Manual de Aulas Práticas 2014 - Análise I

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UNIVERSIDADE FEDERAL DA PARAÍBA 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS 
CENTRO DE TECNOLOGIA 
DISCIPLINA: ANÁLISE DE ALIMENTOS I 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Aulas Práticas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
João Pessoa, PB 
2014
 
 
SUMÁRIO 
 
1. REGRAS DE SEGURANÇA NO LABORATÓRIO ................................................................... 1 
2. CUIDADOS COM OS EQUIPAMENTOS .................................................................................. 4 
3. DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E TOTAIS (TITULAÇÃO DE 
OXIRREDUÇÃO) ............................................................................................................................. 6 
4. DETERMINAÇÃO DE AMIDO ................................................................................................. 10 
5. DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA .................................................................................... 12 
6. DETERMINAÇÃO DE GORDURAS PELO MÉTODO DE SOXHLET .................................. 13 
7. DETERMINAÇÃO DE GORDURAS PELO MÉTODO DE FOLCH ................................... 14 
8. DETERMINAÇÃO DE GORDURAS UTILIZANDO O LACTOBUTIRÔ-METRO DE 
GERBER .......................................................................................................................................... 14 
9. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE KJELDAHL ............................... 16 
10. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE UTILIZANDO ESTUFA COMUM ............................... 20 
11. DETERMINAÇÃO DE CINZAS UTILIZANDO A MUFLA ................................................. 21
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1. REGRAS DE SEGURANÇA NO LABORATÓRIO 
 
O trabalho que se realiza em aulas práticas de Laboratório de Química requer, ao 
lado de grande dedicação e interesse, muito cuidado e atenção. 
Para facilitar esse trabalho e evitar eventuais acidentes no laboratório são 
apresentadas, a seguir, algumas instruções que, devidamente observadas, conduzirão a 
bons resultados, a saber: 
 Ao chegar ao laboratório, guardar todo o material que não for utilizado para as 
análises no armário. Ao término de cada jornada de trabalho e antes de retirar-se 
do laboratório, guarde todo o material que esteja sob sua responsabilidade, limpo 
e em perfeito estado de uso. 
 É obrigatório o uso de avental nos trabalhos de laboratório e expressamente 
proibido o uso de bermudas, chinelos e roupas de nylon. 
 Em caso de cabelos compridos, prenda-os e coloque-os para dentro do avental 
para evitar qualquer tipo de acidente. 
 É expressamente proibido fumar e ingerir alimentos e bebidas no laboratório. 
 Evite o desperdício de drogas, material, gás, luz, água e água destilada. 
 Tome o máximo cuidado para não TORNAR IMPURO os reagentes. Não 
retorná-los aos vidros primitivos, mesmo que não tenham sido usados; coloque 
os sólidos em um recipiente especial para refugos químicos. Os inflamáveis 
devem ser colocados em um recipiente a prova de fogo que será esvaziado no 
final de cada jornada de trabalho. 
 Use sempre água destilada ou deionizada ao preparar uma solução ou fizer uma 
diluição. 
 O material de vidro deve ser lavado após sua utilização. Em geral, lava-se com 
água comum e depois com água destilada; quando necessário, usa-se sabão ou 
detergente e, em certos casos, solução alcoólica de KOH. 
 Lubrifique os tubos de vidro, termômetros, outros, antes de inseri-los em rolha. 
o Proteja as mãos com luvas apropriadas ou enrole a peça de vidro em uma 
toalha nessa operação. 
 Quando utilizar aquecimento, faça-o de maneira adequada, pois, caso contrário, 
o conteúdo poderá ser lançado para fora do recipiente que o contém, provocando 
perdas que inutilizam por completo a análise em andamento. As substâncias 
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 inflamáveis não devem ser aquecidas em fogo direto, utilize chapa elétrica ou 
manta de aquecimento. 
 Sempre que estiver procedendo ao aquecimento de material de vidro ou de 
porcelana, conserve o rosto afastado, a fim de evitar que, pela quebra acidental, 
venha ocorrer acidente grave, principalmente para os olhos. 
 Nunca dirija a abertura de frascos contra si ou outrem, dirija-o para dentro da 
capela. 
 Todas as operações onde há desprendimento de gases tóxicos ou irritantes 
devem ser executadas na capela, assim como evaporação de soluções ácidas, 
amoniacais, ataques de amostras, entre outras. As substâncias tóxicas devem ser 
manipuladas na capela e, se as mesmas forem voláteis, use máscara adequada. 
 Use sempre óculos de proteção ao trabalhar no laboratório. 
 Jamais trabalhe com substâncias das quais não conheça todas as propriedades. 
Nesse caso, recomenda-se que o estudante consulte, em bibliografia, as 
propriedades das substâncias desconhecidas, bem como sua toxicidade e os 
cuidados que devem ser tomados. 
 É indispensável tomar o maior cuidado possível quando se trabalha com 
ácidos, em particular com ácido sulfúrico concentrado. Sempre adicione 
ácidos à água, e nunca água em ácidos. 
 Ácidos e bases concentrados atacam a pele e os tecidos, deve-se, pois, usá-los 
com todo o cuidado, principalmente na neutralização de um com o outro, 
evitando reações violentas. Preste a máxima atenção a qualquer operação onde 
haja aquecimento ou que reaja violentamente. 
 Apague os bicos de Bunsen e maçaricos quando não os estiver usando. Lembre- 
se sempre que frascos que contenham líquidos inflamáveis devem ser afastados 
das proximidades do local de trabalho. 
 Não brinque com produtos químicos. Nunca cheire, abruptamente, o conteúdo de 
qualquer frasco, pois pode tratar-se de substância tóxica. 
 Não pipete quaisquer líquidos com a boca, use aparelhos apropriados, pois 
poderão ser cáusticos ou venenosos. 
 Ao executar um trabalho que requer aquecimento, controle, atentamente, a sua 
temperatura e pressão. Os recipientes para aquecimento não devem ficar 
totalmente fechados. 
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 Em aparelhos que funcionam a vácuo, não use recipientes de paredes finas e 
nem empregue os de superfícies planas. 
 No caso de acidentes, queimaduras e outros, é dever do estudante procurar 
imediatamente o professor. 
 Tenha muita cautela quando for testar um produto químico por odor; não 
coloque o produto ou frasco diretamente sob o nariz. 
 Nunca deixe, sem atenção, qualquer operação onde haja aquecimento ou que 
reaja violentamente. 
 Improvisações são o primeiro passo em direção a um acidente, use material 
adequado. 
 Ao locomover-se no laboratório, faça-o com cuidado, a fim de não provocar 
qualquer acidente e/ou tumultuar o ambiente de trabalho. 
 Antes de realizar uma reação química, da qual não saiba totalmente os 
resultados, faça, primeiro, uma em menor escala, e na capela. 
 Rotule sempre qualquer solução que venha a preparar, identificando-a quanto a 
substância química utilizada e, no que couber, sua provável concentração. 
 Ao manusear qualquer frasco de reagente químico, faça-o sempre pelo rótulo, a 
fim de minimizar regiões de contaminação. 
 Certifique-se sempre da voltagem do equipamento eletroeletrônico que fará 
uso no laboratório, antes de ligá-lo à respectiva corrente elétrica. 
 Tenha completa consciência da localização do chuveiro de emergência, tomando 
conhecimento de como usá-lo corretamente. 
 Nunca trabalhe no laboratório sem estar junto com outra pessoa. Trabalhos 
perigosos devem ser realizados em presença de, pelo menos, duas pessoas 
presentes no mesmo local. 
 Qualquer dúvida que surgir durante a análise técnica o estudante deverá dirigir- 
se ao professore não ao colega para obter esclarecimentos. 
 Terminados os trabalhos práticos e antes de retirar-se do laboratório, limpe sua 
bancada. 
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2. CUIDADOS COM OS EQUIPAMENTOS 
 
Dessecadores: 
 
 Não abrir o dessecador quando estiver com cápsulas ou cadinhos (ou 
outro material) em seu interior; 
 Evitar movimentar o dessecador com a tampa solta, necessariamente 
prender a tampa com elástico; 
 
Mufla: 
 
 Não remover ou introduzir cadinhos na mufla sem utilizar pinças adequadas; 
 Observar temperaturas; 
 Colocar material na mufla somente após prévia carbonização; 
 Antes de fechar a mufla observar se a amostra ainda fumaça, fechando-a quando 
não mais fumaçar. 
 
Estufa para Umidade (105°C): 
 
 Verificar a temperatura de valor 105°C antes de colocar a cápsula; 
 Não abrir a estufa quando estiver em uso; 
 Retirar amostra após 24h e transferir de imediato para o dessecador; 
 
Digestor de proteínas (utilizar com a supervisão de alguém com experiência): 
 
 Antes de iniciar o processo de digestão ligue o sistema de exaustão; 
 Observar o tempo e a temperatura: Aumenta-se a temperatura em intervalos de 
o 50°C a cada 30 minutos até atingir 350°C. Finaliza-se a digestão 
quando a solução estiver incolor ou levemente azulada. 
 Após conclusão da digestão, desligar o equipamento deixando ligado o sistema 
de exaustão por cerca de 10 min; 
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Destilador de proteínas (utilizar com a supervisão de alguém com experiência): 
 
 Abrir o fluxo de água; 
 Observar o volume de água na caldeira; 
 Aguardar o sistema aquecer; 
 Adicionar o NaOH no tubo com o controle de temperatura no mínimo; 
 Não manusear os tubos após destilação sem luva de proteção; 
 Usar o equipamento sempre acompanhado por alguém com experiência; 
 
pHmetro: 
 
 Ligar o pHmetro e deixar aquecer por cerca de 15 min antes do uso; 
 Realizar a calibração uma vez por dia, antes do uso, utilizando tampões pH; 
 Lavar o eletrodo com água destilada entre as amostras e enxugar com papel 
higiênico; 
 Após o uso limpar e desligar o equipamento; 
 
Balanças: 
 
 Ligar a balança e deixar aquecer por cerca de 15 min antes do uso; 
 Colocar o recipiente de pesagem no prato da balança e tarar; 
 Se algum material cair no prato da balança durante a pesagem, limpá-la com um 
pincel antes de terminar a pesagem; 
 
Aparelho de Soxhlet (utilizar com a supervisão de alguém com experiência): 
 
 Antes da extração, verificar se a circulação de água está ligada e o nível de 
temperatura adequado para o solvente utilizado; 
 Verificar se as mangueiras estão conectadas corretamente no aparelho; 
 Recuperar o solvente. 
 
 
 
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3. DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E TOTAIS (TITULAÇÃO 
DE OXIRREDUÇÃO) 
 
 
Objetivo: Neste método relativamente rápido, uma solução alcalina de Cu
++ 
na 
forma de um complexo com tartarato é titulada com a solução do açúcar redutor, 
formando Cu2O e ácido do açúcar. O indicador oxiredutor é o azul de metileno. 
Sua forma reduzida é incolor. Uma solução fervente é usada por dois motivos: para 
aumentar a velocidade de reação de oxirredução e para prevenir a entrada de 
oxigênio, que pode oxidar o azul de metileno, pela formação do vapor de água da 
ebulição. Faz-se uma primeira titulação, onde é obtido o conteúdo de açúcares 
redutores. Uma segunda porção é aquecida com ácido concentrado, que hidrolisa os 
açúcares não redutores formando açúcares redutores. A titulação desta segunda porção 
determina os açúcares totais. 
 
Reagentes: 
 
 Solução A de Fehling (Sulfato cúprico + H2SO4): Dissolver 34,639g de 
CuSO4.5H2O em água destilada, adicionar 0,5 mL de ácido sulfúrico 
concentrado e completar o volume a 500 mL com água destilada. 
 Solução B de Fehling (Tartarato duplo de sódio e potássio. 10H2O + 
NaOH): Dissolver 172 g de tartarato e 50 g de NaOH em água e completar o 
volume a 500 mL com água destilada. Deixar em repouso, decantar e filtrar em 
algodão de vidro. 
 Solução Acetato de zinco 1M. Solução ferrocianeto de potássio 0,25M 
 Solução de glicose a 1%. Solução de azul de metileno 1%. 
 HCl concentrado. NaOH 40%. NaOH 0,1N. HCl 0,1N. 
 
Material: Frascos erlenmeyer de 250 mL e 125 ml; Balões volumétricos de 250 mL e 
100 mL; Pipetas de 5, 10 e 25 mL; Bicos de bunsen com tripé e tela; Buretas de 50 mL 
e suporte; Banho-maria a 68-70ºC; Termômetros; Funis. Papel de filtro; Proveta de 10 
mL. 
 
 
 
 
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Procedimentos: 
 
3.1) PADRONIZAÇÃO DAS SOLUÇÕES DE FEHLING 
 
Preparar a solução de glicose a 1% e transferir para uma bureta de 100 mL. Preparar o 
licor de Fehling. Transferir para um erlenmeyer de 250 mL com auxílio de pipetas 
volumétricas, 5 mL de cada uma das soluções de Fehling. Adicionar 40 mL de água 
destilada. Agitar bem. 
 
Usando um bico de bunsen, aquecer o licor de Fehling até a fervura. Juntar cerca de 2 
mL da solução de glicose a 1% que está na bureta. Deixar ferver novamente e adicionar 
3 a 4 gotas da solução de azul de metileno 1%. Reiniciar a titulação juntando 0,2 mL de 
cada vez da solução de glicose 1%. Manter o licor fervendo e titular rapidamente. O 
tempo limite de titulação não deve ultrapassar 3 minutos. Quando o ponto final estiver 
próximo, a cor azul da espuma sobrenadante começa a desaparecer, deixando ver mais 
claramente o precipitado vermelho tijolo do óxido cuproso. Deste ponto em adiante, 
continuar a titulação gota a gota. O ponto final é atingido quando a solução 
sobrenadante estiver totalmente incolor, ou seja, quando a cor azul de metileno 
desaparecer. 
 
Repetir a titulação com a solução de glicose 1%, mas juntando de uma vez o volume 
gasto na primeira titulação, menos 1 mL. Quando a fervura recomeçar, adicionar 3 ou 4 
gotas de azul de metileno e continuar a titulação gota a gota, vagarosamente, até o 
desaparecimento da cor azul do indicador. 
 
Cálculos 
 
1 g de glicose → 100 mL 
x g de glicose → volume gasto na titulação 
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3.2) AÇÚCARES REDUTORES EM GLICOSE 
 
Pesar ou pipetar num béquer de 150 mL aproximadamente 5g de amostra previamente 
homogeneizada. Transferir para um balão volumétrico de 250 mL e completar o volume 
com água destilada. Filtrar para frasco seco e neutralizar com solução de NaOH ou HCl 
0,1N, usando para tanto potenciômetro ou papel de tornassol. Clarificar a amostra com 
 
5 mL de acetato de zinco 1 M, e em seguida retirar o excesso com 5 mL de ferrocianeto 
de potássio 0,25 M. Filtrar. Denominar este filtrado de SOLUCAO “A”. Transferir o 
filtrado para uma bureta (25 ou 50 mL). 
 
Transferir para um erlenmeyer de 250 mL com auxílio de pipetas, 5 mL de cada uma 
das soluções de Fehling. Adicionar 40 mL de água destilada. Gotejar a solução contida 
na bureta, sob aquecimento, até o descoloramento total e formação de um precipitado 
vermelho tijolo no fundo do erlenmeyer, colocando-se quase no final da reação, 
algumas gotas do indicador azul de metileno a 1%. Anotar o volume gasto e calcular a 
quantidade de açúcares redutores. Determinar açúcares redutores neste filtrado, 
chamado de solução A, expressando o resultado em g de glicose por 100 mL ou 100 g 
de amostra. 
 
Cálculos: 
Peso da amostra → volume da solução 
y g da amostra → volume gasto na titulação 
 
y g da amostra → x g de glicose 
100 g da amostra → z g de glicose 
(z g de glicose/100 g da amostra) 
 
 
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3.3) INVERSÃO DA SACAROSE PARA DETERMINAÇÃO DE 
AÇÚCARES TOTAIS E NÃO REDUTORES EM SACAROSE 
 
Pipetar (5, 10, 15 ou 20 mL) da SOLUCAO “A”, passando para umbalão volumétrico 
de 100 mL. Juntar 5 mL de ácido clorídrico concentrado, levando-se em banho-maria 
durante 10 min (68-70°C). Esfriar rapidamente em banho de gelo. Adicionar ao balão 
um pedacinho do papel indicador vermelho congo e neutralizar com solução de NaOH a 
40% até que a coloração violeta do papel indicador mude para vermelho (cor original do 
papel). Completar o balão com água destilada. 
 
Transferir a solução para uma bureta. Determinar açúcares totais nessa solução, chamada 
de SOLUCAO B, expressando o resultado em g de glicose por 100 mL ou 100g de 
amostra. Lembrar-se de levar em consideração as diluições feitas nesse 
procedimento. 
 
Cálculos: 
Peso da amostra → volume da solução 
α g da amostra → volume da solução A 
 
α g da amostra → 100 mL da solução 
β g da amostra → volume gasto na titulação 
 
β g da amostra → x g de glicose 
100 g da amostra → γ g de glicose 
 
(γ g de glicose/100 g da amostra) 
(γ x 0,95 = g de sacarose/100 g da amostra) 
 
Cálculos e resultados 
1. Através do resultado obtido em A, expressar os açúcares redutores com % de glicose. 
2. Utilizando o resultado obtido em B, expressar os açúcares totais em % de glicose. 
3. Subtrair a % de açúcares redutores (A) expressos em glicose, da % de açúcares totais 
(B), também expressos em glicose. Multiplique o resultado da subtração por 0,95 e terá 
a % de sacarose na amostra. 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008. 
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4. DETERMINAÇÃO DE AMIDO 
 
Material: Cápsulas de porcelana, provetas de 20 e de 100 mL, balões volumétricos de 
100 e de 500 mL, béquer de 400 mL, balão de titulação, bureta de 25 mL, pipetas de 10 
mL, frasco Erlenmeyer de 500 mL, autoclave, banho-maria e funil de vidro. 
 
Reagentes: Éter; Álcool a 70% e a 95%; Carbonato de cálcio; Solução de acetato neutro 
de chumbo saturada; Soluções de Fehling tituladas; Ácido clorídrico; Solução de 
hidróxido de sódio a 10%; Carvão ativo. 
 
Procedimento: Pese 5 g da amostra em uma cápsula de porcelana. Trate, 
sucessivamente, com três porções de 20 mL de éter. Agite e decante. Transfira o 
material desengordurado para um frasco Erlenmeyer de 500 mL, com o auxilio de 100 
mL de álcool a 70%. Agite e aqueça em banho-maria a (83-87)°C, por 1 hora, usando 
um pequeno funil no gargalo do frasco para condensar os vapores. Esfrie, adicione 50 
mL de álcool e filtre em filtro seco ou centrifugue durante 15 minutos, a 1500 rpm. 
Lave o resíduo com 500 mL de álcool a 70%, reunindo as soluções de lavagem ao 
filtrado (o filtrado ou o sobrenadante pode ser usado para a determinação de glicídios 
redutores em glicose e em glicídios não redutores em sacarose, evaporando o álcool, 
dissolvendo o resíduo com água, transferindo para um balão volumétrico de 100 mL e 
titulando com soluções de Fehling conforme 038/IV e 039/IV). Transfira o resíduo 
juntamente com o papel de filtro para um frasco Erlenmeyer de 500 mL com auxilio de 
150 mL de água. Adicione 5 gotas de solução de hidróxido de sódio a 10%. Aqueça em 
autoclave a uma atmosfera por 1 hora. Esfrie e adicione 5 mL de ácido clorídrico (a 
solução devera ficar fortemente ácida). Aqueça em autoclave por mais 30 minutos e 
neutralize com solução de hidróxido de sódio a 10%. Transfira para um balão 
volumétrico de 500 mL e complete o volume com água. Adicione, se necessário, 0,5 g 
de carvão ativo. Agite e filtre em filtro seco. Nesta solução determine glicídios 
redutores por titulação pelo método de Fehling. 
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Cálculo: 100 x A x a x 0,9 = glicídios não redutores, em amido, por cento (m/m) 
 P x V 
 
A = nº de mL da solução de P na amostra; 
P = nº de g da amostra; 
V = nº de mL da solução, gasto na titulação; 
a = nº de g de glicose correspondente a 10 mL das soluções de Fehling. 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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5. DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA 
 
Material: Estufa, dessecador com sílica indicadora de umidade, frasco Erlenmeyer de 
750 mL com boca esmerilhada, refrigerador de refluxo longo com boca inferior 
esmerilhada, papel tornassol, proveta de 100 mL, pipetas de 20 mL e cadinho de Gooch 
com camada de filtração. 
 
Reagentes: 
 
Éter e Álcool; 
Solução ácida – Em um béquer de 1000 mL misture 500 mL de ácido acético glacial, 
450 mL de água, 50 mL de ácido nítrico e 20 g de Ácido tricloroacético. 
 
Procedimento: 
 
Pese 2 g da amostra. Transfira o resíduo para um frasco Erlenmeyer de 750 mL, com 
boca esmerilhada. Adicione 100 mL de solução ácida. Adapte o frasco Erlenmeyer a um 
refrigerante de refluxo por 40 minutos a partir do tempo em que a solução ácida foi 
adicionada, mantendo sob aquecimento. Agite, frequentemente, a fim de evitar que 
gotas sequem na parede do frasco. Filtre em cadinho de Gooch previamente preparado 
com areia diatomácea e com auxilio de vácuo. Lave com água fervente ate que a água 
de lavagem não tenha reação ácida (ou odor de ácido acético). Lave com 20 mL de 
álcool e 20 mL de éter. Aqueça em estufa a 105°C, por 4 horas. Resfrie em dessecador 
ate a temperatura ambiente e em seguida pese. 
 
Cálculo: 
 100 x N = fibra bruta por cento 
 P 
 
N = n° de g de fibra 
P = n° de g da amostra 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008. 
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6. DETERMINAÇÃO DE GORDURAS PELO MÉTODO DE SOXHLET 
 
Princípio: Processo gravimétrico, baseado na perda de peso do material submetido à 
extração com éter de petróleo, hexano ou éter etílico, ou na quantidade de material 
dissolvido e extraído pelo solvente. 
 
Equipamentos e materiais: Cartucho de extração ou papel de filtro, algodão 
desengordurado, aparelho extrator de Soxhlet com aquecimento elétrico, balão de fundo 
chato de 125 ml, estufa a 105°C, dessecador com cloreto de cálcio anidro ou sílica, 
vidro de relógio. 
 
Reagentes: Éter etílico, hexano ou éter de petróleo. 
 
Procedimento: Pese 5g da amostra previamente dessecada. Transfira a substância seca 
quantitativamente para o cartucho de um aparelho extrator de Soxhlet com auxílio de 
um pedaço de algodão desengordurado ou papel de filtro. Extraia em aparelho de 
Soxhlet com éter etílico, hexano ou éter de petróleo por 6 horas, usando uma 
temperatura na qual o solvente não fique em forte ebulição. O balão deve ser 
previamente aquecido por 1 hora em estufa a 105°C, resfriado em dessecador até a 
temperatura ambiente e pesado. Após a extração, retire o cartucho e reaqueça até que a 
secção central do extrator esteja quase cheia, despeje o solvente a recuperar, repita a 
operação até o balão ficar quase vazio. Evapore o solvente restante sem deixar queimar. 
Coloque o balão com o resíduo em estufa a 105°C. Resfrie em dessecador até a 
temperatura ambiente. Pese. Repita as operações de aquecimento (30 minutos na estufa) 
e resfriamento, até peso constante. 
OBS: Guardar a amostra seca e desengordurada para análise de fibra! 
 
Cálculos: 
1. Calcular a porcentagem de gordura da amostra. 
2. Calcular a média e o desvio padrão. 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticasdo Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008. 
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7. DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS PELO MÉTODO DE FOLCH ET AL. 
Princípio: o método consiste em submeter à amostra a extração com uma mistura de 
clorofórmio e metanol (2:1) seguida de evaporação do solvente em estufa a 105°C. 
 
Material: Clorofórmio, Metanol, Solução de sulfato de sódio 1,5%, proveta com boca 
esmerilhada com tampa, béquer, funil, papel de filtro, pipeta graduada 10 mL, triturador 
automático, estufa a 105°C, balança analítica. 
 
Procedimento: Colocar os béqueres em estufa a 105°C por uma hora, deixar esfriar em 
dessecador e pesar (tara). Pesar 2g da amostra em béquer de 50 mL (amostra seca ou 
úmida), medir 30 mL da mistura clorofórmio:metanol (2:1) e adicionar parte desta mistura 
com a amostra no béquer. Transferir, lavando o béquer com a mistura, o conteúdo para um 
recipiente de vidro fundo com as laterais cobertas com papel alumínio. Agitar a mistura 
amostra + solvente por 2 a 3 minutos em triturador. Filtrar o conteúdo do recipiente em 
papel de filtro qualitativo em proveta de 100 mL com boca esmerilhada. Lavar as paredes 
do recipiente com mais 10 mL da mistura clorofórmio: metanol e filtrar juntando ao 
filtrado da mistura. Tampar o sistema. Anotar o volume final do extrato filtrado da 
proveta. Adicionar 20% do volume final do extrato filtrado (lido na proveta) de sulfato de 
sódio a 1,5%, agitar e deixar separar as fases, mantendo a proveta fechada. A fase superior 
deve ficar com aproximadamente 40% e a inferior com 60%. Anotar o volume da fase 
inferior e descartar a fase superior succionando com pipeta graduada. Tomar uma alíquota 
de 5 mL do extrato (fase inferior) com pipeta volumétrica e transferir para o béquer 
previamente tarado. Colocar o béquer em estufa a 105°C para evaporar a mistura de 
solventes com cuidado para não queimar. Aguardar resfriamento em dessecador, pesar o 
béquer mais o resíduo de gordura. 
Cálculos: 
 
 
Referências: 
FOLCH, J.; LESS, M.; STANLEY, S.A simple method for the isolation and 
purification of total lipids from animal tissues. Journal of Biological Chemistry, v. 226, 
p. 497-509, 1957. 
 
 
 
 
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8. DETERMINAÇÃO DE GORDURAS UTILIZANDO O LACTOBUTIRÔ-
METRO DE GERBER 
 
Princípio: Processo volumétrico, baseado na extração dos lipídios após uma digestão 
ácida e centrifugação. 
 
Equipamentos e materiais: Lactobutirômetro de Gerber com respectiva rolha, pipeta 
de 10 mL, termocentrífuga de Gerber. 
 
Reagentes: Ácido sulfúrico(D = 1,820 a 1,825), Álcool amílico(D = 0,815). 
 
Procedimento: Transfira 10 mL de ácido sulfúrico para um butirômetro de Gerber. 
Adicione, lentamente, 11 mL da amostra de leite, em seguida lentamente mais 1 mL de 
álcool amílico (estas adições devem ser feitas sem molhar internamente o gargalo do 
butirômetro). Arrole e agite até completa dissolução. Centrifugue a 1.200 rpm, durante 5 
minutos e leve para um banho de água a 70°C por um 5 minutos, tendo a rolha voltada 
para baixo. Retire o butirômetro do banho, mantendo a posição vertical (rolha para 
baixo). Manejando a rolha, coloque a camada amarelo-clara, transparente (lipídios) 
dentro da haste graduada do butirômetro. O número de mL ocupado pela camada oleosa 
dará diretamente a percentagem de lipídios (a leitura deve ser feita no menisco inferior). 
 
Cálculos: 
1. Calcular a porcentagem de gordura da amostra. 
2. Calcular a média e o desvio padrão. 
 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008. 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
9. DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS PELO MÉTODO DE KJELDAHL 
 
Objetivo: Através do Método de Kjeldahl, determina-se o nitrogênio total da amostra, 
que através de cálculo, é transformado em nitrogênio protéico. Para tanto, considera-se 
que cada 100g de proteína contém em média 16g de nitrogênio, obtendo-se desse modo 
o fator 6,38 (100/15,7), que multiplicado pelo percentual de nitrogênio total da amostra, 
dará o percentual da fração protéica na mesma. No entanto, esta média do teor de 
nitrogênio pode variar com o tipo de proteína, o que ocasiona variações nos valores do 
fator (ver valores correspondentes). O método de Kjeldahl baseia-se na combustão 
úmida através de aquecimento com ácido sulfúrico concentrado na presença de 
catalisadores, resultando na redução do nitrogênio orgânico da amostra a amônia, que é 
capturado em uma solução alcalina formando sulfato de amônia. A amônia é então 
destilada em ignição em uma solução de ácido bórico a 4% seguida de titulação direta 
da amônia com solução padrão de ácido sulfúrico. 
 
Material para DIGESTÃO: tubo de Kjeldahl, papel manteiga, espátula, conjunto de 
Kjeldahl para digestão, pipeta de 5 mL. 
 
Reagentes para DIGESTÃO da amostra: Ácido sulfúrico PA, mistura catalítica 
(dióxido de selênio, sulfato de cobre, sulfato de sódio – 1:10:100). 
 
a) Procedimento para DIGESTÃO de amostras: 
Transfere-se 1,0g da amostra para um tubo de Kjeldahl, adiciona-se 0,5g da mistura 
catalítica (aproximadamente uma pitada) seguida de 10 mL de ácido sulfúrico 
concentrado. Tenta-se fazer com que a amostra e os reagentes caiam no fundo do tubo 
sem tocar as paredes. Acopla-se ao sistema de digestão, ajustando o aquecedor 
inicialmente numa posição de aquecimento baixo, para evitar digestão violenta e 
consequentemente perda de material. Aumenta-se a temperatura em intervalos de 50ºC a 
cada 30 minutos até atingir a temperatura de 350ºC. Finaliza-se a digestão quando a 
solução estiver incolor ou levemente azulada. Quando houver precipitado no fundo do 
frasco, este deverá ser branco ou levemente cinza. As paredes do tubo não deverão 
apresentar resíduos carbonizados. Quando a digestão estiver terminada, desliga-se o 
17 
 
aquecedor e deixa-se o tubo e a solução resfriarem completamente. Durante o processo 
de digestão alguns cuidados devem ser tomados: 
* O aquecimento deve ser feito sempre em capela, pois há desprendimentos de vapores 
e gases tóxicos. 
* O fato de o líquido ficar incolor ou levemente colorido não significa que a digestão da 
matéria orgânica tenha sido completa, por isso, recomenda-se aquecer por mais tempo 
(1 hora), depois de atingir esse ponto. 
 
 
MATÉRIA ORGÂNICA + H2SO4 → (NH4)2SO4 + H2O + CO2 
(Contendo Nitrogênio) (Sulfato e Amônia) 
 
Material para DESTILAÇÃO: Destilador de Kjeldahl, erlenmeyer de 125 mL, pipeta 
volumétrica de 25 mL, pinça de madeira, béquer de 100 mL, pipeta graduada de 1 mL. 
 
Reagentes para DESTILAÇÃO da amostra: Hidróxido de sódio 40%, ácido bórico 
4%, adicionado de 20 mL de solução alcoólica de vermelho de metila 0,2% e 30 mL de 
solução de verde bromocresol 0,2%, solução de fenolftaleína 1%. 
 
 
b) Procedimento para DESTILAÇÃO da amostra: 
Inicialmente, liga-se o destilador na tomada e verifica-se o nível da água da caldeira, 
esta deverá encostar ao sensor. Abre-se a torneira de água do laboratório para que haja 
fluxo de água no condensador. Liga-se o aparelho e faz-se um pré-aquecimento da água 
da caldeira até ebulição. Em seguida, diminui-se a temperatura do destilador até a escala 
de 2. Fecha-se a torneira do copo superior do destilador. Transfere-se a solução de 
NaOH a 40% para o copo superior do destilador; esta solução deverá ser adicionada 
posteriormente ao tubo de Kjedahl contendo a amostra digerida. 
 
Adiciona-se um pouco de água destilada para lavar as paredes do tubo de Kjeldahl 
contendo a amostra digerida.Adiciona-se 1 mL da solução de fenolftaleína a 1% à 
amostra digerida e conecta-se o tubo de Kjeldahl ao destilador de proteínas, verificando 
se este ficou bem fixo evitando assim qualquer vazamento. 
18 
 
Transfere-se exatamente 25 mL de ácido bórico a 4% para um erlenmeyer de 125 mL. 
Mergulha-se a saída do condensador de Kjeldahl no erlenmeyer contendo a solução de 
ácido bórico a 4%, tendo o cuidado de observar se a extremidade final do condensador 
está completamente mergulhada na solução de ácido bórico. 
 
Mantêm-se a temperatura de aquecimento do destilador na posição 2. Em seguida, 
adiciona-se a solução de NaOH a 40% lentamente até conseguir pH alcalino, com 
mudança de cor de alaranjado para marrom. Após a “viragem” da cor do tubo de 
Kjedahl, aumenta-se a temperatura do destilador para 8 a 10, a fim de promover a 
destilação até que o volume final de 3 vezes o volume inicial, isto é, o volume de 75 mL 
Quando este volume é atingido, retira-se primeiramente o erlenmayer (para evitar 
refluxo da solução) e depois diminui-se a temperatura para 2 e desliga-se o aquecedor. 
 
A solução do erlenmeyer deve permanecer ácida durante a destilação. Se houver 
mudança de cor do indicador para uma coloração avermelhada adicionar uma 
quantidade conhecida de ácido bórico a 4%. Retira-se o tubo de proteína do destilador e 
descarta-se o conteúdo. Reserva-se a solução do ácido bórico contendo a proteína 
destilada para a titulação. 
 
(NH4)2SO4 + 2 NaOH → 2 NH4OH + Na2SO4 
 
(Sulfato de Amônia) (Hidróxido de Sódio) (Hidróxido de Amônia) (Sulfato de sódio) 
 
Material para TITULAÇÃO: bureta de 25 mL, suporte com garra para bureta, béquer 
de 50 mL. 
 
Reagentes para TITULAÇÃO da amostra: ácido clorídrico 0,1N (padronizada). 
 
c) Procedimento para TITULAÇÃO da amostra: 
Titula-se a solução do erlenmeyer com ácido clorídrico 0,1N padronizado, até o 
aparecimento da coloração avermelhada. Um ensaio em branco, utilizando na digestão o 
papel de pesagem idêntico ao utilizado para a amostra, deverá acompanhar a análise. A 
contribuição do branco deverá ser subtraída dos resultados das amostras. 
 
 
 
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6 NH4OH + 2 H3BO3 → 2 (NH4)3BO3 + 6 H2O 
(Hidróxido de Amônia) (Ácido bórico) (Borato de Amônia) 
 
 
(NH4)3BO3 + 3 HCl → 3(NH4)Cl + H3BO3 
 
(Borato de Amônia) (Cloreto de Amônia) 
Cálculo: Proteínas totais em g/100g = (VA - VB) x fa x F x 0,14 
 
 
VA = volume de ácido clorídrico 0,1N padronizado gasto na titulação da 
amostra. VB = volume de ácido clorídrico 0,1N padronizado gasto na titulação 
do branco. fa = fator de correção da solução de ácido clorídrico 0,1N. 
F = 6,38 para produtos lácteos (ANVISA, 2003); 
F = 6,25 para carnes ou misturas de proteínas, e proteínas de soja e de milho (ANVISA, 
2003); 
F = 5,83 para biscoitos, cevada, aveia e pão integral (PPGCTA); 
F = 5,75 para proteínas vegetais (ANVISA, 2003); 
F = 5,74 para pão doce, pão caseiro e de leite (PPGCTA); 
F = 5,70 para pão francês (PPGCTA); 
F = 5,55 para gelatina (PPGCTA); 
P = peso da amostra 
 
Referências: 
 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz: 
Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São Paulo: 
IAL, 2008. 
 
ANVISA. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução – RDC n° 360, de 23 
de dezembro de 2003. Regulamento Técnico sobre Rotulagem Nutricional de Alimentos 
Embalados. In: Diário Oficial da União. Brasília, 23 de dezembro, 2003.
P 
20 
 
10. DETERMINAÇÃO DE UMIDADE UTILIZANDO ESTUFA COMUM 
 
Objetivo: Manter contato com a técnica de secagem em estufa comum, que vem a ser 
o mais simples e econômico dos métodos de secagem. 
 
Equipamento e material: Balança analítica; Cápsulas de alumínio; Estufa comum 
a 105°C; Dessecador; Espátula e pinça. 
 
Procedimento: 
 
a) Manipular as cápsulas de alumínio sempre com o auxílio de uma pinça, 
evitando segurar com as mãos, que podem passar umidade e gordura às cápsulas. 
b) Secar as cápsulas por meia hora, na estufa comum a 105°C, e colocar no 
dessecador para esfriar por 20 minutos antes de pesar. Anotar o peso da cápsula vazia 
até 0,1 mg. 
c) Juntar aproximadamente 2 g de amostra e registrar o peso até 0,1 mg na 
balança analítica. Repetir com outra cápsula para ter duplicatas. 
d) Colocar cada cápsula na estufa para secar por aproximadamente 24 horas, a cerca 
de 105°C. 
e) Tirar as cápsulas da estufa e colocar no dessecador para esfriar. Deixar cerca de 5-
20 minutos. 
f) Pesar na balança analítica e voltar para a estufa por mais meia hora. Recolocar 
no dessecador e pesar novamente, para verificar se o peso manteve-se constante. Se o 
peso ainda variou, voltar à estufa até obter peso constante. 
 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto 
Adolfo Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. 
Online. São Paulo: IAL, 2008. 
 
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11. DETERMINAÇÃO DE CINZAS UTILIZANDO A MUFLA 
 
Objetivo: Fazer contato com a técnica de incineração em mufla, que é o 
equipamento mais simples e comum para se determinar cinzas em alimentos. 
 
Equipamento e material: Cadinho de porcelana; Balança analítica; Dessecador; 
Mufla a 550°C; Espátula e pinça. 
 
Procedimento: 
 
a) Manipular o cadinho com a pinça, evitando o contato com as mãos, que podem 
passar umidade e gordura ao cadinho. 
b) Aquecer o cadinho na mufla a 550°C, por meia hora. Esfriar em dessecador e 
pesar em balança analítica até 0,1 mg. Registrar o peso do cadinho vazio. 
c) Pesar no cadinho, 2 g da amostra seca, em balança analítica até 0,1 mg. 
d) Incinerar a amostra em manta de aquecimento até não produzir mais fumaça. 
e) Colocar o cadinho com a amostra incinerada na mufla desligada. 
f) Ligar a mufla e incinerar o cadinho com a amostra a 550°C, até que as cinzas 
fiquem brancas e sem pontos pretos. 
g) Resfriar o material em dessecador até a temperatura ambiente. h) Pesar o material 
frio na balança analítica até 0,1 mg. 
 
 
Referência: INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo 
Lutz: Métodos Químicos e Físicos Para Análise de Alimentos. 1 ed. Online. São 
Paulo: IAL, 2008.