Manual bovino - Andrológico e Patologias

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MANUAL 
 DE 
 ANDROLOGIA 
E CONGELAÇÃO DE 
SÊMEN BOVINO 
 
 
 
 
 
 
 
PROF. DR. FREDERICO OZANAM PAPA 
DOUTORANDO JOSÉ ANTONIO DELL’AQUA JR. 
 
 
 
 
 
 
 
2007 
 
 
PROF. DR. FREDERICO OZANAM PAPA 
DR. JOSÉ ANTONIO DELL’AQUA JR 
 
 2 
ÍNDICE 
 
 
1. ANATOMIA DO SISTEMA GENITAL MASCULINO BOVINO...................... 03 
 
2. ENDOCRINOLOGIA DA REPRODUÇÃO DO MACHO................................... 05 
 
3. PATOLOGIAS DO SISTEMA REPRODUTIVO DO TOURO............................ 07 
3.1. PÊNIS E PREPÚCIO........................................................................................... 07 
3.2. TESTÍCULOS...................................................................................................... 08 
3.3. CORDÃO ESPERMÁTICO E EPIDÍDIMO.................................................... 10 
3.4. GÂNDULAS ANEXAS........................................................................................ 10 
 
4. EXAME ANDROLÓGICO...................................................................................... 11 
4.1. INTRODUÇÃO.................................................................................................... 11 
4.2. MATERIAL NECESSÁRIO.............................................................................. 11 
4.3. SEQUÊNCIA DO EXAME................................................................................. 11 
4.4. COLHEITA DO SÊMEN.................................................................................... 13 
4.5. ANÁLISE DO SÊMEN........................................................................................ 14 
4.5.1. EXAMES IMEDIATOS............................................................................. 14 
4.5.2. EXAMES MEDIATOS.............................................................................. 15 
4.6. MODELO DE LAUDO DE EXAME ANDROLÓGICO................................. 23 
4.7. PADRÕES SEMINAIS PARA APROVAÇÃO DE TOUROS A MONTA 
NATURAL SEGUNDO O CBRA (COLÉGIO BRASILEIRO DE 
REPRODUÇÃO ANIMAL)................................................................................. 24 
4.8. COMO LAVRAR O LAUDO............................................................................. 24 
 
5. CONGELAÇÃO DE SÊMEN................................................................................... 25 
5.1. INTRODUÇÃO.................................................................................................... 25 
5.2. MATERIAL NECESSÁRIO............................................................................... 25 
5.3. SEQUÊNCIA PARA CONGELAÇÃO.............................................................. 25 
5.4. LAUDO PARA SÊMEN CONGELADO........................................................... 31 
5.5. PROVAS LABORATORIAIS DE INTEGRIDADE DA MEMBRANA 
PLSMÁTICA...................................................................................................... 31 
 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS..................................................................................... 32 
 
7. LITERATURA CONSULTADA............................................................................... 32 
 
 
 
 
 3 
1. ANATOMIA DO SISTEMA GENITAL MASCULINO 
BOVINO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1) Ureter 
2) Testículo (t) 
3) Epidídimo 
4) Ducto deferente (dd) 
5) Bexiga 
6) Glândula vesicular (vg) 
7) Ampola do ducto deferente (a) 
8) Corpo da próstata (pg) 
9) Glândula bulbo-uretral (bu) 
10) Flexura sigmóide do pênis (sf) 
11) Glande do pênis (fe) 
12) Isquiocavernoso 
13) Músculo retrator do pênis (rp) 
 
Reto (r) 
Pedúnculo do pênis (cp) 
Cabeça do epidídimo (cap. e) 
Cauda do epidídimo (caud. e) 
Escroto (s) 
 
 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 1) Bexiga urinária 
 2) Lig. lateral bexiga 
 3) Prega urogenital 
 4) Ducto deferente 
 5) Ureter 
 6) Ampola do ducto deferente 
 7) Glândula vesicular 
 8) Próstata 
 9) Parte pélvica da uretra e m. uretral 
 10) Glândula bulbo-uretral 
 11) m. bulboesponjoso 
1) Funículo espermático 
2) Cabeça do epidídimo 
3) Corpo do epidídimo 
4) Cauda do epidídimo 
5) Testículo 
6) Ducto deferente 
7) Mesórquio proximal 
8) Mesórquio distal 
9) Ligamento da cauda epidídimo 
10) Parte marginal da artéria test. 
11) Bordo escrotal 
 
 5 
2. ENDOCRINOLOGIA DA REPRODUÇÃO DO 
MACHO 
 
Para que os testículos possam produzir espermatozóides de maneira contínua é 
necessário que o eixo hipotálamo – hipófise – gônadas, esteja em sincronia, de tal forma 
que os hormônios envolvidos para esta finalidade sejam liberados em quantidades 
adequadas. 
O hipotálamo é uma região cerebral localizada no diencéfalo, responsável pela 
liberação de GnRH. Este hormônio peptídico via sistema porta hiposisário vai até a 
hipófise, onde é reconhecido pelas células lá presentes desencadeando a secreção das 
gonadotrofinas (FSH e LH) que através da corrente sangüínea se dirigem até os testículos, 
resultando na produção de esteróides (estrógeno e testosterona), que participam da 
formação dos espermatozóides. 
Os hormônios envolvidos na reprodução são liberados através de retroalimentação 
positiva ou negativa, conforme a necessidade. Sua produção é estimulada ou inibida, de 
maneira a se manter concentrações adequadas para a plena produção espermática. 
Nos testículos há a presença de dois tipos de células: as células de Leydig que 
produzem testosterona pelo estímulo do LH, testosterona esta que é “ligada” por uma 
proteína ligadora de andrógenos (ABP) a luz das células de Sértoli (estimulada pelo FSH) 
produtoras da ABP e responsáveis pela espermatogênese. 
Conforme há um aumento das concentrações de testosterona circulante, ocorre 
uma retroalimentação negativa ao nível do hipotálamo resultando numa diminuição dos 
pulsos de liberação de GnRH desencadeando uma menor liberação de gonadotrofina (LH) 
que diminui a produção de testosterona pelos testículos. Quando existe a necessidade de 
uma maior produção deste hormônio ocorre uma retroalimentação positiva e os níveis 
testosterona são novamente restabelecidos. 
Outro hormônio que participa dos processos de regulação da secreção de GnRH é 
a inibina produzida pelas células de Sértoli, ela promove uma maior ou menor liberação dos 
pulsos de GnRH que diminuem ou aumentam a secreção do FSH afetando a produção da 
ABP e da própria inibina. 
É de grande importância o conhecimento deste mecanismo para um bom 
diagnóstico de alterações reprodutivas que possam vir a afetar o macho prejudicando sua 
qualidade espermática. 
Segue adiante o esquema do eixo hipotálamo - hipófise – gônadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 6 
 
 
 
 
 
 7 
3. PATOLOGIAS DO SISTEMA REPRODUTIVO DO 
TOURO 
 
3.1. PÊNIS E PREPÚCIO 
 
Fimose 
 
Incapacidade de expor o pênis comumente podendo ser congênito ou adquirido, 
por traumas ou infecções. Tratamento: cirúrgico, aumento do diâmetro do óstio prepucial. 
 
Parafimose 
 
Dificuldade de retração do pênis, principalmente devido a lesões de medula, raiva, 
lesões do músculo retrator do pênis, estenose. Tratamento: limpeza de lesões no pênis, 
compressas de água fria. 
 
Acrobustite 
 
Prolapso da mucosa prepucial, ocorrência maior em touro de prepúcio longo por 
traumas (Bos taurus indicus). Tratamento: cirúrgico. 
 
 
Balanopostite 
 
Inflamação do pênis (balanite) e prepúcio (postite), freqüentemente ocorrem 
simultaneamente balanopostite. Agentes causadores: Herpesvírus1 do bovino, 
Campylobacter fetus, Actimomyces, Mycobacterium bovis, Pseudomonas aeroginosa, 
IBR/IPV, Tricomonas fetus, Habronemose, lesões parasitárias (miíases) ou também por 
traumatismos. Tratamento: retirada da causa, tratamento antibacteriano (infecções 
secundárias) com antibióticos sistêmicos de eliminação pela urina, ivermectinina (infecções 
parasitárias), Organo-fosforado (habronemose). 
 
Hematoma peniano 
 
Geralmente devido à ruptura da túnica albugínea, por traumas no momento da 
cópula, freqüentemente o hematoma ocorre no dorso do pênis, a identificação da patologia 
é dada pela inspeção e palpação. Tratamento: o tempo de recuperação esta diretamente 
envolvido com a evolução do quadro, utilização de pomadas iodo-iodetadas, ducha, punção 
(aderências). 
 
 
 
 
 8 
Desvios do pênis 
 
Em espiral, desvio ventral e pênis duplo, que são patologias congênitas de difícil 
correção. Fistulas peniana e persistência do frênulo intervenção cirúrgica. 
 
 
Urolitíase 
 
Obstrução da uretra por cálculos, local de eleição “s” peniano. Tratamento: 
cirúrgico (uretrostomia). 
 
Fibropapilomas 
 
Acomete mais animais jovens (baixa resistência). Tratamento: remoção cirúrgica. 
 
Edema prepucial 
 
Traumatismos em animais de prepúcio longo, picada de insetos ou ofídios. 
Tratamento: baseado nos agentes causadores. 
 
Laceração prepucial 
 
Lesões traumáticas no prepúcio, dependendo da extensão e tempo de evolução 
sutura com plastia local almejando evitar alterações no óstio prepucial, se o tempo de 
evolução for maior que 24 hs, ferida já contaminada, tratamento tópico (limpeza, agentes 
desinfetantes, ducha e repelentes), cicatrização por segunda intenção. 
 
 
3.2. TESTÍCULOS 
 
Degeneração testicular 
 
Condição adquirida decorrente de fatores que afetam a homeostase testicular. 
Muitos deles envolvendo a termorregulação, o processo de degeneração é classificado em 
graus I, II e III, quanto maior o grau maior a severidade da patologia, quase sempre se a 
causa for retirada o prognóstico é bom a não ser nos casos onde já houve perda de massa 
testicular e formação de tecido conjuntivo. Tratamento: retirada da causa quando possível. 
 
Hipoplasia e aplasia testicular 
 
A aplasia testicular é a ausência de um ou dos dois testículos é de rara incidência. 
Já a hipoplasia (diminuição do tamanho testicular) uni ou bilateral é mais comumente 
encontrada. Ambas patologias são de origem genética, causada por um gene recessivo de 
 9 
penetrância incompleta. Tratamento: não há, por se tratar de uma patologia de origem 
genética deve-se afastar o animal da reprodução. 
Para se diferenciar um quadro de hipoplasia testicular de uma degeneração 
necessita-se de uma anamnese bem detalhada. Nos casos de degeneração os testículos 
tinham tamanhos normais e posteriormente apresentaram alterações de tamanho e 
consistência, já nas hipoplasias sempre foram pequenos. 
 
Orquite 
 
Freqüentemente causada por uma infecção ou traumatismo. Agudo: aparecimento 
súbito, presença de aumento de temperatura local, dor, aumento de volume, perda da 
função, animal se locomove pouco e com as pernas abertas. Causas infecciosas mais 
comuns nos bovinos são: Brucella abortus, Mycobacterium tubercolosis, Actinomyces 
pyogenes (anteriormente Corynebacterium pyogenes), Nocardia farcinica, Herpesvírus III 
dos bovinos (IBR/IPV) e outros microorganismos. Tratamento: ducha, antiinflamatório 
sistêmico, antibioticoterapia (após cultura e antibiograma). Crônico: aumento de volume, 
alteração da consistência e perda da característica de dor acentuada. Tratamento: igual ao 
anterior. 
 
Neoplasias testiculares 
 
Os tumores testiculares são raros nos bovinos, os que já foram diagnosticados em 
touros foram os seminomas (de células germinativas) benignos nesta espécie, Tumores das 
células intersticiais (células de Leydig) e os tumores das células de Sértoli, descritos em 
bezerros recém-nascidos ou jovens podendo ser resultado de embriogênese prejudicada. 
Tratamento: quando unilateral retirada do testículo afetado e bilateralmente utilização do 
animal até que este esteja sendo viável para reprodução. 
 
Hérnia inguino-escrotal 
 
Presença de conteúdo abdominal na bolsa escrotal pode haver presença alças sem 
prejuízo com o trânsito intestinal, entretanto o anel pode se estreitar e levar a um 
encarceramento destas alças. Tratamento: cirúrgico. 
 
Rotação testicular 
 
Posicionamento ligeiramente diferente do normal, verificado através do eixo maior 
do testículo, normalmente o testículo se localiza lateralmente nesta enfermidade. 
Tratamento: Depende do grau de rotação, desde não precisar intervir, reposicionamento do 
testículo com utilização de sedação ou até procedimento cirúrgico. 
 
 
 
 
 
 10
3.3. CORDÃO ESPERMÁTICO E EPIDÍDIMO 
 
Varicocele 
 
Formação de varizes (dilatações vasculares), no plexo pampiniforme (artéria e veia 
testicular + ducto deferente). Tratamento: Unilateral: remoção do lado afetado, bilateral: 
remoção cirúrgica da varicocele (técnica realizada até hoje apenas em humanos). 
 
Granuloma espermático 
 
Principalmente em ductos deferentes, desencadeando processos imunes, 
antigenicidade. Tratamento: manual (tentar desfazer o granuloma) ou cirúrgico (ambos sem 
muito sucesso). 
 
Estases espermáticas 
 
Obstruções parciais ou totais do ducto deferente ou do epidídimo, causado 
geralmente por traumas, inflamações ou hereditário (primeiros anos de vida são férteis 
depois se tornam estéreis). Tratamento: colheitas sucessivas tentando eliminar o conteúdo 
parado, usualmente sem sucesso. 
 
Epididimites 
 
Podem se apresentar de origem traumática ou infecciosa. Agentes comuns 
envolvidos na inflamação do epidídimo: Brucella abortus, Actinobacillus seminis e 
Actinomyces pyogenes entre outros. O ejaculado apresenta células inflamatórias. 
Tratamento: cultura e antibiograma do sêmen para escolha de antibiótico específico, o 
protocolo de administração deve-se perdurar por 1 a 2 semanas após o desaparecimento de 
células inflamatórias no ejaculado, caso for unilateral pode-se optar pela castração do lado 
afetado. 
 
3.4. GLÂNDULAS ANEXAS 
 
Vesiculite 
 
A inflamação da vesícula seminal é mais rotineiramente encontrada em animais 
jovens relacionado a monta em outros tourinhos, ocorrendo a contaminação fecal via 
ascendente. Diversos agentes já foram isolados nos casos de vesiculite tais como: A. 
pyogenes, B. abotus, M. tuberculosis, micoplasmas, ureaplasmas, entre outros. O ejaculado 
de animais afetados pode se apresentar amarelado, de aspecto denso e com volume 
aumentado. Tratamento: antibióticos lipossolúveis com pKa elevado, eritromicina e 
trimetopim, os aminoglicosídeos são ineficazes, pode-se também optar-se pela remoção 
cirúrgica da glândula. 
 11
 
4. EXAME ANDROLÓGICO 
 
4.1. INTRODUÇÃO 
 
O exame andrológico reflete as atuais condições reprodutivas de um macho. O 
potencial reprodutivo do animal deve ser verificado sempre quando este for para 
exposições, antes de iniciar uma estação de monta, diagnóstico de sub ou infertilidade, 
ocorrência da puberdade, destinado a criopreservação de sêmen, etc. 
A avaliação destina-se a observação das condições semiológicas, bem como as 
condições de sanidade, alterações genéticas, saúde geral, deficiências na cópula 
(impotência coeundi), alterações do sistema genital e problemas espermáticos (impotência 
generandi). 
O laudo de um exame andrológico, nunca é definitivo (para o resto da vida 
reprodutiva), sempre se deve levar em consideração que o animal logo após o exame pode 
vir a sofrer de alguma patologia que o leve a depreciações em sua qualidade espermática, 
assim sendo nunca emitido com uma validade maior que 60 dias (tempo em que ocorre a 
espermatogênese mais o trânsito epididimário). 
 
 
4.2. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
A) ficha para anotações + caneta 
B) paquímetro 
C) fita métrica 
D) eletro ejaculador (extensão elétrica) ou vaginaartificial 
E) copo coletor (completo) 
F) luva de palpação 
G) microscópio 
H) mesa aquecedora (37°C) 
I) banho maria 
J) lâminas e lamínulas 
K) câmara de Neubauer 
L) vidraria (proveta de 100ml, tubo de ensaio, becker) 
M) pipeta de Sahli ou micropipeta de 20µl 
N) corantes para patologia espermática ou formol salina 
 
 
4.3. SEQÜÊNCIA DO EXAME 
 
A) Identificação do animal: 
• Nome, registro, idade, raça. 
 
 12
B) Identificação do proprietário: 
• Nome, endereço, telefone, nome da propriedade. 
 
C) Exame do animal: 
• Anamnese (animal estabulado ou a campo, quanto tempo sem cobrir, doenças 
anteriores, medicamentos aplicados, etc.) 
• Geral (verificação dos parâmetros respiratório, cardíaco, digestivo, aprumos, 
sensibilidade na coluna, etc.) 
 
• Sistema reprodutivo (padrões normais) 
 
1. Prepúcio – verificar comprimento, exposição da mucosa (desenvolvimento de 
acrobustite), diâmetro do óstio (Fimose, Parafimose). 
 
2. Pênis – sem nenhuma alteração, escaras, edema, hematoma, forma, persistência do 
frênulo. 
 
3. Glândulas anexas – Palpação retal (esvazia-se bem o reto do animal). Vesículas 
seminais: são lobuladas, bilaterais, aproximadamente medindo 15x4cm (variando com a 
idade), sem dor a palpação; Próstata: localizada centralmente (palpa-se o corpo), sem 
dor a palpação; Ampolas: bilaterais, ligeiramente à frente das vesículas seminais, sem 
presença de grumos, sem alteração dolorosa, espessura variando de um lápis a um dedo; 
Glândulas bulbo-uretrais: condição normal não é palpável. 
 
4. Testículos e Bolsa escrotal – Observa-se bem o escroto, se não há feridas, bernes, 
edema, varicocele (dilatações vasculares), então se palpa os testículos que no bovino 
tem a forma ovóide, posicionamento vertical em relação ao animal, devem ter 
mobilidade dentro da bolsa, ausência de dor a palpação, apresentar simetria, 
consistência fibroelástica (semelhante a do músculo bíceps em contração); 
Mensurações: Circunferência escrotal (realizada na linha média entre a porção mais 
cranial e a mais distal do testículo) – Tabelas 1 e 2; Medidas individuais de cada 
testículo demonstram com maior exatidão a verdadeira massa testicular, devendo ser 
realizadas com o auxílio de um paquímetro: Comprimento = da região do polo proximal 
até a porção mais distal do testículo (variando de 10 a 16cm); Largura = entre a porção 
mais lateral e a mais medial (variando de 4 a 8 cm); Espessura = entre a região cranial e 
distal na porção média do testículo (variando de 4 a 8 cm). 
 
Tabela 1 – Classificação de touros Bos taurus taurus baseada no perímetro escrotal (cm) 
IDADE (MESES) MUITO BOM BOM QUESTIONÁVEL 
12-14 >35 30-35 <30 
15-20 >37 31-37 <31 
21-30 >39 32-39 <32 
ACIMA 30 >40 33-40 <33 
• Beef Improvement Federation, (1994) 
 
 13
 
 
 
Tabela 2 – Classificação andrológica de touros Bos taurus indicus baseada perímetro 
escrotal (cm) 
IDADE 
(MESES) 
EXCELENTE MUITO BOM BOM QUESTIONÁVEL 
7 a <12 21,0 19,5<21,0 17,5<19,5 <17 
12 a <18 26,0 24,0<26,0 21,5<24,0 <21,5 
18 a<24 31,5 28,5<31,5 26,0<28,5 <26,0 
24 a <36 35,0 32,0<35,0 29,0<32,0 <29,0 
36 a <48 37,0 33,5<37,0 30,5<33,5 <30,5 
>48 39,0 36,0<39,0 33,0<36,0 <33,0 
Acima 60 >38 36-38 33-<36 <33 
• FONSECA et al. (1997) 
 
5. Epidídimos – Devem ser palpados verificando sua presença, sensibilidade e forma 
(cabeça – capa acoplada ao polo apical; corpo – como uma fita localizada na face 
medial dos testículos e cauda – geralmente bem definida na região distal dos testículos, 
apresentando consistência fibro-elástica de tamanho variando de 1x1 a 3x3, conforme 
idade do animal e freqüência de ejaculados. 
 
 
4.4. COLHEITA DO SÊMEN 
 
A colheita do sêmen pode ser efetuada basicamente por auxílio de vagina artificial, 
onde o animal deve ter um condicionamento prévio para que este monte em uma vaca em 
cio ou em manequim na presença do responsável pela colheita, esta metodologia é a que dá 
um ejaculado para análise com as características ideais, entretanto na maioria das vezes 
tem-se que optar pela eletro-ejaculação, onde o ejaculado é obtido por estímulos elétricos 
sobre suas glândulas anexas, nesta situação a amostra obtida pode não se enquadrar dentro 
dos padrões normais esperados pela espécie, assim sendo a interpretação do exame deve ser 
ponderada, para não se reprovar touros aptos a reprodução que não atingiram os índices 
estipulados. 
 
• Colheita com vagina artificial: a vagina artificial é composta de um tubo rígido, com 
uma válvula para introdução de ar, uma mucosa de látex, um copo coletor protegido 
de luz e alterações de temperatura. A vagina deve ser cheia com água quente a 42-
45°C e insuflada para apresentar uma pressão entre as paredes da mucosa. O animal 
condicionado saltando sobre o manequim, deve ter o pênis desviado segurando-se 
pelo prepúcio e direcionado até a extremidade da vagina artificial, apenas com um 
leve contato do pênis com a mucosa (sem introdução completa) o touro desencadeia a 
ejaculação que é diagnosticada com um salto do animal para frente. 
 
 14
• Colheita com eletro-ejaculador: com o animal devidamente contido em um tronco, 
estimula-se a micção, esvazia-se todo seu conteúdo retal, onde será introduzida a 
probe. Começa-se com estímulos de baixa intensidade mantendo-os por 
aproximadamente 5 segundos, então gradualmente vai se repetindo a operação com 
estímulos mais fortes pelos mesmos 5 segundos, até que o animal comece a 
desencadear a ejaculação. Alguns animais podem não ejacular desta maneira, então 
se começa de novo com estímulos com duração mais curta (2 segundos) aumentando-
se também gradualmente a intensidade. 
 
 
4.5. ANÁLISE DO SÊMEN 
 
4.5.1. EXAMES IMEDIATOS 
 
Logo após a colheita do sêmen deve-se registrar as características do ejaculado 
(sempre levar em consideração o método de colheita vagina artificial ou eletro-ejaculação) 
 
• Volume = Vagina artificial (3 a 5ml); eletro-ejaculador (variável) 
• Cor = desde branco acizentado até um amarelo citrino 
• Densidade = Varia do tipo aquoso até leitoso (cremoso) – diretamente 
relacionado com a concentração espermática 
• Odor = “Suis-generis” 
• Motilidade espermática = Se faz uma pequena gota de sêmen entre lâmina e 
lamínula aquecidas a 37°C e realiza-se a visualização em microscópio com 
aumento de 200 vezes. A motilidade espermática é analisada segundo uma 
escala de porcentagem variando de 0 a 100% (número em porcentagem de 
células que estão se movimentando) Caso a amostra esteja muito concentrada 
deve-se realizar uma diluição em meio diluidor (por ex. meio I do glicina 
gema), esta diluição pode ser 1:1 ou 1:2, sêmen:diluidor, dependendo da 
concentração da amostra. (Motilidade ideal ≥ 70%) 
• Vigor espermático = Concomitantemente com a motilidade espermática se 
avalia o vigor espermático na escala de 0 a 5 (velocidade com que o 
espermatozóide se desloca, quanto maior a velocidade maior o valor). 
(Vigor ideal ≥ 3) 
• Turbilhonamento = Nos bovinos outro método utilizado para avaliação da 
quantidade de espermatozóides móveis no ejaculado é o turbilhonamento 
(movimento de massa), onde se coloca uma gota espessa sobre uma lâmina 
aquecida e observam-se imagens semelhantes a ondas, refletindo a 
movimentação e a concentração de espermatozóides do ejaculado. O 
turbilhonamento é definido numa escala de cruzes (+), conforme sua presença 
e intensidade; ausente ( ), uma (+), duas (++), três (+++) ou quatro 
(++++).(ideal ≥ +++) 
 
 
 15
4.5.2. EXAMES MEDIATOS 
 
São realizados no momento da colheita, entretanto podem ser analisados posteriormente. 
 
Concentração espermática = Retira-se do volume ejaculado uma alíquota de 20µl 
utilizando-se uma pipeta de Sahli ou micropipeta e coloca-se em um tubo de ensaio 
contendo 4ml de água, ou seja, diluição 1:200. Após boa homogeneização, monta-se uma 
Câmara de Neubauer (ver figura abaixo), preenchendo seus 2 retículos, conta-se todos os 
espermatozóides presentes em 5 quadrados de cada retículo (vide exemplo), sendo que a 
variaçãoentre cada uma dos lados da câmara (retículos) não pode ser maior que 10% (se 
for maior repete-se a operação), então tira-se a média aritmética, o valor encontrado é 
representado pela letra (n). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 16
 
 
A concentração espermática média para um touro adulto coletado na vagina 
artificial é de 800x106 a 1200x106 espermatozóides por ml, quando se utiliza o 
eletroejaculador a concentração espermática é muito variável, depende muito da quantidade 
de líquido pré-seminal que é coletada (bom senso do técnico para interpretar a concentração 
obtida). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ex:. De um dos lados da Câmara de Neubauer 
 
Neste exemplo temos 12 espermatozóides azuis que deverão ser contados para 
efeito de calculo, os mesmos localizam-se nos quadrados cinzas e sobre as linhas azuis, 
relativos ao cinco quadrados representados, levando-se em consideração o posicionamento 
4
3
2
= 
 17
da cabeça. Espermatozóides que apresentam apenas a cauda dentro do quadrado não são 
contados. 
 
Após a contagem das células espermáticas, colocamos o resultado (n), na seguinte 
fórmula para cálculo da concentração espermática. 
 
 Concentração espermática = espermatozóides/mm3
 
 
 
 
 
n = Número médio de células contadas nos dois lados da Câmara de Neubauer 
 
 = Altura entre a lamínula e a Câmara de Neubauer em mm 
 
5 x = 5 quadrados contados x a área do quadrado mm2 
 
 = Diluição realizada (20µl de sêmen em 4ml de água) 
 
O resultado encontrado é referente a concentração de espermatozóides do 
ejaculado por mm3, para converter esse dado para ml, basta multiplicá-lo por 103 (1000). 
 
Exemplo: Foram contadas 100 células de um lado câmara (em cinco quadrados) e 
104 células do outro lado (variação entre os lados menor que 10%), tira-se a média 
aritmética, o n = 102 (espermatozóides), colocando-se na fórmula, temos: 
 
 
Concentração espermática = , resolvendo a equação 
 
 
 
 
 
Concentração espermática = 1.020 x 103 espermatozóides por mm3, convertendo 
para ml (x103), a concentração espermática desse touro foi de 1.020 x 106 espermatozóides 
por ml. 
“Dica” Sempre que a diluição efetuada for de 1/200, basta multiplicar o (n), por 
107 e tem-se direto a concentração por ml. No exemplo passado n = (102) multiplicado por 
107, tem-se 1.020 x 106 espermatozóides por ml. 
 
1 
10 
x 
5 
25 
x 
1 
200 
n 
1 
10 
1 
200 
1 
10 
x 
5 
25 
x 
1 
200 
102 
1 
25 
1 
25 
 18
 
Patologia espermática = Existem duas possibilidades para verificação da patologia 
espermática, diluindo-se duas ou três gotas do sêmen em 1 ml de Formol Salina, 
homogeneiza-se bem, coloca-se uma gota em uma lâmina recobre-se com uma lamínula e 
observa-se em microscopia de contrate de fase aumento de 1000x (imersão), ou colocando-
se uma gota de sêmen em uma lâmina e realizando-se um esfregaço, fixa-se o esfregaço em 
metanol e cora-se a lâmina com corantes Ex:. Karras modificado por Papa et al (1998) (1 
min Rosa Bengala lava-se a lâmina em água corrente fraca, então se põe 1 min no Tanino 
lava-se novamente e 30 segundos no Azul Vitória, lava-se a lâmina, deixa secar, observa-se 
em microscopia óptica aumento de 1000x). Tanto pelo método do Formol Salino como pela 
coloração modificada de Karras, conta-se 200 células, percorrendo a lâmina de forma 
homogênea como mostra o esquema abaixo e classificando os espermatozóides conforme 
suas patologias, obtendo no final a porcentagem de espermatozóides normais e de cada 
patologia. 
 
 Esquema de como se deve percorrer a lâmina para leitura de patologia 
espermática. 
 
 
 
 
 
 
 
 
As patologias espermáticas são divididas em Defeitos Maiores, relacionados com a 
infertilidade e Defeitos Menores não interferem diretamente sobre a fertilidade. 
 
• Defeitos Maiores 
 
1. Acrossomo: 
2. Patologia da cabeça: 
Subdesenvolvida .............................................................. 
Isolada patológica ............................................................ 
Estreita na base................................................................ 
Piriforme.......................................................................... 
Pequena anormal ............................................................. 
Contorno anormal ............................................................ 
“Pouch formation” ........................................................... 
3. Gota proximal: 
4. Formas teratológicas: 
5. Defeito de peça intermediária: 
(Desfibrilação, fratura, edema, pseudogota) ........................ 
6. Patologia da cauda: 
 Fortemente dobrada ou enrolada......................................... 
 Dobrada com gota.............................................................. 
 Enrolada na cabeça............................................................ 
7. Formas duplas: 
 
 19
 
• Defeito Menores 
 
1. Patologia da cabeça: 
 Delgada ............................................................................ 
 Gigante, curta, larga, peq. normal.................................... 
 Isolada normal................................................................... 
2. Patologia da cauda e implantação: 
 Retro e abaxial, oblíquo..................................................... 
 Dobrada ou enrolada......................................................... 
3. Gota Citop. Distal: 
 
 
Esquema das patologias espermáticas encontradas: 
 
 
 
A = Patologias de Acrossomo 
 
 
B = Patologias de Cabeça 
 
 
 
C = Patologias de Inserção de 
 Cauda 
 
 
 
 
D = Patologias de Peça 
 Intermediária 
 
 
 
E = Patologias de Cauda 
 
 
 
 
 
F = Formas Teratológicas 
 
 
 
 
 
 20
 
Descrição das patologias do quadro anterior 
 
A) = Acrossomo 
A1 = normal 
A2 = grande 
A3 = com grânulos 
A4 = oblíquo 
A5 = pequeno 
A6a = sptz s/ acrossomo 
A6b = solto 
A7a e b = deformações 
B) = Cabeça 
B1a, b e c = normal 
B2 = estreita 
B3 = piriforme 
B4 = lanciforme 
B5 = raquetiforme 
B6 = globuliforme 
B7 = gigante 
B8 = anã 
C) = Inserção 
C1 = normal 
C2 = reta 
C3 = invertida 
C4 = estreita 
C5 = larga 
C6 = simétrica 
C7 = excêntrica (abaxial) 
C8 = paraxial 
C9 = retroaxial 
C10 = rutura do colo 
C11 = ausência genética 
da cabeça 
D) = Peça Intermediária (PI) 
D1 = normal 
D2 = curta 
D3 = comprida 
D4 = estreita 
D5 = disforme 
D6a e b = ruturada 
D7 = repregueada 
D8 = tipo axial 
D9a e b = tipo fibrilar 
E) = Cauda 
E1 = gota proximal 
E2 = gota distal 
E3 = gota presa na cauda 
E4 = gota presa na PI 
E5 = fortemente dobrada 
E6 = espiraliforme 
E7 = enrolada cabeça 
E8 = rudimentar 
F) = formas duplas 
 
 
 
 
Elementos figurados do sêmen de 
touros 
 
a) espermatozóides normais 
b) gotas livres 
c) anormalidades primárias 
d a h) anormalidades secundárias 
d) cabeças isoladas 
e) gotas proximais 
f) gotas distais 
g) cauda dobrada com gota 
h) acrossomas livres 
i) formações ciliares (medusas) 
k) células epiteliais de descamação 
l) células linhagem espermática = 
casos de degeneração testicular 
m) hemácias 
n) piócitos 
 
 
 
 21
 
• Principais causas das patologias espermáticas 
 
A) Cabeça 
 
Acrossomo = As alterações no acrossomo como: forma irregular, enrugado ou 
destacado, podem ser devido ao choque térmico, manipulação indevida ou senilidade. 
A presença de um grânulo no acrossomo, o denominado Knobbed sperm, é de origem 
hereditária e está ligado diretamente com a infertilidade do animal quando encontrado em 
grande quantidade. 
Vacúolos nucleares: Pouch formation = vacúolos dispersos na região da cabeça do 
espermatozóide. Diadema defect = caracterizado pela presença de vacúolos na região 
equatorial da cabeça não mais no acrossomo, formando um colar na cabeça do 
espermatozóide são invaginações da membrana nuclear devido a rarefação da cromatina, 
apresentam relação direta com a presença de hipoplasiaou degeneração testicular. 
Alterações na forma da cabeça como: estreita na base, piriforme, lanciforme e anã, 
são patologias de origem testicular podendo ser oriundas de hipoplasia ou degeneração 
testicular. 
 
B) Colo 
 
Defeitos de inserção como: Abaxial, paraxial e retroaxial, são devido a presença de 
“goteira”, falha na formação do espermatozóide. A localização da “goteira” definirá o tipo 
da inserção. A inserção abaxial (mais encontrada nos eqüinos), pode não afetar a 
fertilidade, pois o espermatozóide tende a se adaptar com o movimento e conseguir um 
deslocamento compatível com a fertilização. As inserções paraxial e retroaxial 
apresentam uma maior relação com a infertilidade, pois impossibilitam o deslocamento 
necessário do espermatozóide para a fecundação. 
Gotas citoplasmáticas proximais ou distais são restos de citoplasma que são o 
nutriente do espermatozóide durante o trânsito epididimário. O espermatozóide durante sua 
maturação pelo epidídimo permanece três dias na cabeça do epidídimo ainda com a 
presença da gota, posteriormente fica um dia no corpo e finalmente seis dias na cauda onde 
deve se desprender desta gota; teorias afirmam que existem enzimas ativadoras no 
epidídimo, que dissolveriam a gota. A presença de gotas em grades quantidades podem ser 
devido: 1) animal imaturo, que começou a produção a pouco tempo, nestes casos colheitas 
seriadas resolvem, um animal que está há muito tempo em descanso sexual também pode 
vir a apresentar gotas, devido a um diminuição no trânsito epididimário, da mesma forma 
colheitas periódicas levam ao desaparecimento da patologia; 2) disfunção epididimária 
devido a alterações de temperatura (deficiência na termorregulação) levando a um 
desequilíbrio iônico Na+ e K+, causando alterações no ciclo de maturação; 3) degeneração 
testicular, levando a disfunção epididimária; 4) hipoplasia testicular, por se tratar de uma 
patologia hereditária a gota sempre irá aparecer no ejaculado. 
 
 
 
 22
 
 
C) Peça Intermediária 
 
Corkscrew defect (defeito em saca rolha), devido a degeneração do plasmalema, 
afetando a região das mitocôndrias que fica com aspecto rugoso, podendo dificultar a saída 
da gota e mais grave afetando a conformação das microfibras que podem se soltar patologia 
vista em animais idosos. 
Cabeça destacada (isolada), “goteira” rasa quando se forma podendo ser decorrente de 
problema de inserção paraxial ou de origem genética. 
Forma duplas da PI e/ou cauda, origem hereditária. 
 
 
D) Cauda 
 
Enrolada, fortemente enrolada, dobrada e fortemente dobrada, são devidas a uma 
diminuição no número de microfibras 3 ou 4 (Dag defect) neste caso sendo de caráter 
hereditário, estes animais apresentam elevado nível de Zn no sêmen. Outra causa da 
apresentação de defeitos de cauda nos espermatozóides pode ser devido a choque osmótico 
ou térmico. 
 
 
E) Outras anormalidades 
 
Aglutinação de cabeça (head aglutination), os espermatozóides chegam em blocos ao 
epidídimo, e neste local há presença de antiaglutininas que promovem a separação das 
células, uma disfunção epididimária pode levar ao desenvolvimento desta patologia. 
Espermatozóides subdesenvolvidos, animais imaturos ou processos interferindo na 
espermatogênese (de animais maduros) havendo a liberação no ejaculado de células 
primordiais espermatócitos, espermatogônias, espermátides. 
Medusa, restos ciliares do epidídimo por disfunção epididimária, geralmente nos casos 
de recuperação de degeneração testicular. 
Pseudogota, semelhante a gota citoplasmática, porém situada na porção média da PI, e 
apresentando tamanho maior que a gota tradicional devido ao envolvimento de 1 ou 2 
camadas de mitocôndrias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 23
 
4.6. MODELO DO LAUDO DE EXAME ANDROLÓGICO 
 
A) Identificação do Reprodutor 
 
Nome: Raça: Idade: Registro: 
Proprietário: Propriedade: Endereço: 
 
B) Exame Clínico 
 
Histórico: Estado Geral: 
Sistema Reprodutivo: Pênis: Prepúcio: 
Circunferência Escrotal: 
 Testículos 
 Esquerdo Direito 
Dimensões (Comp, Larg, Alt.): 
Simetria: 
Forma: 
Posição: 
Sensibilidade dolorosa: 
Mobilidade: 
Epidídimo: 
Genitália Interna: 
 
C) Espermiograma 
 
1. Método de colheita: Data: Hora: 
 
2. Características do ejaculado 
Volume: Motilidade: 
Cor: Vigor: 
Aspecto: Concentração: 
Turbilhonamento: Total espermatozóides: 
 
3. Características Morfológicas: 
Método de avaliação Karras ( ) Formol salina ( ) 
Defeitos Maiores: Defeitos Menores: Total de Defeitos: 
 
D) Observação 
 
E) Conclusão 
 
Local, data 
 
Veterinário Responsável: Assinatura: 
 CRMV 
 24
 
4.7. PADRÕES SEMINAIS PARA APROVAÇÃO DE TOUROS 
A MONTA NATURAL SEGUNDO O CBRA (COLÉGIO 
BRASILEIRO DE REPRODUÇÃO ANIMAL) 
 
• Monta Natural: 
 
Motilidade progressiva = 70% 
Vigor = 3 
Movimento de massa = +++ 
Total de formas anormais = 30%, sendo no máximo 20% de defeitos menores, 5% de 
defeitos maiores individuais (de uma patologia só Ex. 5% de gota proximal) e 10% de 
defeitos menores individuais. 
 
 
4.8. COMO LAVRAR O LAUDO 
 
Após serem realizados todos os eventos acima se tem que concluir se o animal 
examinado se encontra apto ou inapto a desenvolver atividade reprodutiva. Em algumas 
situações onde o animal esta muito tempo sem realizar coberturas, ou iniciando sua 
atividade reprodutiva (animal jovem), e ele não se enquadrar dentro dos padrões 
estipulados, então sugere-se um novo exame em 30 dias.(colheitando ou submetendo o 
animal a monta durante esse período) 
Os animais que se enquadrarem dentro das normativas vigentes, devem ser 
considerados na conclusão do laudo como: 
O animal se encontra apto a desenvolver atividade reprodutiva de acordo com 
índices recomendados pelo CBRA 
Os animais que não obtiverem índices mínimos estipulados são considerados 
inaptos ao exercício reprodutivo ressaltando porque foram reprovados. 
Ex. O animal não se encontra apto a desenvolver atividade reprodutiva, pois 
apresenta patologia espermática acima dos índices recomendados pelo CBRA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 25
 
 
5. CONGELAÇÃO DE SÊMEN 
 
5.1. INTRODUÇÃO 
 
A congelação do sêmen trouxe vários benefícios ao sistema de produção dos 
bovinos, facilitando a comercialização do material genético a baixo custo, controlando 
doenças sexualmente transmissíveis e principalmente apressando a seleção genética. 
Nos bovinos esta técnica esta bem estabelecida, possibilitando a obtenção de 
índices de fertilidade satisfatórios desde que empregada com pessoal capacitado para essa 
finalidade. 
O medico veterinário capacitado a realizar esta biotecnologia, vem ampliando seu 
campo de trabalho, já que a utilização do sêmen congelado na inseminação artificial tem 
crescido muito nos últimos anos. 
 
5.2. MATERIAL NECESSÁRIO 
 
A) vagina artificial ou eletroejaculador 
B) microscópio 
C) mesa aquecedora 
D) vidraria (proveta de 100ml, tubo de ensaio, becker) 
E) lâmina e lamínula 
F) palhetas de 0,25 ou 0,5ml (identificadas) 
G) Câmara de Neubauer 
H) pipeta de Sahli ou micropipeta de 20µl 
I) álcool polivinílico ou bolinhas para lacrar palhetas 
J) diluente para congelação (Glicina-gema, Tris, TES, etc.) 
K) uma geladeira (no local) a 5°C para estabilização 
L) termômetro 
M) caixa de isopor 
N) grade para as palhetas (local onde são colocadas as palhetas p/ estabilização) 
O) suporte para localizar a grade de palhetas acima do nível do N2 
P) botijão de N2 (no local) 
Q) banho Maria 
 
5.3. SEQUÊNCIA PARA CONGELAÇÃO 
 
a) Preparo do laboratório 
 
Antes de iniciar a colheita do sêmen para congelação, tem-se que preparar os materiais 
no laboratório ou sala onde será realizada a congelação. Aferir a geladeira se esta entre 4 e 
6°C, descongelar os diluentes (não utilizar temperaturas superiores a 60oC) e colocá-los no 
 26
banho Maria a 37°C, separar um tubo de ensaio com 4ml de água para a concentração 
espermática. 
 
b) Colheita dosêmen 
 
O sêmen pode ser colhido com a vagina artificial ou com o eletroejaculador, conforme 
descrito no exame andrológico. No caso da colheita ser realizada com o eletroejaculador 
evitar colher muito líquido pré-seminal que posteriormente poderá afetar a manipulação do 
sêmen. 
 
c) Manipulação no laboratório 
 
Logo após a colheita do sêmen encaminha-se o ejaculado ao local onde será realizada a 
congelação. Primeiramente, observa-se a motilidade do sêmen e analisa-se sua 
característica para saber se este ejaculado tem condições de ser congelado, ele deve ter uma 
motilidade mínima de 70%, vigor 3, apresentar odor característico e um turbilhomamento 
de +++ (sugerindo uma boa concentração espermática). Então se retira uma alíquota de 
20µl e dilui-se nos 4ml previamente preparado. Neste momento pode-se colocar um pouco 
de Meio I (2 a 3ml) no ejaculado para que este se mantenha com boa qualidade até a 
realização da concentração espermática. Anota-se todos os valores em uma ficha volume do 
ejaculado, motilidade e a concentração. Então se passa a efetuar o cálculo da quantidade de 
Meio I e II que será adicionada ao ejaculado para que este fique com concentração de 
espermatozóides e crioprotetor adequados para a congelação. 
Este cálculo é realizado da seguinte forma: 
1) Multiplica-se a concentração por ml encontrada pelo volume do ejaculado, 
para saber a quantidade de células espermáticas totais do ejaculado. 
2) Então se multiplica novamente este valor encontrado pela motilidade do sêmen 
para obter a quantidade de espermatozóides viáveis do ejaculado. 
3) Neste ponto temos que definir a concentração de espermatozóides viáveis que 
serão colocados em cada dose (nós utilizamos 30x106 espermatozóides viáveis 
por dose pré-congelação). 
4) Dividi-se então a concentração total de espermatozóides viáveis do ejaculado 
(item 2) por 30x106 e obtém-se o número de doses que serão congeladas. 
5) Sabendo-se que em uma palheta média cabe 0,5ml, divide-se o números de 
doses a serem congeladas por 2, que dará o volume de diluente (Meio I + II) a 
ser adicionado ao ejaculado. 
6) O Meio II do diluente tem 12,8% de glicerol (crioprotetor) em sua composição, 
sendo que a concentração ideal de crioprotetor para congelação de sêmen 
bovino é de 6,4%, então metade do volume final desta solução (sêmen + 
diluente) deve ser de Meio II a outra metade dever conter o volume do 
ejaculado + o restante de Meio I (que não possui crioprotetor). 
7) Sempre se dilui primeiro o sêmen com o Meio I e depois se adiciona 
lentamente o Meio II, devido a alta concentração de glicerol. 
 
Ex. Um touro ejaculou 10ml com motilidade de 80% e vigor 3, a concentração do 
ejaculado foi de 900x106 espermatozóides por ml. 
1) Multiplica-se concentração x volume (900x106 x 10 = 9000x106) 
 27
2) Vezes a motilidade (9000x106 x 80% (0,8) = 7200x106) 
3) Divide-se pela concentração da dose 7200x106 ÷ 30x106 = 240 doses 
4) Dividindo por 2 tem-se 120ml de solução final (volume necessário para 
encher 240 palhetas) 
5) Dos 120ml metade é de Meio II = 60ml a outra metade é de meio I + o 
volume do ejaculado 50 (Meio I) + 10 (Volume ejaculado) = 60ml. 
6) Acrescentam-se 50 ml de Meio I ao ejaculado e posteriormente os outros 
60ml de Meio II lentamente. 
Quando se utiliza diluente onde a apresentação é apenas um meio único para 
congelação, por exemplo, TRIS, realiza-se o cálculo das doses da mesma forma, entretanto 
ao se diluir o sêmen apenas se desconta o volume do ejaculado do valor final de diluente a 
ser acrescentado. 
Exemplo: 
Utilizando-se os mesmos valores do exemplo anterior onde, após os cálculos 
tínhamos 240 (palhetas) doses. Assim sendo utilizaremos são necessários 120 ml para 
preencher 240 palhetas (0,5 ml cada palheta), como o animal ejaculou 10 ml adiciona-se o 
restante para completar os 120 ml, logo utilizaremos 110 ml de diluente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 28
 
 
• Identificação das palhetas 
 
As palhetas devem conter dados que possam identificar com precisão o animal o qual o 
sêmen foi congelado (nome do animal), a data da congelação e a partida. A raça também 
deve estar incluída seguindo um padrão com 3 letras, como segue tabela abaixo: 
 
CÓDIGO RAÇA CÓDIGO RAÇA 
ABG Aberdeen Angus JER Jersey 
ANR Angus Vermelho LAV Lavinia 
AYR Ayrshire LIM Limousine 
BLA Blonde D’Aquitaine LIR Lincoln Red 
BRA Brahman LUN Luing 
BRU Brangus MAR Marchigiana 
CAN Canchim MIJ Maine Anjou 
CAR Caracu MON Mocho Nacional 
CHA Charolosa NEL Nelore 
CIN Chianina NEM Nelore Mocho 
CUL Curraleiro NOR Normanda 
DEP Polled Devon PAN Pantaneiro 
DEV Devon PIM Piemontesa 
DIV Dinamarquesa Verm. PIN Pinsgawer 
DOM Draugthmaster PIT Pitangueiras 
FLA Flamenga REP Red Poll 
GAL Galloway ROM Romagnola 
GEL Gelbvieh SCY Schwyz 
GIL Gir Leiteiro SGT Snata Gertrudes 
GIM Gir Mocho SHD Shorthorn Leiteiro 
GIR Gir SHO Shorthorn 
GNY Guersnsey SHP Polled Shorthorn 
GUZ Guzerá SID Sindi 
HAC Hays Converter SIM Simental 
HEN Herens SOD South Devon 
HEP P. Hereford SUX Sussex 
HER Hereford TAB Tabapuã 
HOP Holandesa Preta TAR Tarantaise 
IND Indubrasil HOV Holandesa Vermelha 
 
 
Para a impressão destes dados nas palhetas existem algumas possibilidades: 
 
1. Utilizar um papel estêncil perfurado (com auxílio de uma máquina de escrever) 
com os dados do animal, sobre um pedaço de isopor com uma fenda do tamanho da palheta 
e preenchido com tinta para tecidos, então se pressiona a palheta sobre este molde, 
 29
impregnando-se os dados na palheta. Método barato e com boa qualidade de impressão, 
porém trabalhoso. 
2. Escrever nas palhetas com uma caneta esferográfica de ponta fina a base de 
álcool. Procedimento muito barato, muito trabalhoso e dependendo da caligrafia do 
operador. 
3. Pode-se também adquirir uma impressora manual simples que possui vários 
carimbos e você roda os carimbos até se posicionarem da maneira a formar o nome do 
animal, partida, raça, etc. que você deseja, passa-se tinta de tecido sobre a seqüência de 
carimbos selecionados e com um mata borrão imprimi-se 4 ou 5 palhetas de cada vez. 
Relativamente barato, menos trabalhoso que os anteriores, com boa qualidade de 
impressão. 
Pagar para uma empresa que possua uma máquina de impressão automática ou semi-
automática para imprimir as palhetas. Empresas de chuveiro, fábrica de fios elétricos, 
centrais de congelação de sêmen, universidades que possuam a impressora, etc. Não é 
muito caro e fica com ótima qualidade. 
 
• Envase das palhetas 
 
1. O envasamento das palhetas é feito através de diversos tipos de equipamentos: manuais, 
semi-automáticos e automáticos. 
 
• Fechamento das palhetas 
 
Para lacrar as palhetas existem três possibilidades: 
 
1. Utilizar álcool polivinílico é um pó que em contato com o líquido se polimeriza 
impermeabilizando a palheta. 
2. Fechar com bolinhas de vidro ou plástico a extremidade das palhetas. 
3. Lacrar a palheta com aquecimento. 
 
Após o fechamento das palhetas, com um leve movimento manual deve-se centralizar a 
bolha de ar na palheta. 
 
• Fase de estabilização 
 
Após todas as palhetas estarem devidamente preparadas, estas são colocadas em uma 
grade de aço inox e submetidas à primeira curva de resfriamento que é realizada a 5°C 
(podendo ter uma variação de ± 1°C) em geladeira por quatro horas. 
 
 
• Fase de resfriamento rápido 
 
Passada a primeira estabilização a grade de inox com as palhetas é retirada da geladeira 
e levada a uma caixa de isopor com 3 cm de nitrogênio líquido ao fundo, sobre um suporte 
que mede 6cm de altura (3 cm ficam submersos e os outros 3 acima do nível do 
 30
N2),permanecendo por 20 minutos. Decorrido esse tempo retira-se o suporte e mergulha-se 
as palhetas no nitrogênio líquido. 
Após a congelação das palhetas estas podem ser acondicionadas em “rack” e colocadas 
no botijão ou simplesmente colocadas em um tubo de plástico que caiba na caneca ou 
canister do botijão. A posição correta de armazenamento da doseé com a bucha voltada 
para baixo dentro das canecas ou “rack” do botijão criobiológico. 
 
• Descongelação 
 
Sempre se retira uma palheta da partida congelada para avaliação do procedimento. 
Esta palheta pode ser descongelada em banho maria a 37°C por 30 segundos metodologia 
tradicional, no entanto trabalhos mostram que quanto maior a temperatura de 
descongelação melhor a qualidade do sêmen descongelado, porém devemos nos lembrar 
que quem irá manipular esta palhetas é o peão e quanto maior a temperatura de 
descongelação menor é o tempo de exposição da palheta a água quente e consequentemente 
maior a probabilidade de acontecer acidentes. Assim sendo preconizamos a temperatura de 
50°C por 20 segundos como a que traz bons resultados espermáticos. 
 
• Análise do sêmen pós-descongelação 
 
Retirando-se a palheta do banho maria, deve-se secá-la bem com uma pano ou toalha de 
papel, para evitar que alguma gota de água entre em contato com o sêmen, posiciona-se a 
bolha para ponta da palheta e corta-se com uma tesoura na porção onde se localiza o lacre 
(álcool polivinílico, bolinha). Verifica-se a motilidade, vigor, a concentração e faz-se um 
esfregaço ou colocam-se duas gotas de sêmen em um “ependorff’ com meio ml de formol-
salina, para análise da patologia espermática. Lacra-se a palheta novamente e leva-se ao 
banho maria a 46°C por 30 minutos para realização do teste de termorresistência. O teste de 
termorresistência não é adotado como prova para avaliação de sêmen pós descongelação 
pelo Ministério da Agricultura e do Abastecimento, entretanto achamos importante sua 
realização e adotamos como índices mínimos aceitáveis após o teste uma motilidade de 
20% com vigor 2. 
Padrões mínimos estipulados pelo Ministério da Agricultura e do Abastecimento, 
portaria SRD-26 de 05/09/1996. 
A portaria recomenda descongelação a 35-37°C por no mínimo de 30 segundos 
 
Volume da dose ≥ 0,25 ml 
Motilidade progressiva ≥ 30% 
Vigor ≥ 3 
 
Porcentagem de patologia espermática aceita: 
Doses com concentração ≥≥≥≥ 10x106 espermatozóides com motilidade progressiva 
Defeitos totais ≤ 30% 
Defeitos maiores ≤ 20% 
 
Doses com concentração entre 6x106 a 10x106 espermatozóides com motilidade 
progressiva 
 31
Defeitos totais ≤ 20% 
Defeitos maiores ≤ 10% 
5.4. LAUDO PARA SÊMEN CONGELADO 
 
Dose aprovada 
A dose se encontra dentro dos padrões estipulados pelo MAARA. 
 
Dose reprovada 
A dose se encontra fora dos padrões estipulados pelo MAARA, por apresentar 
motilidade progressiva menor que 30% ou por apresentar patologia espermática acima dos 
índices estipulados, etc. 
 
5.5. PROVAS LABORATORIAIS DE INTEGRIDADE DA 
MEMBRANA PLASMÁTICA 
 
Atualmente, um fator de grande importância pesquisado pela sociedade científica, é a 
integridade da membrana plasmática (IMP) do espermatozóide na pós-descongelação. As 
colorações simples como o Karras, por exemplo, não conseguem identificar se a membrana 
plasmática esta integra ou não. Assim sendo se desenvolveram provas que nos possibilitam 
identificar essa integridade como: 
 
1. Coloração supra-vital utilizando eosina-negrosina 
 
É uma prova simples onde se coloca uma gota de sêmen na extremidade de uma lâmina 
+ uma gota deste corante, homogeneiza-se bem as gotas e se realiza um esfregaço. Após a 
secagem da lâmina leva-se ao microscópio em aumento de 400 vezes e conta-se 200 
células, sendo que os espermatozóides que estiverem com a coloração vermelha estavam 
com a membrana lesada e permitiram a entrada do corante os demais que não se coraram 
são classificados como íntegros e o valor é expresso em porcentagem. 
 
2. Choque osmótico 
 
Outra prova bem simples de ser realizada, submete-se o espermatozóide a um estresse 
osmótico utilizando água destilada aquecida a 37°C, coloca-se uma gota de sêmen em 19 
gotas desta água destilada e conta-se também 200 células, sendo que as que apresentarem 
dobramento de cauda são consideradas íntegras e as que permanecerem retas lesadas. A 
fisiologia do processo é que as membranas íntegras começam a receber um grande influxo 
de água pois a água vai do meio menos concentrado no caso a água que tem osmolaridade 
0, para o gradiente mais concentrado no caso a célula espermática com osmolaridade 
próximo de 280Mosmol e esse excesso de pressão dentro da célula faz com que esta se 
deforme dobrando a cauda. As células que não tinham a membrana íntegra não fazem esta 
troca osmótica e permanecem esticados, os resultados são expressos em porcentagem, 
descontando-se os espermatozóides que já apresentavam caudas dobradas como patologia 
espermática. Ex. 60% de células dobraram a cauda após o choque osmótico e o touro tinha 
 32
5% de caudas dobradas ou enroladas como patologia espermática, logo concluímos que este 
animal tem 55% de células com integridade de membrana plasmática. 
3. Sondas fluorescentes 
 
É uma técnica mais refinada, que necessita de um microscópio de fluorescência, cujo 
custo é muito caro, porém pode-se destinar a amostra a um local que possua este 
equipamento e realize o exame. São utilizadas duas sondas fluorescentes (“corantes”), um é 
um éster de carboxifluoresceína substância apolar que penetra em membrana íntegra, ela é 
metabolizada no citoplasma do espermatozóide por esterases lá presentes, transformado em 
fluoresceína que não consegue sair da célula emitindo uma coloração verde. O outro 
corante é uma substância polar que não consegue penetrar em membrana íntegra. Só o faz 
quando ela está lesada ao penetrá-la atinge o núcleo do espermatozóide e libera um RNAm 
que codificará as organelas a produzirem uma fluorescência vermelha. Então as células que 
se coram de verde são as com membrana íntegra e as que expressarem cor vermelha 
apresentam algum tipo de lesão em sua membrana. 
 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 
Espero que esse material seja um grande auxílio, no desenvolvimento dessa sua 
nova opção de trabalho e que você a desempenhe sempre com muita responsabilidade e 
profissionalismo, lembrado-se que estamos sempre a sua inteira disposição para qualquer 
eventual dúvida ou esclarecimentos. Boa sorte. 
 
 
7. LITERATURA CONSULTADA 
 
DYCE, K.M.; SACK, W.O.; WENSING, C.J.G. Tratado de anatomia veterinária. 2ª ed, 
Editora Afiliada, 1996. 
HAFEZ, E.S.E. Reprodução animal. 4ª ed, Editora Malone, 1998. 
 
Manual para exame andrológico e avaliação de sêmen animal, do CBRA N°017/1996 
POPESKO, P. Atlas de anatomia topográfica dos animais domésticos. Editora Malone, 
v.III, 1990. 
 
SMITH, B.P. Tratado de medicina interna de grandes animais. 1ª ed, Editora Malone, v.II. 
1994.