pops 1 BROMATOLOGIA

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AULAS PRÁTICAS
BROMATOLOGIA
Profª Ana Emília Formiga Marques
PRÁTICA 01 
DETERMINAÇÃO DE UMIDADE
DETERMINAÇÃO DE UMIDADE PELO MÉTODO DO AQUECIMENTO
DIRETO- TÉCNICA GRAVIMÉTRICA COM EMPREGO DO CALOR
A determinação de umidade é uma das medidas mais importantes e utilizadas na análise de alimentos. A umidade de um alimento está relacionada com sua estabilidade e composição, e pode afetar a estocagem, embalagem e processamento.
A água pode estar no alimento em duas formas: livre ou combinada (ligada). Em geral, a determinação de umidade, que parece um método simples, torna-se complicada em função da exatidão e precisão dos resultados. As dificuldades encontradas, geralmente, são as seguintes: separação incompleta da água do produto, decomposição do produto e perda de substancias voláteis.
Método gravimétrico a 105ºC
É o método comumente utilizado em diversos laboratórios. Este método baseia-se na quantificação do peso, devido à perda de água por evaporação, que é determinado por dessecação direta em estufa a 105°C.
Neste método o ar quente da estufa é absorvido por uma camada muito fina do alimento e é então conduzido para o interior por condução. Como a condutividade térmica dos alimentos é geralmente baixa, costuma levar muito tempo para o calor atingir as porções mais internas do alimento. Por isso, este método tem duração de cerca de 3h.
A exatidão desse método é influenciada por vários fatores:
- Controle tempo x temperatura de secagem: Deve-se ter cuidado com esse binômio, pois altas temperaturas por longo tempo ou o inverso pode acarretar em erros ao final da análise.
Tamanho das partículas e espessura da amostra: Quanto mais triturada for à amostra, maior será a superfície de absorção e maior será a retirada da umidade, dando veracidade aos resultados, devendo ser bem homogeneizada para melhor representatividade do produto;
A cápsula devera estar a mais de 24h em estufa: Deve-se atentar para a umidade da cápsula, pois esta em tempo não adequado em estufa pode mascarar os resultados finais.
Pesagem da amostra: Deve ser a mais precisa possível e rápida, visando a menor absorção de umidade do meio ambiente.
Considerações importantes:
Pinça metálica: deve ser sempre utilizada ao transportar a cápsula do dessecador para a balança e dessa para a estufa, evitando a transferência de umidade e gordura das mãos do manipulador
Sílica gel: possui a função de absorção de umidade. Verificar se estão contidas no dessecador e na balança. Quanto mais transparentes (incolor) a sílica estiver, significa presença de umidade elevada.
ALGUMAS LIMITAÇÕES DESSE MÉTODO
Produtos com alto conteúdo de açúcar e carnes com alto teor de gordura devem ser secos em estufa a vácuo numa temperatura não excedendo a 70 ºC, porque os açucares podem sofrer processo de caramelização.
Também amostras com alto teor de substâncias voláteis, como condimentos, porque vai ocorrer volatilização destas substâncias, com perda de peso na amostra, que será computada como perda de água.
Fundamento: baseia-se na perda da umidade e substancias voláteis a 105ºC.
Materiais
Cadinho de porcelana previamente aquecido em estufa a 105C e tarado.
Dessecador com CaCl2 anidro
Espátula
Balança semi-analítica
Estufa a 105ºC
Pinça para cadinho
�
Procedimento:
Pesar exatamente em torno de 5g da amostra no cadinho previamente tarado;
Anotar o peso;
Lavar à estufa a 105ºC e deixar 5 horas;
Levar ao dessecador para esfriar e pesar;
Repetir as operações de aquecimento e resfriamento até peso constante ou peso mínimo, isto é, a diferença entre duas pesagens consecutivas deve ser no mínimo de 0,001g.
ANOTAR OS DADOS NA TABELA ABAIXO
	AMOSTRA
	CADINHO
	CADINHO +
	AMOSTRA
	ESTUFA
	ESTUFA
	
	
	1
	2
	AMOSTRA
	
	1
	2
	ÁGUA
	MÉDIA
	
	
	3
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	%
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
Cálculo
Determinar a % de umidade (p/p)
P ÁGUA = PCAD + amostra(g) – P CAD + A SECA(g)
% umidade = P ÁGUA x 100
PAMOSTRA (g)
DETERMINAÇÃO DE CINZAS
RESÍDUO MINERAL FIXO OU CINZAS- MÉTODO GRAVIMÉTRICO
A determinação do conteúdo de cinzas é de grande valor em alimentos por várias razões. Como por exemplo temos: a presença de grande quantidades de cinzas em produtos como açúcar, amido, gelatina, ácidos de origem vegetal, pectinas, etc, não é desejável.
As cinzas tanto de origem vegetal como animal é o ponto de partida para análise de minerais específicos. Estes minerais são analisados tanto para fins nutricionais como também de segurança. Por exemplo: resíduos metabólicos provenientes de pesticidas, estanho provenientes da corrosão de latas, etc.
Fundamento :
O princípio do método fundamenta-se na perda de peso que ocorre quando o produto é incinerado a 500ºC-550ºC, com destruição da matéria orgânica, sem apreciável decomposição dos constituintes do resíduo mineral ou perda por volatilização. A incineração deve ser feita até que as cinzas fiquem brancas ou
ligeiramente acinzentadas. Em caso contrário esfriar, adicionar duas gotas de ácido nítrico, P.A. e incinerar novamente. Há casos,porém, em que se apresenta vermelha ou avermelhada, verde ou esverdeada, devido ao excesso de certos elementos presentes. De qualquer modo a cinza não deve apresentar pontos de carvão. Alimentos ricos em fósforos após a carbonização da amostra há formação de uma massa quase vítrea, envolvendo o carvão, deve-se colocar sobre o material frio uma gota de água destilada ou ácido nítrico. Alimentos muito gordurosos deve-se utilizar preferencialmente amostra seca e desengordurada, caso contrário a carbonização deve ser lenta, uma vez que há quase sempre formação de espuma.
Materiais necessários
Cadinho de porcelana previamente aquecido em forno Mufla a 550ºC e tarado
Dessecador com CaCl2 anidro
Espátula
Balança semi-analítica
Mufla a 550ºC
Pinça para cadinho
Triangulo de porcelana
Tripé bico de Bunsen
Procedimento
Pesar o cadinho previamente preparado
Pesar exatamente em torno de 3g da amostra no cadinho
Anotar o peso
Incinerar em forno Mufla inicialmente a 50ºC e a cada 20 minutos aumentar mais 50ºC até atingir 550º
Deixar incinerar até obter cinzas brancas
Esfriar em dessecador e pesar.
ANOTAR OS DADOS DA ANÁLISE NA TABELA ABAIXO
	Nº
	PESO
	PESO
	PESO
	PESO2
	CINZAS
	MÉDIA
	CADINHO
	CADINHO
	CADINHO+
	1
	MUFLA
	%
	
	
	(g)
	AMOSTRA
	MUFLA
	
	
	
	
	
	(g)
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
Cálculo
Determine a % de cinzas p/p.
% Cinzas = PCINZAS x 100
PAMOSTRA (g)
PCINZAS (g)= P CAD + cinzas(g) – P CAD (g)
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO DO APRENDIZADO
Qual a importância da determinação da umidade em alimentos?
Quais as principais dificuldades em se realizar a análise da umidade e que podem incorrer em erros analíticos?
Qual o método adotado para se realizar as análises de umidade e em que se baseiam?
Como se deve realizar a análise de determinação da umidade em produtos com teor elevado em açúcares ou lipídios?
PRÁTICA 02 – DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO REDUTORES
OBJETIVOS
GERAL
Identificar diferentes tipos de açúcares.
ESPECÍFICOS
Conhecer diferentes técnicas de identificação de compostos químicos sem o uso de equipamentos analíticos.
Reconhecer as diferenças moleculares entre mono, di, tri e polissacarídeos.
MATERIAIS E MÉTODOS
MATERIAL UTILIZADO
Béquer de 50,0 mL (02)
Béquer de 10,0 mL (04)
Chapa de aquecimento 
Conta gotas (01)
Conta gotas comunitário (01)
Papel indicador de pH
Pipeta de Pauster (01)
Pipeta de 5,0 mL comunitária (07)
Proveta de 10,0 mL (01)
10) Proveta de 50,0 mL(01)
11) Tubo de ensaio pequeno (06)
REAGENTES UTILIZADOS
Ácido clorídrico conc. E 2,0 M (HCl)
Reagente de Fehling A 
Reagente de Fehling B
Solução de hidróxido de sódio (NaOH) 5%
Solução de glicose a 2%
Solução de sacarose a 5%
Solução de maltose a 2%
Solução de amido impuro 
Solução de iodo impuro
PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL
Propriedades da GLICOSE:
	Foi colocado 2 mL do reagente de Fehling A e 2 mL do reagente de Fehling B em um tubo de ensaio. Foi agitado e colocado 1 mL de solução de glicose, depois foi aquecido e observado. Caso ocorresse alguma reação, a equação deve ser escrita.
Propriedades da SACAROSE:
Foi colocado 2 mL do reagente de Fehling A e 2 mL do reagente de Fehling B em um tubo de ensaio. Foi agitado e colocado 1 mL de solução de sacarose, depois foi aquecido e observado. Caso ocorresse alguma reação a equação deve ser escrita.
	Foi adicionado 10 mL de solução de sacarose 5% em um béquer de 50 mL. Em seguida adicionado 1 mL de solução de HCl a 2M. A solução foi fervida cuidadosamente durante 3 minutos.
	Esperou-se esfriar e foi adicionado a solução a 5% de NaOH, até que a solução se tornasse alcalina, este procedimento foi controlado com o uso do papel indicador de pH.
	Foi colocado 2 mL do reagente de Fehling A e 2 mL do reagente de Fehling B em um tubo de ensaio. Foi agitado e colocado 1 mL dos produtos da hidrólise de sacarose. Depois foi aquecido e observado. Caso ocorresse alguma reação, esse processo deve ser descrito.
Propriedades da MALTOSE:
	Foi adicionado 2 mL do reagente de Fehling A e 2 mL do reagente de Fehling B em um tubo de ensaio. Foi agitado e colocado 1 mL de solução de maltose, depois foi aquecido e observado. Caso ocorresse alguma reação, o processo deve ser descrito.
Propriedades do AMIDO:
Em um béquer de 50,0 mL foram colocados 20,00 da solução de amido e 1,00 mL de HCl concentrado. Logo após, a solução foi levada ao aquecimento para que permanecesse em seu ponto de ebulição por cerca de 5 minutos. Então, 2,00 mL foram retirados para serem colocados em dois béqueres de 10,0 mL (1,00 mL para cada béquer). Com um dos béqueres foi realizados o teste de Fehlling (procedimento semelhante ao realizado para a solução de glicose) e ao outro foi adicionada uma gota da solução de iodo.
Em um tubo de ensaio foram adicionados 2,00 mL de reagente de Fehling A com 2,00 mL de Fehling B. Após agitação, à mistura foi adicionado 1,00 mL da solução de amido, e em seguida levada ao aquecimento para posterior observação.
Em um tubo de ensaio foram colocados 2,00 mL da solução de amido, juntou-se, então, uma gota da solução de iodo. Em seguida, foi levada à agitação.
PRÁTICA 03 – PIQ DE MEL 
OBJETIVOS 
Realizar a determinação dos padrões de identidade e qualidade no mel; Elaborar um laudo técnico com os resultados analíticos
Dosagem de Acidez - baseia-se na titulação da acidez livre do produto por uma solução alcalina, utilizando como indicador a solução alcoólica de fenolftaleína a 1%. Sendo que o mel de abelhas não poderá conter adição de corretivos de acidez. Podendo se apresentar parcialmente cristalizado, mas sem caramelização ou espuma superficial. É permitido seu aquecimento até 70°C, desde que sua atividade enzimática seja mantida. 
Material: Erlenmeyer de 250 mL; Proveta de 50 mL; Bureta de 25 mL; Béquer de 100 mL; Balança analítica; Bastão de vidro Solução de hidróxido de sódio 0,01N fatorada; Solução de fenolftaleína a 1%; Água destilada.
Procedimentos = Pesar 2g de amostra no béquer de 100mL; Adicionar 20mL de água destilada e dissolver a amostra, com ajuda do bastão de vidro; Transferir para o Erlenmeyer de 250mL, lavando o béquer 3 vezes, utilizando 10mL de água por vez; Adicionar 2 gotas de fenolftaleína a 1%; Titular com solução de hidróxido de sódio 0,01N até coloração rósea constante.
Interpretação e Cálculo: Anotar o volume gasto na titulação e calcular a quantidade de ácido fórmico (m/m)
Reação de Fieh - baseia-se na identificação do HMF (hidroxi-metil-furfural), formada durante a hidrólise ácida da sacarose (obtenção do açúcar invertido comercial), pela hidratação da frutose, que em presença de resorcina e HCl fornece uma coloração que pode variar do róseo ao vermelho-cereja intenso, dependendo da quantidade de AI comercial presente.
MATERIAL Proveta graduada de 50 mL com tampa de polietileno; Pipetas graduadas de 2 mL e 5 mL; tubo de ensaio; Estante para tubo de ensaio; Bastão de vidro. Reagentes: Solução clorídrica de resorcina a 1%m/v; Éter etílico; Água destilada.
 Interpretação: Em presença de AI surgirá uma coloração do róseo ao vermelho-cereja, sendo que a intensidade dependerá da quantidade de AI comercial presente. 
Procedimento: Transferir 5mL da amostra para a proveta de 50mL; Adicionar 5mL de água destilada e homogeneizar com o bastão de vidro até a total solubilização da amostra; Adicionar 5mL de éter etílico; Agitar por inversão (2 vezes); Deixar em repouso para separar as camadas (a camada etérea deve ser a clara); Transferir 2mL da camada etérea para o tubo de ensaio com o auxílio da pipeta; Adicionar 2 gotas de solução clorídrica de resorcina a 1%; Agitar e aguardar de 5 a 10 minutos.
Fermentos Diastásicos Baseia-se na ação das enzimas presentes no mel sobre o amido, desdobrando-o parcialmente em dextrinas e outros produtos de hidrólise. 
Material: Banho-maria com regulador de temperatura; Tubo de ensaio; Estante para tubo de ensaio; Proveta de 50 mL; Pipetas de 1 mL e 10 mL; Pinça de madeira; Bastão de vidro. 
Reagentes: Solução de amido solúvel a 1%; Solução de iodo (1 g de iodo ressublimado, 2 g de iodeto de potássio; água até completa 300 mL).
 Procedimento: Medir 10 mL da amostra em uma proveta de 50 mL; Adicionar 20 mL de água destilada; Homogeneizar bem com o auxílio do bastão de vidro; Transferir 10 mL da solução para o tubo de ensaio, com o auxílio de uma pipeta; Adicionar 1 mL da solução de amido solúvel a 1% e agitar; Mergulhar o tubo em banho-maria a 45°C por uma hora; Retirar do banho-maria e adicionar 1 mL de solução de iodo; Observar a coloração desenvolvida; Fazer paralelamente um ensaio em branco para comparar a amostra.
Interpretação Presença 
Verde-oliva ou Castanha Mel natural, não aquecido acima de 45°C 
Ausência Azul Mel adulterado ou aquecido acima de 45°C
Reação de Lugol 
Baseia-se na reação das dextrinas, presentes na glicose comercial, com o lugol, originando produtos corados, cuja intensidade depende do teor de dextrinas presente na glicose. 
Material: Béquer de 50 mL; Proveta graduada de 50 mL; Pipetas graduadas de 1 mL e 10 mL; Bastão de vidro.
Reagentes: Solução de lugol 1 g de iodo ressublimado, 3 g de iodeto de potássio e 50 mL de água.
 Procedimento: Transferir 10 mL da amostra para o béquer de 50 mL; Adicionar 10 mL de água destilada; Adicionar 1 mL da solução de lugol; Observar a coloração desenvolvida. Interpretação: Em presença de glicose comercial a solução ficará colorida de vermelho ou violeta. A amostra normal apresentará coloração caramelo.
Reação de Lund 
Baseia-se na precipitação de compostos albuminóides presentes no mel, pelo ácido tânico. 
Material: Proveta graduada de 50 mL com tampa esmerilhada ou de polietileno; Pipeta graduada de 5 mL; Béquer de 50 mL; Bastão de vidro. 
Reagentes: Solução de ácido tânico a 0,5%. 
Procedimento: Pesar 2 g de amostra em um béquer de 50 mL; Transferir para uma proveta de 50 mL com o auxílio de 20 mL de água destilada e do bastão de vidro; Adicionar 5 mL de solução de ácido tânico a 0,5%; Adicionar água até completar 40 mL; Deixar em repouso por 24 horas.
PRÁTICA 04 – DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO 
I. INTRODUÇÃO:
		A determinação de gordura, geralmente se baseia nas propriedades dos lipídeos. Estes compostos apresentam propriedades físicas que refletem seu caráter hidrofóbico,sendo solúveis em solventes orgânicos. Os solventes orgânicos são, então, usados na determinação de gordura por extração.
		No caso de alimentos, nem sempre é possível extrair diretamente a gordura. Se a amostra for úmida é necessário proceder uma secagem pois a água impede a penetração total do solvente. Quando os lipídeos se encontram ligados a proteínas ou açúcares, faz-se necessário uma hidrólise prévia, como no método de Gerber. Em alguns casos, em vez de combinação de hidrólise e extração, é suficiente tratar a amostra com uma mistura de clorofórmio e metanol (Método de Bligh-Dyer).
Para amostras que podem ser extraídas diretamente são usados equipamentos que realizam a extração por solvente como o aparelho de Soxhlet (extração intermitente). O extrato obtido diretamente sem tratamento prévio, pode conter, além da gordura, quantidades pequenas de ceras, resinas, esteróis e carotenóides.
	A escolha do método para extração de lipídeos depende do material a ser analisado e da natureza das subsequentes análises a serem feitas neste extrato lipídico.
	O método de Bligh & Dyer pode ser usado para alimentos secos ou para produtos com altos teores de água (como peixes, vegetais verdes, por ex.). Devido ao uso de solventes polares, há extração de todas as classes de lipídeos.
	Como os lipídeos são extraídos sem aquecimento, o extrato pode ser utilizado para avaliar o grau de deterioração dos lipídeos através do índice de peróxidos e da porcentagem de ácidos graxos livres. O teor de carotenóides, de vitamina E, de esteróis e a composição de ácidos graxos também podem ser determinadas no mesmo extrato.
II. EQUIPAMENTOS E MATERIAIS:
	Alimentos 
Amostras de alimentos diversos
	Reagentes
metanol
clorofórmio
solução aquosa de sulfato de sódio 1,5%
sulfato de sódio anidro
	Material e Vidraria 
pinças 
espátulas 
bandeja de alumínio limpa e seca 
béquer de 100 ml
béquer de 50 ml, previamente aquecido (a 110oC) e tarado 
pipeta volumétrica de 5 ml 
pipeta de 25 ml
proveta de 10 e 20 ml 
funil de vidro pequeno
grade de tubos
papel de filtro
pera com válvulas 
	Equipamentos 
agitador rotativo para tubos 
centrífuga de baixa rotação
estufa a 60 - 80oC
dessecador 
balança analítica 
balança semi-analítica
III. PROCEDIMENTO:
	Testar, com clorofórmio, se há vazamento no tubo de 70 ml.
	Para produtos com teores de gordura acima de 20% (leite integral em pó, amendoim, sementes, etc...) pesar entre 2,00 e 2,50g; e para produtos com porcentagem menor que 20% pesar entre 3,00 e 3,50g. 
É ESSENCIAL QUE AS AMOSTRAS ESTEJAM COMPLETAMENTE MOÍDAS.
Transferir a amostra pesada para o béquer de 100mL e adicionar exatamente:
-10 ml de clorofórmio,
-20 ml de metanol e
-8 ml de água destilada.
Tampar hermeticamente e colocar os béqueres num agitador rotativo por 30 min.
Em seguida adicionar exatamente:
-10 ml de clorofórmio e 
-10 ml da solução de sulfato de sódio 1,5%.
Tampar e agitar por mais 2 minutos. Deixar separar as camadas de forma natural em funil de decantação ou centrifugar a 1000 rpm por 2 minutos para acelerar a separação.
	Descartar a camada superior e retirar cerca de 15 ml da camada inferior (clorofórmio) e colocar num tubo de 30 ml. Adicionar aproximadamente 1g de sulfato de sódio anidro, tampar e agitar para remover traços de água que são arrastados na pipetagem da camada inferior. Filtrar rapidamente num funil pequeno com papel de filtro. A solução obtida deve ser límpida.
	Medir exatamente (pipeta volumétrica) 5 ml do filtrado e despejar em béquer de 50 ml previamente tarado. Colocar o béquer numa estufa a 80oC até evaporar o solvente (15-20 minutos). Resfriar em dessecador e pesar em balança analítica.
IV. CÁLCULOS:
% lipídeos totais = p x 4 x 100		p= peso dos lipídeos (g) contido em 5 ml
			 ____________ 
			 g 				g= peso da amostra (g)
V. ANÁLISE DOS RESULTADOS :
-Apresentar os dados obtidos por seu grupo 
-calcular a % de lipídeos totais dessas amostras
-comparar os dados de Tabela de Composição de Alimentos, e se houver diferença entre esses valores, explicar porque isto ocorreu.
Questão: Quais as diferenças entre a determinação de gorduras pelo método Bligh & Dyer e pelo método de extração por Soxlet, quanto à vidrarias, solventes, temperatura, amostra, produto de extração, tempo, facilidade de operação? 
PRÁTICA 05 – PIQ DE ÓLEOS E GORDURAS
Índice de Acidez
 Baseia-se na neutralização dos ácidos graxos livres até o ponto de equivalência, por uma solução alcalina, utilizando fenolftaleína como indicador. A acidez, por definição, corresponde ao número de mililitros de solução normal alcalina necessários para neutralizar os ácidos graxos livres presentes em 100g de gordura ou óleo
 Material: 
balança analítica; 
pipeta graduada de 5 mL; 
proveta graduada de 50 mL; 
bureta de 25 mL; suporte para bureta; 
erlenmeyer de 250 Ml
 Reagentes: 
solução 0,1N de NaOH ou KOH; s
olução alcoólica de fenolftaleína a 1%; 
mistura álcool:éter 1:2 v/v neutralizada. 
Procedimento: pesar 2 g de amostra no erlenmeyer; adicionar 25 mL da mistura álcool:éter 1:2 v/v neutralizada; dissolver completamente a amostra, por rotação; adicionar, com o auxílio da pipeta, 5 mL de solução alcoólica de fenolftaleína a 1%; dosar os ácidos graxos livres por solução alcalina 0,1N até leve coloração rósea persistente. 
Resultados e interpretação: anotar o volume gasto e calcular em mL de solução molar % v/m ou em ácido oléico% m/m
Indice de Peróxido - Em virtude de sua ação fortemente oxidante, os peróxidos orgânicos gerados no início da rancificação atuam sobre o iodeto de potássio, liberando o iodo que será titulado com tiossulfato de sódio, em presença de amido como indicador. Este índice indica o grau de oxidação de um lipídio, porém indica até que ponto a oxidação progrediu. 
N = normalidade da solução de tiossulfato de sódio 
fc = fator de correção da solução de tiossulfato de sódio
 P = n° de g de amostra
Resultados e interpretação: na presença de clorofila natural a coloração verde do óleo, contendo o reagente, estará mais intensa
AULA PRÁTICA 06 – PIQ DE LEITE 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS E PREPARO DA AMOSTRA
Homogeneizar a amostra a 15ºC, agitando e invertendo o recipiente 5 ou 6 vezes. Quando a amostra contiver grumos de creme, aquecer a 38ºC em banho-maria, esfriar a temperatura ambiente e tornar a misturar bem.
As características organolépticas do leite serão:
Aspecto: líquido opaco mais ou menos fluido;
Coloração: branco ou um pouco amarelado;
Odor: próprio e agradável;
Sabor: característico.
TESTE DO ALIZAROL
Princípio:
 Objetiva estimar a estabilidade térmica do leite por meio da reação com uma solução alcoólica. A graduação alcoólica empregada é proporcional ao rigor requerido no teste. 
Solução:
- Solução de Alizarol a 68° GL (esta graduação alcoólica varia conforme a temperatura de pasteurização que o Leite irá sofrer).
Vidrarias e Equipamentos:
- Tubos de ensaio;
- Pipetas Graduadas de 2 mL (com intervalo de graduação de 0,1 mL).
Este material pode ser substituído por pistolas de alizarol para teste em plataforma.
Utensílios:
- Suporte para tubos de ensaio.
Procedimento:
Transferir 2 mL de Leite e 2 mL de álcool 68°GL ara um tubo de ensaio.
Misturar cuidadosamente
Resultado:
- Coloração violeta: suspeita de fraude com alcalinos ou com água;
- Coloração róseo-salmão: Leite normal;
- Coloração amarela com coagulação: Leite ácido.
AÇÚCAR 
 
a) Material - Tubo de ensaio - Pipetas 5 mL - Banho-maria - Amostra 
 b) Reagentes - Resorcina - Ácido clorídrico 
 
c) Procedimento Em um tubo de ensaio adicionar 10 mL do leite, 1 mL de HCl concentradoe 1 mL de solução de resorcina 0,5%. Em paralelo promover um teste positivo adicionando em um tubo de ensaio 10mL de leite, 1g de açúcar , 1 mL de HCl concentrado e 1 mL da solução de resorcina 0,5%. Homogeinizar. Aquecer em banho -maria por 5 minutos. Observar. 
 
SAL 
 
a) Material - Tubo de ensaio - Pipetas 5 mL 
 
b) Reagentes - Nitrato de prata - Cromato de potássio 
 c) Procedimento Em um tubo de ensaio, adicionar 10 mL da amostra, 5mL de AgNO3 10% e 5mL de K2CrO4 5%. Em paralelo realizar um teste positivo adicionado em um tubo de ensaio 10 mL da amostra, 2 g sal, 5 mL de AgNO3 10% e 5 mL de K2CrO4. Homogeneizar. Observar
ACIDEZ 
 
O leite fresco apresenta acidez devido à presença de caseína, fosfatos, albumina, dióxido de carbono e citratos. Esta acidez natural varia entre 0,13% e 0,17% expressa como massa de ácido lático (13°D a 17°D). A acidez do leite pode aumentar através da hidrólise da lactose por enzimas microbianas (fermentação), que leva à formação de ácido lático. Neste experimento, o que se determina é a acidez total do leite. 
 
ACIDEZ EM GRAUS DORNIC: 
a) Material: 
- Pipeta de 10 mL 
- Erlenmeyer 
- Bureta 
- Amostra 
 
b) Reagentes: 
- Solução de Dornic (NaOH N/9) 
- Solução alcoólica de fenolftaleína a 1% 
 
c) Procedimento: 
Transfira com auxílio de uma pipeta, 10 mL de leite. Adicione 2 gotas da solução alcoólica de fenolftaleína a 1%, até o aparecimento de uma coloração rósea. Faça a leitura e dê o resultado em graus Dornic. 
 
Nota: cada grau Dornic é equivalente a 0,1mL da solução de NaOH N/9. 
 
Um grau Dornic corresponde a 0,001 g de ácido lático contido em 10ml de leite, ou seja, a 0,01% de ácido lático (g ácido lático/100mL de leite).
REDUTASE OU TESTE DE REDUÇÃO DO AZUL DE METILENO (TRAM) 
Teste é aplicado ao leite podendo substituir a contagem padrão de placas. É avaliado o tempo de descoramento do indicador azul de metileno pela ação bacteriana. Alegislação preconiza o TRAM mínimo 90 minutos. 
 
a) Material - Tubo de ensio - Pipetas 
 	
b) Reagentes - Azul de metileno 
 c) Procedimento Em um tubo de ensaio adicionar 10mL de leite, 0,5 mL de solução de azul de metileno 0,03%. Observar o tempo de descoramento.