Estudo da determinação de compostos bioativos para alimentos funcionais

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ANTÔNIO CELSO RODRIGUES DE OLIVEIRA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO OBRIGATÓRIO SUPERVISIONADO DO 
CURSO TÉCNICO INTEGRADO EM ALIMENTOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PONTA GROSSA 
2017 
ANTÔNIO CELSO RODRIGUES DE OLIVEIRA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO OBRIGATÓRIO SUPERVISIONADO DO 
CURSO TÉCNICO INTEGRADO EM ALIMENTOS 
 
 
 
Relatório de Estágio Supervisionado 
apresentado à coordenação de Alimentos 
como requisito básico de conclusão do 
Curso Técnico em Alimentos do Colégio 
Estadual Professor João Ricardo Von Borell 
Du Vernay. 
 
Prof. Orientador: Me. Enelise Aparecida 
Staron. 
 
 
 
 
 
 
 
PONTA GROSSA 
2017 
DEDICATÓRIA 
À professora Nelci Catarina Chiquetto. Pela paciência na orientação e incentivo que 
tornaram possível a conclusão deste relatório. 
À professora Mareci Mendes de Almeida. Pela paciência na orientação e incentivo 
que tornaram possível a conclusão deste relatório. 
À professora coordenadora do curso, pelo convívio, pelo apoio, pela compreensão e 
amizade. 
Aos meus pais, irmãos, toda a minha família, que não mediram esforços para que eu 
chegasse até aqui. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
EPÍGRAFE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Os pais somente podem dar bons conselhos e indicar bons caminhos, mas a 
formação final do caráter de uma pessoa está em suas próprias mãos.” 
Anne Frank 
SUMÁRIO 
 
1. APRESENTAÇÃO ................................................................................................... 5 
1.1 OBJETIVOS ....................................................................................................... 6 
1.2 JUSTIFICATIVA ................................................................................................. 6 
2. FUNDAMENTAÇAO TEÓRICA .............................................................................. 7 
3. DESCRIÇAO DAS ATIVIDADES DESENVOLVIDAS NO ESTÁGIO: ..................... 9 
3.1 Análise de compostos fenólicos totais (CFT): .................................................... 9 
3.2 Umidade: .......................................................................................................... 10 
3.3 Índice de diástase: ........................................................................................... 10 
3.4 Hidroximetilfurfural (HMF): ............................................................................... 11 
3.5 Açúcares Redutores: ........................................................................................ 13 
3.6 Sacarose aparente: .......................................................................................... 14 
3.7 Sólidos insolúveis: ............................................................................................ 15 
3.8 pH e acidez: ..................................................................................................... 15 
3.9 Cinzas: ............................................................................................................. 16 
4. RESULTADOS E DISCUSSÕES: ......................................................................... 17 
5. ÁREAS DE IDENTIFICAÇAO COM O CURSO: .................................................... 22 
6. CONCLUSÃO: ....................................................................................................... 23 
REFERÊNCIAS: ........................................................................................................ 24 
ANEXOS: .................................................................................................................. 25 
ANEXOS: .................................................................................................................. 26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
1. APRESENTAÇÃO 
 
IDENTIFICAÇÃO: 
 
1. Estagiário (a): ANTÔNIO CELSO RODRIGUES DE OLIVEIRA. 
2. Endereço: RUA SERRA DO CADEADO, Nº63. 
3. Telefone residencial: (42) 3235-5166 
4. Celular: 
5. Curso: TÉCNICO EM ALIMENTOS (INTEGRADO). 
6. Matrícula: 
7. Empresa cedente de Estágio: 
8. Local : UEPG 
a) Data de início do estágio:_24_/_04_/_2017 
b) Data de termino do estágio:_14_/_08__/_2017 
c) Carga horária total de estágio realizada: 80 Horas 
9. Coordenador de estágio: Enelise Staron 
10. Coordenadora de curso: Grazielle Zeni 
 
 
Ponta Grossa,02 de setembro de 2017. 
 
 
Antônio Celso Rodrigues de Oliveira 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1.1 OBJETIVOS 
O estágio realizado na Universidade Estadual de Ponta Grossa objetivou o 
desenvolvimento de análises físico-químicas no mel, como por exemplo o índice de 
diástase, hidroximetilfurfural (HMF), açúcares redutores, sacarose aparente, 
umidade, pH, acidez, cinzas e sólidos insolúveis. Todos os resultados foram 
comparados com a Normativa nº11 de 20 de outubro de 2000, a qual especifica 
cada parâmetro em seus respectivos máximos e mínimos. 
 
 
 
 
 
1.2 JUSTIFICATIVA 
 
 No estágio foram realizadas análises no mel, o qual se dá em uma 
importância nutricional e comercial, pois foram analisados aspectos que influenciam 
diretamente a qualidade, bem como a sua regulamentação para que não ocorra 
nenhuma forma de lesão ao consumidor. 
Todos os parâmetros foram realizados e comparados aos padrões da 
Normativa nº11 de 20 de outubro de 2000, que gere todos os aspectos deste 
produto a fim de assegurar a sua melhor qualidade. 
 
 
 
 
7 
 
2. FUNDAMENTAÇAO TEÓRICA 
 
O mel é um alimento muito apreciado desde a Grécia antiga, em função do 
seu sabor e do seu considerável valor nutritivo. Sua qualidade nutricional, devida 
presença de vitaminas e minerais, seu alto valor energético, suas propriedades 
medicinais, como a ação antioxidante e a atividade anti-séptica, anti-reumática, 
diurético, digestivo, expectorante e calmante, e suas propriedades sensoriais ainda 
têm atraído inúmeros consumidores para este produto. (BORSATO, 2008 apud 
STARON, 2013) 
Na composição do mel são encontradas, no mínimo, 181 substâncias 
(LOUVEAUX, 1985; SATO; MIYATA, 2000), entre as quais: açúcares, com 
predominância de glucose e frutose, água, uma mistura complexa de outros 
carboidratos, enzimas, aminoácidos, ácidos orgânicos, minerais, substâncias 
aromáticas, pigmentos e grãos de pólen, podendo conter cera de abelhas 
procedentes do processo de extração. No mel, 70% dos açúcares são 
monossacarídeos, logo não necessitam de digestão prévia. (BORSATO, 2008 apud 
STARON, 2013) 
A caracterização físico-química do mel foi estabelecida pelo Ministério da 
Agricultura, Pecuária e Abastecimento, na Instrução Normativa n° 11, de 20 de 
outubro de 2000, a qual constitui o Regulamento de Identidade e Qualidade do Mel. 
Esse regulamento impede a adição de açúcares e/ou outras substâncias que 
alterem a composição original do mel. (BORSATO, 2008 apud STARON, 2013)Ainda 
de acordo com a Normativa nº11, é expressamente proibida a utilização de qualquer 
tipo de aditivos. Os contaminantes orgânicos e inorgânicos não devem estar 
presentes em quantidades superiores aos limites estabelecidos pelo Regulamento 
Técnico MERCOSUL correspondente. (BRASIL, 2000) 
De acordo com a Normativa a cor do mel é variável de quase incolor a pardo-
escura, deve ter sabor e aroma característicos de acordo com a sua origem, a sua 
consistência é variável de acordo com o estado físico em que o mel se apresenta. A 
variedade do mel pode também alterar a composição físico-química, como exemplo 
Açúcares Redutores (frutose e glucose), Sacarose Aparente (porcentagem de 
sacarose no mel), Hidroximetilfurfural (HMF), Atividade Diastásica, cinzas (minerais 
e sujidades presentes no mel), umidade, entre outros. (BRASIL, 2000) 
8 
 
O mel é consumido no Brasil desde 1839, proveniente da abelha Apis 
Mellífera, oriunda de Portugal. Hoje em dia o seu consumoé muito significativo. Sua 
produção é mais elevada nos estados do Rio Grande do Sul e Paraná. 
Existem vários tipos de méis, como o mel floral, que é o mel obtido dos 
néctares das flores, o mel unifloral ou monofloral, que é quando o produto proceda 
principalmente da origem de flores de uma mesma família, gênero ou espécie e 
possua características sensoriais, físico-químicas e microscópicas próprias, o mel 
multifloral ou polifloral, quando o mel é obtido a partir de diferentes origens florais, o 
mel de melato, que é o mel obtido principalmente a partir de secreções das partes 
vivas das plantas ou de excreções de insetos sugadores de plantas que se 
encontram sobre elas, e dentre outros tipos como mel escorrido, mel prensado, mel 
centrifugado, mel de laranjeira, mel de eucalipto, mel do campo, etc. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
 
3. DESCRIÇAO DAS ATIVIDADES DESENVOLVIDAS NO ESTÁGIO: 
As amostras de mel, que vieram diretamente dos produtores do Apiário 
Franco, que é situado no distrito de Itaiacoca (PG) no Sítio Pedra Branca, forneceu a 
amostra com data de fabricação 02/02/2017 e prazo de validade de 02/02/2018, Lote 
702. As amostras foram armazenadas em estufa com umidade controlada (Câmara 
climática SL-206, SOLAB) a 35°C. Sendo que a amostra foi submetida as seguintes 
análises: 
 
3.1 Análise de compostos fenólicos totais (CFT): 
O termo ”compostos fenólicos” abrange grande número de substâncias 
orgânicas, que são compostos aromáticos que se caracterizam pela presença de 
pelo menos um grupo hidroxila ligado diretamente a um anel aromático (SIMÕES, 
2007apud STARON). 
O procedimento desenvolvido por Larrauri; Rupérez e Saura Calixto (1997) 
citado por Rufino (2010) com modificações, no qual foi utilizado para executar a 
extração dos compostos fenólicos totais. O teor de compostos fenólicos foi 
determinado utilizando o método espectrofotométrico Folin-Ciocalteau (SINGLETON; 
ROSSI, 1965) utilizando Ácido Gálico como padrão de referência. (SIGMA ALDRICH 
CHEMICAL CO.) 
A leitura foi realizada em absorbância a 765nm em espectrofotômetro (SP-
2000 Welength, EEQ-9005- EDUTEC, 110), e os resultados expressos em mg de 
ácido gálico (EAG) /100g de amostra. 
Preparo da amostra: 
Homogeneizou-se a amostra com espátula e pesou-se 20g em tubos de 
centrífuga. Extraiu sequencialmente com 40 ml de metanol 50% (50% água, 50% 
metanol), em temperatura ambiente por 1 hora. Os tubos foram centrifugados 
(Centrífuga CELM, modelo COMBATE, série 3548 TECNAL 110/220 V) por 20 
minutos e o sobrenadante foi recuperado. 
Em seguida adicionou-se 40 ml de acetona 70% (30% água, 70% acetona) 
em temperatura ambiente e extraiu por 1 hora, e novamente centrifugado nas 
mesmas condições anteriores. 
Após isso, juntou os extratos de metanol e acetona, e completou até 100 ml 
em balão volumétrico com Água Milli-Q. 
 
10 
 
3.2 Umidade: 
O método utilizado foi o de refratometria (AOAC, 2000), no qual fornece o teor 
de substancia seca em todos os casos que se trate de soluções açucaradas puras 
(CECCHI, 1999 apud GRANATO & NUNES, 2016). 
Os resultados são expressos em g de água/100g de mel, obtido após 
comparar o valor do IR (índice de refração) encontrado na leitura (refratômetro de 
bancada tipo Abbe). Se o mel estiver a exatamente 20°C, pode-se apenas aplicar a 
tabela de IR, más se o mel estiver acima de 20°C, acrescenta-se 0,00023 ao IR para 
cada °C acima, e se estiver abaixo de 20°C, diminui-se 0,00023 para cada °C 
abaixo. 
 
3.3 Índice de diástase: 
Utilizou-se o método de Malaspina (SANTOS; MALASPINA & PALMA, 2003 
apud GRANATO & NUNES, 2016). Esta análise indica se o mel foi adulterado ou 
aquecido, ocasionando a desnaturação parcial ou total das amilases (BOGDANOV; 
RUOFF & PERSANO-ODDO, 2004; Aroucha et al., 2008 apud STARON, 2013). 
Utiliza a leitura espectrofotométrica da descoloração de uma solução de 
amido, iodo e mel em condições controladas (BOGDANOV; MARTIN & LÜLLMANN, 
1997 apud STARON, 2013). 
Quanto mais rápida a descoloração, maior a atividade diastásica da amostra, 
expressa em unidades da Escala GÖTHE por grama de mel. A Escala GÖTHE é 
definida como a quantidade de enzima capaz de converter 0,01g de amido em uma 
hora a 40°C. 
Preparo da amostra: 
Pesou-se cerca de 5g de mel, acrescentando 20 ml de água destilada, 
corrigiu-se o pH desta solução até o valor de 5,3 com NaOH 0,1 Mol/L e completou o 
volume da solução até 50 ml em balão volumétrico. 
A reação ocorre em um tubo de ensaio, no qual contém 5 ml da solução de 
mel, 500µL de tampão acetato 0,1 Mol/L pH 5,3, 500µL da solução de cloreto de 
sódio 0,1 Mol/L, 150µL da solução de iodo 0,02 Mol/L e 9,6 ml de água destilada, 
mantendo em banho- Maria a 40°C±1°C. É essencial que a solução de mel esteja 
tamponada antes do contato com o cloreto de sódio, pois em pH abaixo de 4, a 
atividade diastásica é inibida, também é importante seguir exatamente a ordem das 
ações e sempre levar em conta a temperatura do banho-maria. Adicionando por fim 
11 
 
250µL da solução de amido 1g/100 ml e disparar o cronômetro, agitando a solução 
até completa homogeneização, transferindo uma parte do volume do sistema de 
reação para uma cubeta de 1 cm e medir a absorbância da solução no 
espectrofotômetro a 660nm, utilizando água como branco, retornando a solução 
para o tubo após a leitura. Esta primeira leitura é o valor da absorbância 
inicial (Abs i), aplicada posteriormente na fórmula. 
No decorrer da análise deve-se realizar leituras periódicas de absorbância, 
retornando sempre o tubo ao banho-maria, até atingir um valor entre 0,240 e 0,200. 
Atingindo este valor, a contagem do tempo no cronômetro é imediatamente 
interrompida, sendo o tempo transcorrido registrado. O último valor de absorbância é 
considerado a absorbância final (Abs f). O índice de diástase é calculado da 
seguinte fórmula: 
 
 
 
Sendo: 
0,3=constante de absortividade= (previamente determinado através de 
ensaio sem mel, dado pelo método) 
T(h)=tempo (em hora) entre as medidas de Abs i e Abs f 
V=volume da solução de mel 10% no tubo de ensaio (ml) 
0,016= volume total em litros da solução no tubo de ensaio (16ml) 
A legislação exige um mínimo de diastase de 8 na escala GÖTHE ou 3, se o 
teor de HMF não ultrapassar 15mg/Kg (BRASIL, 2000). 
 
3.4 Hidroximetilfurfural (HMF): 
O HMF pode ser oriundo de duas reações, da desidratação das hexoses em 
condições ácidas, numa velocidade que varia diretamente com a temperatura ou da 
decomposição do 3-deoxiosona na Reação de Maillard (FALLICO; ARENA & 
ZAPPALA, 2008 apud GRANATO & NUNES, 2016). 
O HMF é tóxico para as abelhas, mas não é prejudicial para os consumidores 
nos níveis naturalmente encontrados no mel (KOMATSU; MARCHINI & MORETI, 
2001 apud GRANATO & NUNES, 2016). 
12 
 
O método da análise do HMF é espectrofotométrico (STARON, 2013 APUD 
AOAC, 2000), proposto por White fundamenta-se da diferença de absorbância a 
284nm e 336nm de uma solução aquosa clarificada de mel, contra a referência da 
solução aquosa do mesmo mel na qual o cromóforo do HMF é destruído pelo 
bissulfito (GRANATO & NUNES, 2016 APUD DAYRELL & VITAL, 1991). 
Figura 1: Fórmula molecular do HMF 
 
Fonte: Google imagens 
 
Preparo da amostra: 
Em um béquer, adicionou-se 5 g de mel e cerca de 25ml de água destilada, 
solubilizando a amostra. Adicionando 500µL da solução de Carrez1, homogeneizar, 
e mais 500µL da solução de Carrez 2, homogeneizar (neste momento, a solução se 
torna turva) e completar o volume para 100 ml. Filtrar a solução em papel, 
descartando-se os primeiros 10 ml filtrados. 
Da solução filtrada, pipetar 5 ml em quatro tubos de ensaio. No primeiro, 
adicionar 5 ml da soluçãode bissulfito de sódio 0,2g/100 ml, sendo este o tubo de 
referência. Nos demais adicionados 5 ml de água destilada, sendo chamados de 
solução teste. 
Homogeneizar as soluções e medir em espectrofotômetro nos comprimentos 
de onda de 284nm e 336nm em cubeta de quartzo. Antes das medidas em triplicata 
de cada amostra, o aparelho deve ser calibrado com a solução de referência 
correspondente. 
Se as leituras de absorbância orem superiores a 0,6, deve-se diluir as 
soluções teste e referência na mesma proporção, e repetir a leitura. 
O teor de HMF no mel, expresso em mg/kg é calculado pela seguinte fórmula: 
 
F=149,7, calculado através da seguinte fórmula: 
 
126=Massa molecular do HMF 
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1000=absortividade molecular o HMF a 284nm 
10=centilitro/L 
1000=g/Kg 
5=gramas de mel 
De acordo com a legislação brasileira o mel pode conter no máximo 60mg/Kg 
de HMF (BRASIL, 2000). 
 
3.5 Açúcares Redutores: 
O procedimento de Lane-Eynon é baseado na capacidade dos açúcares 
redutores, como glicose e frutose, reduzirem o cobre presente na solução 
cuproalcalina (Soluções de Fehling A + Fehling B, modificadas por Soxhlet), sob 
ebulição (BOGDANOV; MARTIN & LÜLLMANN, 1997, CECCHI, 1999 apud 
STARON, 2013). 
A solução passa da cor azul para vermelho tijolo, e deve ficar constantemente 
em ebulição durante a titulação, levando no máximo 3 minutos (CECCHI, 1999 apud 
STARON, 2013). 
 Preparo da amostra: 
Deve-se dissolver 5 gramas de mel em água destilada até 25 ml, em balão 
volumétrico (solução 1:5). Desta solução homogeneizada, transferir 2 ml para um 
balão volumétrico de 100 ml (diluição final de 1:250), completar o volume com água 
destilada e homogeneizar, reservando a solução 1:5 para a análise de sacarose 
aparente. 
A titulação é feita com bureta de 25 ml contendo a solução de mel diluída 
1:250 e um Erlenmeyer com 5 ml de solução de Fehling A, 5 ml de Fehling B e 40 ml 
de água destilada. 
Aquecer o Erlenmeyer em chapa aquecedora ou mesmo na chama de um 
bico de Bunsen ou um fogão, usando um tripé ou tela de amianto. Após a solução 
entrar em ebulição é iniciada a titulação, liberando de uma vez 5 ml da solução de 
açúcares na bureta. Com o reinício da ebulição, a solução Fehling torna-se 
avermelhada, mas ainda com muita presença de azul. A titulação deve ser 
reiniciada, desta vez gota a gota, sob agitação e sendo observada a modificação da 
cor. Considera-se o fim da reação quando a solução, contra a luz fluorescente, não 
apresenta qualquer tonalidade ou reflexo azul, estando colorida por um vermelho 
tijolo intenso. 
14 
 
O cálculo da quantidade de açúcares redutores se dá através da seguinte 
fórmula: 
 
AR= açúcares redutores; 
F= fator de correção da padronização das soluções Fehling; 
250= diluição do mel. 
MV- média dos volumes gastos nas soluções 
 
3.6 Sacarose aparente: 
Considerando que a sacarose é um dissacarídeo não-redutor, composto por 
glicose e frutose unidas por ligações glicosídicas (GRANATO & NUNES, 2016 APUD 
NELSON & COX, 2014), admite-se que após a hidrólise, é possível quantificar 
indiretamente a sacarose na solução analisada, através dos açúcares redutores 
formados. 
Preparo da amostra: 
A partir da solução 1:5 utilizada na análise de açúcares redutores, deve-se 
transferir 2 ml para um béquer de 100 ml, adicionando 40 ml de água destilada e 1 
ml de ácido clorídrico (HCl) concentrado. Esta solução deve ser submetida ao 
aquecimento até a ebulição, resfriada e neutralizada com NaOH 5mol/L até pH 7±0,2 
e completada com água destilada até 100 ml, em balão volumétrico. O resultado é 
expresso em açúcares totais (AT). 
 
AT= açúcares totais; 
F= fator de correção obtido da padronização das soluções Fehling. 
MT- média dos volumes gastos nas titulações 
O aquecimento até a ebulição, em condições fortemente ácidas, garante que 
a sacarose seja hidrolisada, tendo como produtos as moléculas separadas de 
glicose e frutose. A massa molecular da sacarose (MM= 342mol/L) fica sendo 95% 
das massas moleculares glicose e frutose juntas (MM= 360mol/L), levando em 
consideração que 5% da massa refere-se à água (MM= 18mol/L) que foi utilizada na 
hidrólise. Assim, a quantidade de sacarose aparente de uma amostra é calculada 
pela equação: 
 
15 
 
SA =sacarose aparente; 
AT= açúcares totais; 
AR= açúcares redutores. 
 
3.7 Sólidos insolúveis: 
Os sólidos insolúveis do mel consistem de partículas de cera em suspensão, 
fragmentos de insetos e plantas e ainda grãos de pólen. Além de outros elementos 
inerentes do mel ou do processamento que este sofreu (MENDES et al., 2009 apud 
GRANATO & NUNES, 2016). Esta análise permite detectar as impurezas no mel, 
tornando-se uma importante medida de controle higiênico (SILVA et al., 2006 apud 
GRANATO & NUNES, 2016). 
Preparo da amostra: 
Para esta análise utiliza-se o método gravimétrico com filtração em cadinhos 
porosos (BOGDANOV; MARTIN & LÜLLMANN, 1997 apud STARON, 2013 ). 
Deve-se pesar cerca de 5 gramas de mel, diluindo em água a 80ºC e 
transferir para cadinho poroso nº3 acoplado ao Kitassato, o cadinho deve ser 
previamente seco a 105ºC por 12h, resfriado em dessecador e pesado. Filtrar sob 
vácuo e lavar a amostra de mel no cadinho, com água a 80ºC, até o volume de cada 
filtrado atinja 1L. Em seguida o cadinho é novamente seco a 105ºC por 12h, 
resfriado e pesado. 
O cálculo da quantidade de sólidos insolúveis se dá através da seguinte 
fórmula: 
 
 
Massa dos sólidos= cadinho filtrado e seco cadinho seco 
O máximo permitido é de 0,1g/100g de mel, más quando o mel for prensado 
se tolera até 0,5 g/100g (BRASIL, 2000). 
 
 
 
3.8 pH e acidez: 
A acidez no mel é importante, pois previne a ação de micro-organismos, 
contribui para o sabor do mel, aprimoramento das reações químicas e atividade 
16 
 
antioxidante (GRANATO & NUNES, 2016 APUD GHELDOF & WANG et al., 2002; 
CAVIA et al., 2007). 
O ácido presente no mel é o ácido glucônico, além dos ácidos fórmico, 
acético, benzóico, butírico, láctico, oxálico, málico, succínico, pirúvico, glicólico, 
cítrico, fenilacético, tartárico, maleico, piroglutâmico e valérico (STARON, 2013 
APUD STRINSON et al., 1960; ANDRADE et al., 1997; SUAREZ-LUQUE et al., 
2002). 
Preparo da amostra: 
Para a medida do pH e da acidez no mel, deve-se pesar 2,0 gramas da amostra e 
diluir em água destilada até o volume de 15ml. O pH deve ser determinado com 
auxílio de um pHmetro, previamente calibrado com as soluções-tampão pH 4 e 7. A 
mesma solução de mel deve ser utilizada na determinação de acidez, por titulação. 
Colocar a solução de mel em um erlenmeyer, adicionar duas gotas de 
fenolfetaleína e titular com NaOH 0,05 mol/L em bureta de 10 ml, até o ponto de 
viragem com coloração levemente rósea, que persiste por 10 segundos (GRANATO 
& NUNES, 2016 APUD KOMATSU, 1996). 
Para o cálculo de acidez utiliza-se a equação: 
 
Vg= volume gasto na titulação (mL); 
Cm= concentração molar do NaOH; 
Fc= fator de correção do NaOH; 
Ma= massa da amostra em gramas. 
 
3.9 Cinzas: 
O mel apresenta um baixo conteúdo de cinzas, o qual depende do material 
recolhido pelas abelhas durante a coleta do néctar e melato (RODRÍGUEZ et al., 
2004 apud GRANATO & NUNES, 2016). Os valores obtidos para este parâmetro 
estão relacionados com a presença quantitativa do material mineral no mel, 
influenciado também pelo tipo de solo em que a planta nectarífera tem seu 
crescimento (FELSNER et al., 2004; BORSATO et al., 2010 apud GRANATO & 
NUNES, 2016). 
 
 
17 
 
Preparo da amostra 
Adiciona-se 2 gramas de mel em cadinho, que previamente deve ser 
calcinado a 550ºC em forno mufla por uma hora, resfriado em dessecador e pesado. 
O cadinho com mel deve ser levado à capela e as amostras carbonizadas em 
chama. Esse procedimento evita que as amostras transbordem do cadinho e se 
acumule no interior da mufla. O cadinho deve retornar para a mufla por 6 horas a 
550°C, apósisso, deve ser resfriado em dessecador e pesado. 
O cálculo de cinzas se dá através da seguinte fórmula: 
 
 
Massa de cinzas= cadinho pós queima – cadinho vazio 
A legislação brasileira exige para o mel floral cerca de 0,6g/100g, e para o mel 
de melato, 1,2g/100g. 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÕES: 
CFT (Compostos fenólicos totais): 
A amostra de mel apresentou 20,83±2 mgEAG/100g na análise de compostos 
fenólicos totais, sendo inferior aos resultados encontrados por LIMA et al., (2015), 
que encontrou valores entre 25,50 a 37,17mg EAG/100g. Também sendo inferior 
aos resultados encontrados por STARON et al., (2013), na qual foram encontrados 
valores entre 35,08 a 95,43 mg EAG/100g. 
O conteúdo de fenólicos totais em mel e mesmo a variedade de fenólicos é 
mutável para cada tipo de mel, isso se deve ao fato de que a maioria das plantas 
contém um grande número de polifenóis e flavonoides e cada planta tende a ter um 
perfil distinto (AL-MAMARY et al., 2002; WEI & ZHIRONG, 2003 apud GRANATO & 
NUNES, 2016). 
 
Umidade: 
Na análise umidade, a amostra se manteve estável em 16,8g de água/100g 
de mel na primeira semana de análises, chegando de 19,6 a 19,8g de água/100g de 
mel nas semanas seguintes, sendo muito próximo ao resultado encontrado por 
STARON et al., (2013), que encontrou o valor de 17,20±0,12g/100g de umidade para 
este mesmo mel. 
18 
 
Borsato (2008) e Vargas (2006) determinaram valores de umidade, com méis 
provenientes dos Campos Gerais, de 15,10 a 18,43% e de 15,56 a 21,58% 
respectivamente. 
O teor de umidade no mel depende das condições ambientais e da 
manipulação de apicultores no período de colheita, época e grau de maturação do 
mel (RODRÍGUEZ et al., 2004; YANNIOTIS et al., 2006; BORSATO,2008 apud 
STARON, 2013). 
De acordo com Bogdanov, Martin e Lüllmann, o mel deve-se manter estável e 
livre de fermentação, sendo acima de 20g/100g de umidade o mel fica sujeito à 
fermentação e não é aceito na comercialização. A legislação brasileira permite 
conteúdos de umidade até 21g/100g de umidade (BOGDANOV; MARTIN & 
LÜLLMANN, 1997 apud STARON, 2013). 
 
Índice de diástase: 
No índice de diástase, a amostra apresentou na 1º semana um índice de 
3,3±0,2, na 2° semana 3,29±0,13, na 3º semana 2,93±0,15, na 4° semana 4,07±0,63 
e na 5° semana 5,7±0,38. 
A legislação exige um mínimo de diástase de 8 ou 3 na escala Göthe, se o 
HMF não ultrapassar 15mg/Kg (BRASIL, 2000), o índice de diástase mostrou-se 
dentro da legislação, até a 2º semana de análises, más com uma queda no padrão a 
partir da 4°semana, pois o índice sempre deve diminuir de acordo com o prazo de 
validade estimado do produto, já que o índice de diastase é afetado pelo tempo de 
armazenamento e temperatura (STARON, 2013), porém este fator pode ter sido 
influenciado também pelas trocas de equipamentos utilizados na 3°, 4° e 5° 
semanas de análises, que foram pontos cruciais no resultado final. 
Os únicos resultados que saíram fora, de acordo com a legislação, foram os 
da 3º, 4° e 5° semanas de análises, que apresentaram entre 2,93±0,15, 4,07±0,63 e 
5,7±0,38 respectivamente. 
Se analisarmos uma média no decorrer do índice, notaremos que, ele sempre 
esteve dentro dos padrões exigidos pela legislação até a 3° semana, sendo que o 
HMF nunca chegou exatamente a 15mg/Kg. 
Comparando com os resultados encontrados por STARON et al., (2013), que 
encontrou valores entre 10,11±1,08 com HMF de 0,75±0,01,e também de acordo 
com os resultados encontrados por Ajlouni e Sujirapinyokul et al, (2010), que 
19 
 
encontraram valores entre 9,43 a 22,1 para méis comerciais e 17,6 a 25,4 para méis 
não processados, a amostra por nós analisada, possui uma atividade diastásica 
muito baixa, levando em conta o tipo de florada e a época em que o mel foi 
produzido.(STARON, 2013 APUD CRANE, 1983; SHADE et al., 1958; BOGDANOV 
et al., 2004; SAK-BOSNAR & SAKAC, 2012). 
Analisando os dados, o mel está de acordo com a legislação logo após o seu 
processamento, obviamente há uma alteração depois de um período após a sua 
produção, armazenamento e consumo. 
 
Hidroximetilfurfural (HMF): 
O HMF apresentou na 1º semana o valor de 6,1876±0,9mg/Kg, na 2º semana 
13,5728±0,6mg/Kg, na 3º semana 5,0898±0mg/Kg, na 4º semana 
6,1876±0,08mg/Kg e na 5º semana 4,6705±0,02mg/Kg. 
Gráfico 1: Índice de HMF durante as semanas 
 
Comparando com o máximo exigido pela legislação, que é de 60mg/Kg, o mel 
está de acordo com a mesma. 
Por mais que os resultados não formaram um padrão em ordem crescente, 
pois o HMF aumenta de acordo com uma temperatura elevada, e os resultados não 
ultrapassaram 15mg/Kg, pois o índice de diástase se manteve perto de 3, todos os 
resultados estão de acordo com a legislação. 
De acordo com STARON et al. (2013), que encontrou valores entre 0,24 e 
1,70mg/Kg, os níveis de HMF estarão dentro da legislação se não ultrapassarem 
60mg/Kg como máximo, e 15mg/Kg se o índice de diástase for 3. 
 
 
20 
 
Açúcares redutores (AR): 
Na análise de açúcares redutores obteve os valores sem significativa 
diferença, variando entre 69,8% a 73,04%, atendendo aos limites exigidos pela 
legislação brasileira a qual determina um mínimo de 65% para o mel floral. 
Os resultados foram inferiores aos encontrados por STARON et al. (2013), 
que encontrou valores de 87,68% a 89,89%. Sendo os valores encontrados neste 
trabalho próximos aos de Azeredo et al. (2003), que determinou valores de 67,3% a 
73,5% para méis de diferentes origens. 
 
Sacarose aparente (SA): 
No índice de sacarose aparente, foram determinados valores variando entre 
4,90% a 5,72% nas três primeiras semanas, nos quais os resultados estão de 
acordo com a legislação que exige um máximo de 6%, e próximos aos de STARON 
et al. (2013), que encontrou valores de 3,79% a 5,67%. 
Porém na 4º semana obteve-se um índice de sacarose aparente de 7,58%, 
logo o índice de SA deve sempre diminuir, por causa da enzima invertase que 
permanece no mel até sua inativação (PEREIRA, 2003 apud STARON, 2013 ) 
Quanto ao aumento no índice de SA, podemos comparar esse aumento tanto 
para o índice de diastase quanto para o HMF em proporção, onde também a partir 
da 4°semana tiveram um aumento significativo. 
 
 
Sólidos insolúveis: 
O índice de sólidos insolúveis apresentou o valor de 0,07±0,01, sendo que a 
legislação exige um máximo de 0,1g/100g de mel, mas quando o mel for prensado 
se tolera até 0,5g/100g de mel (BRASIL, 2000 apud STARON, 2013 ). 
Sendo este valor muito próximo aos encontrados por STARON et al., (2013) 
que obteve valores entre 0,02 a 0,06%. 
Logo, os valores estão de acordo com a legislação no incide de sólidos 
insolúveis, indicando boas práticas de higiene no apiário produtor do mel analisado. 
(STARON et al., 2013). 
 
 
 
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pH: 
O valor de pH obtido foi de 4,27±0,01, estando de acordo com a legislação, 
pois esta não determina valores de pH no mel, já que valores baixos podem ajudar a 
evidenciar adulterações por xarope de sacarose ou amido invertido por hidrólise 
ácida, e valores muito altos são encontrados em caldas de sacarose sem adição de 
amido (BRASIL, 2000; BOGDANOV; MARTIN & LÜLLMANN; 1997; MERCOSUL, 
1999 apud STARON, 2013 ). 
 
Cinzas 
O teor de cinzas obtido foi de 0,2±0,0006, estando de acordo com a 
legislação, que exige um máximo de 0,6% para o mel floral e de 1,2% para o mel de 
melato. 
STARON et al., (2013) encontrou valores de 0,24 a 0,52%, estando muito 
próximo dos valores encontrados para este mesmo mel. 
A determinação de cinzas possui importância significativa, podendo 
determinar irregularidades, fraudes e adulterações. (SCHLABITZ et al., 2010 apud 
GRANATO & NUNES, 2016 ) 
 
Acidez: 
No teor de acidez foi obtido o valor de 18,08 mEq Kg, estando de acordo com 
a legislação que exige um máximo de 50 mEq Kg (BRASIL, 2000 apud STARON, 
2013) 
STARON et al., (2013) encontrou valores entre18,16 a 33,11 mEqKg, 
estando os resultados muito próximos neste parâmetro 
A variação de acidez em méis é resultante do tipo de florada a qual influencia 
na composição do néctar, este que possui diversos ácidos orgânicos, já citados 
neste trabalho (ROOT, 1985 apud STARON, 2013 ). 
 
 
 
 
 
 
22 
 
5. ÁREAS DE IDENTIFICAÇAO COM O CURSO: 
 
 Em uma ligação direta com o curso, teve uma relação com as disciplinas de 
Analise de alimentos e Bioquímica, onde o conteúdo abordado está relacionado com 
as atividades desenvolvidas no estágio, como por exemplo as análises de 
Espectrofotometria, gravimetria, para além das reações que ocorrem nas mesmas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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6. CONCLUSÃO: 
 
O estágio contribuiu para a minha formação como aluno e como pessoa, pois 
as atividades realizadas diariamente fornecem uma responsabilidade e experiência 
onde somente a teoria não fornece, também para o conhecimento pessoal, onde o 
mel, que foi o produto estudado, por mais que muito consumido não muito conhecido 
teoricamente. 
Houve a possibilidade de avaliar parâmetros no mel onde determinam se este 
está ou não apto a ser comercializado, estes por mais simples que sejam, são de 
extrema importância. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS: 
 
GRANATO, D. & NUNES, D. S. Análises químicas, propriedades funcionais e 
controle da qualidade de alimentos e bebidas: Uma abordagem teórico-prática. 
Rio de Janeiro, Ed. Elsevier. P. 148-168, 2016. 
STARON, E. A. Classificação de mel por quimiometria durante o 
processamento e o armazenamento. [Dissertação] Ponta Grossa: Universidade 
Estadual de Ponta Grossa, 2013. 
 
 
 
 
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