Bioquímica Estrutural

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INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
CURSO DE FARMÁCIA 
ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS 
DISCIPLINA: 
BIOQUIMICA ESTRUTURAL
	
Instituto de Ciências da Saúde
	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Indicadores de pH
	AULA 1 
ROTEIRO 1
OBJETIVO:
Os indicadores de pH são substâncias que têm a propriedade de mudar de cor; essa mudança de cor indica o caráter ácido ou básico da solução. O termo pH é usado universalmente para expressar o grau de acidez ou basicidade de uma solução. A escala de pH é constituída de uma série de números variando de 0 a 14, os quais denotam vários graus de acidez ou alcalinidade.
PROCEDIMENTO:
(1) Bata 1 folha de repolho roxo com 1 litro de água no liquidificador;
(2) Coe esse suco, se não for usar o extrato de repolho roxo na hora, guarde-o na geladeira, pois ele decompõe-se muito rápido;
(3) Enumere 11 tubos de ensaio;
(4) Coloque o extrato de repolho roxo nos 11 tubos;
(5) Acrescente nos copos 2 a 11 as seguintes substâncias, na respectiva ordem: hidróxido de sódio, cloreto de sódio, água sanitária, sabão em pó, leite, detergente, vinagre, bicarbonato de sódio, albumina e água
(6) Observe as cores das soluções.
	Extrato de repolho roxo
	Cor
	pH aproximado
	Ácido clorídrico 0,5M
	
	
	Hidróxido de sódio 0,1M
	
	
	Cloreto de sódio 10%
	
	
	Vinagre
	
	
	Detergente incolor
	
	
	Água sanitária
	
	
	Água sem gás
	
	
	Sabão em pó
	
	
	Leite
	
	
	Bicarbonato de sódio
	
	
	Albumina
	
	
OBSERVAÇÃO: Se não for possível encontrar repolho roxo na sua região utilizar o procedimento a seguir.
PROCEDIMENTO:
(1) Separar 30 tubos de ensaio e identificá-los.
(2) Colocar 2 ml da solução a ser testada dois tubos de ensaio e em seguida adicionar 3 gotas do indicador de pH no tubo de ensaio.
(3) Utilizar como indicadores de pH a fenolftaleína, o azul de bromotimol e o verde de bromocresol (Reativo do kit da albumina)
(4) Observar a coloração e comparar a cor obtida com a escala de pH. - Anotar na tabela abaixo os resultados.
	Soluções com Fenolftaleína
	Cor
	pH aproximado
	Ácido clorídrico 0,5M
	
	
	Hidróxido de sódio 0,1M
	
	
	Cloreto de sódio 10%
	
	
	Vinagre
	
	
	Detergente incolor
	
	
	Água sanitária
	
	
	Água sem gás
	
	
	Sabão em pó
	
	
	Leite
	
	
	Bicarbonato de sódio
	
	
	Albumina
	
	
	Soluções com Azul de bromotimol
	Cor
	pH aproximado
	Ácido clorídrico 0,5M
	
	
	Hidróxido de sódio 0,1M
	
	
	Cloreto de sódio 10%
	
	
	Vinagre
	
	
	Detergente incolor
	
	
	Água com gás
	
	
	Água sem gás
	
	
	Sabão em pó
	
	
	Leite
	
	
	Bicarbonato de sódio
	
	
	Albumina
	
	
	Soluções com Verde de Bromocresol
	Cor
	pH aproximado
	Ácido clorídrico 0,5M
	
	
	Hidróxido de sódio 0,1M
	
	
	Cloreto de sódio 10%
	
	
	Vinagre
	
	
	Detergente incolor
	
	
	Água com gás
	
	
	Água sem gás
	
	
	Sabão em pó
	
	
	Leite
	
	
	Bicarbonato de sódio
	
	
	Albumina
	
	
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Pipeta Pasteur
	3 por grupo
	Tubos de ensaio
	30 por grupo
	Ácido clorídrico 0,5M
	20 ml por grupo
	Hidróxido de sódio 0,1M
	10ml por grupo
	Cloreto de sódio 10%
	10ml por grupo
	Vinagre
	10ml por grupo
	Detergente incolor
	10ml por grupo
	Água sanitária
	10ml por grupo
	Água sem gás
	10ml por grupo
	Sabão em pó
	10ml por grupo
	Leite
	10ml por grupo
	Bicarbonato de sódio
	10ml por grupo
	Albumina 5%
	10 ml por grupo
	Indicadores de pH: fenolftaleína, azul de bromotimol e verde de bromocresol (Reativo do kit da albumina)
	 3ml por grupo
	Liquidificador
	1 por bancada
	Repolho roxo
	1 unidade
	Coador
	1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação 
1 - A partir dos resultados obtidos, fazer uma discussão sobre o caráter ácido/básico das substâncias analisadas, e se possível, discutir se as pessoas com gastrite ou refluxo podem ingerir estas substâncias.
2 – Discutir sobre as técnicas de identificação de proteínas (albumina) e a importância clínica.
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: pH e solução tampão
	AULA 1 
ROTEIRO 2
OBJETIVO:
Manusear e compreender o funcionamento de um pHmetro (medidor de pH).
Recordar os fundamentos teóricos sobre pH.
Discutir as reações que ocorrem em uma solução tampão (acida, neutra ou básica) em laboratório.
Associar o resultado do experimento com as reações que ocorrem no sangue (acidose e alcalose).
PROCEDIMENTO:
Calibrar o pHmetro com solução pH=4,0 (ou pH=9,0) e pH=7,0. 
(1) Medir o pH de aproximadamente 20 ml de água colocada em um Becker contendo uma barra magnética (misturador) e colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 5M, anotando os valores de pH a cada gota
(2) Em outro Becker contendo 20ml de solução tampão (ácido acético + acetato de sódio) colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 5M, anotando os valores de pH a cada gota
(3) Fazer o mesmo processo descrito em (1) e (2) com NaOH 5M 
(4) Comparar os fenômenos em (1) e (2) nas duas aferições
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Pipeta Pasteur
	3 por grupo
	Becker
	2-3 por grupo
	Solução tampão 
	20 ml por grupo
	HCl 5M/ NaOH 5M
	5-10ml por grupo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	pHmetro
	 2 por bancada
	Barra magnética e placa agitadora
	 2 por bancada
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação 
Confeccionar um gráfico de titulação de valores aferidos de pH x volume/gota de cada experimento. Discutir a função da solução tampão ácido carbônico/bicarbonato de sódio do sangue e do tampão tris-acetato para fazer experimentos com o DNA do RNA.
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Titulação de aminoácidos
	AULA 2
ROTEIRO 1
OBJETIVO:
Relembrar o caráter anfótero dos aminoácidos.
Determinar os valores de pK das soluções de aminoácidos (glicina e ácido glutâmico) utilizando da curva de titulação
Manusear um pHmetro (medidor de pH).
 
PROCEDIMENTO:
Preparação do Experimento
(1) Separar quatro Béqueres.
(2) Identifique dois Béqueres como A1 e A2 e adicionar a cada um 20 ml (ou volume que permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética) de uma solução do aminoácido glicina 0,1M 
(3) Identifique dois Béqueres como B1 e B2 e adicionar a cada um 20 ml (ou volume que permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética) de uma solução do aminoácido ácido glutâmico 0,1M
(4) Calibrar o pHmetro com solução pH=4,0 (ou pH=9,0) e pH=7,0. 
Procedimento para o Becker A1 
(1) Mergulhar uma barra magnética na solução A1 e posicionar o Becker sobre a placa agitadora. 
(2) Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução, (cuidado para não bater o bulbo do eletrodo na barra magnética)
(3) Sob agitação, titular com NaOH 0,5 N, gota a gota e anotando o pH após adição de cada gota, (podendo ser realizado com pipeta Pasteur ou bureta)
Procedimento para o Becker A2 
(1) Mergulhar uma barra magnética na solução A2 e posicionar o Becker sobre a placa agitadora. 
(2) Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução, (cuidado para não bater o bulbo do eletrodo na barra magnética)
(3) Sob agitação, titular com HCl 0,5M
Repetir os mesmos procedimentos para os Beckeres B1 e B2 
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Beckeres
	 2 por grupo
	Pipeta Pasteur
	2 por grupo
	HCl 0,5 M
	20 mL por grupo
	NaOH 0,5N
	20 mL por grupo
	Solução de aminoácido
	20mL por grupo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	pHmetro
	 2 por bancada
	Barra magnética e placa agitadora
	 2 por bancada
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação 
Construir o gráfico de pH da solução versus volume de NaOH/HCl adicionado (em gotas)
Verificar a presença de patamar indicandoefeito tamponante. Discutir o caráter tampão da albumina sanguínea.
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Detecção de aminoácidos e proteínas em solução por meio de reações de coloração 
	AULA 2
ROTEIRO 2
OBJETIVO:
Relembrar a fórmula geral dos aminoácidos.
Relembrar a estrutura das proteínas, dando ênfase a estrutura primária (ligação peptídica).
Verificar as propriedades das proteínas e aminoácidos por reação colorimétrica diferencial.
PROCEDIMENTO: (O técnico do laboratório deve deixar preparada a solução de Biureto para uso)
Reação com Biureto:
Separar 8 tubos de ensaio e identificá-los de 1 a 8
Adicionar ao tubo 1 (tubo branco) o volume de 2ml do reativo do Biureto + 1 ml de água
Adicionar ao tubo 2 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1ml da solução de albumina 10%. 
Adicionar ao tubo 3 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml da solução de aminoácido glicina 1%. 
Adicionar ao tubo 4 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml de leite sem ferver
Adicionar ao tubo 5 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml de leite fervido
Adicionar ao tubo 6 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml de amido 1%
Adicionar ao tubo 7 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml de óleo de cozinha
Adicionar ao tubo 8 o volume de 1ml do reativo do Biureto + 1 ml de suco de fruta
Anote em quais tubos se detectou a presença de proteínas. A presença das mesmas poderá ser notada pela coloração arroxeada nos respectivos tubos
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Solução de proteínas 10% (ovoalbumina em solução salina 10%)
	5 ml por grupo
	Reagente do Biureto (CuSO4 em solução alcalina)
	18 mL por grupo
	Solução de glicina 1% 
	5 ml por grupo
	Pipetas graduadas 2mL, 5mL, 10mL com Pêra (protopipetador)
	5-8 de cada por grupo
	Becker 
	1 por grupo
	Solução de amido 1% em água
	5 ml por grupo
	Suco de fruta 
	5 ml por grupo
	Óleo de cozinha 
	5 ml por grupo
	Leite
	5 ml por grupo
	Garra (pinça de madeira) para tubos
	 1 por grupo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Banho Maria fervente
	1-2 para classe
	Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen
	1 conjunto por grupo
	Estante para tubos 
	1 por grupo 
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação 
1 - Os resultados da utilização do método de Biureto na detecção das proteínas da clara do ovo cru seriam semelhantes ao do ovo cozido? Justifique.
2 - É possível também detectar aminoácidos livres através desse mesmo teste (Biureto)? Justifique.
3 – Como se explica o aparecimento de cor no experimento realizado? Haja visto que o íon metálico Cu+ não apresenta a formação de compostos coloridos, pois ao analisar a sua distribuição eletrônica [Ar]3d10 o mesmo já possui o orbital d completo e estável, não havendo assim transição eletrônica. Por isso, não há absorção dos comprimentos de onda da luz branca e todos esses comprimentos de onda que compõem a luz branca são refletidos, sendo incolores os seus compostos por conta desse fato.
4- Sabendo-se que um peptídeo apresenta seguintes os aminoácidos em sequência Gly-Ala-Cys, esboce o peptídeo. A inversão da ordem dos aminoácidos no peptídeo (Cys-Ala-Gly) altera a molécula? Por quê?
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Desnaturação proteica 
	AULA 3
ROTEIRO 1
OBJETIVO:
Verificar a alteração de solubilidade de proteínas em presença de soluções salinas e solventes orgânicos;
Verificar e relembrar situações desnaturantes
PROCEDIMENTO:
1. Ação da temperatura nas proteínas: 
A) Em um tubo de ensaio colocar 2ml de solução de ovoalbumina a 10% e com auxílio de uma pinça colocá-lo sobre o bico de Bunsen ferver até a fervura (anotar o resultado).
2. Ação do pH nas proteínas: 
A) Em um tubo de ensaio colocar 2ml de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2ml de HCl 5M. (Anotar o resultado).
B) Em outro tubo de ensaio colocar 2ml de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2ml de HCl 0,5M. (Anotar o resultado).
3. Ação de solventes orgânicos sobre as proteínas 
A) Em um tubo de ensaio colocar 2ml de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2ml de etanol gelado (Anotar o resultado).
4.Ação de sais sobre as proteínas: 
A) Em um tubo de ensaio colocar 2ml de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 2 ml da solução saturada de sulfato de amônio. (Anotar o resultado).
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	HCl 5M
	2 ml por grupo
	Solução saturada de sulfato de amônio (NH4)2 SO4.
	2 ml por grupo
	Etanol gelado
	2 ml por grupo
	NaOH 5M
	2 ml por grupo
	Solução de proteínas 10% (ovoalbumina em solução salina 10%)
	10 ml por grupo
	Pipetas graduadas 2mL, 5mL, 10mL com pêra (protopipetador)
	5-8 de cada por grupo
	Becker 
	2 por grupo
	Garra (pinça de madeira) para tubos
	 1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação 
1 - Analise a figura a seguir que mostra a mudança da estrutura terciária de uma proteína enzimática, pela modificação das condições às quais ela está exposta.
	
	
Esta mudança é chamada de 
a) saturação e pode ser causada pela alteração do pH do meio. 
b) renaturação e pode ser causada pela alteração da temperatura do meio. 
c) saponifização e pode ser causada pela alteração de pH do meio. 
d) floculação e pode ser causada pela mudança de densidade do meio. 
e) desnaturação e pode ser causada pela alteração de temperatura do meio.
2 - Logo após a colheita, os grãos de milho apresentam sabor adocicado, devido à presença de grandes quantidades de açúcar em seu interior. O milho estocado e vendido nos mercados não tem mais esse sabor, pois cerca de metade do açúcar já foi convertida em amido por meio de reações enzimáticas. No entanto, se o milho for, logo após a colheita, mergulhado em água fervente, resfriado e mantido num congelador, o sabor adocicado é preservado. Por que esse procedimento preserva o sabor adocicado dos grãos de milho?
3- Qual a diferença (para o nosso corpo) se tomarmos leite direto da caixa longa vida e leite fervido? E o que diz a respeito ao leite propriamente dito, o que mudou?
4- Sabe-se que quando se coloca gotas de limão no leite aparece o coalho. Qual a possível explicação? Relacione com a digestão de proteínas pelo estômago. Explicar porque a enzima pepsina (que é responsável pela digestão, junto com o HCl) não se comporta como as proteínas que se submetem a digestão no estômago.
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Atividade enzimática 
	AULA 3
ROTEIRO 2
OBJETIVO:
Esta atividade prática tem por objetivo discutir e evidenciar a importância das enzimas sobretudo nos processos digestivos.
PROCEDIMENTO 1 – Atividade Enzimática de Extratos Vegetais:
1) Preparar a gelatina conforme as instruções da embalagem. 
2) Preparar os extratos das frutas previamente picadas (o abacaxi sem casca, o mamão com casca e a fruta regional escolhida de acordo com a indicação popular de uso, isto é, com ou sem a casca) utilizando o liquidificador e um pouco de água
3) Peneirar os extratos (pode ser com gaze).
4) Numerar os tubos de ensaio de 1 a 4 e preparar a sequência de tubos de ensaios, conforme apresentado na tabela abaixo 
	Tubo
	Composição
	Teste
	1
	4 mL gelatina + 2 mL de água
	Controle
	2
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão
	Mamão
	3
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi
	Abacaxi
	4
	4 mL gelatina + 2 mL de extrato da fruta regional
	Fruta regional
5) Colocar os tubos no freezer até que o tubo 1 (controle) gelifique. Isso deverá ocorrer após alguns minutos. A ocorrência ou não da proteólise será avaliada por meio da gelificação. Após um banho de gelo de alguns minutos (o suficiente para ocorrer a gelificação do controle - tubo 1), incline os tubos ligeiramente para verificar a viscosidadedo meio em cada um deles.
6) Observar os tubos e anotar na tabela apropriada os resultados positivos e negativos para a gelificação dos tubos.
PROCEDIMENTO 2 – Atividade Enzimática da Saliva (Importância da Amilase Salivar):
1) Coletar saliva em um Becker e diluir com água destilada (se for necessário, filtrar em gaze)
2) Em outro Becker adicionar 20 ml de amido a 1% colocar aproximadamente 1,0 ml de saliva diluída.
3) Identificar 6 tubos de ensaio, como segue: T0, T1, T2, T3, T4, T5 e T6 e em cada tubo adicionar 1 gota de Lugol
4) Homogeneizar o Becker (com o preparado descrito no item 2) e retirar alíquotas de 1ml a cada 1 minuto (a contar do tempo zero), até 5 minutos transferindo cada alíquota para um dos tubos identificados acima (totalizando 6 tubos) 
Se possível verificar o aparecimento de dextrinas nos tubos mediante a coloração:
Amido (azul) – amilodextrina (roxo) – eritrodextrina (vermelho) – acrodextrina (incolor) – maltose (incolor) - glicose (incolor)
OBSERVAÇÃO: O professor deve fazer de forma demonstrativa, o mesmo experimento substituindo saliva por HCl 5M afim de comparar hidrólise ácida com ação enzimática
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Abacaxi
	1 unidade
	Mamão
	1 unidade
	Fruta regional
	 1 unidade
	Peneira ou gaze
	 1 por grupo
	Pó de gelatina
	1 por grupo 
	Tubos de ensaio
	4 por grupo
	Pipeta graduada de 10 ml
	1 por grupo
	Espátula
	1 por grupo
	Faca 
	1 por grupo
	Becker 50 ml
	1 por grupo
	Bastão de vidro
	1 por grupo
	Béquer de 500 ml
	1 por grupo
	Amido a 10%
	20 ml por grupo
	Lugol
	1 por bancada
	Gaze (se necessário)
	1 pcte por grupo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Bico de Bunsen
	1 por grupo
	Liquidificador
	1 unidade
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação
1 - As enzimas estão presentes em pequenas quantidades no organismo. Elas são moléculas extremamente específicas, atuando somente sobre um determinado composto e efetuam sempre o mesmo tipo de reação. Em relação às enzimas, foram feitas quatro afirmações: I. Enzimas são proteínas que atuam como catalisadores de reações químicas. II. Cada reação química que ocorre em um ser vivo, geralmente é catalisada por um tipo de enzima. III. A velocidade de uma reação enzimática independe de fatores como a temperatura e o pH do meio. IV. As enzimas sofrem um processo de desgaste durante a reação química da qual participam. São verdadeiras as afirmações: 
a) Apenas I e II. 
b) Apenas I e III. 
c) Apenas I, II e IV. 
d) Apenas III e IV. 
e) I, II, III e IV.
2 - Arquilino Pestana, professor de Biologia, após expor para seus alunos da 1ª série do ensino Médio o conteúdo referente a “Enzimas” – biocatalizadores de natureza proteica –, lhes propôs o seguinte questionamento: “Sabendo-se que os peroxissomos são organelas que contêm uma catalase – a peroxidase –, o que ocorrerá quando acrescentarmos aos recipientes abaixo, numerados de 1 a 3, peróxido de hidrogênio (H2O2 )?” 
Recipiente 1: carne cozida a 80 ºC por 1,5 horas e recém cortada em pequenos pedaços. 
Recipiente 2: carne descongelada e recém cortada em pequenos pedaços, após três dias de congelamento a –2 ºC. 
Recipiente 3: Solanum tuberosum (batata) recém cortada em pequenos pedaços, tendo sido mantida todo tempo em temperatura de 32ºC. 
Podemos afirmar que: 
I. No recipiente 1 não ocorrerá nenhuma alteração, pois as enzimas desnaturam em temperaturas superiores a 40ºC. 
II. Nos recipientes 1 e 2, nenhuma alteração será percebida, pois tanto temperaturas elevadas quanto baixas provocam inativação enzimática. 
III. No recipiente 2 ocorrerá um “borbulhamento” na superfície da carne, em decorrência da ação da peroxidase, promovendo a quebra do peróxido de hidrogênio em água e oxigênio, visto que temperaturas baixas apenas inativam as enzimas, sendo este um fenômeno reversível. 
IV. No recipiente 3 ocorrerá a seguinte reação: H2O2 → H2O + O, já que a 32ºC a peroxidase está em seu ótimo de temperatura. 
V. No recipiente 3 não ocorrerá qualquer tipo de reação, já que os peroxissomos são organelas típicas dos animais. 
Assinale a alternativa cuja(s) assertiva(s) é(são) correta(s). 
a) I, III e IV. 
b) II e IV. 
c) II, apenas. 
d) I, III e V. 
e) III, apenas.
3- Analisar a reação 2 (com amido) e explicar (se possível graficamente) o que ocorre com a velocidade enzimática quando:
a) não se dilui a saliva ou se coloca 4 ml de saliva na reação ao invés de 1,0 ml
b) quando se coloca mais amido (substrato)
c) quando se aumenta ou diminui a temperatura da reação
d) quando se aumenta ou diminui o pH da reação
	
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	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Determinação de açúcares em solução
	AULA 4
ROTEIRO 1
OBJETIVO:
Relembrar a estrutura de diferentes carboidratos monossacarídeos, dissacarídeos e polissacarídeos (ligação hemiacetal, hidroxila anomérica, ligação glicosídica).
Relembrar as funções e fontes destes carboidratos.
Diferenciar alguns carboidratos mediante reações específicas
PROCEDIMENTO:
1. TESTE DE BARFOED 
Separar dois tubos de ensaio e identifica-los com 1 e 2:
No tubo 1 adicionar 2mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 ml de glicose a 10%
No tubo 2 adicionar 2mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 ml de lactose a 10%
Aquecer à fervura em banho Maria de água durante 5 minutos. 
POSITIVO: Turvação ou precipitado avermelhado para monossacarídeos redutores. 
2. TESTE DO ESPELHO DE PRATA 
1) Colocar 1 ml da solução de nitrato de prata num tubo de ensaio bem lavado. 
2) Adicionar amônia diluída gota a gota com agitação até se dissolver o precipitado formado. 
3) Adicionar 0,5 ml da solução de glicose (amostra) e agitar. 
4) Aquecer num banho de água à temperatura de 70ºC durante 5 minutos. 
POSITIVO: Formação de um espelho de prata para açúcares redutores. 
3. TESTE DE FEHLING 
Separar dois tubos de ensaio e identifica-los com 1 e 2:
No tubo 1 adicionar 1 ml da solução de Fehling A e 1 ml da solução de Fehling B e 0,5 ml de glicose) 
No tubo 2 adicionar 1 lL da solução de Fehling A e 1 ml da solução de Fehling B e 0,5 ml de sacarose 
Misturar e aquecer à fervura num banho de água durante aproximadamente 5 minutos.
POSITIVO: Formação de um precipitado avermelhado para açúcares redutores. 
Lista de REAGENTES 
• Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição a 500 mL) 
• Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL) 
• Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v) 
• Amônia diluída (1:2) 
• Reagente de Barfoed (dissolução de 66 g de CuC4H6O4 – acetato de cobre (II) – em 10 mL de ácido acético glacial e em água e diluição a 1 L) 
• Solução 0,01 M em iodo e a 3 % (p/v) em iodeto de potássio 
• Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição a 500 mL) 
• Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL) 
• Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v) 
• Solução 0,01 M em iodo e a 3 % (p/v) em iodeto de potássio 
• Solução aquosa concentrada de iodeto de potássio (KI) contendo uma pequena quantidade de molibdato de sódio. 
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Pipetas graduadas 2mL, 5mL, 10mL com Pêra (protopipetador)
	5-8 de cada por grupo
	Tubos de ensaio
	15 por grupo
	estantes
	 1- 2 por grupo
	garra (pinça de madeira) para tubos
	 1 por grupo
	Soluções (reativos) para os experimentos
	
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Banho Maria fervente
	1-2 para classe
	Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen
	1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação
1 – O que significa poder redutor do açúcar? Como esse conceito foi aplicado à aula?
2 – Qualé a relação das ligações glicosídicas e o poder redutor do açúcar?
3 – Por que foi possível obter prata metálica na reação de formação do espelho de prata?
4- Analisar os açúcares abaixo e dizer quais seriam Barfoed positivo e Fehling positivo.
	
Instituto de Ciências da Saúde
	Curso: FARMÁCIA
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Lipídeos 
	AULA 4
ROTEIRO 2
OBJETIVO:
Relembrar a formula geral dos ácidos graxos e dos triglicerídeos
Relembrar a reatividade dos ácidos graxos: hidrogenação, halogenação e saponificação.
Verificar a hidrólise alcalina dos triglicerídeos
Formação de sabão insolúvel
Pesquisa de insaturações em óleos e gorduras (explicar a finalidade do Índice de Iodo)
 
PROCEDIMENTO: 
Parte I: Colocar um pedaço de manteiga (caso não tenha, pode-se usar 3 ml de óleo de soja) em um erlenmeyer de 125mL e adicionar 20mL de KOH 10% em álcool. (pode ser NaOH 10%) 
Aquecer em banho-maria durante aproximadamente 5 minutos. Verificar se a saponificação foi completa observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da mistura em água. Guardar a solução. 
Esquematizar a equação da reação ocorrida.
Parte II:
Separar três tubos de ensaio e identifica-los com 1, 2 e 3:
No tubo 1 adicionar 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de sódio 35% (NaCl 35%)
No tubo 2 adicionar 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução de cloreto de cálcio 10% (CaCl2 10%)
No tubo 3 adicionar 2 ml de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de ácido clorídrico 0,1N (HCl 0,1N) 
Se necessário, leve a mistura (sabão) obtida na parte I novamente ao banho-maria para dissolução. Misturar as reações por agitação
Esquematizar a reação.
Parte III:
 
Separar dois tubos de ensaio e identifica-los com 1 e 2:
No tubo 1 adicionar 5 ml de óleo de soja e 10 gotas de lugol
No tubo 2 adicionar 5 ml de margarina derretida e 10 gotas de lugol
Ferver os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada pelo lugol. Após resfriamento a temperatura ambiente, adicionar 3 gotas de solução de amido em cada tubo. 
ATENÇÃO: esse teste deve ser realizado com cuidado, pois a adição de uma quantidade de iodo que ultrapasse a capacidade de fixação pelo ácido graxo insaturado levará a iodo livre em solução, podendo ocasionar interpretação errônea. 
Observação: Como o amido é de difícil dissolução, proceder ao preparo dessa solução da seguinte maneira: misturar 1 g de amido com 10 ml de água. Derramar a pasta em um recipiente que contenha 100 ml de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A solução ganha maior estabilidade se for adicionada de 1g de ácido salicílico (1%).
Técnico: Preparo do reagente de lugol: 5 g de iodo + 10 g de iodeto de potássio (KI). Completar o volume para 100 ml com água destilada. Diluir 1:10 no momento da utilização.
	MATERIAIS
	QUANTIDADE
	Óleo de soja
	10 ml por grupo
	Tubo de ensaio
	6 por grupo
	Margarina e manteiga 
	5-20 g por grupo
	solução de amido 1%
	1 ml por grupo
	Lugol
	1 ml por grupo
	Pipeta Pasteur
	4 por grupo
	KOH 10% em álcool
	20 ml por grupo
	NaOH 10% (se necessitar)
	20 ml por grupo
	NaCl 35%
	1 ml por grupo
	CaCl2 10%
	1 ml por grupo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Banho Maria 
	1-2 para classe
	Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen
	1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividade de Fixação
1 – O que são reações de hidrogenação, halogenação e saponificação? Exemplifique.
2 – Qual é a relação da iodinação com as insaturações dos ácidos graxos. Explique
3- Esquematizar um ácido graxo de 18C saturados e dizer como seria se tivesse duplas entre os carbonos (lembrar que “n” ou “ω” indica a posição da primeira dupla ligação, com a contagem iniciando-se no carbono do grupo metil (CH3), localizado na extremidade oposta da carboxila).
a) 18:1 (ω−9) = 9-10 - Ácido oleico
b) 18:2 (ω−6) = 6-7, 9-10 - Ácido linoleico
c) 18:3 (ω−3) =3-4, 6-7, 9-10 Ácido linolênico
d) fazer um ácido graxo com 20C: 20:4 (w-6) = 6-7, 9-10, 12-13, 15-16 Ácido eicosatetraenoico ou ácido aracdônico)
4- Esquematizar um triglicerídeo (TG) com 3 ácido graxo com 10C (reação de esterificação) e a digestão dos TGs pela lipase.