Carboidratos_Apostila DBQ IQ

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Glicídeos 35
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
GLICÍDEOS 
 
 
 
IMPORTÂNCIA 
O 
 
s glicídeos e seus derivados encontram-se amplamente difundidos na natureza e 
desempenham um papel fundamental na vida dos animais, dos vegetais e dos 
microorganismos. 
Os glicídeos mais simples são utilizados na produção de energia, na síntese de 
compostos não glicídicos e são constituintes essenciais de substâncias como ácidos nucléicos e 
outros cofatores requeridos pelo metabolismo celular. 
Os glicídeos mais complexos são os principais componentes das paredes celulares de plantas e 
microorganismos, desempenhando um papel estrutural. Podem funcionar, também, como 
material de reserva. Outros polímeros lubrificam juntas esqueléticas e participam no 
reconhecimento e adesão entre células. Polímeros mais complexos covalentemente ligados a 
proteínas ou lipídeos atuam como sinais que determinam a localização intracelular ou o destino 
metabólico dessas moléculas híbridas, denominadas glicoconjugados. 
 
CONCEITO 
 
Os glicídeos podem ser definidos como polihidroxialdeídos ou polihidroxicetonas ou como 
substâncias que produzem um destes compostos por hidrólise. 
 
CLASSIFICAÇÃO 
 
Os glicídeos podem ser classificados em 3 grupos: 
 
Ÿ�Monossacarídeos 
Ÿ�Oligossacarídeos 
Ÿ�Polissacarídeos 
 
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Monossacarídeos: (mono em grego = um) - São glicídeos simples, não hidrolisáveis, hidrossolúveis, 
sólidos e de sabor doce. Eles têm como fórmula geral (CH2O)n onde n t 3. Na natureza, o 
monossacarídeo mais abundante é o açúcar de seis carbonos D-glicose, também denominado 
dextrose. 
 
 Exemplo: D-glicose e D-frutose 
 
 
C
O 
C
H 
OH H 
H C
H OH C
H OH C
CH 2 O H 
HO 
D-Glicose 
HO
CH2 OH
C OHH
C OHH
C H
C O
CH2 OH
D-Frutose 
 
 
Oligossacarídeos: (oligo, grego = pouco) - São compostos de 2 a 10 moléculas de 
monossacarídeos unidos por ligações glicosídicas. São hidrossolúveis, sólidos e de sabor doce. 
Os mais abundantes são os dissacarídeos com duas unidades de monossacarídeos como a 
sacarose ou açúcar de cana, constituídos pelos açúcares de seis carbonos D-glicose e D-frutose. 
Nas células, a maioria dos oligossacarídeos com 3 ou mais unidades de monossacarídeos não 
ocorrem como entidades livres mas ligadas a outro tipo de moléculas, lipídeos ou proteínas. 
 
O
CH2OH
OH
OH
CH2OH
H
H
H
O
O
CH2OH
OH
OH
OH H
H
H
H
H
O
 
resíduo de 
D-D-glicose 
resíduo de 
E-D-frutose
Sacarose (ligação D-1, E-2) 
 
Polissacarídeos: (poli, grego = muito) - São compostos que podem conter centena ou milhares de 
monossacarídeos por hidrólise. São insolúveis em água, sem gosto e possuem elevado peso 
molecular (PM). Algumas dessas moléculas de polissacarídeos como a celulose são cadeias 
lineares enquanto que outras, como o glicogênio, apresentam cadeias ramificadas. Tanto a 
celulose quanto o amido são constituídos por unidades de D-glicose, mas diferem no tipo de 
ligação glicosídica e, consequentemente, apresentam notáveis diferenças em suas propriedades e 
papéis biológicos. 
 
 
Exemplo: Amido, glicogênio, celulose. 
 
 
 
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Glicídeos 37
 
MONOSSACARÍDEOS 
 
Importância e ocorrência biológica 
 
Os monossacarídeos mais abundantes nos alimentos, principalmente em sucos de frutas, são D-
glicose e D-frutose; outros como D-galactose, D-manose, D-xilose, L-arabinose e D-ribose são 
também encontrados, porém, em pequenas quantidades. 
Desses, a glicose é o monossacarídeo mais importante sendo encontrado em muitas variedades 
de plantas assim como no sangue de animais. A glicose pode ser estocada sob a forma de 
glicogênio (músculo e fígado de animais e em microorganismos) ou amido (vegetais) e é o 
açúcar oxidado preferencialmente por todos os tipos de células para a produção de energia. 
 
Classificação 
 
Os monossacarídeos podem ser classificados em aldoses e cetoses, se tiverem um grupamento 
aldeído e cetona, respectivamente. 
Dependendo do número de átomos de carbono, eles podem ser classificados em trioses, tetroses, 
pentoses, hexoses, heptoses, por exemplo. 
 
Características 
 
Isomeria - Centros assimétricos 
 
Isômeros são todas aquelas substâncias que apresentam a mesma fórmula geral. 
 
C2H6 0 álcool etílico CH3 CH2 OH
 
 C2H6 0 éter metílico CH3 O CH3
 
 
A isomeria pode ser dividida em isomeria estrutural (de função, de cadeia, de posição) e 
estereoisomeria (ótica e geométrica). Dois tipos de isomeria são encontrados nos glicídeos: 
isomeria estrutural de função e estereoisomeria ótica. 
 
A D-glicose e a D-frutose são exemplos de isomeria estrutural de função, pois apresentam a 
mesma fórmula molecular e diferentes grupos funcionais (grupamentos aldeído e cetona, 
respectivamente). 
Os isômeros óticos são de 2 tipos: enanciômeros e diastereoisômeros. 
Enanciômeros: apresentam as mesmas propriedades químicas e físicas (ponto de fusão, ponto de 
ebulição, solubilidade em água, etc.) diferindo apenas no desvio do plano da luz polarizada, 
sendo um isômero a imagem especular do outro. 
 
Exemplos: D e L-gliceraldeído 
 
HO
CH
2
OH
H OH
H
C
O
C C
O
C
H
H
CH
2
OH
D-Gliceraldeído L-Gliceraldeído 
O D(+)Gliceraldeído desvia o plano da luz 
polarizada para a direita enquanto o 
L(-)Gliceraldeído o faz para a esquerda. 
 
 
 
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Este composto existe em duas formas diferentes porque possui um centro de assimetria (1 
átomo de C assimétrico). Todos os monossacarídeos apresentam átomos de C assimétricos e 
quanto maior o número de átomos de C assimétricos maior o número de isômeros óticos. O 
gliceraldeído é tomado como referência para a determinação da configuração de toda a série de 
substâncias oticamente ativas. A configuração do C assimétrico mais distante do grupamento 
funcional aldeído ou cetona determina se o glicídeo pertence à série D (hidroxila representada 
para a direita) ou à série L (hidroxila representada para a esquerda), isto é, se está relacionado 
estruturalmente ao D ou ao L gliceraldeído. 
 
Exemplo: D e L-glicose 
 
C
C
C
C
C
H
H
H
H
OH
OH
OH
OH
CH2OH
H O
 
CH2OH
C
C
C
C
C
OH
OH
OH
OH H
H
H
H
H O
 
D - glicose e L - glicose são enanciômeros 
D-Glicose L-Glicose 
 
O fato do glicídeo pertencer à série D não implica necessariamente no fato de que ele seja 
dextrorrotatório, ou seja, desvie o plano da luz polarizada para a direita. 
Exemplo: A D-glicose e a D-frutose pertencem ambas à série D, entretanto, a D-glicose 
é dextrorrotatória (D(+) glicose) enquanto que a D-frutose é levorrotatória (D(-) frutose). 
 
Diastereoisômeros: apresentam propriedades físicas e químicas diferentes. A maioria das 
hexoses dos organismos vivos são D-isômeros. Cada uma das oito D-aldohexoses que diferem na 
estereoquímica do C-2, C-3 ou C-4 possui seu próprio nome: D-glicose, D-galactose, D-manose. 
 
Exemplo: D-glicose, D-manose, D-galactose 
 
HO
C
O
C
H
OH
H
HC
H OHC
H C
CH2 OH
HO
D-Manose
C
O
C
H
OHH
HC
H OHC
H OHC
CH2 OH
HO
D-Glicose
HO
C
O
C
H
OHH
HC
H OH
C H
C
CH2 OH
HO
D-Galactose 
 
Quando diastereoisômeros de uma mesma série diferem um do outro apenas em relação à 
configuração de um único átomo de C assimétrico (que não seja aquele que determina a série) 
eles são ditos epímeros, como é o caso da D-glicose e a D-manose ou a D-glicose e a D-
galactose. 
 
 
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Glicídeos 39
Mutarrotação 
 
Por uma questão de didáticae simplificação, até agora as estruturas de várias aldose e cetoses 
foram representadas na forma de cadeias lineares. De fato, em solução aquosa, aldotetroses e 
todos os monossacarídeos com cinco ou mais átomos de carbono em seu esqueleto ocorrem, 
predominantemente, como estruturas cíclicas (anéis) em que o grupo carbonila formou uma 
ligação covalente com o oxigênio de um grupo hidroxila localizado ao longo da cadeia. A 
formação destas estruturas em anel é o resultado de uma reação geral entre aldeídos ou cetonas e 
álcoois formando derivados chamados hemiacetais ou hemicetais que contêm um novo centro 
quiral, o carbono da carbonila (átomo de carbono assimétrico adicional) e, então, pode existir em 
duas formas estereoisômeras. 
A reação de uma segunda molécula de álcool produz um acetal ou cetal. Quando o segundo 
álcool é parte de uma outra molécula de açúcar, a ligação resultante é denominada ligação 
glicosídica. 
 
R C
O
H R` OH+ +
R`
H
O
CR
OH
OHR`
O
R C
O
H
R`
R`
aldeído álcool
hemiacetal acetal
cetalhemicetal
álcoolcetona O
CR
O
R`OH
OH
R C
O
R` ++ OHR``
O
CR R`
R``
R``
R``
R``
 
 
No caso dos glicídeos, a existência desses grupamentos numa mesma molécula, (grupamentos 
aldeído ou cetona e grupamento alcoólico) permite uma reação intramolecular. Por exemplo, a 
D-glicose existe em solução como um hemiacetal intramolecular, em que o grupo hidroxila do 
C-5 reagiu com o grupo aldeído do C-1 tornando este C-1 um centro quiral e produzindo 2 
estereoisômeros designados D e E. 
Formas isoméricas de monossacarídeos que diferem somente em sua configuração em torno do 
átomo de carbono hemiacetal ou hemicetal são denominados anômeros e o átomo de carbono 
hemiacetal ou hemicetal é chamado carbono anomérico. Os D e E anômeros da D-glicose sofrem 
interconversão em solução aquosa por um processo denominado MUTARROTAÇÃO que pode 
ser visualizado quando a D-glicose, por exemplo, é dissolvida em água. Esta solução tem um 
poder rotatório específico inicial, que vai se modificando gradativamente até atingir o valor de 
(+52,7o). Isto acontece porque a reação intramolecular dá origem a mais um C assimétrico na 
molécula e por conseguinte, a duas formas isômeras de D-glicose, denominadas D-D-glicose 
(com poder rotatório de (+112,2o) e E-D-glicose (com poder rotatório de (+18,7o). 
Se tivermos uma solução recém preparada de D-D-glicose, esta vai se transformando em E-D-
glicose até atingir um equilíbrio entre as duas formas e vice-versa. Essa mistura consiste de 
cerca de um terço de D-D-glicose e dois terços de E-D-glicose e de quantidades muito pequenas 
das formas lineares e anéis de cinco componentes. 
 
 
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O 
OH
H
H 
H
H 
O H 
OH 
C H 2 O H 
H 
O H 
O OH
H
H
H
H
OH
OH
CH2OH
H
OH
C 
C 
C 
C 
C H O 
O H 
O H 
O H 
H O 
H 
H 
H 
H 
C H 2 O H 
CH2OH
OHH C
C
C C
C
OH
OH
OHH
H
H
O
D -D-Glicopiranose -D-Glicopiranose E 
OH hidroxila heterosídica 
= 
 
E-D-glicoseD-D-glicose
 
Como esta reação intramolecular é reversível, a solução de glicose apresenta na realidade as três 
estruturas em equilíbrio, sendo que a forma aberta representa somente cerca de 0,025% do total 
dissolvido. 
De acordo com o esquema anterior para a forma cíclica da glicose, notamos que o grupo aldeído 
do carbono 1 e o grupo hidroxila do carbono 5 reagiram para formar o hemiacetal cíclico, dando 
aparecimento a um anel de 6 elementos chamado piranose que é o mais comum para todos os 
glicídeos. Entre os glicídeos também encontramos hemiacetais cíclicos com 5 elementos 
denominados furanose. 
Estas denominações são dadas por analogia aos éteres cíclicos pirano e furano. 
 
CHHC
CH
O
HC
 
O
OH
OH
H
H
H C 2OH
CH2OH
OH
H
 
H2C CH
CHHC
HC O
 
O
OH
OH
OH
OH H
H
H
H
H
CH2OH
 
Furano Fruto-furanose Pirano Glicopiranose 
 
Este tipo de projeção representa melhor a configuração das oses. As fórmulas em perspectiva de 
Haworth são comumente usadas para mostrar as formas em anel dos monossacarídeos. 
Entretanto, o anel de 6 membros não é planar, como as perspectivas de Haworth sugerem, e 
tendem a assumir uma das duas conformações em cadeira. Nele, o anel está situado no plano 
horizontal e as OH e os H estão em plano perpendicular. As OH situadas à direita na projeção de 
Fischer são representadas abaixo no plano do anel, e as situadas à esquerda, acima. A estrutura 
 
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Glicídeos 41
cíclica dos glicídeos explica melhor as suas propriedades, uma vez que eles se comportam mais 
como hemiacetais do que como aldeídos ou cetonas. 
 
Obs: A presença de OH heterosídica livre (isto é, não comprometida numa ligação química) 
confere à molécula poder redutor. 
 
 
Propriedades Químicas 
 
Ação de ácidos 
 
Soluções diluídas de ácidos inorgânicos à temperatura ambiente, além de catalisarem a 
anomerização têm pouco efeito sobre os monossacarídeos. 
Ácidos inorgânicos concentrados, a quente, produzem mudanças complexas que envolvem 
desidratação. 
As pentoses quando tratadas, por exemplo, com HCl 12% a quente são completamente 
transformadas em furfural. 
 
C
C CC
C
H H
H H
H
OH
OHHO
HO O
H
C
C CC
C
O
H
H
H
H
O
H
+
H2O+ 3
Pentose Furfural 
 
 
As aldohexoses produzem 5-hidroximetilfurfural. Acredita-se que no primeiro estágio da 
reação haja formação do 1,2 enediol correspondente, que então sofre posterior desidratação e 
ciclização, de acordo com o esquema a seguir: 
 
 
H O H 2 C 
H 
H 
H 
C 
C C 
C 
O 
OH 
OH 
HO 
HO 
H
C 
O
C 
C C 
C 
H 
H 
H 
H 
H + 
H2O + 
H
H H
C
C C
C
HO
HO
OH
OH
H O H2C CHOH C HOHHOH2 C 
HO OH 
OH HO 
H O H 2 C C H OH
+H2O
O 
C 
C C 
C 
H 
H 
H H H
C
C C
C
O
CHOHHOH2C
OH
H2O + 
HOH 2 C 
O 
C 
C C 
C 
H H 
C
O
H
aldohexose 
5-hidroximetilfurfural 
H+ 
'
cetohexose 
 
As cetohexoses, particularmente a D-frutose, são também convertidas a 5-hidroximetilfurfural mais 
facilmente e com maior rendimento. Segundo Haworth, isto ocorre porque a frutose reage na forma 
furanosídica. 
Testes coloridos para vários açúcares baseiam-se nestas reações. O 5-hidroximetilfurfural pode 
sofrer uma posterior degradação dando ácido levulínico e quantidades consideráveis de produtos de 
condensação escuros, conhecidos como huminas. 
 
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H
O
C 
H H 
C
C C 
C 
O 
H O H 2 C 
+
H2O
HCOOH
HO
H
C
H C
HH C
O
C
O
CH3
5-hidroximetilfurfural 
 ácido 
fórmico 
 ácido 
levulínico 
2
 
 
Ação de bases 
 
Os monossacarídeos sofrem profundas mudanças em soluções diluídas de bases inorgânicas. As 
reações podem ser divididas em 3 grupos: 
 
Ÿ�isomerização 
Ÿ�clivagem em produtos com menor número de átomos de carbono 
Ÿ�mudanças estruturais profundas com simultânea oxidação e redução produzindo 
ácidos sacaríneos. 
 
Isomerização 
O álcali exerce este efeito estabelecendo o equilíbrio entre o monossacarídeo e uma estrutura 
enediol. 
 
 
 
 Exemplo: O
CH2OH
OH
OH
OH H
H
H
H
H
OH
C
C OH
H OH
C
C OH
OH
H
OH
-
 
Uma aldose dá origem a uma mistura de substâncias que contém além da aldose original, seu 
epímero e a cetose correspondente a esse par de epímeros. Assim, quando uma solução de 
glicose é colocada em álcali diluído (por exemplo:NaOH 0,05N), à temperatura ambiente por 
determinado tempo e, posteriormente acidificada, fornece uma mistura de manose (25%), 
frutose (31%) e glicose (63,5%). 
Acredita-se que um produto intermediário nestas conversões é sempre um 1,2 enediol que, no 
equilíbrio, pode dar um par de aldoses epímeras e uma cetose. 
 
 
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Glicídeos 43
OH
OH
H
C
CC
O
C
H
OHH
C C HHHO HO
HO
C
C H
O
CH 2 O H
Aldose Aldose
Cetose
1,2 enedio l
HC
C
C
H
HHO
HO
O
 
 
Uma permanência por mais tempo na solução de NaOH 0,05N ou o uso de soluções mais 
concentradas (por exemplo, NaOH 0,5N) leva à formação não apenas do 1,2 enediol, mas 
também do 2,3 e 3,4 enedióis, que são aparentemente produzidos a partir de cetoses presentes na 
mistura. 
 
Poder redutor 
 
Tanto as aldoses como as cetoses (que têm a OH heterosídica livre) apresentam as mesmas 
propriedades que os aldeídos e são capazes de serem oxidadas por soluções alcalinas de metais 
(Cu2+, Fe3+, Ag+, Bi3+ e Hg2+), quando o grupo carbonila é oxidado a grupo caboxílico. A esta 
propriedade denomina-se poder redutor. Glicose e outros açúcares capazes de reduzir esses 
íons, são denominados açúcares redutores. A oxidação do carbono anomérico da glicose e de 
outros açúcares é a base para a reação de Fehling. Sob condições alcalinas é produzido o ion 
cuproso, Cu1+, que forma um precipitado vermelho de óxido cuproso. Na forma de anel 
hemiacetal, o C-1 da glicose não pode ser oxidado pelo Cu2+. Entretanto, como a forma em 
cadeia aberta está em equilíbrio com a forma cíclica, eventualmente a reação de oxidação é 
completada. A reação com Cu2+ não é tão simples quanto parece: além do D-gliconato, alguns 
ácidos de cadeia menor são produzidos pela fragmentação da glicose. É possível estimar a 
concentração desse açúcar, medindo-se a quantidade de agente oxidante reduzido. 
As cetoses são agentes redutores tão efetivos quanto as aldoses embora as cetonas simples não o 
sejam. Alguns autores apontam os enedióis formados nesta interconversão aldose-cetose em 
soluções alcalinas, como substâncias altamente reativas e responsáveis pela redução dos agentes 
oxidantes. Outros atribuem esta propriedade ao grupamento aldeído na forma aberta que 
também está presente nesta interconversão. Outros ainda, sugerem que, em meio básico, há a 
formação de uma série de produtos de degradação que apresentam propriedades redutoras . 
O poder redutor é uma propriedade muito usada para determinações quali e quantitativas de 
açúcares, sendo os reagentes contendo Cu2+ os mais comumente utilizados. 
 
 
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O
CH2OH
OH
OH
OH H
H
H
H
H
OH
1
3
4
2
6
5
 
C
C
C
C
C
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
H
CH2OH
O
Cu2
2+
Cu2
+
C
C
C
C
C
OH
OH
OH
HO
H
H
H
H
CH2OH
OO
-
1
3
4
2
6
5
E-D-Glicose D-Glicose D-Gliconato (forma linear) 
 
Clivagem em produtos com menor número de átomos de carbono: 
 
Um tratamento de hexoses com bases fortes dá origem a fragmentos contendo 3 átomos de 
carbono como o 2-hidroxipropionaldeído, ácido pirúvico, metilglioxal e ácido lático, formados a 
partir de gliceraldeído e di-hidroxi acetona (os primeiros da degradação). 
 
 
OLIGOSSACARÍDEOS 
 
Importância e ocorrência biológica 
 
Alguns oligossacarídeos ocorrem livres na natureza, enquanto outros são obtidos como produtos 
de hidrólise parcial de polissacarídeos. 
Entre os oligossacarídeos naturais temos a sacarose, presente como reserva da cana e beterraba, 
em néctar de flores e em frutos; é o nosso açúcar de mesa, usado abundantemente como fonte de 
alimentação animal. 
A lactose, açúcar do leite de mamíferos, é importante também na alimentação animal e é obtida 
comercialmente como subproduto da fabricação de queijos. 
A trealose é encontrada em bolores, leveduras e na hemolinfa de insetos e a rafinose, em 
beterraba e sementes de algodão. 
Existem outros que ocorrem eventualmente na natureza, como é o caso da maltose, que aparece 
durante a germinação de grãos de cevada (malte) como produto da ação de amilases sobre o 
amido e da celobiose, obtida por hidrólise parcial da celulose. 
 
Classificação 
 
Os oligossacarídeos podem ser classificados de acordo com o número de unidades de 
monossacarídeos presentes na sua molécula em: dissacarídeos, trissacarídeos, 
tetrassacarídeos, entre outros. 
Dissacarídeos, como maltose, lactose e sacarose, consistem de dois monossacarídeos unidos 
covalentemente por uma ligação O-glicosídica que é formada quando um grupo hidroxila de um 
açúcar reage com o carbono anomérico de outro. Esta reação representa a formação de um acetal 
a partir de um hemiacetal (como glicopiranose) e um álcool (grupo hidroxila de uma Segunda 
molécula de açúcar). 
Quando um carbono anomérico participa de uma ligação glicosídica, ele não pode ser oxidado 
por íons Cu2+ ou Fe3+. O açúcar que contem o átomo de carbono anomérico não existe mais na 
 
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Glicídeos 45
forma linear e não pode mais agir como um açúcar redutor. Na descrição de dissacarídeos ou 
polissacarídeos, o final da cadeia com um carbono anomérico livre é denominado terminal 
redutor. 
O dissacarídeo maltose contem dois resíduos de glicose unidos por uma ligação glicosídica 
envolvendo o C-1, carbono anomérico, de um resíduo de glicose e o C-4 de outro. Como ainda 
existe um carbono anomérico livre (presente no segundo resíduo de glicose) que pode ser 
oxidado, a maltose é um dissacarídeo redutor. 
A sacarose, ao contrário de maltose e lactose, não contém átomo de carbono anomérico livre. Os 
carbonos anoméricos de ambos os monossacarídeos estão envolvidos na ligação glicosídica e, 
portanto, a sacarose não é um açúcar redutor. 
 
 
O 
O H 
H 
H 
H 
H 
O H 
O H 
C H 2 O H 
H 
O H 
O OH
H
H 
H 
O H
C H 2 O H 
H 
O H 
OH 
H 
+ H2 O
H O H
H
H
H
OH
OH
CH2 OH
H
OH
O 
+
-D-Glicose -D-Glicose ligação glicosídica 
 -maltose 
D E 
E
-1,4 D 
O OH
H
H 
H
OH
H 
O H 
C H 2 O H 
 
 
A ligação glicosídica pode ser estabelecida entre 2 unidades glicídicas iguais, como no caso da 
maltose (apresentada acima) ou entre 2 unidades glicídicas diferentes, como no caso da sacarose 
e lactose. 
 
 
O 
H 
O H H 
O H 
C H 2 O H 
H 
H
OH
OHH
H H
O
H 
O 
resíduo de 
D -D-Glicose 
resíduo de 
E -D-Frutose 
 Sacarose 
(ligação -1, -2) D E 
E
 resíduo de
 -D-Galactose D 
resíduo de
 -D-Glicose
E 
D -Lactose 
(ligação -1,4) 
O 
H 
C H 2 O H 
C H 2 O H
O H 
O H
CH2 OH
O
H
OH H
OH
H
H 
C H2 O H 
H 
H 
OH
O H 
H O H 
OH 
 
 
 
 
 
Se as duas unidades glicídicas forem iguais, os dissacarídeos formados poderão ser diferentes: 
Ÿ�se a ligação glicosídica envolver formas anoméricas diferentes (D e E). 
 
Exemplo: celobiose e maltose 
 
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resíduo de 
 -D-Glicose
resíduo de 
 -D-Glicose E 
O 
H 
H
E
H
OHH 
OH 
 -Celobiose 
(ligação -1,4) 
E 
E 
O 
H 
H 
O H H 
O H 
O
H
OH H
CH2OH
H
C H 2 O H 
OH
 
 
Ÿ�se os átomos de C envolvidos na ligação glicosídica forem diferentes 
Exemplo: maltose e trealose 
 
O
H
H
H
HH
OH
OH
OH
CH2OH
O
CH2OH
OH
OH
OH
HH
H
H
H
O
 
Trealose (ligação D-1,1) 
 resíduo deresíduo de 
 D-D-glicose D-D-glicose 
 
 
Claro está que os dissacarídeos obtidos são substâncias diferentes, apresentando, portanto, 
propriedades físicas e químicas diferentes, como por exemplo, ponto de fusão, solubilidade, 
reatividade. 
Em relação ao poder redutor pode-se ter dissacarídeos redutores ou não. Um dissacarídeo é 
redutor desde que, pelo menos uma das hidroxilas heterosídicas esteja livre, isto é, não 
envolvida na ligação glicosídica. Daí, a sacarose e trealose serem não redutoras, enquanto 
maltose, lactose e celobiose o são. 
 
POLISSACARÍDEOS 
 
Importância e ocorrência biológica 
 
Os polissacarídeos são polímeros encontrados na natureza e podem ter função estrutural ou de 
reserva. 
Entre os principais encontra-se o amido, a maior fonte glicídica da alimentação animal; ocorre 
como reserva dos vegetais, principalmente em cereais e tubérculos. 
Nos animais e microorganismos, o material de reserva é o glicogênio. Esse polissacarídeo é 
encontrado na maior parte dos tecidos, principalmente no fígado e músculos. 
Importante também é a celulose, matéria orgânica mais abundante na natureza, principal 
constituinte das partes fibrosas das plantas (97 a 99% no algodão, 41 a 53% nas madeiras), tendo 
portanto uma função estrutural. 
Outros polissacarídeos que podem ser citados são: inulina (material de reserva, encontrado em 
bulbos de algumas plantas); quitina (material estrutural do esqueleto dos artrópodes, crustáceos 
e insetos); pectina (encontrada na polpa de frutas cítricas, maçãs, cenouras, tendo também uma 
função estrutural); agar (mucilagem vegetal obtida de algas); goma arábica. 
Existem também os mucopolissacarídeos amplamente distribuídos nos tecidos animais, como o 
conjuntivo, onde desempenham diferentes funções. 
Exemplo: heparina (anticoagulante natural) - encontra-se no fígado e pulmão de mamíferos e na 
parede das artérias. 
 
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Glicídeos 47
Este mucopolissacarídeo é composto de unidades repetitivas de seis resíduos de açúcar, cada um 
consistindo de uma seqüência alternada de derivados sulfatados de N-acetil-D-glicosamina e 
ácido D-idurônico. 
 
Classificação 
 
Os polissacarídeos podem ser classificados em: 
Ÿ�Homopolissacarídeos - aqueles que contêm na molécula uma única espécie de 
monossacarídeo. Ex: amido, glicogênio, celulose, inulina. 
Ÿ�Heteropolissacarídeos - aqueles que contêm na sua molécula duas ou mais espécies de 
monossacarídeos (ou seus derivados). Ex: quitina, mucopolissacarídeos. 
 
Estrutura dos principais polissacarídeos 
 
Amido: Não é um produto puro, já que é constituído de 2 componentes moleculares de estruturas 
químicas semelhantes mas não idênticas: amilose - cujos resíduos de glicose são unidos por 
ligações D-1,4, formando um polímero de cadeia linear; amilopectina - polímero de estrutura 
molecular complexa cujas unidades glicosídicas encontram-se unidas por ligações D-1,4 e D-1,6. 
O amido, em geral, contém em torno de 20% de amilose e 80% de amilopectina. 
Glicogênio: A estrutura do glicogênio é análoga à da amilopectina só que o intervalo entre as 
ramificações é menor (8-12 resíduos) o que torna a molécula ainda mais ramificada. 
Celulose: Outro polímero de D-glicose, de cadeia linear, cujas moléculas estão unidas através de 
ligação E-1,4. Na celulose as cadeias encontram-se empilhadas, em forma fibrilar, compactas e 
rígidas. 
Quitina: Também é substância de sustentação semelhante à celulose. É linear, com ligações E-1,4 
entre as unidades de N-acetilglicosamina. 
Inulina: É uma polifrutosana linear onde a ligação é do tipo E-2,1; a molécula é constituída por 
um número relativamente pequeno de unidades de frutose (< 1000), sendo, por isso, facilmente 
solúvel em água. 
Agar: É um polissacarídeo de estrutura não estabelecida completamente, extraído de algas do gênero 
Rhodophyciae. Sabe-se conter D-L-galactose com radicais sulfato. 
Pectina: É um derivado metilado do ácido péctico. Este é constituído de unidades de ácido 
galacturônico unidas através de ligações D-1,4. 
 
Degradação enzimática de oligossacarídeos 
 
A hidrólise de dissacarídeos e demais oligossacarídeos ocorre no sentido da reação descrita 
abaixo: 
Dissacarídeo + H2O o Monossacarídeo + Monossacarídeo 
 
Este processo é catalisado por enzimas, denominadas glicosidases, que constituem um subgrupo 
das hidrolases. As glicosidases, em geral, apresentam especificidade de grupo, condicionada à 
natureza do açúcar presente e ao tipo de ligação; daí, distinguirem-se as D-glicosidases, E-glicosidases, 
D-galactosidases, E-galactosidases, E-frutofuranosidases, por exemplo. 
 
Algumas glicosidases recebem denominações especiais, como: 
 
Maltase hidrolisa maltose 
Invertase ou Sacarase hidrolisa sacarose
Trealase hidrolisa trealose 
 
 
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Degradação enzimática de polissacarídeos 
 
As enzimas mais importantes no processo de digestão são as amilases, que degradam o amido e 
o glicogênio a fragmentos menores. 
Há dois tipos de amilases: D-amilase (dextrinogênica) 
E-amilase (sacarogênica) 
 
Elas estão amplamente distribuídas na natureza. As D-amilases estão presentes principalmente 
na saliva (ptialina) e no intestino (amilopsina - secretada pelo pâncreas), aparecendo em 
pequenas quantidades no malte (grãos de cevada germinada), além de poderem ser excretadas 
por alguns tipos de microorganismos. 
As E-amilases se encontram quase que exclusivamente no reino vegetal, principalmente em 
grãos em germinação como, por exemplo, o malte. 
A hidrólise do amido pela amiloglicosidase processa-se de maneira progressiva a partir dos 
terminais não redutores da molécula, liberando glicose com a configuração E no carbono 
anomérico, através de um mecanismo semelhante ao da E-amilase. 
Apesar de sua ação mais lenta sobre oligossacarídeos do que sobre polissacarídeos, a 
amiloglicosidase difere das D e E-amilases, porque é capaz de hidrolisar tanto a maltose como a 
isomaltose. Contudo, o rompimento das ligações D-1,6 é mais lento do que o das ligações D-1,4 
sendo a hidrólise da isomaltose 30 vezes mais lenta que a de maltose. 
A amiloglicosidase é também conhecida como “enzima sacarificante”. Várias pesquisas têm sido 
realizadas para imobilizá-la em suportes inertes devido a seu grande potencial de utilização nas 
indústrias na conversão de amido em glicose. 
Outras polissacaridases importantes são as celulases (responsáveis pela degradação de celulose), 
presentes em microorganismos, alguns deles presentes no rúmem de alguns animais. 
 
POLISSACARÍDEOS DE RESERVA 
 
Glicogênio 
 
O glicogênio é o principal polissacarídeo de reserva das células animais, sendo encontrado 
principalmente no fígado, onde pode atingir até 10% do peso deste órgão; e, em muito menor 
quantidade, no músculo esquelético (cerca de 1 a 2% do peso). Entretanto, como a massa total de 
músculo é muito maior que a do fígado o glicogênio total estocado no tecido muscular é duas vezes 
maior do a que é encontrada nos hepatócitos. O glicogênio também é encontrado em diversos 
microrganismos, como fungos filamentosos e leveduras, em quantidade variável, dependendo da 
espécie. Células animais e de microrganismos estocam glicose na forma de glicogênio porque este 
exerce pouca pressão osmótica e pode ser prontamente mobilizado de acordo com a demanda. 
Metabolicamente, o armazenamento de energia sobre a forma de glicogênio possui diversas 
vantagens em relação ao armazenamento de ácidos graxos sob a forma de triacilgliceróis. De um 
modo geral, as células podem mobilizar a energia armazenada nas unidades de glicose do 
glicogênio muito mais rapidamente do que a energia armazenada nas moléculas de ácidos graxos 
dos triacilgliceróis. A glicose liberada pela hidrólise do glicogênio pode ser oxidadaanaerobicamente pela via glicolítica, uma rota metabólica de geração rápida de energia. Além do 
mais, humanos e outros animais não podem converter ácidos graxos em glicose e, desta forma, o 
metabolismo das gorduras não pode manter adequadamente os níveis deste carboidrato no sangue. 
Nas células musculares e hepáticas o glicogênio é armazenado em grânulos citoplasmáticos que 
contém até 120.000 unidades de glicose, com massa de 107 Da, chamadas de partículas E, com 
diâmetro de 25nm. Nos hepatócitos, mas não nas células musculares, várias partículas E se 
associam formando as partículas D, em forma de rosetas, com 100-150nm de diâmetro. Estes 
 
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Glicídeos 49
grânulos também possuem as enzimas que catalisam sua síntese e degradação, bem como algumas 
das proteínas que regulam estes processos. 
 
 
Figura 1. Microscopia eletrônica 
do citoplasma de uma célula 
hepática apresentando acúmulo 
de glicogênio. O glicogênio se 
apresenta como partículas 
eletrodensas, freqüentemente em 
agregados ou rosetas, intimamente 
associado com os túbulos do 
retículo endoplasmático liso. 
Observa-se também a presença de 
numerosas mitocôndrias nesta 
região. 
 
Estrutura do Glicogênio 
 
O glicogênio apresenta uma estrutura básica análoga a da amilopectina – o principal componente do 
amido. O glicogênio é um homopolímero de glicose altamente ramificado cujos resíduos são unidos 
por ligações do tipo D-1,4, contendo a cada 8-12 resíduos ramificações da cadeia principal por meio 
de ligações D-1,6. 
 
 
Figura 2. Estrutura do glicogênio. O glicogênio é um homopolímero de glicose altamente ramificado cujos resíduos 
são unidos por ligações do tipo D-1,4 contendo a cada 8-12 resíduos ramificações da cadeia principal por meio de 
ligações D-1,6. No citoplasma das células hepáticas e musculares o glicogênio ocorre como partículas de até 120.000 
unidades de glicose, com massa molecular de até 107 Da. (A) estrutura ramificada do glicogênio, com as extremidades 
não redutoras representadas em cinza, e os pontos de ramificações indicados por esferas escuras. O primeiro resíduo de 
glicose incorporado à estrutura do glicogênio está localizado à direita, ligado covalentemente à glicogenina. (B) 
Estrutura primária do glicogênio próximo a um ponto de ramificação. 
 
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Degradação do Glicogênio 
 
As reservas de glicogênio do fígado e do músculo servem a papéis diferentes. Nas células 
musculares, o glicogênio funciona como uma reserva energética para a síntese de ATP durante a 
contração muscular, em ocasiões em que as quantidades de glicose ou O2 são escassas. Nos 
hepatócitos, o glicogênio estocado serve como reserva para a manutenção das concentrações 
sanguíneas de glicose. Nestas últimas células, os níveis de glicogênio variam muito em resposta à 
ingestão de alimentos, sendo acumulado em altos níveis logo após uma refeição. Então, decrescem 
lentamente à medida que são mobilizados para manter os níveis de glicose no sangue constante, em 
benefício de outros tecidos, especialmente cérebro e eritrócitos. Estas alterações na taxa de síntese e 
degradação do glicogênio no fígado são controladas por hormônios, como a insulina, a adrenalina 
(ou epinefrina) e o glucagon. O glicogênio, contudo, é de pouca utilidade para o próprio fígado, que 
obtém energia para suas funções principalmente por meio da degradação de lipídeos. 
 
 
 
Figura 3. Mecanismo de reação catalisado pela enzima glicogênio fosforilase. (A) A ligação glicosídica D-1,4 é 
clivada pela adição de uma molécula de fosfato a ligação entre o último e o penúltimo resíduo de glicose da molécula de 
glicogênio gerando uma partícula com n-1 resíduos de glicose e uma molécula de D-D-glicose-1-fosfato. (B) Devido a 
impedimento estérico, a glicogênio fosforilase só consegue se aproximar de um ponto de ramificação até o quinto 
resíduo de glicose, gerando uma dextrina residual com quatro unidades de glicose. Para que a degradação do glicogênio 
continue, é necessária a ação de uma outra enzima, a enzima desramificadora, que possui duas atividades catalíticas 
diferentes: uma atividade 4-D-glucano transferase e uma atividade amilo-1,6-glicosidase. 
 
 
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Glicídeos 51
As unidades de glicose contidas na molécula de glicogênio são mobilizadas por meio da remoção 
seqüencial, a partir das extremidades não redutoras, sob a ação da enzima glicogênio fosforilase, 
que é capaz de clivar as ligações glicosídicas tipo D-1,4 pela adição de uma molécula de fosfato 
(fosforólise), como mostrado na figura 3. A estrutura altamente ramificada do glicogênio permite 
sua rápida degradação devido à possibilidade de remoção simultânea de unidades de glicose de cada 
uma de seus ramos. 
A natureza ramificada da molécula de glicogênio, se por um lado agiliza sua degradação por causa 
da presença de várias extremidades não redutoras, que servem simultaneamente como substrato 
para a enzima glicogênio fosforilase, por outro, impõe certas restrições ao funcionamento desta 
enzima. Devido ao impedimento estérico, a enzima glicogênio fosforilase só consegue se aproximar 
de um ponto de ramificação até o quinto resíduo de glicose. Como resultado, são gerados ramos 
com quatro unidades residuais de glicose, que não são substratos para esta enzima. Neste momento, 
a ação da enzima desramificadora, a segunda enzima envolvida na degradação do glicogênio, é 
necessária. A enzima desramificadora possui duas atividades catalíticas diferentes: inicialmente, ela 
transfere em bloco os três resíduos de glicose (ligados à unidade de glicose localizada no ponto de 
ramificação) para a cadeia principal do glicogênio (figura 3B). Esta reação é catalisada pela 
atividade 4-D-glucano transferase da enzima desramificadora, que desfaz a ligação D-1,4 na 
ramificação, que é refeita na cadeia principal. Esta reação deixa o resíduo de glicose presente no 
ponto de ramificação (unido à cadeia principal pela ligação D-1,6) intacto. Posteriormente, este 
resíduo é hidrolisado pela segunda atividade da enzima desramificadora, atividade amilo-1,6-
glicosidase, liberando uma unidade de glicose. A transferência direta do ponto de ramificação 
(ligação D-1,6) para a cadeia principal (ligação D-1,4) não é possível porque a ligação D-1,4 é mais 
energética e, portanto, esta reação é termodinamicamente desfavorável. 
 
Síntese do Glicogênio 
 
A síntese de glicogênio é realizada pela enzima glicogênio sintase, que utiliza UDPglicose e a 
terminação não redutora de uma molécula de glicogênio como substratos (figura 4). A ativação da 
glicose que será usada na síntese do glicogênio é realizada pela enzima UDPglicose 
pirofosforilase. Esta enzima troca o fosfato na posição C-1 da molécula de glicose-1-fosfato por 
UDP. A energia da ligação fosfo-glicosil da molécula de UDPglicose é usada para catalisar a 
incorporação da glicose no glicogênio, com o UDP sendo subseqüentemente liberado pela enzima. 
As ramificações D-1,6 do glicogênio são produzidas por outra enzima, a amilo-(1,4-1,6)-
transglicosilase, também chamada de enzima ramificadora, a qual transfere um fragmento 
terminal de 6-7 resíduos de glicose, de um polímero com pelo menos 11 resíduos de glicose de 
extensão, para a hidroxila na posição C-6 de um resíduo interno de glicose (figura 5). 
 
 
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Figura 4. Reação catalisada pela enzima glicogênio sintase. A glicogênio sintase utiliza como substratos UDPglicose 
e uma extremidade não redutora de uma molécula de glicogênio pré-formada. O novo resíduo de glicose, proveniente da 
molécula de UDPglicose é adicionado à hidroxila da posição 4 da glicose presente na extremidade não redutora da 
molécula de glicogênio, formando uma ligação glicosídica do tipo D-1,4. A energiada ligação fosfo-glicosil da 
molécula de UDPglicose é usada para direcionar esta reação. 
 
 
Figura 5. Atividade da enzima ramificadora. As ramificações D-1,6 do glicogênio são produzidas pela enzima 
ramificadora, que transfere um fragmento terminal de 6-7 resíduos de glicose de um polímero com pelo menos 11 
resíduos, para a hidroxila na posição C-6 de um resíduo interno de glicose. 
 
 
Para que seja formada uma nova partícula de glicogênio é necessária a existência de um iniciador. 
Este fato era há muito conhecido, pois se verificou que a enzima glicogênio sintase não era capaz de 
sintetizar glicogênio, se não fosse adicionado ao ensaio, um polissacarídeo pré-formado. Entretanto, 
por muito tempo a natureza da primeira molécula de glicogênio, que poderia atuar como iniciadora, 
permaneceu desconhecida. Recentemente, se descobriu que uma proteína, conhecida como 
glicogenina está localizada no cerne da molécula de glicogênio. A glicogenina tem a propriedade de 
catalisar sua própria glicosilação, ligando o carbono C-1 da glicose presente na molécula de 
UDPglicose à hidroxila da cadeia lateral de um resíduo de tirosina. Posteriormente, a própria 
glicogenina liga a este primeiro resíduo mais 7 resíduos de glicose, por meio de ligações D-1,4. Este 
polissacarídeo ligado à glicogenina, serve como o iniciador requerido pela glicogênio sintase. 
 
 
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 Figura 6. Duas reações químicas 
distintas catalisadas pela 
glicogenina. (a) A glicosilação 
inicial do grupamento hidroxila da 
Tyr194 resultando na formação da 
ligação glicose 1-O-tirosil. (b) A 
glicosilação subsenquente do 
grupamento hidroxila C4' da glicose 
terminal no polímero nascente de 
glicogênio resultando na formação 
da ligação glicosídica D-1,4. 
 
 
Figure 7. Glicogenina. Dímero de 
glicogenina mostrando a molécula 
de UDPglicose, a cadeia lateral da 
Tyr194 e o íon Mn2+. A distância 
entre o átomo C1'' da glicose na 
molécula de UDPglicose e a 
hidroxila da Tyr194 está indicado 
por setas. 
 
 
 
Figura 8 - Biossíntese e degradação das partículas de glicogênio. 
 
 
 
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Existem duas formas de glicogênio que podem ser diferenciadas por sua solubilidade em TCA 
(ácido tricloroacético). Uma população é formada pelo glicogênio insolúvel em TCA diluído, 
chamado de proglicogênio, com massa molecular de 400.000 Da, que é intermediário na síntese e 
degradação do macroglicogênio, que é a forma bem caracterizada de glicogênio, solúvel em TCA 
diluído, com massa molecular de 107 Da. 
 
No início do processo de biossíntese de glicogênio, a glicogenina adiciona autocataliticamente um 
resíduo de glicose à sua Tir-194. Então, em média, mais sete resíduos são adicionados a esta 
primeira glicose para formar um maltossacarídeo ligado à proteína, que serve como iniciador para a 
síntese do proglicogênio. A biossíntese do proglicogênio é realizada por uma isoforma da 
glicogênio sintase (proglicogênio sintase), distinta em suas propriedades da glicogênio sintase 
“clássica” (macroglicogênio sintase), que transforma o proglicogênio em macroglicogênio (a massa 
molecular limite é 107 Da, em células musculares), com o auxílio da enzima ramificadora. O 
proglicogênio também funciona como um intermediário na degradação do glicogênio. 
 
 
Amido 
 
O amido é a principal reserva glicídica dos produtos alimentícios de origem vegetal e é composto 
por duas frações de polissacarídeo constituídas por unidades de D-glicose: 
 
Ÿ�amilose - constitui 20-30% da maior parte dos amidos nativos e é formada por muitas 
unidades glicosídicas (250-300) unidas por ligação D-1,4. As cadeias não são ramificadas 
e tendem a assumir um arranjo helicoidal que apresenta seis resíduos de glicose em cada 
passo. O diagrama a seguir reproduz uma parte da molécula; o anel em negrito é aquele 
que representa o terminal redutor. 
Ÿ�amilopectina - constituinte principal do amido natural (70 a 80%); composto por moléculas 
de glicose unidas através de ligações D-1,4 e D-1,6, apresentando em contraste com a 
amilose, uma estrutura ramificada. O intervalo médio entre os pontos de ramificação 
(ligação D-1,6) é de cerca de 20-25 resíduos e o comprimento médio das ramificações é de 
12 unidades. É bem possível que tanto as cadeias principais como as laterais representadas 
linearmente, apresentem-se na realidade retorcidas. 
 
 
 
Reproduzido de Voet D., Voet, J.D. em Biochemistry - 1a ed., John Wiley & Sons, Inc.(1990), pág. 256 e 257. 
 
Os cereais (milho, trigo, cevada, arroz, sorgo), os tubérculos (batata, mandioca, inhame), alguns 
frutos (banana, babaçu) e troncos (palmeira do sagu) são particularmente ricos em amido. 
 
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A utilização do amido na alimentação e na indústria depende, em grande parte, de suas 
propriedades coloidais, pois o comportamento do amido frente a água é extremamente complexo. 
Na célula vegetal, ele é armazenado em grânulos microscópicos que não são afetados de maneira 
perceptível pela água fria e são resistentes também ao ataque enzimático. No entanto, se a parede 
externa da célula for rompida por algum método mecânico (por exemplo, moagem) e tratada com 
água aquecida, os grânulos ainda intactos absorvem água, incham e iniciam um processo de 
desintegração, assim a amilose e amilopectina passam para solução. 
A uma temperatura crítica (80-85oC) o amido liberado sofre uma rápida gelatinização com 
aumento substancial do volume da suspensão por conta do desenovelamento das cadeias. Esta 
etapa é conhecida, na indústria, como cozinhamento. A suspensão coloidal formada apresenta-se 
como um mingau ou goma e, a frio, solidifica dando origem a géis consistententes com 
propriedades adesivas. O amido gelatinizado é largamente empregado como agente espessante, 
como adesivo ou como encorpante de tecidos e papéis. 
Se o aquecimento for mantido e temperaturas de 100oC ou mais elevadas forem atingidas, o 
grânulo inchado é totalmente desintegrado e hidratado até formar um sol coloidal. A completa 
desagregação do amido na água pode ser obtida por aquecimento sob pressão (120-130oC) por 2 
a 4 horas. Nestas condições, a estrutura das cadeias, tanto de amilose e quanto de amilopectina é 
desenovelada, o que a torna mais susceptível à hidrólise. 
Ao se diminuir a temperatura de uma dispersão de amido, pode-se, em certas circunstâncias, 
observar o fenômeno de retrogradação ou regeneração que corresponde à volta para a condição 
de insolubilidade, com formação de agregados cristalinos, devido à tendência das cadeias de 
amilose, principalmente, se reassociarem. A retrogradação é um fenômeno parcialmente 
reversível por aquecimento do material cristalizado. No entanto, repetidos ciclos de 
retrogradação levam a formação de um material irreversivelmente insolúvel. 
Na produção de amido puro (exemplo polvilho) a partir de tecidos vegetais, é necessário realizar 
a extração a frio de modo a evitar as dificuldades decorrentes da gelatinização. Para tal, realiza-
se primeiro a desintegração mecânica das raízes ou grãos, seguindo-se a mistura com água; a 
separação do amido é feita em extratores de estágios múltiplos dotados de centrífuga. Ao deixar 
o último estágio da extração, praticamente todo o amido é praticamente recuperado sob forma de 
"leite de amido". Este ainda contém muitas impurezas que só serão eliminadas no processo de 
refinação, quando o material sofre múltiplas centrifugações e lavagens. 
A degradação do amido pode ser realizada por via química ou enzimática, sendo o processo 
conhecido como sacarificação. 
 
Amido como matéria prima industrial 
 
A produção de álcool etílico a partir de matéria prima amilácea segue uma linha industrial bem 
definida que apresenta as seguintes etapas: 
 
(a) Tratamentoda matéria prima; (b) Cozimento da pasta crua; (c) Liquefação e sacarificação do 
mosto; (d) Fermentação; (e) Destilação. 
 
Processo clássico para a produção de álcool de mandioca 
 
Uma raiz típica, arrancada em época de maturidade completa e adequada para uso industrial, 
apresenta composição que varia entre os limites mostrados abaixo: 
 
água vegetal 60-65% 
amido e outros glicídeos 25-32% 
outros componentes 2-3% 
celulose 1-2% 
proteína 0,5-1% 
 
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As raízes de mandioca fresca, após a recepção industrial, são separadas de materiais estranhos, 
como terra, pedras e outras impurezas através de lavagem. A raiz lavada e isenta de córtex é 
fragmentada de uma só vez ou através de reduções sucessivas de tamanho até que a pasta esteja 
na granulometria desejada. 
A pasta assim gerada é, em seguida, diluída com 500 a 1000 litros de água por tonelada de 
mandioca e recebe cerca de 25% da quantidade total da enzima D-amilase utilizada no processo. 
Nesta etapa, usualmente denominada homogeneização ou pré-liquefação, o objetivo é garantir a 
liquefação do amido por acaso liberado durante a fragmentação. 
No cozimento, que ocorre em seguida, este purê efluente da homogeneização é submetido a uma 
temperatura geralmente situada entre 70 e 150 oC, sob pressão de até 4 a 5 atmosferas durante 
um tempo de cerca de meia hora e, no máximo hora e meia, acarretando assim o rompimento das 
paredes celulares e liberação total do amido, além do desenovelamento das cadeias, o que 
favorece a atuação da enzima. 
A liquefação total do purê cozido é normalmente efetuada a uma temperatura entre 65 e 90 oC 
com adição dos 75% restantes da enzima D-amilase, cujo consumo total depende de sua origem e 
fabricante, mas que em geral é de 0,5 a 1,0 kg por tonelada de amido. Nesta etapa, cerca de 20% 
das ligações glicosídicas são hidrolisadas e a viscosidade da pasta cai para valores bastante 
baixos. 
O restante das ligações glicosídicas é hidrolisado na etapa de sacarificação com o emprego da 
enzima amiloglicosidase, após o resfriamento do purê liquefeito para cerca de 55oC. 
Esta sacarificação pode ser efetuada totalmente nos vasos sacarificadores, mas razões 
econômicas obrigam que a mesma seja parcial e sua complementação se dê simultaneamente 
com a fermentação, de modo que o consumo de amiloglicosidase permaneça no nível de 1,5 a 
2,0 kg por tonelada de amido. 
A fermentação é levada a cabo em temperatura entre 30 e 35oC com adição de quantidade 
suficiente de levedura e é completada após cerca de 60-80 horas, uma vez que é efetuada 
simultaneamente com a sacarificação das dextrinas ainda existentes no mosto. 
Após a fermentação, faz-se a retirada do material sólido grosseiro presente no 'vinho', de modo a 
evitar problemas de obstrução no equipamento. O mosto fermentado, com cerca de 5 a 10% em 
álcool, é então destilado de modo a obter-se álcool na concentração desejada (vide Fermentação). 
 
Produção de glicose pura a partir do amido 
 
A transformação do amido em glicose por hidrólise se processa com auxílio de HCl diluído 
(0,5N) e cozimento em reatores especiais utilizando vapor d'água e pressão em uma temperatura 
próxima a 145oC. A suspensão, após aquecimento de 30 minutos, passa pelas fases de 
gelatinização e liquefação e pelas transformações em dextrina e glicose com uma conversão 
amido-glicose com mais de 90% de rendimento. 
Após a hidrólise, faz-se um resfriamento da suspensão e correção do pH com carbonato de sódio. 
Em seguida, filtra-se com terra diatomácea e carvão ativo; a concentração da solução é realizada 
em evaporadores de múltiplo efeito. O produto final obtido, com pureza alimentícia, apresenta 
concentração ideal para consumo em indústrias do ramo como, confeitarias, sorveterias e outros. 
 
 
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Glicídeos 57
 
TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
DOSAGEM DE AÇÚCARES REDUTORES 
PELO MÉTODO DO 3,5-DINITROSSALICILATO 
 
 
E xistem vários métodos para a determinação quantitativa de glicídeos, sendo que vários deles baseiam-se nas suas propriedades redutoras. Sabe-se que as aldoses e cetoses com hidroxilas heterosídicas livres são capazes de reduzir soluções alcalinas de determinados compostos 
como, por exemplo, o 3,5-dinitrossalicilato: 
 
 
 
COO- 
OH
O2 N
 a ç ú c a r 
 r e d u t o r + 
OH- 
O 2 N NH2 N O 2 
O H 
C O O - 
+ produtos oxidados
3-amino-5-nitrosalicilato
 laranja avermelhado 
 3,5 dinitrosalicilato 
 (DNS) 
 amarelo 
 
O produto obtido é estável e a reação forma 1 mol de 3-amino-5-nitro salicilato por mol de açúcar 
redutor presente. Portanto, pela intensidade da luz absorvida a 540 nm, pode-se determinar a 
concentração de açúcar redutor presente na solução. 
 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 58
 
ROTEIRO DA PRÁTICA 
 
 
DOSAGEM DE AÇÚCARES REDUTORES 
PELO MÉTODO DO 3,5-DINITROSSALICILATO 
 
(J.B. Sumner, J.Biol.Chem. 62, 285, 1924) 
 
MATERIAL 
Ÿ�solução padrão de glicose (10 Pmol/mL) 
Ÿ�solução problema (glicose 80-150 mM) 
Ÿ�ácido 3,5-dinitrossalicílico em solução alcalina (DNS) 
Ÿ�banho-maria à 100oC 
Ÿ�espectrofotômetro 
 
OBJETIVO 
 
Dosagem de açúcares redutores por espectrofotometria na faixa do visível. 
 
PROCEDIMENTO 
 
Construção da Curva Padrão de Glicídeos Redutores 
Sensibilidade do método químico: 1-10 Pmoles de glicose 
Ÿ�Seguir o protocolo abaixo utilizando a solução padrão de glicose (10 Pmoles/mL) 
 
TUBO 
Solução de 
glicose 
(mL) 
H2O 
(mL) 
DNS 
(mL) 
Abs 
(540 nm) 
[Glicose] 
(Pmoles/mL) 
B � 1,0 1 � � � 
1 0,2 0,8 1 
2 0,4 0,6 1 
3 0,6 0,4 1 
4 0,8 0,2 1 
5 1,0 � 1 
 
Ÿ�Após a adição dos reagentes agitar e aquecer à 100oC por 5 minutos, resfriar e completar o 
volume a 15 mL com água destilada. 
Ÿ�Usando o tubo B como “branco de reação”, determinar as absorvâncias a 540 nm. 
Ÿ�Lançar em gráfico as leituras de absorvância x concentração de glicídeo e determinar o 
coeficiente angular ¸¸¹
·
¨¨©
§ ¦
¦
c
Abs
K e o fator ¸¸¹
·
¨¨©
§ ¦
¦
Abs
c
f da reta obtida. 
Ÿ�Verificar quais os limites de sensibilidade do método para a aparelhagem utilizada. 
 
 
 ¦
¦
c
Abs
K Espectrofotômetro Baush &Lomb nº _____ 
 
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Glicídeos 59
Determinação da Concentração de Glicose em uma Solução Problema 
 
Utilizando a curva padrão obtida, os mesmos reagentes e o mesmo espectrofotômetro, determinar a 
concentração de glicose em uma solução de concentração desconhecida, sabendo que sua molaridade 
está na faixa de 80 a 150 mM. 
 
Diluição da solução problema: 
Calcule as diluições necessárias para que a dosagem seja realizada dentro da faixa de 
sensibilidade do método. Discriminar os volumes utilizados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Protocolo de dosagem da solução problema diluída. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Cálculo da concentração da solução problema. 
 
 
 
 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 60
 
ESTUDO DIRIGIDO 
 
 
1. De posse de uma solução de glicose de concentração 22,5 mg/mL, qual a diluição que se 
deve fazer para que 1 mL desta solução dê absorvância de 0,4 quando dosada pelo 
método do DNS? 
f = 12,5 Pmoles/mL PM glicose = 180 
 
2. Com o objetivo de determinar o grau de pureza de uma maltose comercial, 2 mL de 
uma solução de concentração de 150 mg/mL foram diluídos a 120 mL e, desta diluição, 
tomaram-se duas alíquotas de 1 mL, em duplicata, para a dosagem com o DNS. 
Alíquota volume Abs a 540 nm 
a 1 mL 0,51 
b1 mL 0,49 
 
Com base nos resultados da tabela acima, calcule o grau de pureza desta maltose 
comercial. 
f = 12,5 Pmoles/mL PM maltose = 342 
 
3. 5 mL de uma solução de glicídeo redutor foram diluídos a 20 mL com água destilada, 
originando a solução B. 0,2 mL dessa solução B, após reação com DNS, apresentou 
uma Abs igual a 0,30. Pede-se a concentração de A em Pmoles/mL, sabendo-se 
que 1 mL de uma solução do mesmo glicídeo de concentração 4 Pmoles/mL 
forneceu uma Abs igual a 0,5. 
 
4. Alíquotas colhidas após 60 e 90 minutos de crescimento de células de levedura em meio 
contendo glicose foram ensaiadas para a verificação do consumo de glicídeo. Ao fazer a 
dosagem do sobrenadante com DNS foi perdido o branco de reação. Se não se pudesse 
fazer outro branco por falta de reagente, como verificar se houve consumo de glicose no 
intervalo considerado? 
 
5. A concentração de uma solução de glicose é de 1 mol/100 mL. Que diluição deverá ser 
feita para que 1,0 mL da solução resultante contenha 1 milimol? 
 
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Glicídeos 61
 
6. Para a dosagem de uma solução de maltose de concentração desconhecida foi necessário 
proceder-se a diluições de modo a se ter leituras de Abs dentro da faixa de obediência à 
lei de Lambert-Beer. Assim: 
a) tomaram-se 4 mL da solução que foram diluídos, em balão aferido, a 100 mL 
obtendo-se a solução B. 
b) 10 mL da solução B foram diluídos a 25 mL obtendo-se a solução C. 
c) da solução C retirou-se uma alíquota de 0,4 mL para a dosagem de maltose com 
o reagente do DNS, e obteve-se uma Abs em 540 nm igual a 0,30. Qual será a 
concentração em mg mL da solução original, sabendo-se que o PM da maltose é 
342? Expresse o resultado também em molaridade. Dado: fator = 12 Pmoles/mL 
de amostra 
 
7. Uma solução de glicose foi preparada de modo que 45 mg do glicídeo foram 
solubilizados em um volume final de 10 mL. A que volume devem ser diluídos 
estes 10 mL de forma que uma alíquota de 1 mL de solução diluída forneça Abs= 
0,25 quando dosada pelo método do DNS? 
Dados: f = 10 Pmoles/mL de amostra PM glicose = 180 
 
8. Um mililitro de uma solução A de glicose de concentração 150 Pmoles/10 mL foi 
ensaiada pelo método apropriado, fornecendo a Abs de 0,9. Qual será a concentração de 
uma solução B que apresenta uma Abs de 0,3, utilizando-se para a dosagem 1 mL de 
solução. Dê a resposta em Pmoles/mL. 
 
 
 
 
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TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
PROPRIEDADES QUÍMICAS 
DE GLICÍDEOS 
 
 
Diferentemente dos aminoácidos que apresentam reações específicas baseadas principalmente na natureza química de seu radical R, os glicídeos apresentam estruturas muito parecidas entre si o que torna quase impossível identificá-los de per se. 
Neste caso, o que se faz é caracterizar grupos de glicídeos utilizando suas propriedades químicas 
comuns. 
As reações utilizadas nesta prática estão baseadas principalmente em 2 dessas propriedades: 
 
Ÿ�Desidratação de glicídeos em presença de ácidos minerais fortes 
Ÿ�Poder redutor 
 
 
Desidratação de glicídeos em 
presença de ácidos minerais fortes 
 
Hexoses e pentoses colocadas nestas condições são desidratadas, respectivamente a 
hidroximetilfurfural e furfural; esses compostos são capazes de se condensar com substâncias 
fenólicas, com aminas aromáticas, tiocompostos, uréia, etc. Os complexos formados são, 
algumas vezes, coloridos e utilizados para a caracterização de certos grupos glicídicos. 
Neste caso, situam-se: 
 
Ÿ�Reação de Antrona 
Ÿ�Reação de Seliwanoff 
Ÿ�Reação de Bial 
 
Reação de Antrona 
 
Teste geral para glicídeos 
O reagente de Antrona contém antranol em meio de H2SO4 concentrado. O calor liberado pela 
diluição do H2SO4 é suficiente para que a reação ocorra. No caso de oligo e polissacarídeos, o 
H2SO4 atua como catalisador de hidrólise convertendo-se a monossacarídeos (hexoses e 
pentoses) e também como agente desidratante levando à formação de hidroximetilfurfural e 
furfural que, em presença de antranol, dão produtos de condensação coloridos. 
 
 
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Glicídeos 63
 
O
C
O
H
OH
H
H
OH
C +
+
C OH
HH
OH
H C
O OH
O
CH
OH
H H
C O H2O
hidroximetil
 furfural
antranol
composto verde azulado 
 
 
O hidroximetilfurfural proveniente da desidratação de hexoses produz uma substância de 
coloração verde azulada relativamente estável enquanto que o furfural proveniente da 
desidratação de pentoses fornece produto de cor análoga, mas que em alguns minutos se torna 
vermelho amarelada ou rubi. 
A exposição do hidroximetilfurfural a essas condições por um longo intervalo de tempo promove 
sua decomposição a ácido levulínico e ácido fórmico, o que redunda na formação de produtos de 
condensação escuros conhecidos como humina. 
Outras substâncias orgânicas produzem descolaração do reagente e aparecimento de uma cor 
marrom, fruto de sua decomposição. 
O teste de Antrona é muito sensível e pode ser usado, quando modificado, para a quantificação 
de glicídeos. 
 
Reação de Seliwanoff 
 
Teste de diferenciação entre aldoses e cetoses 
 
A reação é feita com resorcinol em meio de HCl, à quente. As cetohexoses dão um produto de 
coloração vermelha que se desenvolve rapidamente; as aldohexoses correspondentes reagem 
mais lentamente. Durante o tempo em que as cetohexoses são desidratadas e reagem com o 
resorcinol fornecendo o produto, as aldohexoses fornecem apenas um produto de cor rosa pálido. 
 
 
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H2O2
OH
OHCOH
+
cetohexose hidroximetil
 furfural resorcinol
produto de coloração vermelha
 estrutura desconhecida
H
CH2OH
OH
HOH2C
O
H
OHH H H
O
HOH2C
H
 
 
 
O teste de Seliwanoff foi modificado de modo a ser utilizado para a quantificação. 
 
Reação de Bial 
 
Teste para a identificação de pentoses e certos ácidos urônicos* (galacturônico, glicurônico 
e outros) que se decompõem durante o aquecimento, em presença de H+, formando 
pentoses 
 
O reagente consiste de orcinol em meio de HCl concentrado e em presença de íons Fe3+. 
O furfural proveniente da desidratação de pentoses, quando aquecido em presença do reagente de 
Bial, fornece um produto de cor verde. O hidroximetilfurfural (hexoses) reage formando um 
produto de cor diferente que oscila do amarelo ao marrom. 
 
produto de coloração verde
 estrutura desconhecida
 orcinol
(5-hidroxi-1,3-
dihidroxibenzeno)
 furfuralpentose
+
OH
2 H2O
H
HO OH
H
OH
H
HO
CH3
C C
C C
HO
H COHH
O
HH
COH
H
 
 
 
O teste de Bial foi modificado de modo a permitir quantificar pentoses, trioses e o ácido 5-ceto-
aldônico**. As cetoheptoses fornecem produto de coloração púrpura, as cetohexoses e metilpentoses 
formam inicialmente um produto de cor laranja, que posteriormente, em repouso, precipita 
apresentando uma cor verde escura. 
 
* Ácidos urônicos - produtos de oxidação do grupo álcool primário dos glicídeos 
**Ácidos aldônicos - produtos de oxidação da carbonila aldeídica dos glicídeos. 
 
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Glicídeos 65
 
Poder Redutor 
 
Os açúcares contêm grupos aldeídos e cetonas capazes de reduzir sais de metais pesados; desses 
são mais usados os sais de Cu2+. 
O princípio fundamental de todos os procedimentos analíticos que utilizam Cu2+ é sua dissolução 
em meio alcalino, em presença de ácidos orgânicos - como o ácido cítrico e o ácido tartárico -
capazes de formar complexos. 
Também podem ser empregados outros ácidos orgânicos como EDTA, ácido lático, ácido 
trihidroxiglutárico ou um ácido sacárico. Ácidos sacáricossão o produto da oxidação da 
carbonila aldeídica e do grupamento álcool primário dos glicídeos, sendo portanto ácidos 
dicarboxílicos. 
A reação de formação do complexo ocorre, em geral, em meio fortemente alcalino e isto 
promove profundas modificações na estrutura do açúcar. 
Os açúcares de per se apresentam poder redutor diferente sobre o íon Cu2+; isto significa que dois 
tipos de hexoses, em uma mesma concentração, fornecem quantidades diferentes de óxido 
cuproso (produto final da redução). De qualquer forma, os métodos podem ser adaptados de 
modo a se tornarem reprodutíveis e a haver proporcionalidade entre a quantidade de Cu2O 
produzido e a concentração de glicídeo presente dentro de um certo limite (ou certa faixa de 
concentrações). 
A quantidade de íons cobre reduzida pelos diferentes glicídeos é função do pH, da temperatura, 
da concentração e dos tipos de glicídeos e íons orgânicos complexantes. 
Há diversos métodos para a determinação do teor de Cu2O como, por exemplo, gravimetria e 
colorimetria. No último caso, o Cu2O formado é dissolvido em excesso de reagente como 
fosfomolibdato, fosfotungstato ou arsênio-molibdato, formando-se um complexo de cor azul. 
Este procedimento é muito adequado para a verificação de glicídeos em materiais biológicos. 
Dentre os testes baseados no poder redutor dos glicídeos, pode-se destacar os testes de Benedict 
e de Barfoed modificado. 
 
Teste de Benedict 
 
Teste geral para glicídeos redutores 
 
O reagente consiste de uma única solução onde estão presentes íons Cu2+, citrato e carbonato de 
sódio. 
A reação é complexa e influenciada por uma série de fatores podendo ser esquematizada por: 
 
Cu
2+
+ glicídio 
composto
 oxidado
Cu2O+
precipitado
 vermelho 
 
As transformações intermediárias sofridas pelo glicídeo não são completamente conhecidas, mas 
foram identificados produtos com ácidos metassacarínios e osonas, resultantes de reações de 
oxiredução intramoleculares e rearranjos. 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 66
 
osonaácido metassacarínio
C
CH2OH
H O
O
CH2OH
H
H
OH
COOH
 
 
 
Teste de Barfoed modificado 
 
Teste de diferenciação entre monossacarídeos e dissacarídeos redutores. 
 
A reação é feita usando-se acetato de cobre em meio de ácido lático (reagente de Barfoed), a 
quente e por 30 segundos; o produto formado nesta primeira etapa é posteriormente revelado 
com solução de fosfomolibdato. 
Só os monossacarídeos formam produto de cor azul. 
Esta diferenciação pode ser explicada pelo fato de que, em meio ácido, a mutarrotação ocorre em 
velocidade cerca de 4000 vezes menor do que em meio alcalino. 
Dentro de um curto intervalo de tempo os monossacarídeos, devido a sua estrutura, têm maior 
reatividade e talvez formem o enediol (um dos possíveis responsáveis pelo poder redutor dos 
glicídeos) mais fácil e rapidamente que um dissacarídeo. 
A adição posterior do ácido fosfomolíbdico leva à formação de um complexo corado de cor azul 
intensa. 
+Cu2O composto oxidadoglicídio +Cu
2+
H3PO 4. MoO 312
complexo de cor azul de
 estrutura desconhecida 
 
Teste com Iodo 
 
Teste de identificação do amido 
 
O amido é composto de dois tipos de cadeia: a amilose e a amilopectina. 
Foi verificado que a amilose é capaz de formar com o I2 um complexo de inclusão de coloração 
azul. O grau de adsorção do I2, a partir de uma solução diluída de KI-I2, pela amilose nativa é de 
19-20%, enquanto que a amilopectina adsorve 0,5%. Para que a cor azul apareça é necessário 
que a amilose tenha no mínimo 40 resíduos (unidades) de glicose. 
Cadeias pequenas de amilose ou amilopectina também adsorvem o I2, só que é necessário usar 
soluções mais concentradas de KI-I2. 
 
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Glicídeos 67
O mecanismo da reação envolve a inclusão de um arranjo linear de poli KI-I2 na hélice da 
amilose. O I2 parece interagir através de valências secundárias; sabe-se que os íons I
- são 
necessários mas se desconhece a exata natureza do arranjo do poli KI-I2. 
A estimativa do teor de amilose presente no amido pode ser feita através da determinação do I2 
livre por titulação ou pela medida da intensidade de absorção do complexo azul num 
comprimento de onda, relacionando-se então com uma curva padrão. Infelizmente a cor azul 
depende não só do peso molecular da amilose, como também de sua forma de extração 
(impurezas presentes) e portanto este método tem aplicação restrita. 
A amilopectina dá uma cor violeta ou avermelhada com I2. As dextrinas (formadas a partir da 
ação da E-amilase sobre a amilopectina) são muito ramificadas e produzem uma cor vermelha 
assim como o glicogênio (composto apenas de amilopectina, ainda mais ramificada do que a 
existente no amido). As dextrinas de pequeno peso molecular não dão cor com o I2. A cor 
produzida pela reação do I2 com amilopectina é usada para indicar o grau de ramificação. 
 
REAÇÃO PROPRIEDADE REAGENTES APLICAÇÃO 
Antrona antrona + H2SO4 
concentrado 
identificação de 
glicídeos 
Seliwanoff 
resorcinol + HCl 
concentrado 
diferenciação entre 
cetoses e aldoses 
Bial 
desidratação 
com ácido forte 
seguido de 
condensação com 
derivado fenólico 
orcinol + HCl + FeCl3 
identificação de 
pentoses e certos 
ácidos urônicos 
Benedict 
CuSO4+ citrato e 
carbonato de sódio 
identificação de 
glicídeos redutores 
Barfoed 
modificado 
oxidação do 
glicídeo com íons 
Cu2+ em meio 
alcalino ou ácido 1)CuAc2 + ác. lático 
2)ácido fosfomolíbdico
diferenciação entre 
mono e 
dissacarídeos 
redutores 
Iodo 
formação de 
complexo de 
inclusão com a 
amilose 
I2 + KI (Lugol) 
identificação do 
amido 
 
 
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ROTEIRO DA PRÁTICA 
 
 
REAÇÕES QUÍMICAS DE GLICÍDEOS 
 
 
 
MATERIAL 
 
Ÿ�soluções de glicídeos na concentração 0,1 M 
Ÿ�suspensões de dextrina 0,5% 
Ÿ�carboximetilcelulose (CMC) 0,5% 
Ÿ�agar 0,5% 
Ÿ�amido 0,5% 
Ÿ�ácido poligalacturônico 0,5% 
Ÿ�solução de furfural 2,3 Pg/mL 
Ÿ�reagente de Antrona: Antrona em H2SO4 concentrado 
Ÿ�reagente de Bial: Orcinol em HCl concentrado + Fe Cl3 
Ÿ�reagente de Seliwanoff: resorcinol em HCl concentrado 
Ÿ�reagente de Benedict:CuSO4 em meio alcalino 
Ÿ�reagente de Barfoed modificado: CuSO4 em meio levemente ácido 
Ÿ�Solução de Lugol: KI-I2- 
Ÿ�banho-maria a 100oC 
 
 
OBJETIVO 
 
Caracterizar grupos de glicídeos a partir de suas propriedades químicas 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
Teste de Antrona 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 0,2 mL das soluções a serem testadas. 
Ÿ�Adicionar CUIDADOSAMENTE 1 mL do reagente de Antrona. 
Ÿ�Fazer o teste com soluções de glicose 0,1 M, sacarose 0,1 M, ácido glutâmico 
0,1 M, amido 0,5% e CMC 0,5%. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 0,2 mL de água destilada. 
 
A reação é praticamente imediata e o teste é considerado positivo se apresentar cor verde intensa. 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Com que glicídeo aparece mais rapidamente a cor verde. 
Ÿ�Em que tubo a coloração verde é mais intensa. 
Ÿ�O aquecimento provocado pela diluição do H2SO4 na água tocando 
cuidadosamente a base do tubo. 
Anotar os resultados em tabela anexa. 
 
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Glicídeos 69
 
Teste de Seliwanoff 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 0,2 mL das soluções a serem testadas. 
Ÿ�Adicionar 1 mL do reagente de Seliwanoff. 
Ÿ�Aquecer em banho-maria a 100 oC por 3 minutos. 
Ÿ�Fazer o teste com soluções de glicose 0,1 M, frutose 0,1 M, sacarose 0,1 M, 
lactose 0,1 M e CMC 0,5%. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 0,2 mL de água destilada. 
No teste é considerado positivo se apresentar cor vermelha. 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Em que tubos a cor aparece e o tempo necessário para que isto ocorra. 
Ÿ�A coloração obtida nos outros tubos. 
Anotaros resultados em tabela anexa. 
 
Teste de Bial 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 0,5 mL das soluções a serem testadas 
Ÿ�Adicionar 1 mL do reagente de Bial. 
Ÿ�Aquecer em banho-maria à 100 ºC por 2 minutos. 
Ÿ�Fazer o teste com soluções de glicose 0,1 M, arabinose 0,1 M, ácido 
poligalacturônico 0,5% e furfural 2,3 Pg/mL. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 0,5 mL de água destilada. 
No teste é considerado positivo se apresentar cor verde ou verde azulada 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Em que tubo há o aparecimento imediato da cor verde. 
Ÿ�A coloração obtida nos outros tubos. 
Anotar os resultados em tabela anexa. 
 
Teste de Benedict 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 0,4 mL das soluções a serem testadas 
Ÿ�Adicionar 1 mL do reagente de Benedict. 
Ÿ�Aquecer em banho-maria a 100 ºC por 5 minutos. 
Ÿ�Fazer o teste com soluções de glicose 0,1 M, frutose 0,1 M, sacarose 0,1 M, 
lactose 0,1 M e amido 0,5%. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 0,4 mL de água destilada 
No teste é considerado positivo se houver formação de precipitado vermelho. 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Em que tubo(s) verifica-se a formação do precipitado. 
Ÿ�Em que tubo(s) não há formação do precipitado. 
Anotar os resultados em tabela anexa. 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 70
 
Teste de Barfoed modificado 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 0,2 mL das soluções a serem testadas. 
Ÿ�Adicionar 1 mL do reagente de Barfoed. 
Ÿ�Aquecer em banho-maria à 100 º 
Ÿ�C por 30 segundos. 
Ÿ�Resfriar. 
Ÿ�Adicionar 0,5 mL do reagente fosfomolíbdico. 
Ÿ�Fazer o teste com soluções de glicose 0,1 M, lactose 0,1 M e sacarose 0,1 M. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 0,5 mL de água destilada. 
No teste é considerado positivo quando apresenta cor azul intensa. 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Em que tubo(s) ocorre o desenvolvimento da cor azul intensa. 
Ÿ�Em que tubo(s) ocorre a coloração azul pálida. 
Anotar os resultados em tabela anexa. 
 
Teste do Iodo 
Ÿ�Em tubos de ensaio colocar 2 mL das soluções a serem testadas. 
Ÿ�Adicionar 0,1 mL do reagente de Lugol (I2+ I�). 
Ÿ�Aquecer em banho-maria à 100 ºC por 2 minutos. 
Ÿ�Fazer o teste com suspensões de amido 0,5%, dextrina 0,5%, CMC 0,5% e agar 
0,5%. 
Ÿ�Fazer um branco de reação com 2 mL de água destilada. 
No teste é considerado positivo se apresentar cor verde ou verde azulada 
 
OBSERVAR: 
Ÿ�Em que tubo aparece o complexo de cor azul. 
Ÿ�Qual(is) a(s) cor(es) que aparece(m) nos outros tubos. 
 
Anotar os resultados em tabela anexa. 
 
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Glicídeos 71
 
TABELA DE RESULTADOS 
 
TESTE 
SUBSTÂNCIAS 
TESTADAS 
OBSERVAÇÕES 
glicose 
sacarose 
amido 
CMC 
ANTRONA 
ácido glutâmico 
glicose 
frutose 
sacarose 
lactose 
SELIWANOFF 
CMC 
arabinose 
ácido poligalacturônico 
glicose 
BIAL 
furfural 
sacarose 
lactose 
amido 
glicose 
BENEDICT 
frutose 
lactose 
sacarose BARFOED modificado 
glicose 
CMC 
agar 
amido 
IODO 
dextrina 
 
 
 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 72
 
ROTEIRO DE PRÁTICA 
 
 
APLICAÇÃO DAS REAÇÕES QUÍMICAS DE GLICÍDEOS 
 
 
MATERIAL 
 
Ÿ�Soluções padrão e reagentes, como descrito na prática de Reações Químicas de 
Glicídeos 
Ÿ�banho maria a 100oC 
Ÿ�liquidificador 
Ÿ�espremedor de frutas 
Ÿ�legumes 
Ÿ�frutas 
Ÿ�substâncias dietéticas ( bebidas, balas, por exemplo.) 
Ÿ�adoçantes 
 
 
OBJETIVO 
 
Determinar a presença de glicídeos em diferentes tipos de alimentos. 
Caracterizar, quando possível, os glicídeos no material analisado. 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
Dependendo do tipo de alimento a ser testado será necessária uma etapa de preparo: 
frutas - trituração ou extração do suco. 
materiais sólidos - trituração. 
Dispondo-se do material sólido (triturado), do extrato, do suco e da solução (adoçantes, bebidas) 
procede-se conforme o roteiro de prática de Reações Químicas de Glicídeos. 
As alíquotas a serem usadas, bem como o volume dos reagentes empregados podem ser 
diferentes dos descritos no roteiro da prática de Reações Químicas de Glicídeos 
Os resultados obtidos devem ser colocados na tabela a seguir. 
 
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Glicídeos 73
 
Tipo de 
Alimento 
Nome do 
Alimento 
Teste da 
Antrona 
Teste de 
Seliwanoff 
Teste de 
Bial 
Teste de 
Benedict 
Teste de 
Barfoed 
Teste do 
Iodo 
 
 
Frutas 
 
 
 
 
Legumes 
 
 
 
 
Bebidas 
 
 
 
 
Dietéticos 
 
 
 
Compare os resultados encontrados para os diferentes grupos de alimentos quanto ao teor e tipo 
de glicídeo presente 
 
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ESTUDO DIRIGIDO 
 
 
1) Qual o teste a ser feito para demonstrar a presença de glicídeos em materiais 
biológicos? Justifique. 
2) Por que não é conveniente realizar o teste de iodo com uma solução de amido 
aquecida? 
3) Após extração de lipídeos com metanol e posterior precipitação de proteínas 
(caseína) com TCA 10%, que teste deveria ser feito no filtrado com o objetivo de 
evidenciar a presença de glicídeo em uma amostra de leite de vaca? Com os testes 
realizados na prática, seria possível provar que este glicídeo é lactose? Por que? 
4) Que testes você faria com um dissacarídeo para definir as seguintes características: 
a) poder redutor 
b) se pelo menos um dos monômeros constituintes é uma cetose 
c) se pelo menos um dos monômeros constituintes é uma pentose 
5) Identifique dentre os dissacarídeos abaixo os que dão testes positivo com o reagente 
de Benedict: 
maltose: glicose (D-1,4) glicose 
lactose: galactose (E-1,4) glicose 
sacarose: glicose (E-1,2) frutose 
trealose: glicose (D-1,1) trealose 
6) Duas aldohexoses diferem apenas na configuração do carbono 5, de modo que em 
uma a hidroxila pode ser representada à direita e na outra à esquerda. Podemos 
dizer que estas oses são epímeros? 
7) Dos glicídeos abaixo, assinale aquele que satisfaz a todas as seguintes 
condições: 
1- Teste de Benedict positivo A ( ) sacarose 
2- Teste de Barfoed positivo B ( ) glicose 
3- Teste de Seliwanoff negativo C ( ) arabinose 
4- Teste de Bial positivo D ( ) maltose 
 
 
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Glicídeos 75
 
TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
GLICOGÊNIO DE CÉLULAS ANIMAIS 
 
 
EXTRAÇÃO 
 
Várias são as técnicas de homogeneização celular utilizadas em bioquímica, por exemplo, rompimento mecânico, ultra-som e choque osmótico. São descritas, também, várias metodologias para a extração do glicogênio de células animais tais como H2O gelada, H2O 
quente, soluções alcalinas a quente, TCA a frio e outras. A fácil permeabilização das células do 
fígado permite que o glicogênio seja extraído por métodos suaves (H2O gelada), o que faz com que 
sua forma e seu peso molecular estejam bem próximos aos nativos. Observou-se, no entanto, que 
quanto mais drástico o método de extração, maior teor de glicogênio é obtido, porém com forma e 
peso molecular muito diferentes dos nativos. 
 
Como o objetivo é demonstrar uma forma de extração e de quantificação do glicogênio, será 
empregado o rompimento mecânico das células do tecido, em um homogeneizador de tecidos, com 
concomitante extração do polissacarídeo com TCA 10%. O TCA tem também nesta etapa, a função 
de precipitar as proteínas celulares (vide capítulo de Proteínas). 
 
 
PRECIPITAÇÃO 
 
O glicogênio será isolado do material extraído, por precipitação com etanol 95%, já que os 
polissacarídeos e outras macromoléculas são bem menos solúveisque as substâncias de baixo peso 
molecular. O etanol é um agente desidratante, portanto diminui a camada de solvatação do 
glicogênio, além de baixar a constante dielétrica do meio, promovendo a aproximação e 
conseqüente precipitação das moléculas. 
 
Antes da adição do etanol, o extrato celular é aquecido suavemente em banho-maria. Este 
aquecimento promove um afrouxamento na estrutura da macromolécula devido ao rompimento das 
pontes de hidrogênio envolvidas na sua manutenção, permitindo maior acesso do agente 
precipitante (etanol) ao interior da molécula. Como as macromoléculas, na sua grande maioria, são 
sabidamente mais insolúveis em baixas temperaturas, a precipitação é efetuada com etanol gelado e 
em banho de gelo. 
 
DOSAGEM 
 
Para que se possa dosar o glicogênio é necessário que ele seja hidrolisado, ou seja, convertido a 
unidades de glicose (glicídeo redutor). A hidrólise pode ser enzimática (amiloglicosidase) ou 
química (pelo rompimento das ligações D-1,4 e D-1,6, em meio ácido, a quente) 
No caso do glicogênio de células animais, será feita a hidrólise química com HCl 1 N à 100oC, com 
objetivo de converter totalmente o glicogênio em glicose. Após a neutralização com NaOH 1 N, a 
glicose obtida será quantificada pelo método do DNS. 
 
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ROTEIRO DE PRÁTICA 
 
EXTRAÇÃO E DOSAGEM 
DO GLICOGÊNIO DE FÍGADO 
 
MATERIAL 
Ÿ�material biológico: tecido de fígado de boi 
Ÿ�ácido tricloroacético (TCA) - 10% 
Ÿ�etanol 95% 
Ÿ�ácido clorídrico (HCl) - 1N 
Ÿ�hidróxido de sódio (NaOH) - 1N 
Ÿ�ác. 3,5 dinitro salicílico (DNS) em meio alcalino 
Ÿ�homogeneizador de tecidos 
Ÿ�papel de filtro 
Ÿ�centrífuga 
Ÿ�banho de gelo 
Ÿ�espectrofotômetro 
Ÿ�banho-maria à 37 e 100 oC 
Ÿ�solução padrão de glicose 10 Pmoles/mL 
 
OBJETIVO 
 
Extração e dosagem de glicogênio em tecido animal. 
 
PROCEDIMENTO 
 
Ÿ�Picar bem miúdo 100 g de fígado e colocar em becher contendo TCA 10%, na proporção de 
1g de tecido para 1 mL de TCA. 
Ÿ�Homogeneizar a mistura em homogeneizador de tecido até homogeneização total. 
Ÿ�Centrifugar o homogeneizado a 4000 rpm por 5 minutos e filtrar o sobrenadante em papel de 
filtro. 
Ÿ�Desprezar o precipitado e medir o volume do sobrenadante. 
Ÿ�Tomar .... mL do sobrenadante e aquecer esta alíquota suavemente em banho-maria 
(r37oC) por 3 minutos. Adicionar etanol 95% gelado sobre o sobrenadante aquecido, 
na proporção de 2 mL de etanol para 1 mL de sobrenadante. 
Ÿ�Homogeneizar com auxílio de um bastão de vidro e deixar em repouso em banho de gelo por 
15 minutos. 
Ÿ�Centrifugar a 3500 rpm por 15 minutos e desprezar o sobrenadante. 
Ÿ�Adicionar 1 mL de HCl 1N no tubo contendo o precipitado, vedar o tubo e aquecer à 100oC 
por 30 minutos. 
Ÿ�Resfriar e colocar 1 mL de NaOH 1N. 
Ÿ�Pipetar duas alíquotas diferentes de amostra, completar a 1 mL com água destilada e adicionar 
1 mL de DNS - aquecer à 100oC por 5 minutos. 
Ÿ�Completar a 15 mL com água destilada e ler a Abs a 540 nm contra o branco da reação. 
Ÿ�Paralelamente, fazer a dosagem com DNS em duas alíquotas da solução padrão de glicose. 
Ÿ�Calcular o fator de conversão do valor de Abs em concentração. 
Ÿ�Calcular a concentração de glicose em Pmoles/mL e em mg/mL usando o fator obtido. 
Ÿ�Calcular a massa de glicogênio expressa em termos de mg de glicose por grama de fígado. 
 
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Glicídeos 77
 
TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
SÍNTESE, EXTRAÇÃO E DOSAGEM DE GLICOGÊNIO 
DE CÉLULAS DE LEVEDURA 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
Células de Saccharomyces cerevisiae começam a acumular glicogênio quando se deparam com condições de limitação de nutrientes, como ocorre em meio líquido com glicose como fonte de carbono durante a fase de transição do crescimento exponencial para diauxia (fase 
de adaptação ao metabolismo respiratório). A limitação nutricional de fontes de carbono, 
nitrogênio, fósforo ou enxofre, isoladamente ou em conjunto, pode disparar o aumento da síntese 
deste polissacarídeo por esta levedura. 
 
Em Saccharomyces cerevisiae, como em todos os organismos eucariontes, a síntese de glicogênio 
requer a atividade da glicogenina (codificada pelos genes GLG1 e GLG2), da enzima glicogênio 
sintase (codificada pelos genes GSY1 e GSY2) e da enzima ramificadora (codificada por GLC3); 
enquanto que a sua degradação necessita das enzimas glicogênio fosforilase (codificada por GPH1), 
da enzima desramificadora (codificada por GDB1) e, sob certas condições, da glicoamilase (SGA1), 
também denominada amiloglicosidase. A síntese e a degradação do glicogênio estão sob complexo e 
intrincado controles transcricionais e pós-transcricionais, ligados ao estado energético da célula e a 
disponibilidade nutricional do ambiente. 
 
Durante o ciclo de vida das leveduras e de outros microrganismos, a habilidade de perceber a 
disponibilidade de nutrientes no meio externo é uma propriedade fundamental. Esta habilidade 
requer sistemas de transdução de sinais similares, ao menos em princípio, a aqueles encontrados em 
células de mamíferos respondendo a sinalização hormonal, fatores de crescimentos e outros 
reguladores extracelulares. A disponibilidade de glicose no meio extracelular, por exemplo, é um 
fator importante na determinação do comportamento de Saccharomyces cerevisiae, levando à 
repressão de genes necessários à utilização de outras fontes de carbono e das proteínas necessárias 
ao metabolismo respiratório. Além do mais, a exaustão de nutrientes no meio de cultura produz 
sinais que modificam o programa metabólico da célula de forma a adaptá-la a nova condição 
vigente. 
 
REGULAÇÃO DO METABOLISMO 
 
O acúmulo de glicogênio por células de Saccharomyces cerevisiae no fim da primeira fase de 
crescimento exponencial, antes da exaustão da glicose no meio de cultura, ocorre devido ao 
aumento da expressão dos genes das enzimas requeridas ao metabolismo deste polissacarídeo e por 
mecanismos regulatórios que atuam modulando a atividade destas enzimas. A expressão do gene 
GSY1 e a atividade da proteína correspondente são constitutivas ao longo de todas as fases de 
crescimento. Entretanto, a expressão de GSY2 e GLC3 aumentam durante a fase de transição, 
acompanhando o acúmulo de glicogênio. GSY2 codifica a principal isoforma da enzima glicogênio 
sintase e sua expressão é regulada pela disponibilidade de nutrientes no meio de cultura. Em fase 
estacionária, Gsy1p e Gsy2p são responsáveis, respectivamente, por 10% e 90% da atividade 
glicogênio sintase total da célula de levedura. Contrariamente ao que se poderia esperar, nesta 
mesma fase do crescimento a expressão dos genes GPH1 e GDB1 também é aumentada. 
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 78
O fato de todas as enzimas que participam do metabolismo do glicogênio estarem presentes ao 
mesmo tempo, em um mesmo compartimento celular, impõe a este sistema a necessidade de um 
mecanismo regulatório atuando sobre a atividade destes componentes. Assim, verificou-se que as 
vias de síntese e degradação deste polissacarídeo são moduladas principalmente pela regulação das 
atividades das enzimas glicogênio sintase e glicogênio fosforilase. A regulação da atividade destas 
enzimas é feita por interconversão covalente de formas, envolvendo fosforilação e desfosforilação 
de determinados resíduos de Ser e Tre de suas cadeia peptídicas, e também por ativação e inibição 
alostérica mediada pela glicose 6-fosfato. 
A fosforilação dos resíduos de Ser-650, Ser-654 e Tre-667, localizados na porção COOH-teminal 
da isoforma da enzima glicogênio sintase codificada pelo gene GSY2, inativa sua capacidade 
catalítica. A substituição simultânea destes três resíduos por Ala, ou a deleção da região contendo 
os aminoácidos fosforilados, por mutação sítio dirigida, produz uma glicogênio sintase sempre 
ativa, e alinhagem celular que carrega esta forma alterada da enzima acumula glicogênio em grande 
quantidade, em comparação com uma cepa normal. A fosforilação dos resíduos Ser-654 e Tre-667 é 
feita, tanto in vivo quanto in vitro, pela ação do complexo ciclina Pcl10p/proteína quinase Pho85 
(uma proteína quinase dependente para sua atividade das ciclinas Pcl8p ou Pcl10p). Entretanto, a 
proteína quinase responsável pela fosforilação do resíduo de Ser-650 ainda não foi identificada. A 
desfosforilação da enzima glicogênio sintase é realizada pelo complexo formado entre a 
fosfoproteína fosfatase do tipo 2A, codificada pelo gene GLC7 e as proteínas reguladoras 
codificadas pelos genes GAC1 e PIG1. 
A glicose 6-fosfato funciona como um ativador alostérico que pode reverter a inativação da Gsy2p 
causada pela fosforilação. Desta forma, a razão da atividade da enzima glicogênio sintase medida na 
ausência e na presença de glicose 6-fosfato é freqüentemente usada como uma medida do estado de 
ativação desta enzima. 
 
 
Figura 1. Cinética de UDP-glicose das formas fosforilada e desfosforilada da enzima glicogênio sintase. A 
atividade glicogênio sintase foi determinada sobre condições padrões com 6,7mg/ml de glicogênio e sete diferentes 
concentrações de UDP-glicose, na faixa de 0,075 a 5,0mM. Quando presente, a concentração de glicose 6-fosfato era de 
7,2mM. As atividades foram determinadas sob quatro diferentes condições: não fosforilada , com ( ) ou sem ( ) 
glicose 6-fosfato, e fosforilada, com ( ) ou sem ( ) glicose 6-fosfato. 
 
 
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Glicídeos 79
 
 
 
Vmax 13 
Km 2 
Vmax / Km ~ 6 
P
II 
III 
I 
+ Glicose 6-fosfato
 
Vmax 30 
Km 2 
Vmax / Km ~ 17,5 
 
Vmax - não detectável 
Km - não detectável 
Vmax / Km ~ 0,2 
+ Glicose 6-fosfato
 
Figura 2. Modelo de três estados para a regulação da enzima glicogênio sintase de Saccharomyces cerevisiae 
(Gsy2p). Com base nos dados cinéticos, foi proposto que Gsy2p pode existir em três estados. A forma com menor 
atividade corresponde a Gsy2p fosforilada em ausência de glicose 6-fosfato (estado I). A enzima desfosforilada possui 
atividade intermediária (estado II). Os estados I e II podem ser convertidos ao estado de maior atividade ao se ligarem à 
glicose 6-fosfato (estado III). As unidades de Km e Vmáx são, respectivamente, mM e µmol/min.mg. 
 
 
A enzima glicogênio fosforilase de Saccharomyces cerevisiae é fosforilada em único resíduo de Tre 
localizado na porção NH2-terminal (Tre-10). Este resíduo é fosforilado in vitro pela fosforilase 
quinase de levedura e pela proteína quinase dependente de AMPc, nenhuma das duas capazes de 
fosforilar a glicogênio fosforilase de mamífero. A proteína fosfatase que desfosforila esta enzima 
ainda não foi identificada. 
 
A enzima glicogênio fosforilase é ativada por fosforilação, enquanto que a isoforma desfosforilada 
é praticamente inativa. Ao contrário da enzima glicogênio fosforilase de mamíferos, a enzima de 
levedura não é ativada por AMP nem inibida por glicose. Entretanto, a forma ativa da enzima 
glicogênio fosforilase de levedura é fortemente inibida por glicose 6-fosfato. 
 
Além da glicose 6-fosfato atuar como regulador alostérico das enzimas glicogênio sintase e 
glicogênio fosforilase, este metabólito também interfere, de uma forma ainda não bem compreendida, 
nos processos de fosforilação e desfosforilação das enzimas chaves do metabolismo de glicogênio. A 
presença de altos níveis intracelulares de glicose 6-fosfato mantém a glicogênio sintase em sua forma 
desfosforilada (ativa) e a glicogênio fosforilase em sua forma desfosforilada (inativa), propiciando o 
acúmulo de glicogênio. 
 
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CONDIÇÕES NÃO PROLIFERANTES 
 
Concentrações intracelulares elevadas de glicose 6-fosfato são encontradas quando as células de 
Saccharomyces cerevisiae são submetidas a condições não proliferantes. Nestas condições, em 
presença de glicose e ausência de fontes de nitrogênio, a glicose transportada para o interior da 
célula não pode ser consumida para o crescimento e divisão celular e se acumula sob a forma de 
glicose 6-fosfato e outros intermediários da via glicolítica. 
 
 
EXTRAÇÃO, HIDRÓLISE E DOSAGEM 
 
Células de leveduras, diferentemente das células animais, apresentam parede celular que têm em 
sua estrutura polissacarídeos, tais como manana e glucana. Um dos métodos descritos para a 
extração de glicogênio de leveduras utiliza Na2CO3 (carbonato de sódio) a quente e, para impedir 
perdas por centrifugação, o glicogênio é dosado sem purificação prévia. 
Para que se possa dosar o glicogênio é necessário que ele seja hidrolisado, ou seja, convertido a 
unidades de glicose (glicídeo redutor). Para que os polissacarídeos da parede não interfiram na 
dosagem do glicogênio, a hidrólise do material extraído deve ser processada com a enzima 
amiloglicosidase que rompe as ligações D-1,4 e D-1,6, não hidrolisando os polissacarídeos 
componentes da parede celular. A glicose obtida será quantificada pelo método do DNS. 
 
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ROTEIRO DE PRÁTICA 
 
 
SÍNTESE, EXTRAÇÃO E DOSAGEM DE 
GLICOGÊNIO DE CÉLULAS DE LEVEDURA 
 
 
MATERIAL 
 
Ÿ�material biológico: fermento comercial ou células de S. cerevisiae 
Ÿ�tampão fosfato de sódio 50 mM pH 6,0 
Ÿ�tampão acetato de sódio 0,2 M pH 4,8 
Ÿ�glicose 100 mM em tampão fosfato 
Ÿ�Na2CO3 0,25 M (solução feita na hora) 
Ÿ�Ácido acético 3 M 
Ÿ�balança 
Ÿ�placa com agitação 
Ÿ�banho-maria a 37 e 100oC 
Ÿ�banho de gelo 
Ÿ�espectrofotômetro 
Ÿ�centrífuga 
Ÿ�ác. 3,5 dinitro salicílico (DNS) em meio alcalino 
Ÿ�amiloglicosidase 
 
OBJETIVO 
 
Demonstrar a síntese de glicogênio por células de levedura, em condições não proliferantes, seu 
isolamento e quantificação. Este procedimento deverá ser realizado em 2 aulas práticas 
sucessivas. 
 
PROCEDIMENTO 
 
Tratamento prévio do fermento comercial 
 
O fermento comercial deve ser exaustivamente lavado com grandes volumes de água destilada, 
para retirada da goma que envolve o produto. A seguir, as células deverão ser incubadas apenas 
em tampão fosfato de sódio 0,05M pH 6,0, com agitação e temperatura controladas, por cerca de 
24 horas, para diminuir o conteúdo de glicogênio já existente. 
 
Incubação em condições não-proliferantes 
 
1) 
2) 
3) 
4) 
Retirar 12,5 mL da suspensão celular (30 mg de peso úmido por mL de tampão fosfato de 
sódio 50 mM pH 6,0) para erlenmeyer. 
Iniciar a incubação em placa com agitação rotatória, pela adição de 12,5 mL de uma solução 
de glicose 100 mM no mesmo tampão, à suspensão celular. 
Nos tempos determinados (0, 20, 40 e 60 minutos) tomar uma alíquota da suspensão celular 
com um volume de 5 mL. Observe que o tempo zero tem que ser colhido imediatamente após 
a adição da glicose à suspensão celular. 
Centrifugar a 3000 rpm por 3 minutos cada uma das alíquotas, em tubo previamente gelado. 
 
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5) 
6) 
Recolher o sobrenadante em tubos previamente marcados. Estes sobrenadantes serão 
utilizados, posteriormente, para a determinação da glicose residual. 
Lavar por centrifugação a 3000 rpm por 3 minutos com água gelada. Desprezar as águas de 
lavagem. 
 
Extração e hidrólise do glicogênio acumulado 
 
7) 
8) 
9) 
10) 
Às células lavadas e empacotadas, adicionar 1 mL de Na2CO3 0,25 M e homogeneizar. 
Transferir 0,8 mL da suspensão obtida no item anterior para tubo de vidro com tampa de 
rosca. 
Aquecer os tubos a 100 oC/ 60 minutos. 
Resfriar e adicionar a cada tubo: 
0,2 mL de ácido acético 3 M, agitar. 
2,9 mL de tampão acetato de sódio 0,2 M pH 4,8 
0,1 mL de solução de enzima (amiloglicosidase300U/mL). [E] em 4mL de ensaio=15U/mL 
Incubar à 37oC por 22 h (os tubos serão tirados no tempo aprazado e congelados) 
 
Dosagem de glicose pelo método do DNS (aula seguinte) 
 
11) 
12)
13) 
Após o descongelamento, centrifugar e coletar o sobrenadante. 
 Tomar alíquotas de 0,2 mL e 0,4 mL do sobrenadante do item anterior e dosar pelo método 
do DNS. 
Dosar o sobrenadante do item 5 (glicose residual) pelo método do DNS. 
 
Resultados 
 
14) 
15) 
Construir os seguintes gráficos: 
Glicose residual (mM) x tempo de incubação (minutos) 
Acúmulo de glicogênio Pg de glicose/mg células (peso seco) x tempo de incubação (min) 
Calcular o rendimento de formação do glicogênio (G), com relação à glicose consumida (S) 
Y (G/S) = 'G /'S 
 
Observação: O fermento comercial possui, aproximadamente, 70% de água (intracelular e intersticial). 
 
 
Glicose residual Glicogênio formado Tempo 
(min) Abs (540nm) Glicose (mM) Abs (540nm) Glicose (Pg/mg cél.) 
0 
20 
40 
60 
 
 
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Glicídeos 83
 
ESTUDO DIRIGIDO 
 
 
1) Na prática de extração e dosagem do glicogênio explique o que ocorre em cada uma 
das etapas: 
a- homogeneização do tecido com TCA 
b- adição de etanol gelado 
c- adição de HCl 1 N e aquecimento a 100oC por 30 minutos. 
d- adição de NaOH 1 N 
e- reação com o DNS 
2) Qual a conveniência de se efetuar a hidrólise do glicogênio com HCl em concentração 
inferior a 2 N? 
3) 100 g de fígado foram homogeneizados com 100 mL de TCA 10% e após 
centrifugação, recolheu-se um volume de 100 mL correspondente ao filtrado do 
sobrenadante. A 5 mL desse filtrado, adicionaram-se 10 mL de etanol gelado; após a 
permanência à 0oC por 20 minutos, procedeu-se à nova centrifugação com o objetivo 
de separar o precipitado. Este foi dissolvido em 1 mL de HCl 1 N e incubado à 100oC 
durante 30 minutos, tomando-se as devidas precauções para que a evaporação fosse 
mínima. Depois de resfriada, a solução foi neutralizada com 1 mL de NaOH 1 N e 
duas alíquotas de 0,2 mL foram utilizadas para a dosagem do poder redutor pelo 
método do DNS, fornecendo Abs de 0,24 e 0,26. Sabendo-se que 1Pmol de glicose 
corresponde a 180 Pg e que o coeficiente angular da curva padrão de açúcar redutor 
pelo método do DNS é 0,125 (Pmol mL)-1, pergunta-se qual a massa de glicogênio. 
Expresse em termos de massa de glicose por grama de tecido. 
 
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TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
HIDRÓLISE ÁCIDA DO AMIDO 
 
 
A cinética de clivagem das ligações glicosídicas por ácidos depende basicamente da concentração e do tipo de ácido utilizado, assim como da temperatura do processo. A hidrólise ácida do amido é considerada, em linhas gerais, como aleatória porque todas 
as ligações glicosídicas do amido são igualmente susceptíveis à clivagem, levando à 
formação de D-D-glicose. No entanto, existem informações que, em condições não muito 
enérgicas, as ligações D- 1,6 são 1 a 10 vezes mais resistentes ao rompimento que as ligações D- 
1,4 e que as ligações mais internas resistem um pouco mais (cerca de 1,8 vezes) que os terminais 
redutores da molécula. 
A ação de ácidos sobre o amido nos grânulos é extremamente lenta quando comparada ao amido 
em suspensão, o que explica a necessidade do prévio 'cozinhamento' para facilitar a hidrólise. 
Este procedimento expõe as ligações glicosídicas ao ataque de ácidos diluídos, como H2SO4 15% 
ou HCl 7-10%, sendo que a velocidade da hidrólise pode ser acelerada pelo aumento da 
temperatura. 
É importante ressaltar que os ácidos, quando em altas concentrações (por exemplo, HCl 
2N) e a temperaturas elevadas, levam à formação de huminas (vide Glicídeos). 
Este tipo de hidrólise só é utilizada quando se deseja obter glicose pura para finalidade 
alimentícia, já que exige equipamentos resistentes à ação de ácidos e corrosão, e a necessidade 
de vapor eleva os custos de produção. 
 
 
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Glicídeos 85
 
ROTEIRO DA PRÁTICA 
 
 
CINÉTICA DE HIDRÓLISE DO AMIDO 
I - HIDRÓLISE ÁCIDA 
 
 
MATERIAL 
 
Ÿ�Amido em solução aquosa - 2 mg/mL 
Ÿ�HCl 2N 
Ÿ�NaOH 1N 
Ÿ�Ácido 3,5 dinitro salicílico (DNS) em meio alcalino 
Ÿ�Espectrofotômetro 
Ÿ�Banho de gelo 
Ÿ�Banho-maria 
Ÿ�Solução padrão de glicose - 10 Pmoles/mL 
 
OBJETIVO 
 
Acompanhar a cinética de hidrólise do amido utilizando um catalisador químico (ácido) 
 
PROCEDIMENTO 
 
1) Seguir o protocolo abaixo: 
 
TUBOS B 0 3 6 9 12 15 20 30 
H2O 
(mL) 
0,5 � � � � � � � � 
Amido 
(mL) 
0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 
HCl 
(mL) � 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 
 
2) Após a adição dos reagentes, agitar e proceder à hidrólise, incubando os tubos em banho-
maria à 100oC. Obs: Os tubos B e 0 não devem ser aquecidos. 
3) Nos tempos 3, 6, 9, 12, 15, 20 e 30 minutos interromper a hidrólise colocando os tubos em 
banho de gelo. 
4) Neutralizar todos os tubos com adição de 1 mL de NaOH 1N. 
5) Após a neutralização, adicionar a cada tubo 1 mL de DNS. 
6) Aquecer em banho-maria à 100oC por 5 minutos. Resfriar. Completar a 15 mL com água 
destilada. Homogeneizar. Ler a Abs a 540 nm. 
7) Paralelamente, fazer a dosagem com DNS em duas alíquotas da solução padrão de glicose. 
8) Calcular o fator de conversão do valor de Abs em concentração. 
 
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9) Calcular a concentração de glicose em Pmol mL e em mg mL, para cada tempo, usando o 
fator obtido. 
10) Lançar em gráfico os valores de concentração do produto formado x tempo. 
11) Calcular a percentagem de conversão do amido em glicídeos redutores. 
 
 
TUBOS 0 3 6 9 12 15 20 30 
Abs 
(540 nm) 
 
[Glicose] 
(Pmol/mL) 
[Glicose] 
(mg/mL) 
 
 
 
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TEORIA DA PRÁTICA 
 
 
HIDRÓLISE ENZIMÁTICA DO AMIDO 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
Existem várias enzimas capazes de catalisar a hidrólise de amido (entre elas as D-amilases, E-amilases, amiloglicosidases, amido fosforilase, isoamilase) que estão amplamente difundidas na natureza e se diferenciam não só pela composição em aminoácidos, como 
também, pelo modo de ação, pH ótimo, temperatura ótima e outros. Estes parâmetros 
também podem variar para cada enzima segundo sua origem (animal, vegetal ou microbiana). 
Devido à amplitude do assunto, serão consideradas apenas as três primeiras enzimas porque estas 
são as preferencialmente usadas na indústria. 
 
D-Amilases 
 
As D-amilases são encontradas virtualmente em todas as células vivas. A maior parte dos estudos 
descritos na literatura foi feita com amilases de origem animal, que atuam no processo digestivo 
(ptialina e amilopsina), com amilases de origem vegetal, encontradas em cereais em germinação 
(malte) e ainda com amilases de microorganismos (alguns bolores e bactérias) capazes de usar 
amido como fonte de carbono (vide Glicídeos). 
As D-amilases são endoenzimas, visto que atuam dentro da cadeia amilácea de forma aleatória, 
rompendo ligações D -1,4. Em uma suspensão de amido gelatinizada, a adição de D-amilase leva 
a uma queda rápida da viscosidade, evidenciando a fragmentação da cadeia polimérica. Como 
resultado deste processo o amido gelatinizado é transformado em fluido fino que pode ser 
resfriado sem que haja formação de gomas ou produtos de retrogradação. 
Cerca de 20% dos fragmentos hidrolíticos encontrados nos primeiros estágios de hidrólise são 
constituídos de oligossacarídeos de baixo PM (maltose, maltotriose, maltotetrose) formados pela 
quebra simultânea de várias ligações glicosídicas. Os 80% restantes são constituídos de 
oligossacarídeos de PM variável, denominados genericamente como dextrinas, por isto a D-amilase é 
conhecida industrialmente como“enzima dextrinizante”. 
O produto final da hidrólise completa da amilose pelas D-amilases são maltose e D-D-glicose. 
Por outro lado, como estas enzimas não atuam nos pontos de ramificação (ligações D 1,6) os 
produtos finais de hidrólise da amilopectina são maltose, glicose e dextrinas ramificadas de 
baixo PM. 
As D-amilases em plantas têm grande importância fisiológica na conversão do amido em 
açúcares redutores durante a germinação da semente, quando o estoque de amido deve ser 
rapidamente mobilizado para fazer face ao processo de crescimento. Neste momento, a D-
amilase, que se encontra sob forma inativa, é rapidamente convertida a sua forma ativa dando 
início ao processo de germinação. Este fato é utilizado na produção de D-amilases de origem 
vegetal pelo processo de “maltação” sendo “malte” o nome dado aos cereais em germinação que 
são largamente usados na fabricação de cervejas, bebidas destiladas e na panificação. 
As D-amilases de origem microbiana também têm grande aplicação comercial. As D-amilases de 
bolores, como Aspergillus niger, chamadas de Takadiastases têm considerável relevância no 
processo de fermentação do arroz (sakê), e são usadas também como suplemento digestivo. As D
 
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Cursos Práticos em Bioquímica 88
-amilases bacterianas, especialmente as do gênero Bacillus, são de interesse industrial como 
agentes solubilizantes de amido, sendo capazes de atuar em altas temperaturas (70-75oC). 
 
E-Amilases 
 
Ocorrem na maioria dos tecidos vegetais, onde agem sobre o amido fornecendo principalmente 
maltose e dextrinas de alto peso molecular como produtos finais. Como a maltose liberada na 
reação tem a configuração E, adotou-se o termo E-amilase para distinguí-la da D-amilase. Estas 
enzimas são particularmente abundantes em certas sementes como soja, trigo, cevada e na batata 
doce. Elas aparecem também em altos níveis durante a germinação ou maltação, isto explica a 
contaminação das preparações comerciais de D-amilases. 
As E-amilases são exoenzimas porque realizam a hidrólise a partir dos terminais não redutores 
das cadeias, liberando paulatinamente a E-maltose e baixando lentamente a viscosidade da 
suspensão de amido gelatinizado. 
Sua ação sobre a amilose contendo um número par de unidades glicosídicas resulta na conversão 
completa em E-maltose; já as cadeias de número ímpar são convertidas em E- maltose e 
maltotriose, que só será convertida em glicose e maltose por exposição prolongada a altas 
concentrações da enzima. 
Em relação à amilopectina, sua ação a partir dos terminais não redutores é limitada, pois por não 
hidrolisar ligações D-1-6, é produzida uma dextrina de alto PM, contendo todas as ramificações 
originais, chamada “dextrina limite”, que foi de grande importância na elucidação das estruturas 
do amido e glicogênio. 
Os produtos finais de degradação do amido por ação conjunta da D e E amilases são 
principalmente maltose e isomaltose. A glicose só é formada como conseqüência da hidrólise da 
maltotriose em dois fragmentos. 
 
Amiloglicosidases 
 
As amiloglicosidades ou glicoamilases são enzimas que catalisam a hidrólise da amilose, 
amilopectina e oligossacarídeos em glicose, o que, em termos industriais, representa completa 
conversão do amido em açúcares fermentáveis. Elas são produzidas por várias espécies de 
bolores do gênero Aspergillus e Rhizopus e por certas espécies de leveduras e bactérias como 
Saccharomyces diastaticus e Clostridium acetobutylicum. São também encontradas no fígado de 
animais superiores onde participam do metabolismo do glicogênio. As enzimas de alguns bolores 
são excretadas para o meio de cultivo em quantidades apreciáveis e através de uma metodologia 
de fracionamento razoavelmente simples pode-se obter preparações semi purificadas, por isso 
têm grande interesse industrial. 
A hidrólise do amido pela amiloglicosidase processa-se de maneira progressiva a partir dos 
terminais não redutores da molécula, liberando glicose com a configuração E no carbono 
anomérico, através de um mecanismo semelhante ao da E-amilase. 
Apesar de sua ação mais lenta sobre oligossacarídeos do que sobre polissacarídeos, a 
amiloglicosidase difere das D e E-amilases, porque é capaz de hidrolisar tanto a maltose como a 
isomaltose. Contudo, o rompimento das ligações D -1-6 é mais lento do que o das ligações D -1-
4, sendo a hidrólise da isomaltose 30 vezes mais lenta que a de maltose. 
A amiloglicosidase é também conhecida como 'enzima sacarificante'. Várias pesquisas têm sido 
realizadas para imobilizá-la em suportes inertes devido a seu grande potencial de utilização nas 
indústrias na conversão de amido em glicose. 
 
 
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Glicídeos 89
 
ROTEIRO DA PRÁTICA 
 
 
CINÉTICA DE HIDRÓLISE DO AMIDO 
II - HIDRÓLISE ENZIMÁTICA 
 
MATERIAL 
 
Ÿ�Solução de amido (2 mg/mL em tampão fosfato de sódio 0,02M pH 6,9) 
Ÿ�NaCl 0,05M 
Ÿ�Amiloglicosidase 
Ÿ�Ácido 3,5 dinitro salicílico (DNS) em meio alcalino 
Ÿ�Espectrofotômetro 
Ÿ�Banho-maria a 37oC e a 100 oC 
Ÿ�Solução padrão de glicose - 10 Pmoles/mL 
 
OBJETIVO 
 
Acompanhar a cinética de hidrólise do amido utilizando um catalisador biológico (enzima) 
 
PROCEDIMENTO 
 
1) Seguir o protocolo abaixo: 
 
TUBOS B 0 2 4 6 8 10 12 16 20 30 
Tampão (mL) 0,5 - - - - - - - - - - 
Amido (mL) - 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 
Enzima (mL) 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 
 
 
2) Imediatamente após a adição da enzima, agitar e cronometrar o tempo, incubando os tubos a 
37 ºC. 
3) No tubo 0 adicionar 1 mL de DNS antes da adição da enzima. 
4) Nos tempos 2, 4, 6, 8, 10, 12, 16, 20 e 30 minutos interromper a hidrólise adicionando 1 mL 
de DNS em cada tubo. 
5) Adicionar 1 mL de DNS ao tubo B. 
6) Após o término da hidrólise, aquecer todos os tubos a 100 ºC por 5 minutos. Resfriar. 
7) Completar a 15 mL com água destilada. Homogeneizar. Ler a Abs a 540 nm. 
8) Paralelamente fazer a dosagem com DNS em duas alíquotas da solução padrão de glicose. 
9) Calcular o fator de conversão do valor de Abs em concentração. 
10) Calcular a concentração de glicose em Pmol/mL e em mg/mL usando o fator obtido. 
11) Lançar em gráfico os valores de concentração do produto formado x tempo. 
12) Calcular a percentagem de conversão do amido em glicídeos redutores. 
 
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TUBOS 0 3 6 9 12 15 20 30 
Abs 
(540 nm) 
 
[Glicose] 
(Pmol/mL) 
 
[Glicose] 
(mg/mL) 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Glicídeos 91
 
ESTUDO DIRIGIDO 
 
1) Na hidrólise enzimática do amido, a ação da D-amilase é paralisada pela adição de 3,5 
DNS, enquanto que na hidrólise ácida a paralisação é feita adicionando-se NaOH em 
banho de gelo (0 oC). Explique porque as reações são interrompidas diferentemente. 
2) Que propriedades guardam em comum a D e a E amilases e em que diferem as duas 
ações enzimáticas? 
3) Como se verificaria experimentalmente qual das duas ações enzimáticas, D ou E 
amilase, estaria atuando sobre determinada amostra de amido? 
4) Realizou-se um estudo comparativo da influência da temperatura sobre a ação da D e a E 
amilases. Através da medida do poder redutor obtiveram-se os seguintes perfis, sendo o 
período reacional em todos os ensaios igual a 1 minuto. Correlacione os perfis abaixo. 
 
Abs
0,3
0,2
0,1
20 40 60 80 100 T ( oC ) 
 
5) Verificando experimentalmente a cinética das hidrólises ácida e enzimática através da 
medida do poder redutor, a observação do máximo de conversão em cada passo revela 
que a hidrólise ácida leva a um maior rendimento que a enzimática. Como explicaria o 
ocorrido tendo por base os mecanismos de ação? 
6) Sabe-se que tanto a D como a E amilases levam à formaçãode dextrinas residuais, 
maltose e mínima quantidade de glicose. Como confirmaria experimentalmente esta 
afirmativa? 
7) 50 mL de uma solução de amido contendo 3 mg mL foram submetidos a uma hidrólise 
ácida. 1 mL de hidrolisado foi diluído 5 vezes e desta diluição retiraram-se alíquotas de 
0,5 mL para a dosagem de poder redutor através do 3,5 DNS. Obteve-se como 
resultado, usando solução padrão de glicose o correspondente a 1,85 Pmoles. Igual 
volume da mesma solução sofreu hidrólise enzimática, sendo 1 mL diluído 2 vezes. 
Novamente 0,5 mL da diluição foram retirados para a dosagem de poder redutor pelo 
mesmo método, obtendo-se Abs=0,14. Considerando que a hidrólise ácida leva a uma 
conversão de 100%, calcule a eficiência da hidrólise enzimática. 
Nota: Sabe-se que o fator da curva padrão é igual a 13,2 Pmoles mL de amostra. 
8) Em nosso laboratório preparamos rotineiramente farinha de mandioca para preparo de 
mosto a ser fermentado para a produção de etanol. O preparo consiste no tratamento 
seqüencial de 1 kg de farinha suspensa em água, em volume final de 3 litros, contendo 
as enzimas D-amilase e amiloglicosidase que transformam totalmente o amido contido 
na farinha em glicose. 
 
 
 
 
 
 
 
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Para a determinação do teor de glicose no mosto resultante, tomou-se uma alíquota de 0,5 
mL desta suspensão e levou-se a 500 mL em balão volumétrico. Do mosto diluído 
tomaram-se, em duplicata, alíquotas de 0,5 mL e procedeu-se à determinação de glicídeos 
redutores, obtendo-se valores de Abs a 540 nm de 0,15 e 0,16. 
Calcule o percentual de amido contido na farinha de mandioca, sabendo-se que a dosagem 
de uma alíquota de 1 mL da solução contendo 100 Pg de glicose mL forneceu Abs a 540 
nm igual a 0,25. 
 
 
 
 
 
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Aminoácidos
 
 
 
 
 
 
Capítulo
Quarto
 
 
 
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