Sumário - MÉTODO DIRETO A FRESCO

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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DIRETO AFRESCO 
ALGETEC – SOLUÇÕES TECNOLÓGICAS EM EDUCAÇÃO 
CEP: 40260-215 Fone: 71 3272-3504 
E-mail: contato@algetec.com.br | Site: www.algetec.com.br 
 
 
MÉTODO DIRETO A FRESCO 
 
 
 
As técnicas em parasitologia clínica têm como objetivo identificar se um paciente 
está ou não infectado por um parasito. O diagnóstico por métodos parasitológicos é 
realizado por meio da observação de parasitos (ovos, cistos, larvas, trofozoítos etc.) 
presentes nas fezes, por microscópio óptico. Por meio do microscópio, é possível 
visualizar os diferentes estágios de vida de protozoários (cistos, trofozoítos, oocistos e 
esporos) e helmintos (ovos, larvas e vermes pequenos). Esses métodos geralmente são 
práticos, têm baixo custo, utilizam materiais e equipamentos simples, não requerem 
infraestrutura especializada e garantem diagnósticos eficientes. Por isso, são 
amplamente recomendados. 
O uso de métodos qualitativos associados a métodos quantitativos torna possível 
a identificação do tipo e da intensidade da infecção. Na rotina laboratorial, é 
recomendado o uso de três métodos parasitológicos (com diferentes sensibilidades) 
para garantir a eficiência e evitar diagnósticos falso-negativos. Entre os métodos mais 
utilizados, podem-se destacar: exame direto/a fresco (tema deste laboratório), técnicas 
de concentração de parasitos e coloração permanente em esfregaços de fezes. 
Antes da realização dos métodos parasitológicos, as amostras são analisadas 
macroscopicamente. Em fezes formadas (sólidas), há maior probabilidade de se 
detectarem cistos de protozoários. Em fezes moles ou líquidas, há maior probabilidade 
de se detectar a presença de trofozoítos de protozoários e, nesse caso, a indicação é que 
se realize o método direto (a fresco) para visualizar a motilidade dos trofozoítos. Já os 
ovos e larvas de helmintos são encontrados tanto em amostras líquidas quanto sólidas. 
No método direto (a fresco), a amostra é coletada no próprio laboratório ou 
chega a este para processamento em até 30 minutos após a evacuação, e não deve 
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conter nenhuma solução conservante. Esse método é qualitativo e tem como principal 
objetivo a visualização dos trofozoítos de protozoários e a observação de sua 
motilidade, em amostras recém coletadas. Para melhor visualização e identificação de 
cistos e oocistos de protozoários e de ovos e pequenas larvas de helmintos, geralmente 
translúcidos e incolores ao microscópio, pode-se utilizar o corante lugol. 
A técnica se baseia na realização de um esfregaço com uma pequena quantidade 
de amostra fecal não fixada e homogeneizada em solução salina de 0,85% a 0,90% 
(Tabela 1). Para a visualização de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e ovos e 
pequenas larvas de helmintos, indica-se a preparação de esfregaços separados. Uma 
lâmina deve ser preparada apenas com solução salina, para visualização da motilidade 
dos trofozoítos, e outra com adição do corante lugol, para visualização das demais 
estruturas parasitárias. Essa diferenciação é necessária, pois fixadores e corantes à base 
de iodo, como lugol, podem matar os trofozoítos, impedindo a visualização da 
motilidade. Contudo, quando o objetivo é a visualização de cistos e oocistos de 
protozoários e ovos e pequenas larvas de helmintos, uma gota do corante lugol (Tabela 
2), adicionada à lâmina, ajuda a realçar as estruturas, facilitando sua visualização e 
identificação. 
Nos casos em que o lugol não pode ser utilizado, o ajuste do diafragma e do 
condensador do microscópio, de forma a reduzir a entrada de luz, é importante para 
contrastar a imagem translúcida de cistos de protozoários, auxiliando na visualização 
das estruturas dos parasitos. 
A preparação do esfregaço precisa ser fina o bastante para que seja possível a 
leitura ao microscópio. O esfregaço deve ser coberto por uma lamínula de 22mm². A 
leitura ao microscópio consiste em varrer toda a área coberta pela lamínula, usando as 
objetivas de 10x e 40x. Não se recomenda o uso de óleo de imersão, incompatível com 
a preparação de amostras úmidas. 
Apesar de o método direto ser simples e econômico, a eficácia no diagnóstico 
depende do treinamento e da experiência do examinador em observar e detectar a 
presença dos parasitos ao microscópio, da obtenção de amostras frescas e não fixadas 
e da urgência no processamento de amostras. 
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Em caso de resultado negativo (não detecção de parasitos), outros métodos 
parasitológicos devem ser usados para confirmação do diagnóstico, pois o método 
direto (a fresco) tem baixa sensibilidade devido à ausência de uma etapa de 
concentração de parasitos, ou de substância que facilite sua detecção. Por esse mesmo 
motivo, quando ocorre a observação de parasitos e suas estruturas em preparações pelo 
método direto (a fresco), pressupõe-se que o paciente apresente uma alta carga 
parasitária. 
Com base nos procedimentos descritos, no laboratório virtual você irá aprender 
o passo a passo dessa técnica. 
 
Cloreto de sódio (NaCl) 0,85g 0,90g 
Água destilada-deionizada 1.000mL 1.000mL 
Tabela 1 – Solução salina para uso biológico: concentrações de 0,85% e 0,90%. Fonte: Elaborada pela autora (2021). 
 
Iodo 2g 
Iodeto de potássio 4g 
Água destilada-deionizada 100mL 
Tabela 2 – Solução de lugol. Fonte: Elaborada pela autora (2021). 
 
 
 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
 
BRASIL. Ministério da Saúde. Guia prático para o controle das geo-helmintíases. 1. ed. 
Brasília: [s. n.], 2018. 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para 
o diagnóstico das parasitoses humanas. 2. ed. São Paulo: Atheneu, 2007. 
 
NEVES, D. P. Parasitologia humana. 13. ed. São Paulo: Atheneu, 2016. 
 
REY, L. Bases da parasitologia médica. 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010. 
 
ZEIBIG, E. Parasitologia clínica: uma abordagem clínico-laboratorial. 2. ed. Rio de 
Janeiro: Guanabara Koogan, 2020. 
 
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