APOSTILA BROMATOLOGIA 2017

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UNIVERSIDADE SÃO FRANCISCO
CURSO DE FARMÁCIA
BROMATOLOGIA
ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS
Profa Dra. Patrícia de Oliveira Carvalho
Profa Dra. Raquel de Cássia dos Santos
REVISÃO DE TÉCNICAS DE LABORATÓRIO
1.Acidentes:
-Informar o professor de qualquer acidente, por menor que seja.
-Se algum reagente líquido for derramado, jogar água na área imediatamente.
-Para queimaduras com ácidos, usar solução saturada de bicarbonato de sódio (NaHCO3).
-Para queimaduras com álcalis, usar solução saturada de ácido bórico (H3BO3).
-Se por acaso ingerir algum reagente, enxaguar a boca com água e informar ao professor imediatamente.
-Para examinar o odor de um reagente ou reação, não colocar o seu rosto diretamente sobre o recepiente. Usar os dedos para abanar os vapores na direção do seu nariz e inalar vagarosamente.
-Manter livros e cadernos longe da área de trabalho para evitar danificá-los.
2. Reagentes:
-Assegurar-se que deixou o frasco de reagente fechado quando acabar de usá-lo.
-Não devolver reagentes para os frascos em nenhuma circunstância.
-Ler todos os rótulos duas vezes, uma vez antes e outra depois de retirar o produto do frasco.
-Não pipetar ácidos concentrados. Usar a proveta!
3. Medições:
-Obter tantos algarismos quanto seja possível quando fizer medidas. A seguinte lista de instrumentos de medição dá uma idéia da precisão das medidas feitas com eles:
	Instrumento
	Precisão do valor medido
	Faixa
	Balança Semi-Analítica
	± 0,01 g
	0,02 g
	Balança Analítica
	± 0,0001 g
	 0,0002 g
	Bureta de 50 ml
	± 0,01 ml
	0,02 ml
	Pipeta Volumétrica de 25 ml
	± 0,01 ml
	0,02 ml
	Pipeta Volumétrica de 5 ml
	± 0,01 ml
	0,02 ml
	Balão Volumétrico de 250 ml
	± 0,05 ml
	0,1 ml
	Proveta de 50 ml
	± 0,1 ml
	0,2 ml
	Proveta de 10 ml
	± 0,05 ml
	0,1 ml
4. Preparo e Uso de Soluções:
-Para diluir ácidos concentrados, adicionar o ácido à agua, enquanto agita a mistura.
-Manter as tampas dos frascos das soluções limpas. Não pouse-as no balcão e sim segure-as entre os dedos.
-Para agitar soluções recém preparadas basta inverter o balão três vezes enquanto mantém a tampa segura.
5. Técnicas de Laboratório:
	PIPETAS:
-dotadas de um traço devem ser deixadas escoar somente por gravidade. Pipetas dotadas de dois traços devem ser sopradas após o escoamento.
-devem ser usadas secas ou caso estejam molhadas devem ser previamente enxaguadas com a solução de trabalho.
-devem estar limpas para obter acuidade. Uma pipeta suja retém água nas paredes. Esta observação se aplica a qualquer vidraria: numa superfície de vidro limpa, a água escoa como uma película contínua e não deixa gotículas aderidas.
-Evitar lascar a ponta da pipeta. Ao colocar no recipiente apropriado para lavagem, faça-o sempre com aponta para cima para não quebrá-la.
-Para um trabalho acurado, calibrar a pipeta.
	BURETAS:
-Usar buretas limpas. VERIFICAR ANTES se não estão vazando.
-Encher vagarosamente para não permitir a formação de bolhas de ar. Eliminar qualquer bolha de ar que se forme.
-Torneiras de vidro: devem ser lubrificadas para girar facilmente. Não usar muito lubrificante para não haver acúmulo no orifício da torneira. Excesso de lubrificante pode ser removido por solventes orgânicos ou NaOH.
-Torneiras de teflon: não devem ser lubrificadas. É preferível para soluções de NaOH ou KOH contendo álcool ou outro solvente orgânico.
-Na leitura, colocar os seus olhos no mesmo nível que o menisco para evitar erros de paralaxe.
-Não deixar soluções de NaOH na bureta. "Cola" a torneira. O mesmo ocorre com tampas de vidro de frascos. Não deixar soluções de NaOH em balões volumétricos.
-Enxaguar a bureta previamente com a solução que vai usar. Para isso precisará de 10ml da solução.
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	FILTRAÇÃO:
-Encostar o funil no béquer para que as gotas não espirrem e para ajudar a filtração.
-Papel de filtro seco: usar quando se tem uma solução cuja concentração não se deseja alterar e as perdas de volume não importam. Sanfonar o papel para aumentar a superfície de filtração e para que se ajuste melhor ao funil.
-Papel de filtro molhado: usar quando se quer separar perfeitamente substâncias que ficam retidas no papel de filtro. É necessário lavar o papel de filtro para assegurar esta separação. Para assentar o papel no funil, dobrar em quatro, rasgar uma pontinha, colocar no funil e molhar com uma pisseta. Arrumar para que fique bem aderido ao funil.
- A porosidade e tamanho do papel deve ser escolhido de acordo com a natureza do precipitado.
	TRANSFERÊNCIA QUANTITATIVA DE MATERIAL:
-Lembrar que numa transferência quantitativa todo o material deve ser transferido. Não pode haver perdas.
-Transferência de líquidos: usar o bastão de vidro para guiar o líquido. Lavar o recipiente anterior e o bastão com pisseta.
-Transferência de sólidos: assegurar-se que nenhum grão de material ficou retido no recipiente anterior. Se necessário, usar um pincel. Para pesagens, empregar um papel não aderente tal como papel manteiga, por exemplo.
6. Balanças, cuidados gerais:
-Nunca colocar drogas, reagentes, etc, diretamente no prato da balança. Usar um pesa-filtro, vidro de relógio ou papel apropriado para pesagem.
-Ao acabar de usar verificar se a balança e redondezas estão limpas. Retirar qualquer material derramado. A maioria dos reagentes são capazes de corroer pratos de balança, superfícies pintadas, bancada e chão.
ORDEM E LIMPEZA NO LABORATÓRIO:
-Deixar sua bancada limpa ao terminar seu trabalho.
-Mostrar ao professor a vidraria que foi quebrada.
-Jogar papel, fósforos e sólidos na lixeira
-Despejar soluções aquosas (ácidas, básicas ou neutras) na pia e deixar correr bastante água.
-Não despejar soluções que contenham solventes orgânicos na pia. Usar frascos reservados para este fim. 
PRÁTICA 1: AMOSTRAGEM E ANÁLISE DE RESULTADOS
MATERIAL:
-1 faca
-1 kg de feijão ou outro grão
-1 folha grande de papel rosa
	I. PROCEDIMENTO GERAL EM ANÁLISE QUANTITATIVA:
1.amostragem
2.preparar a amostra para a análise
3.tomar uma quantidade de amostra
4.preparar as soluções necessárias
5.remover os interferentes
6.medida final
7.cálculos
8.apresentação e interpretação dos resultados.
	II. AMOSTRAGEM:
	A amostragem compreende a série de operações feitas para se obter do material em estudo uma porção relativamente pequena, de tamanho apropriado para o trabalho em laboratório, mas que representa verdadeiramente a composição média do produto em estudo.
	Devido à variabilidade inerente dos produtos alimentíceos, a amostragem, sempre importante em qualquer trabalho analítico, torna-se crucial para a obtenção de resultados representativos. Cada alimento tem sua forma específica de amostragem, sendo impossível aqui cobrir todos os casos. É importante ter em mente que a literatura deve ser sempre consultada para encontrar a maneira correta de realizar a tarefa.
	A amostragem , de uma maneira geral, compreende três etapas:
	Coleta de porções no lote ou lotes do material em questão
	Redução de tamanho da amostra bruta recolhida para um volume adequado ao trabalho analítico,
	Homogenização da amostra analítica e preparação para análise.
	As etapas (2) e (3) podem ter lugar simultâneamente.�
	Coleta da amostra bruta:
	O material a ser analisado pode estar a granel ou embalado em caixas, latas e outros recipientes. Um lote de grande volume deve ter porções recolhidas em vários pontos. A maneira específica de fazê-lo depende do material em questão e deve-se ter segurança quanto ao procedimento correto a ser seguido.
	Para pequenos lotes ou embalagem única, todo o material pode ser tomado como amostra bruta.
	Para lotes maiores, a amostragem deve compreender de 10 a 20% do número de embalagens contidas no lote, ou 5 a 10% do peso total do alimento a ser analisado. Em lotes muito grandes,toma-se a raiz quadrada do número de unidades do lote.
	A coleta pode ser:
	ao acaso, pegar da maior área possível
	sistemática ou planejada
	Redução do tamanho da amostra e preparo:
	amostras líquidas, tais como óleos, leite: misturar bem por agitação ou repetida troca de recipientes, imediatamente antes de proceder a análise. Retirar as alíquotas necessárias.
	amostras sólidas granulosas, tais como cereais e sementes leguminosas: quarteamento ou divisões sucessivas em amostrador apropriado. Para realizar o quarteamento, o material é despejado sobre uma folha de papel e achatado até tomar a forma de um círculo. O círculo é dividido em 4 partes. Duas partes opostas, por exemplo 1 e 3, são descartadas e os segmentos 2 e 4 reunidos e o quarteamento repetido até obter-se uma amostra do tamanho desejado.
				1	2
				4	3
	amostras sólidas pulverizadas: agitação apropriada, tratando-se de volume pequeno. No caso de volumes maiores, podem ser usados quarteamento e amostradores como descrito acima.
	amostras semi-sólidas ou úmidas tais como frutas: quarteamento antes de picar, moer ou liquidificar. Se a fruta for de tamanho pequeno, deve ser moída inteira. Se for de tamanho maior deve ser cortada em quatro no sentido longitudinal e duas partes opostas escolhidas para serem picadas e misturadas.�
PRÁTICA 2:: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE
I. INTRODUÇÃO:
	Os diversos métodos existentes para a determinação de umidade podem ser divididos em procedimentos de secagem, destilação, físicos ou análises químicas. Para a escolha do método deve-se levar em consideração a natureza da amostra, quantidade de água, reprodutibilidade e principalmente simplicidade, rapidez e disponibilidade dos equipamentos necessários.
	Os métodos de secagem são simples, relativamente rápidos e permitem a análise simultânea de várias amostras, porisso ainda são os preferidos de muitos analistas de alimentos.
	A escolha do binômio temperatura-tempo vai depender do tipo de alimento. A faixa de temperatura que pode ser usada é de 70 a 155oC, e o tempo por um período pré-escolhido (de 1 a 6 horas) ou até que duas pesagens sucessivas não tenham perda de peso significativa (menos de 0,002g em 5g de amostra em intervalos de 1h). Portanto, as condições do método determinam a quantidade de água perdida, tornando indispensável especificar o método empregado e as condições de trabalho.
II. EQUIPAMENTOS E MATERIAIS:
-estufa a 130oC (deve estar fazia e ser ligada no começo da aula)
-balança analítica
-cadinho de inox (1/grupo)
-3 dessecadores (a sílica deve estar azul)
-6 espátulas
-3 pinças
-2 canetas para marcar vidraria
III. PROCEDIMENTO
	Usar sempre uma pinça ou pedaço de papel limpo para pegar os cadinhos. Pegar o cadinho (previamente aquecido) do dessecador e marcar o número da equipe e turma.
	Pesar o cadinho em balança analítica. Marcar data e peso (até 0,0001g). Pesar cerca de 5 g de amostra diretamente no cadinho e anotar o peso (até 0,0001g).
	Em seguida colocar cada cadinho na estufa, com auxílio de uma pinça. Deixar na estufa por 2h ou anotar o tempo que a amostra ficou na estufa. �
Tirar o cadinho e colocar no dessecador.Esperar esfriar completamente e pesar.
	Ao usar o dessecador para colocar ou retirar o material, abrir primeiro a luva na parte superior da tampa. A seguir, deslizar a tampa que deve ter a parte esmerilhada bem encerada para haver boa vedação. Colocar o cadinho e deslizar a tampa de volta. Só então fechar a luva. Este procedimento impede uma quebra brusca do vácuo, formado pelo material quente ao resfriar dentro do dessecador, que pode causar perda de material arrastado pelo ar quente que entra.
IV. CÁLCULOS:
	Pegar os seguintes dados do outro grupo que fez análise da mesma amostra: peso do cadinho, peso do cadinho+amostra e peso do cadinho+amostra seca.
	Dos pesos dos cadinhos, cadinhos+amostra e cadinhos+amostra seca, calcular: (NÃO ESQUECER DE COLOCAR TODAS AS UNIDADES)
-peso das amostras
-peso das amostras secas
-porcentagem de umidade
-média da % de umidade
-desvio-padrão (D.P.)
-resultado: média  D.P. (com duas casas decimais)
V. RELATÓRIO:
	Colocar:
-todos os valores obtidos na aula prática pelo seu grupo e pelo(s) que usou a mesma amostra.
-todos os cálculos
-as perguntas feitas em aula prática
	
Discutir:
-os resultados em termos de precisão e exatidão
-comparar a % de umidade obtida com dados da Tabela de Composição de Alimentos. Não esquecer de colocar qual a Tabela de Composição de Alimentos que foi utilizada.
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PRÁTICA 3: DETERMINAÇÃO DE CINZAS
I. INTRODUÇÃO
	A determinação dos constituintes minerais nos alimentos pode ser dividida em duas classes: análise de cinzas (total, solúvel e insolúvel) e determinação dos componentes individualmente.
	A cinza de um alimento é o resíduo inorgânico obtido a partir da queima da matéria orgânica. Na determinação de cinza total, quando não é necessário a recuperação e análise individual dos metais, a temperatura de incineração pode variar de 400 a 700oC, sendo que 550oC é a mais usada.
	Para cada tipo de amostra existem recomendações que devem ser verificadas antes de se proceder à análise, por exemplo, amostras com alto teor de umidade devem sofrer secagem antes da incineração.
II. EQUIPAMENTOS E MATERIAIS
-mufla a 550oC
-balança analítica
-2 dessecadores
-cadinho de porcelana (1/grupo)
-6 espátulas
-3 pinças
III. PROCEDIMENTO
	NÃO ESQUECER de pegar o cadinho com o auxílio de uma pinça.
	Marcar o cadinho, previamente aquecido a 550oC e resfriado em dessecador, com o número do grupo e turma.
	Pesar o cadinho em balança analítica e anotar o peso (até 0,0001g). Pesar de 3 a 5g de amostra dentro do cadinho, em balança analítica, e marcar o peso.
	Colocar o cadinho na mufla pré-aquecida a 550oC e deixar até que o resíduo se torne branco ou cinza claro, ou mostre peso constante (variação de 0,0001g nas pesagens). 
Transferir o cadinho para um dessecador e deixar esfriar completamente. Para verificar o resfriamento, colocar as mãos nos lados e na tampa do dessecador. NÃO ESQUECER de girar primeiro a luva antes de abrir o dessecador porque uma entrada súbita de ar pode arrastar cinza dos cadinhos, e de fechar bem o dessecador. Pesar em balança analítica e anotar o peso.�
IV. CÁLCULOS
	Pegar os seguintes dados do outro grupo que fez análise da mesma amostra: peso do cadinho, peso do cadinho + amostra e peso do cadinho + amostra incinerada.
	Dos pesos dos cadinhos, cadinhos + amostra e cadinhos + amostra incinerada, calcular:
-peso das amostras
-peso das amostras incineradas
-porcentagem de cinzas (até a segunda casa decimal)
-média da % de cinzas
-desvio-padrão
-resultado (até com duas casas decimais)
V. RELATÓRIO:
	Colocar:
-todos os valores obtidos na aula prática pelo seu grupo e pelo que usou a mesma amostra.
-todos os cálculos
-as perguntas feitas em aula prática
	Discutir:
-os resultados em termos de precisão e exatidão
-o resultado obtido com dados da Tabela de Composição de Alimentos. Não esquecer de colocar qual a Tabela de Composição de Alimentos utilizada.�
PRÁTICA 4: ESTUDOS DE GELEIFICAÇÃO DE AMIDO
I. MATERIAIS E REAGENTES:
-6 balanças técnicas
-bico de Bunsen (1/grupo)
-tripé e tela de amianto (1/grupo)
-béquer de 150 ou 200 ml (4/grupo)
-béquer de 600 ml (1/grupo)
-béquer de 25 ou 50 ou 100 ml (4/grupo)
-béquer de 200 ou 250 ml (6/grupo)
-bagueta (2 ou 3/grupo)
-proveta de 25 ml (1/grupo)
-6 espátulas
-termômetro (1/grupo)
-2 provetas de 100 ml
-2 provetas de 500 ml
-papel manteiga para pesar
-solução 30% de ácido cítrico
-amido de batata, mandioca e arroz
-NaCl
-açucar refinado (comercial)
II. PROCEDIMENTO:
NÃO ESQUEÇA DE MARCAR OS BÉQUERES COM O Nº DA EQUIPE, TURMA E O QUE CONTÉM.
PREPARAÇÃO DE GEL DE AMIDO PADRÃOPesar 4 g de amido em béquer de 150 ml, colocar 75 ml de água destilada.
	Aquecer AGITANDO até 93oC. Manter esta temperatura por 1 minuto. Deixar esfriar à temperatura ambiente. Antes de terminar a aula e APÓS 24 horas verificar a consistência e transparência do gel formado.�
1. Influência de ácido, sal e sacarose na gelificação do amido:
	Repetir a experiência anterior usando, separadamente:
-75 ml da solução de ácido cítrico 30% + 4 g de amido
-75 ml de água + 4 g de amido + 8 g de NaCl
-75 ml de água + 4 g de amido + 50 g de sacarose
Influência da temperatura:
	Pesar 25 g de amido em béquer de 600 ml e juntar aos poucos 400 ml de água destilada.
	Aquecer AGITANDO lentamente, e retirar 50 ml de amostra quando as temperaturas atingirem os valores tabelados abaixo. Deixar esfriar à temperatura ambiente e verificar, após este período, a consistência e transparência do gel.
	AMIDO
	 TEMPERATURAS (oC)
	batata
	 55
	 65
	 75
	 90
	mandioca
	 50
	 70
	 80
	 93
	arroz ou milho
	 55
	 70
	 80
	 94
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PRÁTICA 5: DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA EM LEITE POR TITULAÇÃO COM FORMOL
I. INTRODUÇÃO:
	A titulação adicionando-se formol é usada para a determinação rápida de proteína em leite fresco. Quando o formol é adicionado ao leite neutralizado, ocorre produção de ácido livre (que pode ser titulado com álcali) na proporção da quantidade de proteína presente. É uma estimativa do conteúdo de proteínas no leite.
II. MATERIAL E REAGENTE:
-erlenmeyer de 125 ml (2/grupo)
-pipeta volumétrica de 10 ml (2/grupo)
-pipeta de 2 ml (2)
-pipeta de 10 ml (2)
-bureta de 50 ml (1/grupo)
-solução alcoólica 1% de fenolftaleína
-solução 28% de oxalato de potássio
-solução neutralizada de formaldeido 35%
-solução padronizada de NaOH 0,1 N
III. PROCEDIMENTO:
	Em um erlenmeyer de 125 ml, contendo 10 ml de leite, adicionar 10 ml de água destilada (passando pela pipeta de leite), 3 a 4 gotas de fenolftaleína e 0,4 ml de oxalato de potássio 28%. Agitar. Deixar descansar por 2 minutos.
	Titular com a solução de NaOH 0,1 N até cor rosa. Anotar o volume de NaOH gasto. Adicionar exatamente 2 ml de formaldeido neutralizado 35% e agitar. 
Após 3 minutos, continuar a titulação. Anotar o volume de NaOH gasto (volume a).
	Fazer um branco contendo 2 ml de formaldeido e 10 ml de água (volume b).
IV. CÁLCULO:
	Para os cálculos considerar apenas o volume da 2ª titulação da amostra (após adição de formaldeído)
% de proteína = 1,7 x (vol a - vol b)�
PRÁTICA 6:VERIFICAÇÃO DE ADULTERANTES EM LEITE
I. INTRODUÇÃO:
	A legislação brasileira proibe a adição de diversas substâncias ao leite, as quais podem encobrir adulterações como amido e gelatina que são utilizados como espessante, corrigindo a densidade de leites que sofreram adição de água.
	Não é permitido, também, a adição de água oxigenada ou formol que aumentam o tempo de preservação do leite antes da pasteurização.
II. EQUIPAMENTOS E MATERIAIS:
- 6 balanças técnicas
-banho-maria a 100oC (deve ser ligado antes da aula) com duas grades para tubos
-argola (2/grupo)
-suporte para argola para encaixar funil de vidro (1/grupo)
-suporte para tubo de ensaio (1/grupo)
-bagueta (1/grupo)
-proveta de 10 e 20ml (5)
-tubo de ensaio (7/grupo)
-béquer de 150 ml (2/grupo)
-pipeta de 1, 2 e 5ml 
-funil de vidro (1 ou 2 /grupo)
-papel de filtro (2/grupo)
-solução alcóolica de iodo 1%
-ácido clorídrico
-álcool absoluto
-ácido nítrico
-solução de nitrato ácido de mercúrio
-solução de ácido pícrico saturado
-solução de floruglucina 1%
-solução de hidróxido de sódio 10%
-solução de guaiacol 1%
-sulfato de amônia�
III. PROCEDIMENTOS
1. Pesquisa de AMIDO:
	Transferir 10 ml de amostra, com auxílio de uma proveta, para um tubo de ensaio. Aquecer em banho a 100oC até ebulição da amostra.
Resfriar em água corrente. Adicionar 2 gotas de solução alcoólica de iodo 1%.
	O aparecimento da coloração azul indica a presença de amido.
2. Pesquisa de URINA:
	Transferir 5 ml de amostra, com auxílio de uma proveta, para um tubo de ensaio. Adicionar 5 ml de ácido clorídrico, 5 ml de álcool absoluto e 0,5 ml de ácido nítrico. NÃO AGITAR.
	O aparecimento de uma coloração rósea-violeta indica a presença do adulterante.
3. Pesquisa de GELATINA:
	Transferir 25 ml de amostra, com auxílio de uma proveta, para um béquer de 150 ml. Adicionar 25 ml de solução de nitrato ácido de mercúrio. Agitar com uma bagueta. Adicionar mais 5 ml de água destilada e agitar.
	Deixar em repouso por 5 minutos. Filtrar e receber o filtrado num béquer de 150 ml. Adicionar 25 ml de soluçaõ de ácido pícrico saturada.
	Na presença de gelatina aparece uma turvação ou um precipitado amarelo.
4. Pesquisa de FORMOL:
	Transferir 10 ml de amostra, com auxílio de uma proveta, para um tubo de ensaio. Adicionar 1 ml de solução de floroglucina a 1% e 2 ml de solução de hidróxido de sódio a 10%. Agitar.
	Na presença de formaldeido aparece uma coloração salmão.
5. Pesquisa de ÁGUA OXIGENADA:
	Tranferir 10 ml da amostra para um tubo de ensaio e adicionar 2 ml de uma solução de guaiacol 1% e 2 ml de leite crú.
	O aparecimento de uma cor salmão indica a presença de água oxigenada.
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PRÁTICA 7. DETERMINAÇÃO DE INDICE DE ACIDEZ EM ÓLEOS
I INTRODUÇÃO
Os ácidos graxos (AG) participam da constituição dos mono, di e triglicerídios, principais constituintes dos óleos e gorduras. Por serem ácidos carboxílicos, os ácidos graxos podem ser neutralizados por ação de uma base forte, como o hidróxido de sódio (NaOH) e o hidróxido de potássio (KOH). Uma grande quantidade de AG livres indica que o produto está em acelerado grau de deterioração. Um elevado índice de acidez indica, portanto, que o óleo ou gordura está sofrendo quebras em sua cadeia, liberando seus constituintes principais, os AG e é por esse motivo que o cálculo desse índice é de extrema importância na avaliação do estado de deterioração (rancidez hidrolítica) do óleo ou gordura que consumimos.
Objetivos 
- quantificar os ácidos graxos livres em óleos e gorduras
- avaliar criticamente a conseqüência da presença de ácidos graxos livres nesses produtos
	O índice de acidez corresponde à quantidade (em mg) de base (KOH ou NaOH) necessária para neutralizar os ácidos graxos livres presentes em 1 g de gordura. 
II. REAGENTES
	a) Reagentes e soluções
- solução de éter etílico e etanol 95%, na proporção de 2:1
- solução indicadora de fenolftaleína 1% *
- solução de hidróxido de sódio (NaOH) 1 M padronizado
- óleo (de soja ou qualquer outro tipo)
	
	b) Vidraria e instrumental
- três erlenmeyers de 25 Ml
- bureta de 25 mL
- suporte para bureta
* Preparo da solução indicadora de fenolftaleína: dissolver 0,1 g de fenolftaleína em 10 mL de etanol 95%.
III. PROCEDIMENTO 
1. Pesar 28 g de amostra de óleo em erlenmeyer de 250ml (realizar procedimento em triplicata);
2. A cada um dos erlenmeyers adicionar 50ml da solução éter-álcool (2:1) e 3 gotas do indicador;
3. Titular com hidróxido de sódio 0,1M até o aparecimento de coloração rósea (a coloração deve persistir por, no mínimo, 30 segundos para que seja considerado o fim da titulação).
4. Anotar o volume de base gasto para cada amostra;
5. Calcular o índice de acidez (IA).
 O volume de base que será utilizado no cálculo do índice de acidez (IA) será a média dos três valores obtidos com a realização da triplicata. 
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PRÁTICA 8: DETERMINAÇÃO DE LÍPIDES PELO MÉTODO DE BLIGH-DYER
I. INTRODUÇÃO:
	A escolha do método para extração de lipídeos depende do material a ser analisado e da natureza das subsequentes análises a serem feitas neste extrato lipídico.
	O método de Bligh & Dyer pode ser usado para alimentos secos ou para produtos com altos teores de água (como peixes, vegetais verdes, por ex.). Devido ao uso de solventes polares,há extração de todas as classes de lipídeos.
	Como os lipídeos são extraídos sem aquecimento, o extrato pode ser utilizado para avaliar o grau de deterioração dos lipídeos através do índice de peróxidos e da porcentagem de ácidos graxos livres. O teor de carotenóides, de vitamina E, de esteróis e a composição de ácidos graxos também podem ser determinadas no mesmo extrato.
II. EQUIPAMENTOS E MATERIAIS:
-agitador rotativo para tubos
-centrífuga de baixa rotação
-estufa a 60 - 80oC
-dessecador (2)
-balança analítica e semi-analítica
-pinças (3) e espátulas (6)
-bandeja de alumínio limpa e seca (1)
-tubos de 30 e 70 ml com tampa
-béquer de 50 ml, previamente aquecido (a 110oC) e tarado (1/grupo)
-pipeta volumétrica de 5 ml (1/grupo)
-pipeta de 25 ml (1/grupo)
-proveta de 10 e 20 ml (2)
-funil de vidro pequeno (1/grupo)
-pera com válvulas (2)
-metanol
-clorofórmio
-solução aquosa de sulfato de sódio 1,5%
-sulfato de sódio anidro�
III. PROCEDIMENTO:
	Testar, com clorofórmio, se há vazamento no tubo de 70 ml.
	Para produtos com teores de gordura acima de 20% (leite integral em pó, amendoim, sementes, etc...) pesar entre 2,00 e 2,50g; e para produtos com porcentagem menor que 20% pesar entre 3,00 e 3,50g. 
É ESSENCIAL QUE AS AMOSTRAS ESTEJAM COMPLETAMENTE MOÍDAS.
Transferir a amostra pesada para o tubo de 70 ml e adicionar exatamente:
-10 ml de clorofórmio,
-20 ml de metanol e
-8 ml de água destilada.
Tampar hermeticamente e colocar os tubos num agitador rotativo por 30 min.
Em seguida adicionar exatamente:
-10 ml de clorofórmio e 
-10 ml da solução de sulfato de sódio 1,5%.
Tampar e agitar por mais 2 minutos. Deixar separar as camadas de forma natural ou centrifugar a 1000 rpm por 2 minutos para acelerar a separação.
	Descartar a camada superior e retirar cerca de 15 ml da camada inferior (clorofórmio) e colocar num tubo de 30 ml. Adicionar aproximadamente 1g de sulfato de sódio anidro, tampar e agitar para remover traços de água que são arrastados na pipetagem da camada inferior. Filtrar rapidamente num funil pequeno com papel de filtro. A solução obtida deve ser límpida.
	Medir exatamente (pipeta volumétrica) 5 ml do filtrado e despejar em béquer de 50 ml previamente tarado. Colocar o béquer numa estufa a 80oC até evaporar o solvente (15-20 minutos). Resfriar em dessecador e pesar em balança analítica.
IV. CÁLCULOS:
% lipídeos totais = p x 4 x 100		p= peso dos lipídeos (g) contido em 5 ml
			 ____________ 
			 g 				g= peso da amostra (g)
V. RELATÓRIO:
-apresentar os dados obtidos por seu grupo e pelo que fez a mesma amostra
-calcular a % de lipídeos totais dessas amostras
-calcular média, DP e C.V. da % de lipídeos 
-comparar a média com dados de Tabela de Composição de Alimentos, e se houver diferença entre esses valores, explicar porque isto ocorreu.�
EXPERIÊNCIA 9: DETERMINAÇÃO DO PERFIL DE ÁCIDOS GRAXOS DE ÓLEOS 
I. INTRODUÇÃO
A composição em ácidos graxos pode ser utilizada para caracterização de óleos comerciais, bem como para detectar adulterações em óleos, margarinas e chocolates por exemplo. O método possui basicamente quatro etapas:
SYMBOL 183 \f "Symbol" \s 10 \h	extração a frio dos lipídeos de um alimento, 
SYMBOL 183 \f "Symbol" \s 10 \h	transformação dos ácidos graxos em ésteres metílicos, que são voláteis,
SYMBOL 183 \f "Symbol" \s 10 \h	cromatografia gasosa e 
SYMBOL 183 \f "Symbol" \s 10 \h	análise do cromatograma
II. MATERIAL
-cromatogramas de óleos comerciais 
-tabela com os t'r dos padrões de ésteres metílicos de ácidos graxos
III. CÁLCULOS:
- identificar e quantificar os ácidos graxos presentes na amostra
- identificar o óleo com auxílio das composições de ácidos graxos encontradas na bibliografia fornecida.
No cromatograma, a linha de base representa a passagem da fase móvel através do detector. Quando eluem, os componentes são registrados como picos, cujos perfis são proporcionais às concentrações respectivas. Denomina-se tr (tempo de retenção) o tempo que o componente ficou retido no sistema cromatográfico, o qual é medido desde a injeção da amostra até o máximo do pico traçado e tM (tempo morto) o tempo de eluição de um componente que não interage com a fase estacionária.
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EXPERIÊNCIA 10: PIGMENTOS NATURAIS E TRANSFORMAÇÕES
INTRODUÇÃO:
	Os principais pigmentos vegetais são: clorofilas, antocianinas e carotenóides. Esses pigmentos são sensíveis a agentes físicos como luz e calor, e à ação de agentes químicos que produzem alteração de cor.
	Atualmente, ainda é um problema tecnológico a preservação da cor natural dos alimentos durante o processamento e armazenamento.
MATERIAIS E REAGENTES:
-tubo de ensaio (14/grupo)
-pipeta de 5 ml (1/cada reagente)
-béquer de 125 ml (2/grupo)
-tripé e tela de amianto (1/grupo)
-solução 5% de HCl (15 ml/grupo)
-solução 5% de SnCl2 (15 ml/grupo)
-solução 5% de FeCl3 (15 ml/grupo)
-solução 5% de Al2(SO4)3 (15 ml/grupo)
-éter de petróleo
-nujol
-NaOH 1N
-solução 1% de ácido acético (30 ml/grupo)
-solução 1% de NaHCO3 (30 ml/grupo)
-papel de pH
AMOSTRAS:
-suco de tomate comercial (marca Superbom)
-suco de uva comercial (marca Superbom)
-folhas de espinafre (4/grupo)�
III. PROCEDIMENTO:
1. Estudo do comportamento de carotenos e antocianinas frente a solventes, ácidos e sais:
	Usar 5 ml de cada suco para as seguintes provas:
	Às alíquotas de cada suco devem ser adicionados e misturados, separadamente, 5 ml dos seguintes reagentes: HCl, SnCl2, FeCl3, Al2(SO4)3, éter de petróleo e nujol e NaOH 1N.
	Para cada suco fazer um padrão misturando 5 ml do suco e 5 ml de água.
	Não esquecer de homogeinizar todos os sistemas.
	Comparar o comportamento dos dois sucos face aos diversos aditivos. 
Voltar a observar antes de acabar a aula.
2. Efeito do pH sobre a cor e textura de folhas de espinafre:
	Ferver, separadamente, por 3-4 minutos algumas folhas picadas de espinafre com as seguintes soluções (20 ml ou até cobrir as folhas): solução 1% de ácido acético e 1% de NaHCO3.
	Certificar-se para que o pH esteja abaixo de 4 e próximo de 8 para as soluções de ácido acético e bicarbonato de sódio, respectivamente.
	Compare a cor e textura após fervura.
IV. RELATÓRIO
	Descreva o resultado da interação (mudança de cor, formação de precipitado, passagem do pigmento para o solvente) dos dois pigmentos com os diferentes reagentes.
	Descreva o que aconteceu com as folhas de espinafre.