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CENTRO UNIVERSITÁRIO UNIREDENTOR
CURSO DE NUTRIÇÃO
DANIELLE MARTINS
PORTIFÓLIO REFLEXIVO: AVALIAÇÃO DE ACIDEZ
RANCIDEZ HIDROLÍTICA 
ITAPERUNA
2019
 INTRODUÇÃO
A Rancidez Oxidativa é responsável pela deterioração dos alimentos ricos em lipídios. São reações químicas entre o oxigênio e os ácidos graxos que resulta na deterioração, podendo alterar a qualidade sensorial (sabor, aroma, textura e cor), o valor nutricional (perda de vitaminas) e consistência e toxicidade dos alimentos. 
Os lipídios são muito instáveis quando conservados em condições desfavoráveis, podem ser afetados pela presença de luz, oxigênio, umidade e calor (em alta temperatura aumenta a oxidação). Quando suas propriedades são alteradas, ocorre o aparecimento de odores e sabores estranhos, chamados de ranço. 
No processo de rancidez, temos dois tipos, Rancidez Oxidativa, ocorre a auto oxidação dos triacilgliceróis com ácidos graxos insaturados por oxigênio, sendo dividida em 3 etapas, a Fase de Iniciação, Propagação e Terminação. A Rancidez Hidrolítica, a hidrólise da ligação éster por lipase na presença de umidade, ocorre a diminuição da qualidade das gorduras destinadas a frituras, alterando as características do alimento, como a cor (ocorre o escurecimento), odor e sabor. Deve evitar o reaproveitamento das gorduras em frituras, principalmente quando o alimento for rico em água. 
Existem substâncias tóxicas produzidas em alta temperatura dos óleos e gorduras, a Acroleína e Acrilamida, são estudadas como substâncias cancerígenas em esôfago, estômago, irritação nas mucosas. Uma substância pode gerar a outra, o óleo quando sofre aquecimento prolongado, ocorre a desidratação das substâncias gerando a Acroleína, que por sua vez em seu superaquecimento se transforma em acrilamida. 
 A formação de acroleína e a decomposição da gordura ocorrem de forma mais acentuada (SPETHMANN, 2003). O estudo refere também que o nível de acroleína no tecido pulmonar é semelhante ao encontrado nos tecidos orais de fumantes de cigarros, sendo assim, com base na abundância de acroleína na fumaça de cigarro, ela se torna um dos principais agentes etiológicos de câncer de pulmão induzido pela fumaça de cigarro (FENG et al., 2006). 
OBJETIVOS
Determinação da acidez em óleos e gorduras e promover o contato com a técnica quantitativa de avaliação do índice de peróxidos em óleos.
METODOLOGIA EMPREGADA
Fez-se uma revisão bibliográfica com slides a respeito das substancias acrilamida e acroléina presentes na oxidação dos óleos e gorduras a fim de promover-se um ponto de partida para a execução do trabalho. Em seguida, promoveu métodos físicos, químicos e titulométrico para avaliar a acidez dos óleos. 
Método Físico, Químico e Titulométrico.
MATERIAIS E REAGENTE
Materiais
Pipeta 10 ml
Bécker de 50 ml
Pipetador 
Bureta de 25 ml
Suporte para Bureta
Frasco Erlenmeyer 250 ml
 Reagentes
Álcool Etílico Neutralizado
Indicador Fenolflateína 1% em Álcool Etílico
Solução de Hidróxido de Sódio NaOH 0,1N
Amostra de óleo usado 
MÉTODOS
Pesar 2 ml da amostra de óleo de soja usado no frasco Erlenmeyer
Adicionar 50 ml de álcool etílico absoluto no Erlenmeyer, promovendo a dissolução total da amostra.
Adicionar 5 gotas do indicador Fenolflateína.
Mexa bem para as substâncias se misturarem 
Titular com a solução base NaOH 0,1N neutralizando a solução até ocorrer o aparecimento da coloração rósea, persistindo por até 30 segundos para que seja considerado o fim da titulação
Anotar o volume de base gasto na amostra –A Bureta com o ponto O – volume de 5,7 ml
Calcular o índice de Acidez.
Cálculo
Ácido Oleico (%)= VxFxM x 28,2/ P
5,7 x 0,9742 x 0,1 x 28,20 / 2 = 7,82
V= Volume de NaOH gasto na titulação
F= Fator da Solução de NaOH (0,9742)
P= Massa da amostra (2g)
28,2= Equivalente a grama do Ácido Oleico
M = Normalidade ou Moralidade da solução de NaOH (0,1 N)
RESULTADOS
Conforme a legislação na resolução - rdc nº 270, de 22 de setembro de 2005, Óleos e gorduras refinados, o máximo permitido de nível de acidez é considerado até 0,6 mg KOH/g. 
Na amostra de Óleo usado titulada e calculada obtivemos um resultado de 7,82 até 13x a mais do valor máximo permitido.
DISCUSSÕES
O procedimento descrito acima teve como um objetivo avaliação o nível de acidez do óleo usado, seguindo o protocolo do ácido oleico. O Índice de acidez foi definido pelo método de titulométrico.
O Álcool foi utilizado para solubilizar a amostra, a solução de NaOH como uma base forte que neutralizou a amostra, processo importante para fornecer informações sobre a conservação do óleo e o indicador Fenolflateína que deu a coloração Rósea no procedimento mostrando o final da titulação e a reação da acidez no experimento. 
REFLEXÃO
De acordo com a resolução - rdc nº 270, de 22 de setembro de 2005, o valor máximo permitido de acidez é de até 0,6 mg KOH/g. Valor que em substâncias não chegam a prejudicar a saúde do indivíduo. 
Na amostra utilizada, óleo usado, obtivemos um valor de 7,82 mg KOH/g, valor de 13 vezes a mais que o índice tolerável para o consumo humano. A substância desenvolvida pela exposição do óleo em alta temperatura é metabolizada pelo fígado, na glicamida se ligando ao DNA e proliferando, ocorrendo alterações neurológicas, morfológicas e tumores (câncer). 
Em linguagem técnica, os óleos são compostos de triglicerídeos, quando são aquecidos em altas temperaturas (frituras) se desmembram em ácidos graxos e glicerol, formando a desidratação do glicerol, chamada de acroleína, substância que irrita a mucosa gastrointestinal. Após o superaquecimento continuo a acroleína se transforma em outra substância com o potencial carcinogênico, a acrilamida. Pode ser formada pelo aquecimento continuo do óleo ou quando alimentos ricos em amidos são submetidos por um tempo prolongado a altas temperaturas. 
 As análises de acidez ou rancidez, não ocorre somente em laboratório, mas em nosso cotidiano, em casa, feiras e até mesmo em alguns restaurantes, a prática da reutilização de óleo é muito comum.
O correto a ser fazer, porém muitos lugares não aderem devido ao custo, é a troca do óleo em frituras quando chegam em seu ponto de fumaça, temperatura máxima de 120°C. Após sua temperatura máxima já ocorre a oxidação e liberação de substâncias tóxicas. 
TEORIA E PRÁTICA
No laboratório medimos a acidez de uma pequena amostra de óleo usado que gerou um valor de acidez de 7,82 mg KOH/g, o óleo já tinha sido utilizado e não estava tão escuro.
Em nosso cotidiano, a prática de reutilização de óleo, é muito grande, o óleo utilizado para fritar uma batata, será o mesmo para fritar um pastel, o óleo utilizado para fritar cortes de frango, será o mesmo para fritar peixe, será trocado após estar completamente escuro e sujo. 
Não apenas em óleos que geramos substâncias tóxicas, em outras técnicas de cocção também, quando grelhamos o frango, é utilizado um carboidrato (açúcar) e um aminoácido presente no frango, a asparagina que em uma temperatura muito elevado pode submeter a produção de acrilamida. 
A prática que temos em deixar superaquecer os óleos ou por deixar escurecer muito os alimentos na cocção prejudica a nossa saúde sem ao menos termos ciência desse mal ocasionado. 
A aula pratica relacionada com o cotidiano é bem interessante, não tive dificuldade em realizar a experiência prática e o tema escolhido pelo professor foi incrível, devido podermos relacionar com as nossas experiências cotidianas na hora da cocção dos alimentos. 
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Em nossa prática cotidiana, não somente a imersão (fritura) dos alimentos em óleos reutilizados são prejudiciais à saúde, existem substâncias tóxicas que são liberadas nessa alta temperatura que estão presentes na cocção dos alimentos. Para evitar e melhorar a qualidade de vida algumas dicas são bem importantes, como evitar a submeter óleos e gorduras a temperaturas muito altas, trocar sempre que possível o óleo egordura para realizar frituras, quando precisar cozinhar ou grelhar, usar pouca água e não cozinhar por muito tempo para que o alimento não escureça muito. 
ANEXOS
	
REFERÊNCIAS
CECCHI, M. FUNDAMENTOS TEÓRICOS E PRÁTICOS EM ANÁLISE DE ALIMENTOS, 2ª edição. rev, Campinas SP: Editora da UNICAMP, 2003. 
MINISTÉRIO DA SAÚDE, AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, Disponível em <http://bvsms.saude.gov.br/bvs/saudelegis/anvisa/2005/rdc0270_22_09_2005.html>. Acesso em: 20 de Setembro de 2019.
RANCIDEZ OXIDATIVA, OS TIPOS DE EFEITOS DA RANCIDEZ OXIDATIVA EM ALIMENTOS, Disponível em <https://revista-fi.com.br/upload_arquivos/201606/2016060396904001464897555.pdf>. Acesso em: 20 de Setembro de 2019.
	
CENTRO UNIVERSITÁRIO UNIREDENTOR
CURSO DE NUTRIÇÃO
DANIELLE MARTINS
PORTIFÓLIO REFLEXIVO: EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS NATURAIS EM VEGETAIS
ITAPERUNA
2019
INTRODUÇÃO
Os pigmentos são compostos químicos responsáveis pelas cores das plantas. Existem substâncias nos pigmentos que conferem benefícios a nossa saúde
atuando na proteção do organismo e na prevenção de doenças. 
Os pigmentos vegetais podem ser classificados em três principais categorias: carotenoides, clorofilas e flavonoides. Os carotenoides são amplamente difundidos na natureza e são subdivididos em: carotenos e xantofilas. As clorofilas podem se apresentar em mais de uma forma. Quanto à solubilidade, os carotenoides e as clorofilas são solúveis em lipídeos e em solventes orgânicos (acetona, benzeno, clorofórmio, dissulfeto de carbono, etanol, e éter etílico) e estão localizados nos cromoplastos e cloroplastos, respectivamente. Os flavonoides compõem um grupo numeroso de pigmentos, subdivididos em antocianinas, flavonas, flavonóis, leucoantocianinas e compostos fenólicos relacionados. Os flavonoides encontram-se dissolvidos na seiva das células vegetais (mistura aquosa que contém ácidos orgânicos, açúcares, derivados aromáticos, polissacarídeos, e inúmeros pigmentos) (SALFIELD, 1974).
Nesse estudo vamos observar o pigmento do carotenóide. Os carotenóides são classificados como a segunda maior classe de pigmentos importantes na fotossíntese, estando sua maior parte já nas plantas, são responsáveis pela coloração de frutas como, laranja e o maracujá, além de estarem nos tons de pele de alguns animais, o caranguejo, camarão que o adquirem através da alimentação. Os Carotenóides, atuam como antioxidantes, na prevenção de doenças, auxilio contra o câncer, como reguladores do sistema imunológico, como uma barreira de proteção, juntamente com os lipídios e proteínas existentes nas plantas absorvem a luz solar e o oxigênio para a clorofila das plantas não oxidar. 
OBJETIVOS
Promover o contato com a técnica qualitativa da avaliação de pigmentos
METODOLOGIA EMPREGADA
Primeiramente fez-se uma revisão bibliográfica com slides a respeito dos pigmentos naturais dos alimentos a fim de promover-se um ponto de partida para a execução do trabalho. Em seguida, promoveu o método qualitativos da extração dos pigmentos. 
MATERIAIS E REAGENTES
Materiais
50 g de Abóbora 
 Papel Filtro 9cmx9cm
Papel Filtro 9cm de diâmetro
Funil
Becker de 250 ml
Becker de 250 ml 
Becker de 50 ml
Becker de 50 ml
Grau
Pistilo
Placas de Petri 
Liquidificador 
 Reagentes
Álcool Etílico Absoluto
Acetona
MÉTODOS
Cortar a abóbora e triturar no liquidificador com um pouco de água 
Adicionar 25 ml de acetona e metade da amostra no Becker de 100 ml 
Adicionar 25ml de Álcool Etílico e outra metade da amostra no outro Becker de 100 ml.
Aguardar 10 minutos 
Filtrar as amostras separadas no Becker de 50 ml utilizando o funil com papel filtro em cada amostra.
Adicionar o conteúdo do Becker na placa de Pétri (cada amostra em uma placa)
Adicionar o papel filtro dobrado ao meio de forma que fique na vertical 
Aguardar 30 minutos.
Verificar as amostras.
RESULTADOS
Após a realização do procedimento e o tempo necessário, amostra com o álcool etanol não ocorreu a extração do carotenoide, ficou com um leve risco vertical amarelo bem claro. A amostra com a acetona, extraiu o carotenoide da abóbora, o papel filtro ficou com uma faixa horizontal e as extremidades do filtro amarela. 
Portanto, a abóbora possui apenas 1 tipo de carotenóide apenas a acetona o extraiu. 
DISCUSSÕES
Observa-se que cada solvente é diferente para a extração do pigmento avaliado, sendo que a acetona 80% apresentou melhor rendimento do pigmento quando comparado com álcool etanol que não teve extração do carotenóide. 
A Acetona é um solvente hidrofóbico, portanto será uma extração mais rica em carotenóides e o Álcool Etanol é um solvente hidrofílico, uma extração seletiva com pouco carotenóide. 
O pigmento da abóbora é um composto de estrutura isoprenóide, contém uma molécula grande em carbono com várias duplas ligações, é um composto lipossolúvel e um potente antioxidante natural. 
REFLEXÃO
Os carotenoides são responsáveis pela coloração da laranja, do maracujá, da abóbora, do tomate. Na presença de luz eles absorvem e protegem a clorofila contra a oxidação, juntamente com os lipídeos e proteínas presentes na planta não permitindo que perca a coloração. Quando a clorofila é exposta a luz e oxigênio atmosférico ocorre a fosfodegradação e a cor amarelada dos carotenóides prevalece. 
Os carotenóides incluídos em nossa alimentação são grandes aliados contra o câncer e fator importante na regulação do sistema imunológico, manutenção dos tecidos e cabelos, auxilia no sistema nervoso, no metabolismo e muitos outros benefícios. 
TEORIA E PRÁTICA
Em laboratório conseguimos extrair o pigmento das plantas, observando sua coloração e importância em suas propriedades e o melhor solvente para a extração do pigmento foi a acetona. 
Os carotenóides não estão presentes somente em alimentos de coloração amarelo ou laranja, mas em alimentos verdes também. Os carotenóides além de suas propriedades de manutenção e prevenção, desempenha um papel de proteção do pigmento clorofila, juntamente com os lipídios e proteínas impedem que a clorofila entre em contato com o oxigênio e a luz.
Na prática podemos observar na oxidação das folhas como a couve, após ficar um certo tempo em ambiente, entrando em contato com o oxigênio e luz, começam a murchar e ficar com aspecto amarelado, devido o a oxidação da clorofila. A cor amarelada dos carotenóides prevalece, devido a clorofila quando oxidada gerar um catabólico incolor. 
Uma dica interessante para prevalecer os aspectos físicos e as propriedades das plantas é utilizar embalagens à vácuo, retarda o efeito da oxidação retirando o oxigênio presente. 
Nessa experiência não tive nenhuma dificuldade e tive um maior esclarecimento sobre a presença da clorofila e carotenóides nas plantas. 
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Os pigmentos são de extrema importância na manutenção das plantas, além de ser responsável pela cor, suas propriedades são muito interessantes e possuem vários benefícios para a saúde do homem. Por isso a melhor escolha é optar por alimentos in natura e a conservação em embalagens à vácuo para não ocorrer a oxidação e a perda de seus nutrientes. 
 
ANEXOS
 
 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Nelson, D. L; Cox, M. M. Princípios de Bioquímica de Lehninger. 5o ed. Porto Alegre: Artmed, 2011. 357-363 p.
SALFIELD, J. R. Prácticas de ciencia de los alimentos. Zaragoza (Espanha): Acribia, 1974.
CAROTENÓIDES: PROPRIEDADES, APLICAÇÕES E BIOTRANSFORMAÇÃO PARA FORMAÇÃO DE COMPOSTOS DE AROMA, Disponível em <http://www.scielo.br/pdf/qn/v30n3/21.pdf>. Acesso em: 20 de Setembro de2019. 
CENTRO UNIVERSITÁRIO UNIREDENTOR
CURSO DE NUTRIÇÃO
DANIELLE MARTINS
PORTIFÓLIO REFLEXIVO: EFEITO DO PH EM PIGMENTOS NATURAIS
ITAPERUNA
2019
INTRODUÇÃO
O Potencial Hidrogênico ( PH) é uma escala que mede o nível de acidez, classificando como neutro,alcalino e ácido. Podemos utilizar o PH para medir a concentração de H+ de um alimento, observar como as características físicas e as propriedades ficam quando submetidos a mudança de PH.
Nesse estudo, vamos observar o efeito do PH em pigmentos, como interfere na coloração de alguns alimentos in natura, como ficam em meio ácido, neutro ou alcalino, se ocorrem quantidades elevadas de interferência nas propriedades. 
Os pigmentos são compostos químicos que ocorrem mudanças em sua estrutura quando submetidos a PH ácidos ou alcalinos, porque é a característica fisicoquímica mais importante na estrutura da planta. 
Assim como na clorofila, um pigmento que dá a cor verde a planta, quando é submetida a um ph alcalino ocorre a saída do fitol e sua coloração passa a ser verde brilhante, em meio ácido o magnésio se desloca da ligação passando a ser verde castanho. Quando é oxidada a clorofila se torna um catabólico fluorescente e continuando o processo de oxidação, fica incolor e perde as funções. 
OBJETIVOS
Quantificar a taxa e efeito do PH em pigmentos naturais.
METODOLOGIA 
Primeiramente fez-se uma revisão bibliográfica com slides a respeito dos pigmentos naturais dos alimentos a fim de promover-se um ponto de partida para a execução do trabalho. Em seguida, promoveu o método quantitativo para medir a taxa e a mudança de PH nos pigmentos. 
MATERIAIS E REAGENTES
Materiais
Fitas de medida de PH
Batata
Faca
2 Placas de Pétri
Toalha de Papel
Caneta para identificação da placa
 Reagentes
Ácido Clorídrico HCL 2 Molar
Hidróxido de Sódio NaOH
METODOS
Fatiar as batatas bem finas 
Colocar 20 ml de ácido HCL na placa de pétri
Colocar 20 ml de base NaOH na placa de pétri
Colocar em cada placa identificada como base e ácido 3 fatias de batata que foram cortadas
Aguardar por 20 minutos e anotar o resultado. 
RESULTADOS
A batata tem um pigmento estável, o flavonóide, sua característica fisiológica é uma coloração clara. Em meio ácido, evidenciou a coloração branca e em meio alcalino, ficou bem amarelinho. 
Com a fita indicadora, medimos como ficou a batata em meio ácido e em meio alcalino: em meio ácido entre 0 – 1 e em meio alcalino 12.
Ocorre nessa mudança de PH, a desestabilização do pigmento, apesar de ser estável podemos observar que ocorreu a mudança na cor do pigmento e consequentemente a mudança na função. 
 
DISCUSSÃO
Com a ajuda do monitor na aula pratica, foi colocado na placa de pétri o ácido e a base, e podemos observar com maior clareza como a estrutura química do pigmento mudou e como o PH precisa ser constante de acordo com as características do alimento. Em outros trabalhos foram utilizados a beterrada, o pigmento betalaína que em meio ácido fica estável com PH 4 – 6 e em meio alcalino o ph ficou em 13. Perdendo a funcionalidade bioativa do alimento. 
REFLEXÃO
O pigmento dá a coloração nas plantas e alimentos, porém precisam estar em suas condições favoráveis, em meio de seu PH, sem alterações físicas como a luz e no ambiente adequado para continuar com suas propriedades bioativas.
Como podemos ver, a mudança do PH desestabilizou completamente as propriedades dos alimentos perdendo suas funções. 
Nesse experimento tive dificuldade para analisar a mudança de PH, mas com a ajuda do monitor consegui chegar aos resultados esperados. 
TEORIA E PRÁTICA
Os Flavonoides são compostos bioativos do grupo dos polifenóis encontrados em hortaliças, frutas, cereais, entre outros, e agem como antioxidantes.
Os consumos de antioxidantes na dieta podem torna-se substâncias protetoras a uma série de doenças que podem estar relacionadas aos danos causados pelo oxigênio extremamente reativos, entre elas destaca-se artrite, aterosclerose, diabetes e câncer (DEGÁSPARI, 2004).
No laboratório podemos perceber que a mudança de PH desestabiliza o pigmento, devido à quebra das ligações de sua estrutura. 
Na prática, em nosso cotidiano utilizamos técnicas de cocção para deixar o alimento com um aspecto mais bonito, porém com essa prática perdemos os princípios bioativos e não conseguimos absorver os nutrientes. Exemplo dessa técnica de cocção, adicionar bicarbonato de sódio na preparação do alimento para obter uma cor mais viva. O Bicarbonato de Sódio é uma substância alcalina e como aprendemos na prática, em meio alcalino ocorre a desestabilização da substância, apesar de ficar uma cor viva, brilhante perdemos as características do alimento devido a oxidação. 
CONSIDERAÇÕES FINAIS
A cor dos pigmentos em vegetais está muito associada à estrutura química, e sua coloração depende das mudanças de PH em seu meio. Não só em casa podemos observar a coloração do pigmento quando ocorre a mudança do PH, mas na natureza isso ocorre também, quando esses pigmentos se oxidam e entrem em contato com a luz solar e o oxigênio da atmosfera. 
ANEXOS
	
 
BIBLIOGRÁFICAS
BOBBIO, F. O; BOBBIO, P. A; Introdução a química dos alimentos. 3 ed. São Paulo: Varela, 2003.