicione 1 mL 
do reagente OPT e agite (é importante agitar ao menos uma vez durante a reação 
com OPT). Após 4 minutos, adicione 3 mL de ácido fosfórico 1,78 M, homogene-
íze a solução e meça a fluorescência com excitação a 350 nm e emissão a 444 nm. 
Zere, previamente, o aparelho com água. Prepare o branco da mesma maneira, usando 
5 mL de HCL 0,1 M no lugar da solução da amostra e faça a leitura no prazo de 
uma hora e meia.
Curva-padrão – Pipete, em duplicata, 5 mL de cada solução-padrão em um frasco 
Erlenmeyer de polipropileno de 50 mL, adicione 10 mL de HCl 0,1 M, agite, 3 mL de 
NaOH 1 M, agite e 1 mL do reagente OPT, agite. Acrescente, após 4 minutos, 3 mL de 
ácido fosfórico 1,78 M, homogeneíze cada solução e faça as leituras das fluorescências 
obtidas. Prepare o branco usando 5 mL de HCl 0,1 M no lugar da solução-padrão. 
Zere o aparelho com água. A leitura deve ser feita no prazo de uma hora e meia, com 
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excitação de 350 nm e emissão de 444 nm. A curva deve ser construída em μg histamina 
por 5 mL de alíquota, corrigindo os valores do branco.
Cálculo
Is = fluorecência da amostra
b = coeficiente linear da reta obtida na curva-padrão
P = massa da amostra em g
a = coeficiente angular da reta obtida da curva-padrão
1000 = fator de diluição (amostra diluída em balão de 100 mL e alíquota de 1 mL em 
balão volumétrico de 50 mL)
Referência bibliográfica
ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official Methods of 
Analysis of the Association Official of Analytical Chemists International. 17th ed. 
Arlington: A.O.A.C. Int., 2000. Chapter 35 (method 977.13). 
353/IV Determinação de lipídios totais pelo método de Bligh-Dyer modificado
A fração gordurosa do pescado é constituída de uma mistura complexa de li-
pídios neutros (triglicerídios), lipídios polares (fosfolipídios) e componentes menores 
(esteróis, ácidos graxos livres, etc.). Os métodos clássicos para a extração de gordura 
de alimentos, como o de Soxhlet, que usa hexano, éter etílico ou de petróleo, não são 
adequados para o pescado. Assim sendo, foram testados outros métodos, como os de 
Bligh-Dyer e de Folch, que empregam clorofórmio, metanol e água, e têm sido reco-
mendados por serem exatos e reprodutíveis para a determinação de lipídios totais em 
alimentos com alto teor de água, como os peixes.
Material
Capela química, balança analítica, béquer de 500 mL, agitador mecânico, estufa, rota-
vapor, dessecador, funil de vidro, funil de separação de 500 mL, balão de fundo chato 
com boca esmerilhada de 300 mL e papel de filtro.
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Reagentes
Clorofórmio
Metanol
Sulfato de sódio anidro
Procedimento – Pese 50 g da amostra homogeneizada e transfira para um béquer de 
500 mL. Adicione 50 mL de clorofórmio e 100 mL de metanol. Adicione novamente 
50 mL de clorofórmio e 50 mL de água. Agite, com o auxílio de um agitador mecânico, 
por 15 minutos, em capela química. Filtre o material homogeneizado, utilizando funil 
de vidro com papel de filtro contendo sulfato de sódio anidro, para um funil de separa-
ção de 500 mL. Após completa separação e clarificação, recolha a camada de clorofór-
mio (inferior) em balão de fundo chato com boca esmerilhada de 300 mL, previamente 
tarado. Evapore num rotavapor até a completa remoção do solvente. Transfira o balão 
para uma estufa a 105°C por 1 hora. Esfrie em dessecador e pese. Repita as operações 
de aquecimento e resfriamento até peso constante.
Cálculo
P = massa da amostra em g
N = (massa do balão + massa óleo) - massa do balão
Notas
Teste o funil de separação com clorofórmio, antes de usar, para assegurar que não haja 
vazamento.
Para a análise dos ácidos graxos na gordura extraída, não utilize a estufa para a secagem. 
Após a remoção do solvente no rotavapor, complete a secagem com nitrogênio seco.
Referência bibliográfica
BLIGH, E.G.; DYER, W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. 
Can. J. Biochem. Physiol, v. 37, n. 8, p. 911-917, 1959.
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354/IV Determinação de lipídios totais pelo método de Folch
Material
Balança analítica, blender, chapa de aquecimento, estufa, funil de separação de 500 
mL, balão volumétrico de 250 mL, funil de vidro, provetas de 100 e 200 mL, béquer 
de 50 mL, pipeta volumétrica de 10 mL, dessecador com sílica seca e papel de filtro 
comum.
Reagentes 
Solução de clorofórmio-metanol 2:1 v/v
Solução de cloreto de potássio a 0,74% m/v
Sulfato de sódio anidro
Clorofórmio
Procedimento – Pese (10,0 ± 0,5) g de amostra homogeneizada no copo do blender. 
Adicione 200 mL de clorofórmio-metanol (2:1) e bata por 3 minutos no blender. Filtre, 
cuidadosamente, para o funil de separação, usando papel de filtro comum. Re-extraia 
com 100 mL de clorofórmio-metanol (2:1). Filtre novamente. Lave o copo e a tampa 
com clorofórmio (± 30 mL) e transfira diretamente para o funil. Adicione, ao funil de 
separação, 66 mL de KCl a 0,74%. Agite por 1 minuto e deixe separar as fases. Filtre a 
fase de clorofórmio (fase inferior) para um balão volumétrico de 250 mL, usando sulfa-
to de sódio anidro no papel de filtro. Lave o funil de separação e o papel de filtro com 
clorofórmio. Complete o volume com clorofórmio e transfira uma alíquota de 10 mL para 
um béquer de 50 mL tarado. Seque em chapa de aquecimento a 60oC. Seque em estufa a 
100oC por 30 minutos, esfrie em dessecador e pese. Repita as operações de aquecimen-
to e resfriamento até peso constante.
Nota: teste o funil de separação com clorofórmio, antes de usar, paraassegurar que não 
haja vazamento.
Cálculo
P = nº de g da amostra na alíquota
p1 = massa do béquer
p2 = massa do béquer mais óleo
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Referência bibliográfica
FOLCH, J.; LEES, M.; STANLEY, G.H.S. A simple method for the isolation and 
purification of total lipids from animal tissues. J. Biol. Chem., v. 226, p. 497-
509,1957.
Conservas de pescado
Conserva de pescado é o produto preparado com pescado limpo, cru, cozido ou 
curado, adicionado de outras substâncias alimentícias e submetido a processos físicos 
e químicos apropriados a cada espécie. As conservas de pescado serão designadas pela 
espécie de pescado a que pertencem e o modo de apresentação. Na análise das conservas 
de pescado faz-se uso de todas as análises já descritas para pescado, além destas, ou-
tras como umidade (012/IV), amido (043/IV), protídios (036/IV ou 037/IV), cinzas 
(018/IV) e cloretos (028/IV ou 029/IV). Nas conservas de pescado em óleos, po-
dem ainda ser realizadas, a reação de Kreis (333/IV), a acidez em ácido oléico (325/IV) e 
a identificação do óleo de cobertura por cromatografia em fase gasosa (344/IV).
Colaboradores
Mário Tavares e Rosymaura Baena Moreno
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